leishmaniose

CHAPITRE 2.1.8
LEISHMANIOSE
RÉSUMÉ
La leishmaniose n’est pas une entité unique, mais elle comprend une variété de syndromes dus
essentiellement à 16 espèces et sous-espèces de Leishmania aux moins. Les chiens sont
communément affectés par L. infantum et L. chagasi (maintenant considérés comme des
synonymes), mais des infections canines avec L. tropica, L. major et L. braziliensis ont également
été rapportées. Chez l’homme, le spectre clinique s’étend d’infections asymptomatiques à celles
avec une mortalité élevée, avec 3 formes distinctes classiquement décrites : viscérale (VL),
cutanée (CL) et mucocutanée (MCL). Les vecteurs de ces maladies sont les moustiques
phlebotomine appartenant au genre Phlebotomus et Lutzomyia.
Identification de l’agent pathogène : quand les signes cliniques et les lésions caractéristiques
sont présents chez l’homme et l’animal affectés, la démonstration des parasites dans les frottis
colorés de rate, moelle osseuse et aspirations des nœuds lymphatiques, dans les raclages de la
peau, et dans les biopsies de tissu, donne un diagnostic positif. Si l’infection est de faible niveau, la
détection des parasites est possible seulement par essai d’isolement in vitro ou in vivo ou par
amplification en chaîne par polymérase (PCR). Comme il y a très peu de différences
morphologiques parmi les espèces variées, les leishmania isolées doivent être identifiées par des
méthodes moléculaire, biochimique et/ou immunologique. Plusieurs centres à travers le monde
utilisent à l’heure actuelle la caractérisation d’isoenzyme, d’ADN, et d’antigène pour identifier
l’agent.
Épreuves sérologiques : la sérologie est la méthode préférée pour le diagnostic de la
leishmaniose canine et de la VL, même pendant les phases précoces de la maladie. Dans les
formes inapparentes, les cas séropositifs sont confirmés par un diagnostic parasitologique ou par
PCR. La sérologie a moins de valeur pour la CL et la MCL. Des épreuves sérologiques disponibles,
la recherche d’anticorps par immunofluorescence indirecte (IFI) et par réaction
immuno-enzymatique (ELISA) sont celles qui conviennent le mieux. Les antigènes pour le
sérodiagnostic doivent être préparés dans le laboratoire, bien que des produits commerciaux soient
en cours d’évaluation évaluation.
Épreuve d’hypersensibilité retardée : l’épreuve cutanée à la leishmanine est utile pour
déterminer la distribution des infections humaines, distinguer les cas immuns des non-immuns.
L’épreuve est positive dans la CL, MCL et VL après guérison, mais est négative dans la VL active.
Spécifications applicables aux vaccins et aux produits biologiques à usage diagnostique : à
l’heure actuelle, il n’y a pas de vaccin efficace disponible pour l’utilisation chez le chien ou l’homme.
La leishmanine, n’est plus non disponible dans le commerce et doit être standardisée.
A. INTRODUCTION
La leishmaniose est provoquée par le vecteur parasite protozoaire, Leishmania. Diverses formes de
manifestations cliniques de la leishmaniose humaine ont été décrites (38), qui peuvent être groupées en
3 entités : la leishmaniose viscérale (VL, kala azar), la leishmaniose cutanée (CL, sore oriental, uta, pian bois,
ulcère chiclero) et la leishmaniose mucocutanée (MCL, espundia) (50)1. Dans le Nouveau Monde1, les
leishmanioses sont provoquées par le complexe L. braziliensis (MCL et CL), le complexe L. mexicana (CL),
L. peruviana (CL) et L. infantum (VL et CL) ; dans le Vieux Monde, les leishmanioses sont provoquées par
1
Dans ce chapitre, le terme « Nouveau Monde » se réfère aux Amériques, et le terme Vieux Monde se réfère à l’Europe,
l’Afrique et l’Asie.
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Chapitre 2.1.8. — Leishmaniose
L. donovani (VL), L. infantum (VL et CL), L. tropica (CL), L. major (CL) et L. aethiopica (CL). Leishmania infantum
et L. chagasi ont été trouvées identiques par génotypage biochimique et sont considérées comme des
synonymes (29). Les maladies sont principalement des zoonoses à deux exceptions près : la CL due à L. tropica
dans les zones urbanisées du Proche et du Moyen-Orient et la VL due à L. donovani sur le sous-continent indien
(nord de l’Inde, Népal et Bengladesh). La leishmaniose canine (CanL) est une maladie chronique viscèro-cutanée
causée par L. infantum (= L. chagasi), pour laquelle le chien joue le rôle de réservoir. Dans certains cas, les
parasites appartenant au complexe L. braziliensis, L. major et L. tropica ont été isolés à partir de l’hôte (31, 40).
Les vecteurs des leishmanioses sont les moustiques phlebotomine appartenant au genre Lutzomyia (Nouveau
Monde) et Phlebotomus (Vieux Monde).
B. TECHNIQUES DE DIAGNOSTIC
1.
Identification de l’agent pathogène
L’examen clinique des cas suspects, le diagnostic parasitologique et l’immunodiagnostic sont les méthodes de
routine disponibles pour le diagnostic de la leishmaniose. Cependant, la démonstration du parasite est la seule
voie pour confirmer la maladie d’une manière concluante (23). Dans VL et CanL, l’isolement et l’identification du
parasite à partir des biopsies (nœuds lymphatiques, moelle osseuse, et aspiration de la rate) associés à des
épreuves moléculaire et immunologique sont recommandés. Le diagnostic parasitologique est nécessaire pour la
confirmation de la CL (par grattage des lésions ou aspiration avec une aiguille sur le bord des lésions) car ni
l’examen clinique ni la sérologique ne sont suffisants. Les frottis du matériel de biopsie sont colorés avec le
Giemsa et examinés au microscope à un grossissement de × 600-1 000. Le matériel doit aussi être cultivé sur
milieux appropriés à 22 - 26 °C.
Les caractéristiques morphologiques des amastigotes (chez les hôtes humains et mammifères) et promastigotes
(chez les hôtes invertébrés et dans les cultures) sont les suivantes :
•
Amastigote : petit organisme intracellulaire de corps arrondi ou ovale, de taille 1,5-3 × 2,5-6,5 µm, trouvé
dans les vacuoles du cytoplasme des macrophages. Il n’a pas de flagelle libre. L’organisme a un noyau
relativement grand et un kinétoplaste consistant en un corps comme une baguette et un corps basal comme
un point ;
•
Promastigote : organisme extracellulaire allongé, dont le corps a une taille de 15-20 × 1,5-3,5 µm avec un
seul flagelle de 15 à 28 µm de long, implantés tout près du kinétoplaste en position antérieure. Le noyau est
situé au centre.
Le choix des méthodes d’isolement et de culture dépend des circonstances immédiates et de la capacité
techniques et de l’expérience du personnel du laboratoire (45). L’isolement in vitro offre certains avantages sur
les méthodes in vivo : les cultures deviennent positives plus rapidement (5 à 30 jours comparé à des mois pour
l’apparition des lésions chez l’animal) et les matériels sont moins coûteux. Cependant, pour l’isolement in vitro,
les techniques utilisées doivent être exécutées dans des conditions strictes de stérilité ; ce qui est rarement
faisable sur le terrain. Malheureusement, il n’existe pas encore de milieu de culture « universel » dans lequel
toutes les différentes leishmania pousseraient facilement, et il est presque impossible de prédire quel milieu sera
le meilleur pour la croissance d’un isolat particulier de leishmania. Certains laboratoires ont trouvé le milieu le
plus convenable parmi les milieux gélosés au sang biphasique et les milieux de culture de tissu additionné de
sérum fœtal de veau (14). Quand l’essai d’isolement primaire d’organismes inconnus est entrepris, un milieu
gélosé au sang est utilisé : de préférence au milieu NNN (Novy, McNeil et Nicolle), autrement le milieu gélosé
infusion cœur-cervelle (BHI) ou le EMTM (milieu de Tobie modifié par Evan) doivent être utilisés. Pour la culture à
grande échelle d’un isolat établi, des milieux appropriés sont rapportés dans la Section B.1.a. (voir réf. 14 pour la
composition des milieux). Il peut être difficile de cultiver les parasites des patients atteints de VL et de MCL.
Quelquefois, même quand l’isolement initial est réussi, les parasites peuvent mourir lorsqu’une sous-culture est
effectuée. Ceci semble fréquent surtout quand l’isolement initial a été réalisé dans un milieu riche. Souvent il est
possible de surmonter ce problème si les sous-cultures sont réalisées dans un milieu nutritionnellement moins
riche, tel que le NNN, ou un milieu semi solide tel que « Evans liquide » ou une gélose au sang semi solide de
Locke.
Le hamster (Mesocricetus auratus) est l’animal le plus communément utilisé pour l’isolement in vivo. Les
suspensions de tissu ou les aspirations sont inoculées par voie intradermique dans le nez et/ou les pattes dans le
cas de la détection de parasites dermotropes. Quand le matériel est suspecté être infecté par des parasites
provoquant la VL, l’inoculation doit de préférence être faite par voie intrapéritanéale. L’infection résultante devient
apparente, des semaines ou des mois plus tard, par le développement d’un nodule ou d’un ulcère au point
d’inoculation, et dans le cas de parasites viscerotropes, l’infection devient apparente, des mois plus tard, par une
infection massive des organes internes. L’examen des frottis colorés par le Giemsa des suspensions/aspirations
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Chapitre 2.1.8. — Leishmaniose
de tissu de hamster montreront des amastigotes. Les souris BAL/c sont communément utilisées pour le
diagnostic de L. major.
Plusieurs techniques sont maintenant utilisées dans beaucoup de centres pour identifier les différentes espèces
de Leishmania, sous-espèces ou souches.
a)
La caractérisation des isoenzymes, aussi appelée MLEE (multi-locus enzyme electrophoresis) est la
méthode de référence pour l’identification des espèces (23, 39, 45, 50) bien qu’elle exige la culture d’un
9
10
grand nombre de parasites (5 × 10 – 1 × 10 ). Les principes de l’électrophorèse des enzymes sont les
suivantes : les enzymes solubles sont extraites des organismes qui ont poussé dans les milieux pour la
culture en masse (milieu BHI, milieu MEM/FCS/EBLB [milieu essentiel minimal/sérum de veau fœtal/bouillon
de Evans au lysat de sang], milieu Drosophila de Schneider). Une petite quantité de l’extrait est ensuite
placée dans une substance inerte, la matrice, contenant un tampon à un pH fixé. La matrice est d’habitude
un gel d’amidon, mais elle pourrait également être de l’acétate de cellulose absorbant, de l’acrylamide ou de
l’agarose. Le pH du tampon dans la matrice est d’habitude choisi de sorte que les enzymes soient
négativement chargées. Un courant direct est envoyé dans la matrice dans laquelle les ions du tampon
jouent le rôle de conducteur. Quand l’électrophorèse est terminée, la plupart des protéines auront migré
dans la matrice vers l’anode, selon la quantité de charge négative. Si la matrice est colorée à cette étape
avec un colorant général des protéines, beaucoup de bandes seront visibles. Cependant la spécificité
élevée du cofacteur et du substrat des enzymes rend possible de colorer seulement ces protéines.
Désormais, la mobilité électrophorétique d’une enzyme particulière peut être comparée entre plusieurs
organismes. La matrice colorée avec sa collection de bandes d’isoenzymes colorées est reconnue comme
un zymogramme. Normalement un ou plusieurs extraits à partir des organismes de référence, dans lesquels
les profils des bandes d’enzyme sont bien documentés, sont inclus dans le gel pour aider à l’interprétation
des résultats. La plupart des enzymes utilisées pour les besoins de la caractérisation sont colorées par des
méthodes incorporant une réaction de déshydrogénase. Au moins 12 enzymes seront examinées : les
organismes présentant un zymogramme identique sont classés dans les zymodèmes d’une espèce donnée.
b)
La technique des anticorps monoclonaux (AcM) est appliquée à l’analyse et la classification des espèces et
des sous-espèces de Leishmania (20). Pour la production des anticorps, des souris BALB/c sont
immunisées avec des préparations de membrane à partir soit des promastigotes soit des amastigotes. Les
cultures d’hybridome sécrétant les anticorps sont ensuite sélectionnées et clonées par des dilutions limites.
La spécificité des souches de Leishmania est évaluée grâce à des essais d’immunofluorescence ou
d’immunoradiométrie. Cette analyse doit être quantitative, car la quantité du même antigène de surface peut
varier parmi les espèces de Leishmania. Les anticorps monoclonaux ont aussi été utilisés dans des
techniques d’immunohistochimie appliquées sur des biopsies de tissu.
c)
Les sondes d’hybridation de l’ADN sont des outils très spécifiques dont le principe est de permettre de
marquer, des séquences d’ADN du kinétoplaste ou nucléaires simple brin à partir de souches standards
bien caractérisées pour trouver et hybrider avec des séquences d’ADN homologues à partir ou dans des
isolats de Leishmania inconnus (19, 44). Seules des séquences d’ADN complémentaires formeront de
l’ADN double brins, qui peut être détecté par autoradiographie si la sonde est marquée, ou par réaction
2
3
immuno-enzymatique. Ces techniques sont assez sensibles pour identifier 10 – 10 organismes repérés sur
filtres de nylon. Beaucoup moins de parasites (< 10) sont nécessaires pour l’identification par la technique
d’hybridation in situ.
e)
Les méthodes basées sur la réaction d’amplification en chaîne par polymérase (PCR) sont maintenant
disponibles pour le diagnostic et/ou l’identification des Leishmania à partir d’échantillons humain et canin.
Essentiellement, les techniques développées soit pour détecter les organismes à partir de biopsies fraiches,
congelées ou fixées au formol et incluses dans la paraffine, soit pour identifier des isolats établis de
Leishmania comprend : (a) la digestion du matériel avec de la protéine K et l’extraction de l’ADN ;
(b) l’amplification par la PCR standard utilisant des séquences d’oligonucléotides (amorces) sélectionnées à
partir de petites sous-unités du gène ARNr (28), ou des mini-cercles d’ADN du kinétoplaste (25) ou d’autres
séquences d’ADN génomique hautement répétitives (9, 36) ; (c) l’analyse des produits d’amplification par
gel d’agarose à 1-2 %. Pour augmenter la sensibilité, une PCR nichée ou semi-nichée utilisant des amorces
internes à partir des séquences ci-dessus peut être réalisée. Dans la VL humaine, la PCR a une sensibilité
comparable à celle des méthodes basées sur la culture, mais donne des résultats beaucoup plus rapides.
Dans la CanL, l’efficacité du diagnostic par la PCR comparée à la sérologie dépend du cours naturel de la
maladie, la sensibilité étant la plus élevée brièvement après infection (88 %), déclinant par la suite (50 %)
(37). Dans la CL et la MCL américaine, la PCR apparaît logiquement plus sensible que n’importe quelle
méthode de diagnostic recommandée auparavant (13). Diverses techniques ont été décrites qui améliorent
aussi bien la sensibilité que la spécificité de l’épreuve, telle que la PCR-RFLP au cours de laquelle les
produits amplifiés par PCR sont digérés par les enzymes appropriées et le profil des fragments résultant de
la restriction est analysé pour l’identification de l’espèce ou de la souche (30, 46). Des techniques de PCR
en temps réel permettant le suivi permanent des produits obtenus au cours de l’amplification par la PCR ont
été décrites et sont disponibles dans le commerce. Elles peuvent être plus sensibles que la PCR classique
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et sont surtout destinées à l’étude des cinétiques d’infection et le suivi de la réponse au traitement (3, 7). En
outre, la PCR en temps réel a été signalée comme étant utile pour le dépistage des infections dans des
prélèvements peu envahis comme le sang (15).
2.
Épreuves sérologiques
Plusieurs épreuves sérologiques sont maintenant utilisées pour détecter les anticorps anti-leishmania. Les
valeurs de la sensibilité sont rapportées plus loin pour chaque épreuve, cependant, elles sont appliquées
seulement aux individus qui ne sont pas immunodéprimés. Un pourcentage élevé de patients atteints de L et
co-infectés avec le virus de l’immunodéficience humaine (VIH), s’est révélé séronégatif pour les anticorps
anti-leishmania (18).
a)
Immunofluorescence indirecte
L’épreuve d’immunofluorescence indirecte (IFI) est largement utilisée parce qu’elle est facile à réaliser.
L’épreuve est spécifique de genre, bien que des réactions croisées significatives aient été signalées chez
des individus infectés avec Trypanosoma cruzi. Pour ces sujets, les épreuves sérologiques spécifiques
basées sur des antigènes recombinés de leishmania seraient plus appropriées (voir Section B.2. b et d
ci-dessous). Dans les régions sans maladie de Chagas, l’épreuve d’IFI pour le diagnostic de la CanL ou de
la VL cliniques a une sensibilité de 96 % et une spécificité de 98 %, semblables à celles des réactions
immuno-enzymatiques (ELISA). Bien que les amastigotes à partir de sections congelées ou des frottis
d’organes infectés puissent être utilisés comme antigène, les promastigotes cultivés représentent la source
la plus commune d’antigène.
•
Préparation de l’antigène
i)
Récolter 3 à 4 ml du milieu liquide d’une culture vieille de 3 jours montrant une croissance des
promastigotes florissante (voir section B.1. pour les milieux de culture) ;
ii)
Laver les organismes 3 fois avec une solution physiologique tamponnée au phosphate (PBS), pH 7,2 à
7,4, puis centrifuger à 350 g pendant 15 min à la température du laboratoire ;
iii)
Resuspendre le culot cellulaire final dans du PBS et ajuster la concentration des promastigotes à
6
approximativement 4 × 10 /ml à l’aide d’un hémocytomètre ;
iv)
Distribuer 30 µl de la suspension de promastigote sur chaque cercle d’une lame multi-spot et laisser
sécher à la température du laboratoire ;
v)
Fixer les promastigotes dans de l’acétone froid pendant 10 min, puis mettre les lames dans une boîte
en plastique et conserver dans un congélateur (–35 °C) pendant au maximum 2 à 3 mois.
•
Protocole
i)
Laver les lames recouvertes de l’antigène congelé dans du PBS et laisser sécher à la température du
laboratoire ;
ii)
Inactiver le sérum pendant 30 min dans un bain d’eau à 56 °C ;
iii)
Faire des dilutions en double du sérum à tester de 1/80 à 1/10 240 pour la VL humain, et de 1/40 à
1/5 120 pour la CanL. Les sérums témoins positif et négatif, à des dilutions de 1/80 et 1/160 pour la VL
humaine et de 1/40 et 1/80 pour la CanL, sont aussi inclus dans l’épreuve. Il n’y a pas de sérum
standard disponible, mais des standards internes sont préparés et titrés ;
iv)
Distribuer 30 µl des échantillons de sérums dilués sur chaque cercle de la lame et incuber pendant
30 min à 37 °C ;
v)
Eliminer les échantillons de sérum par lavages vigoureux dans du PBS, suivi par l’immersion des
lames dans du PBS pendant 10 min. Laisser sécher les lames ;
vi)
Distribuer 30 µl d’anti-immunoglobuline conjugué à l’isothiocyanate de fluorescéine dilué (FITC pour
Fluorescein Isothiocyanate) sur chaque cercle de la lame et incuber pendant 30 min à 37 °C. Les
immunoglobulines anti-humain et anti-chien conjuguées FITC sont disponibles commercialement ;
vii)
Répéter l’étape v et monter avec une lamelle dans quelques gouttes de PBS/glycérol (50 % [v/v] de
chaque) ;
viii) Lire les lames au microscope à fluorescence. La dilution la plus élevée montrant des promastigotes
fluorescents est considérée comme le titre en anticorps. Pour la VL humain, le titre seuil s’échelonne
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Chapitre 2.1.8. — Leishmaniose
ordinairement de 1/80 à 1/160, tandis que pour la CanL, il va de 1/40 à 1/160. Comme les
performances de l’épreuve d’IFI peuvent varier dans différents laboratoires, il vaut mieux pour chaque
laboratoire de définir son propre titre seuil en utilisant des sérums de référence négatif et positif définis.
b)
Méthode immuno-enzymatique
L’ELISA peut être exécuté sur sérum ou sur un volume de sang précis. Le sang est collecté par piqûre avec
une aiguille sur des bandes de papier absorbant approprié et laissé à sécher. L’échantillon est élué et testé
à une seule dilution déterminée auparavant pour donner une spécificité et une sensibilité acceptables. Cette
épreuve peut être utilisée pour des enquêtes séro-épidemiologiques dans les conditions du terrain.
Dans la méthode classique, l’antigène est préparé comme suit : les promastigotes récoltés à partir des
cultures sont lavés 4 fois avec du PBS, pH 7,2, centrifugés à 1 000 g pendant 15 min. Les promastigotes du
culot sont resuspendus dans 2 fois leur volume d’eau distillée, puis ultrasonnés à une amplitude moyenne
dans un bain glacé. La suspension est laissée à 4 °C une nuit pour permettre aux protéines de se
dissoudre. Après une centrifugation finale à 4 000 g pendant 10 min pour éliminer les débris cellulaires, le
surnageant, représentant l’antigène soluble concentré, est distribué dans des flacons et stocké à –20 °C
jusqu’à la date prescrite. Pour l’utilisation dans l’épreuve, Il est reconstitué avec du PBS à une concentration
optimale prédéterminée de protéine (environ 20 µg/ml) comme mesuré par la méthode de Lowry. L’ELISA
est utile pour le diagnostic des leishmanioses du Vieux et du Nouveau Monde. Il y a peu ou pas de réactions
croisées avec d’autres maladies et, selon les souches de Leishmania utilisées, la sensibilité peut varier de
86 % à 99 %.
Une version de l’ELISA, appelée épreuve de dépistage Falcon (FAST-ELISA) et utilisant des perles
recouvertes d’antigène, est considérée comme étant adaptable au terrain, sensible et spécifique pour la
CanL viscérale avec une sensibilité et une spécificité comparable aux épreuves IFI et ELISA. Le sang total
ou plasma peut être évalué rapidement sans l’utilisation d’un microscope ou d’un spectrophotomètre (1).
Un antigène promastigote soluble dans un détergent a été utilisé dans l’ELISA au lieu d’un lysat brut, pour le
diagnostic de la CanL. Le détergent était du Triton X-100 et l’extrait protéique était protégé par des
inhibiteurs de la protéase. En utilisant cette méthode, la sensibilité de l’ELISA augmentait à 99,5 %, tandis
que sa spécificité était comparable avec celle de l’épreuve d’IFI (97 %) (26).
Les méthodes ELISA décrites ci-dessus reposent toutes sur des préparations antigéniques brutes. Plus
récemment, un antigène recombiné à partir d’une protéine clonée de L. infantum, appelée rK39, a été
signalé comme étant hautement réactif avec des sérums de cas de leishmaniose viscérale humaine et
canine quand il était utilisé dans une formule ELISA. En utilisant 25 à 50 ng d’antigène, une sensibilité et
une spécificité de 99 % étaient constamment trouvées pour les patients immunocompétents avec la VL
clinique et pour les chiens avec une maladie démontrée parasitologiquement (2, 41). Chez les patients
positifs au VIH, le K39-ELISA montrait une sensibilité plus élevée (82 %) que l’épreuve d’IFI (54 %) (24).
L’antigène K39, qui montre une stabilité et une reproductibilité remarquables, est maintenant produit et
commercialisé.
c)
Épreuve d’agglutination directe
L’épreuve d’agglutination directe (DAT) a été décrite pour le diagnostic de la VL et de la CanL. Après le
développement de l’épreuve, le DAT a été validé comme un test sensible et spécifique pour les
investigations de terrain (4, 10, 35). L’antigène consiste en promastigotes récoltés à partir de cultures, lavés
dans du PBS, pH 7,2, traités avec de la trypsine à 0,4 % pendant 45 min à 37 °C et puis lavés à nouveau, et
colorés avec 0,02 % de bleu de Coomassie. Des dilutions en série double de sérum dans du PBS sont
faites dans des puits de plaques de microtitrage à fond en V ; 50 µl de préparation antigénique sont
additionnés dans chaque puits, puis la plaque est agitée avec soin à la main et laissée pendant 18 h à la
température de la pièce. L’épreuve est lue à l’œil nu contre un fond blanc. Les réactions positives sont
indiquées par une tache claire tranchant sur le bleu.
Une DAT modifiée pour la détection d’anticorps anti-leishmania spécifiques chez des hôtes réservoirs
canins est considérée hautement appropriée pour des travaux écologique et épidémiologique à grande
échelle sur le terrain, et pour le diagnostic de la CanL, ayant une sensibilité de 100 % et de spécificité de
98,9 % (21, 22) La fiabilité de l’épreuve a été améliorée en traitant les sérums à tester avec 0,2 M de
2-mercaptoethanol et en les incubant à 37 °C.
d)
Epreuve rapide d’immunochromatographie (dipstick ou strip-test)
Une épreuve rapide d’immunochromatographie utilisant comme antigène K39 (K39 dipstick ou strip-test,
disponible dans le commerce) a été évaluée dans différentes situations d’endémicité de VL. La bandelette
de nitrocellulose du kit comprend un tampon absorbant à une extrémité, une zone avec un anticorps
anti-protéine A fixé dessus (utilisé pour détecter les IgG), à l’autre extrémité (zone témoin), et une zone avec
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l’antigène rK39 au milieu (zone de réaction). Un conjugué protéine A-or collaïdal est utilisé comme réactif de
révélation de la réaction immunochromatographique. Une petite goutte de sérum à tester (20 µl) est placée
sur le tampon absorbant avant d’ajouter deux grosses gouttes de tampon (100 µl) ; on laisse migrer le
mélange le long de la bandelette par capillarité. Après 2 à 10 min, le résultat est positif si deux lignes rouges
distinctes apparaissent (une dans la zone de réaction et l’autre dans la zone témoin) ; il est négatif si
aucune ligne n’apparaît dans la zone de réaction et il est ininterprétable si une ligne n’apparaît pas au
niveau de la zone témoin.
Sur des cas cliniques de VL humaine, le K39 dipstick a révélé une sensibilité de 100 % et une spécificité de
93 % en Inde (43), une sensibilité de 90 % et une spécificité de 100 % au Brésil (11), et des sensibilité et
spécificité de 100 % dans le bassin Méditerranéen (8). Sur des cas avérés de CanL, tant inapparents que
cliniques, la sensibilité du K39 dipstick était de 97 % et la spécificité de 100 % (34).
3.
Épreuve d’hypersensibilité retardée
L’hypersensibilité retardée est une caractéristique importante de toutes les leishmanioses humaines et peut être
mesurée par le test à la leishmanine, aussi connue comme la réaction de Monténégro (27). L’épreuve cutanée à
la leishmanine n’a pas de valeur pour le diagnostic de la CanL. La leishmanine est une suspension tuée de
7
promastigotes entiers (0,5-1 × 10 /ml) ou détruits (250 µg de protéine/ml) dans une solution saline sans pyrogène
contenant du phénol. Une réaction retardée se développe et est lue 48 à 72 h plus tard.
Le taux de réaction faussement positive chez des personnes saines est approximativement de 1 %, mais Il peut
être plus élevé dans les régions où existe un contexte de leishmaniose, car dans ce cas, beaucoup de
populations saines peuvent présenter un taux de sensibilité assez élevé à la leishmanine. Bien que la réactivité
croisée entre toutes les souches de Leishmania soit complète, les antigènes hétérologues donnent souvent des
réactions plus petites, et cela peut être la cause de difficulté dans la normalisation. Le test à la leishmanine est
utilisé dans le diagnostic clinique de la CL et de la MCL. Dans la VL, elle mesure seulement des infections
passées car une anergie complète est observée au cours de la maladie active. Les leishmanines ne sont plus
disponibles commercialement.
C. SPÉCIFICATIONS APPLICABLES AUX VACCINS
ET AUX PRODUITS BIOLOGIQUES À USAGE DIAGNOSTIQUE
1.
Vaccin
Il n’y a pas de vaccin efficace disponible pour l’immunisation prophylactique contre la leishmaniose. Jusqu’à
présent, la seule vaccination fiable contre les Leishmania était limitée à la protection de l’homme contre L. tropica
et L. major, par infection préalablement provoquée à la seringue avec des organismes L. major. Les
promastigotes sont injectés dans le bras ou une autre partie du corps. Les promastigotes vivants utilisés doivent
soit être fraîchement extraits de cultures, soit peuvent être conservés dans de l’azote liquide. L’infection suit un
cours naturel et après guérison, l’individu est solidement immunisé contre une infection postérieure avec les
deux espèces de Leishmania. Ce type d’immunisation a été pratiqué sur une échelle limitée dans des régions
hyper-endémiques de CL (provoqué par L. major) en Israël, en Iran et dans l’ancienne URSS (42). Leishmania
major provoque une protection croisée contre L. tropica, mais l’inverse n’est probablement pas vrai. Cependant,
cette espèce ne peut pas être considérée totalement sans danger et ce type d’immunisation doit être réservé à
des humains se déplaçant dans des zones à haut risque. D’ailleurs, Il n’est pas bénéfique dans les zones
fortement endémiques puisque des individus contractent l’infection longtemps avant que ce type de préparation
ne confère une protection. Il faut approximativement 3 mois avant que l‘immunité soit acquise. La normalisation et
le contrôle qualité de tels vaccins, actuellement non disponibles, sont nécessaires.
À présent, un nombre de vaccins anti-leishmania prometteurs sont en développement (8, 12 16). Parmi les
vaccins de première génération, la fraction riche en glycoprotéine de L. donovani connue comme le « le ligand
fucose-mannose » (FML) développée au Brésil est le premier vaccin contre la CanL autorisé pour la mise sur le
marché. Des études de terrain ont montré que cet antigène lorsqu’il est administré avec de la saponine QuilA
comme adjuvant a conféré une protection des animaux contre la maladie clinique à 80 % (5) et également une
bonne efficacité immunothérapeutique chez les chiens infectés (6). Des organismes Leishmania tués mélangés
avec une faible concentration de BCG comme adjuvant ont été soumis à des essais de phase I-II et de phase III
pour l’immunisation contre les Leishmania de la CL chez l’homme et contre la VL chez l’homme et le chien avec
des résultats limités (32, 33).
Les vaccins de seconde génération, qui sont pour la plupart au stade de pré-développement, consistent en une
Leishmania génétiquement modifiée incapable de produire la maladie, en molécules recombinées ou leurs ADN
correspondant, ou en des organismes recombinés portant des gènes de Leishmania et exprimant les antigènes
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Chapitre 2.1.8. — Leishmaniose
du parasite. Un antigène chimère construit à partir de trois antigènes recombinés de Leishmania qui avaient été
sélectionnés pour leur capacité à induire une réponse immunitaire cellulaire (connu sous le nom de Leish-111f),
est entré en phase I des essais cliniques sur des volontaires sains en janvier 2003 (38). Le même antigène
polyprotéique, administré avec une émulsion stable de lipide A monophosphorylé (MPL-SE) ou avec de
l’Adjuprime comme adjuvants, n’a pas réussi à protéger des chiens contre une infection à L. infantum au cours
d’un essai de phase III (17).
2.
Antigènes pour le diagnostic immunologique
Ni les leishmania utilisées pour les épreuves cutanées, ni les antigènes habituellement employés dans le
sérodiagnostic de la leishmaniose, ne sont normalisés au niveau international (l’antigène recombiné K39 qui est
presque normalisé est protégé par un brevet et n’est pas largement disponible). Le test à la leishmanine est
spécifique de groupe, mais pas spécifique d’espèce. Par ailleurs, la leishmanine préparée pour le diagnostic d’un
type clinique de leishmaniose provoquerait le développement de l’hypersensibilité retardée vis-à-vis du même
type et des autres types cliniques. De même, les réactions sérologiques croisées sont fréquentes entre les
espèces de Leishmania.
a)
Leishmanine
Le test à la leishmanine est décrit dans la Section B.3. Des tests de stérilité, sécurité et d’activité sont exigés
pour les préparations de leishmanine.
b)
Les antigènes pour les épreuves sérologiques
Des antigènes destinés à être commercialisé pour les épreuves IFI et ELISA ont été produits mais sont
encore sous évaluation. La raison principale des résultats non-satisfaisants avec ces antigènes est la
pauvre stabilité des antigènes de leishmania. Ils peuvent être obtenus dans le laboratoire par croissance
d’une souche de Leishmania dans un milieu de culture approprié. Pour les épreuves d’IFI et de DAT, les
antigènes particulaires brutes, i.e. promastigotes intacts, sont exigés, alors que pour l’ELISA, une forme
soluble de l’antigène est nécessaire.
3.
Gestion des semences
a)
Caractéristiques de la semence
Les souches des espèces de Leishmania utilisées pour préparer les produits biologiques sont identifiées au
niveau des espèces et sous-espèces par des tests d’identification appropriés donnés dans la Section B.1.
Une fois que les organismes ont été isolés et établis dans le laboratoire, Ils doivent être assignés à un code
international (45, 50). Ce code doit consister en 4 éléments séparés par des traits obliques : (a) le type de
l’hôte à partir duquel la souche a été isolée (M pour Mammifère et I pour insecte suivi par 3 lettres indiquant
le nom générique de l’hôte) ; (b) le pays où l’isolement a été fait, indiqué par un code de 2 lettres ; (c)
l’année de l’isolement indiquée par les deux derniers chiffres, et (d) le code du laboratoire original donné à
l’isolat (par exemple, MHOM/IN/80/DD8). Les parasites doivent être indemnes d’organismes contaminants
et doivent être capable de produire un produit conforme aux normes. Les souches de référence sont
disponibles sur demande auprès des centres collaborateurs de l’Organisation mondiale de la santé (OMS) à
Madrid (Espagne), Montpellier (France) et Jérusalem (Israël). Une liste de centres d’identification a été
publiée par l’OMS (50).
b)
Méthode de culture
La souche du parasite utilisée pour la préparation de la leishmanine doit être capable de produire un produit
conforme aux normes nationales et internationales. Elle doit être sans ingrédient provoquant des réactions
toxiques ou allergiques. Il n’y a pas d’antigène spécifique simple normalisé pour l’utilisation dans les
épreuves de sérodiagnostic, mais quand ces antigènes sont préparés dans le laboratoire, ils doivent être
normalisés pour leur sensibilité selon les exigences. Pour la préparation de la leishmanine aussi bien que
pour les antigènes du sérodiagnostic, les organismes doivent être cultivés dans un milieu de culture
approprié (tel que ceux recommandés dans la Section B.1. pour l’isolement des Leishmania et la culture en
masse). Normalement, une bonne croissance des parasites est obtenue 7 jours après l’inoculation, et des
soins doivent être pris pour que le stock de leishmania ne soit pas perdu par l’envahissement des flagelles,
qui peut avoir lieu après approximativement 10 jours.
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Chapitre 2.1.8. — Leishmaniose
c)
Cryoconservation
Les cultures et tissus de promastigotes infectés par des amastigotes peuvent être facilement conservés à
l’état vivant à basses températures. Les deux formes peuvent être cryoconservées pendant des années à
basses températures dans des congélateurs (–70 °C), dans des containers solides en dioxyde de carbone
(-76 °C) ou dans des containers à azote liquide (–196 °C) (45). Un cryoprotecteur est requis : du glycérol,
pour donner une concentration finale de 7,5 à 10 %, ou du dimethyl sulphoxide (DMSO), à une
concentration finale de 5 à 7,5 %. Les échantillons cryoprotégés sont transférés dans des containers stériles
dans lesquels ils sont congelés. Ceux-ci peuvent être des tubes à congélation en plastique de 2 ml avec des
capsules à vis hermétiques, en verre dur, des ampoules scellées par la chaleur, ou des tubes capillaires en
verres ou plastiques. Une vitesse de refroidissement lente (approximativement de 1 °C/min) est
indispensable pour la cryoconservation des leishmania. Ceci peut être obtenu par refroidissement des
échantillons à 4 °C et en les gardant à cette température pendant au minimum 1 h ; par la suite, ils sont
transférés dans un congélateur à –20 °C et laissés pendant 24 h ; puis déplacé dans un congélateur à
-70 °C pendant au moins 24 h de nouveau. Ils peuvent être stockés de façon permanente à cette
température, ou bien transférés dans de l’azote liquide ou du dioxyde de carbone solide. Si possible, une
unité de congélation programmable doit être utilisée. Quand du matériel cryoconservé est nécessaire,
l’échantillon est prélevé et décongelé rapidement dans un bain d’eau à 37 °C.
d)
Validation de la semence candidate comme semence vaccinale
Les cultures pour la leishmanine ou les antigènes du sérodiagnostic doivent être vérifiées pour la stérilité
avant utilisation. La leishmanine est stocké à 4 °C et les antigènes pour le sérodiagnostic à –20 °C ou
-70 °C jusqu’à la date prescrite. Ces derniers doivent être reconstitués avec du PBS, pH 7,2, avant
utilisation. Les cultures de leishmania viables peuvent être gardées à –70 °C pendant 3 à 4 ans ou à
-196 °C indéfiniment. En raison de la non viabilité des vaccins appropriés, il n’a pas été possible de valider
les agents immunisants développés actuellement. Les promastigotes vivants ou atténués de L. major utilisés
dans certaines régions sont loin d’être satisfaisants. La leishmanine doit être testée pour l’allergie chez les
cobayes avant utilisation. Les antigènes pour le sérodiagnostic doivent être testés pour leur efficacité et leur
sensibilité par une normalisation correcte et en fonction de l’épreuve. Si un lot d’antigène n’a pas été utilisé
pendant longtemps, il doit être revérifié avant d’être utilisé dans l’épreuve.
4.
Méthode de fabrication
Comme les antigènes d’immunodiagnostic normalisés ne sont pas disponibles commercialement, Il faut les
préparer dans le laboratoire. Les employés du laboratoire courant un risque d’infection surtout par injection, des
précautions de sécurité biologiques appropriées sont donc essentielles pour minimiser ces risques (voir le
Chapitre 1.1.2., « La biosécurité au laboratoire de microbiologie vétérinaire »).
a)
Leishmanine
Les espèces de Leishmania sont développées, de préférence dans des milieux liquides sans sang tel que le
milieu Drosophila de Schneider et le milieu RPMI (Rosewell Park Memorial Institute), pour éviter la
contamination des antigènes du sang. Les promastigotes sont récoltés durant la phase logarithmique, lavés
4 fois dans une solution sans pyrogène à 1 000 g pendant 15 min, et resuspendu dans une solution sans
7
pyrogène contenant 0,5 % de phénol (w/v) pour obtenir une concentration finale de 0,5-1 × 10 /ml. La
leishmanine peut aussi être fabriquée avec des promastigotes détruits obtenus comme ci-dessus et
ultrasonnés. Le filtrat est ajusté à une concentration de protéine finale de 250 µg/ml avec une solution saline
sans pyrogène contenant du Tween 80 (0,0005 %[v/v]) et du phénol (O,28 %[w/v]).
b)
Les antigènes pour les épreuves sérologiques
Les méthodes de préparation des antigènes pour les multiples épreuves sont données dans la Section B.2.
5.
Contrôles en cours de fabrication
Un ou plusieurs lots de leishmanine doivent être testés chez les cobayes pour le test allergique. La sensibilité et
la spécificité de la leishmanine doivent être déterminées de préférence par la réalisation du test chez des
modèles animaux appropriés (souris différentes selon les espèces de leishmania) ou chez des patients qui sont
remis des infections à leishmania, et chez une population témoin non exposée.
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Chapitre 2.1.8. — Leishmaniose
6.
Contrôles des lots
L’OMS a proposé un guide pour la production de la leishmanine (48, 49). Il est recommandé que la source du
matériel soit contrôlée par analyse utilisant les isoenzymes pour typer les souches de Leishmania utilisées dans
la préparation de la leishmanine.
a)
Stérilité
Chaque lot à conditionner doit être testé pour la stérilité bactérienne et mycosique selon l’OMS (47).
L’absence de leishmania vivante est vérifiée par inoculation d’un échantillon de chaque lot dans un milieu
gélose sang approprié, qui est ensuite incubé à 23 °C pendant au moins 15 jours. Un échantillon est injecté
par voie intradermique (pour les leishmania dermotropes) ou par voie intrapéritonéale (pour les leishmania
viscerotropes) chez les souris ou les hamsters. Ces animaux sont observés pendant une période de 30 à
90 jours.
b)
Innocuité
Les échantillons de chaque lot à conditionner doivent être testés pour une toxicité anormale par des tests
appropriés chez des cobayes et des souris. Pour chaque lot, cinq souris pesant 17 à 22 g et deux cobayes
pesant 250 à 350 g reçoivent une injection par voie sous-cutanée et par voie intrapéritonéale avec une dose
humaine du produit. Les animaux sont alors observés pendant au moins 7 jours pour la mort ou les signes
de la maladie.
c)
Activité
La leishmanine est testée sur des modèles animaux (selon l’espèce de leishmania impliquée) qui ont été
précédemment infectés avec la même souche que celle utilisée pour la production de leishmanine. Les lots
d’au moins cinq animaux infectés et d’animaux témoins sont injectés par voie intradermique dans une des
pattes postérieures avec 50 µl de leishmanine. Après 2 à 3 jours, tous les animaux infectés doivent montrer
un épaississement significatif de la plante du pied comparés aux animaux témoins.
7.
Contrôles du produit fini
a)
Innocuité
Voir Section C.6.b
b)
Activité
Voir Section C.6.c
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