Biodiversité fongique du sable de quatre Plages (Beau Séjour, Eden

Transcription

REPUBLIQUE ALGERIENNE DEMOCRATIQUE ET POPULAIRE
MINISTERE DE L’ENSEIGNEMENT SUPERIEUR ET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE
UNIVERSITE D’ORAN
FACULTE DES SCIENCES
DEPARTEMENT DE BIOLOGIE
Laboratoire Réseau de Surveillance Environnementale
Mémoire présenté pour l’obtention du diplôme de
Magister
en
SCIENCES DE L’ENVIRONNEMENT
Option : Biologie et Pollution Marines
Biodiversité fongique du sable de quatre Plages
(Beau Séjour, Eden, les Andalouses et Madagh)
du Littoral ouest algérien.
Présenté par : Nadjet BENMESSAOUD
Soutenu le : 09/ 12 / 2010 devant la commission du jury composée de :
PRESIDENT :
EXAMINATEURS :
DIRECTEUR DE THESE :
CO-ENCADREUR :
O.KHEROUA
M.BOUDERBALA
B .GUESSAS
Z. BOUTIBA
A.MATALLAH-BOUTIBA
Professeur, Université d’Oran
Maitre de Conférences, Université d’Oran
Professeur, Université d’Oran
Promotion : 2010
REMERCIEMENTS
Tout d'abord, je remercie Dieu de m'avoir donné la force, le
courage et la possibilité de réaliser mon rêve.
Je tiens également à exprimer ma gratitude à tous ceux et
celles qui ont participé de près ou de loin à la réalisation de ce
mémoire, car ce travail n'aurait certainement pas pu voir le jour
sans leur assistance.
Ma profonde gratitude va d’abord à Monsieur le professeur Z.
BOUTIBA, Directeur du Laboratoire Réseau de Surveillance
Environnementale (LRSE) du Département de biologie, Faculté
des Sciences de l’Université d’Oran Es-Sénia. Je le remercie pour
sa gentillesse, son soutien et pour le fait de m’avoir accepter dans
son équipe. Je lui adresse toute ma reconnaissance pour sa
patience, disponibilité, aide et écoute et ses nobles qualités
humaines.
Mes remerciements s’adressent à Mme M.A. BOUTIBA,
Maître de Conférences au Département de Biologie de l’Université
d’Oran Es-Sénia, qui m’a inspiré ce sujet de recherche et qui a
porté un intérêt tout particulier à mon travail. Qu’elle soit assurée
de ma profonde reconnaissance.
J’exprime ma sincère gratitude à Mr O. KHEROUA,
Directeur du Laboratoire de Recherche de Physiologie de la
nutrition et de la Sécurité Alimentaire du Département de
Biologie, Faculté des Sciences de l’Université d’Oran Es-Sénia. Je
suis très honorée de le voir présider ce jury.
Ma gratitude revient aussi à Mr M. BOUDERBALA, Maître
de Conférences au Département de Biologie de l’Université d’Oran
Es-Sénia, d’avoir accepter de juger mon mémoire.
Je remercie vivement Mr B.GUESSAS, Maître de Conférences
au Département de Biologie de l’Université d’Oran Es-Sénia, pour
l’honneur qu’il m’a fait d’avoir accepter d’examiner mon travail
avec bienveillance.
Je tiens aussi à témoigner ma reconnaissance aux
personnels du laboratoire central de CHU d’Oran, avec qui j’ai eu
l’occasion de travailler, ou qui m’ont tout simplement apporté leur
aide, leur soutien et leur sympathie. Merci donc à : Mr.Z.
BENMANSOUR, chef de service de parasitologie et mycologie pour
m’avoir accueilli au sein de son laboratoire et mis à ma
disposition tous les moyens nécessaires pour la réalisation de
mon travail de recherche. Merci encore pour sa gentillesse et sa
disponibilité.
Un grand merci pour Selma et Mama qui m’ont apporté leur
aide et soutien, Je leur adresse tout mon respect pour leur
disponibilité et leur gentillesse.
Mes remerciements les plus intenses pour leur
compréhension, leur encouragement et leur disponibilité à Mr
Boukhari yahia, maître assistant à l’université de Mascara et à
Mme Karima.
C’est avec beaucoup d’émotion que je remercie ma chère
amie et collègue Fatma Sahnouni pour tous ses conseils, pour
son aide inestimable, sa disponibilité, son soutien moral et ses
encouragements m’ont été d’un grand apport, qu’elle puisse
trouver ici ma profonde gratitude.
Je n’oublierai pas de remercier tous mes collègues du
laboratoire (LRSE).
Je dois beaucoup à tous mes amis et à toute ma famille qui
ont su m’entourer de leur affection et ont été pour moi un soutien
continu. Merci à tous et à toutes les personnes qui m’ont
témoigné de l’amitié durant toute la période de mon projet.
Enfin, je dédie ce modeste travail à la mémoire de ma très
chère mère pour toute la peine et moyens qu’elle ne cessait de
m’octroyer afin de me voir un jour satisfaite comme le résultat
d’aujourd’hui. A mon père lequel m’avait beaucoup donné avec
tout ce qu’il pouvait pour ma bonne réussite. A mes frères et
sœurs : Mourad, Hamid, Linda, Nabila et Soraya, à vous tous
mille merci.
Résumé
D'un point de vue récréatif, les plages de sable sont les plus fréquentées, car elles
représentent un espace de détente et de loisir. Suite à la grande fréquentation, une possible
contamination du sable par des communautés fongiques pourrait constituer une source de
transmission de certains champignons saprophytes et potentiellement pathogènes. Le but de
ce travail est d’inventorier la flore fongique du sable des quatre plages : Beau Séjour, Eden,
les Andalouses et Madagh le long du littoral oranais. Quarante huit prélèvements de sable (sec
et humide) ont été réalisés, à raison de 16 échantillons bimensuellement pendant une durée de
six mois (Décembre 2009 - Mai 2010).
Un total de 233 isolats a été discerné dans les quatre zones d’étude, et un
dénombrement de 13 genres de champignons filamenteux non dermatophytiques et cinq
espèces de champignons levuriformes, appartenant à quatre genres ont été identifiées, de plus
une levure n’a pas été déterminée. Les espèces fongiques identifiées sont par ordre
d’importance : Penicillium spp. (48,06%), les Aspergillus 13,30%, dont Aspergillus niger
(7,3%), Aspergillus flavus (2,14%), Aspergillus fumigatus (1,72%), Aspergillus sp. (0,86%),
Aspergillus versicolor (0,86%), Aspergillus terreus (0,43%), Cladosporium spp. (9,01%),
Fusarium spp. (5,15%), Rhodoturula sp. (4,72%), Alternaria spp. (4,72%), Mucor spp. (3%),
Candida zeylanoïdes (2,14%), Phialophora sp. (1,72%), Cryptococcus albidus (1,72%),
Rhizopus spp. (1,72%), Scopulariopsis spp. (0,86%), Chrysosporium sp. (0,86%), Geotrichum
sp. (0,43%), Acremonium sp. (0,43%), Rhizomucor sp. (0,43%), Saccharomyces cerevisiae
(0,43%), Candida albicans (0,43%) et une levure non identifiée (0,86%).
Parmi cette biodiversité mycoflorale, certaines espèces sont hautement pathogènes
pour l’homme, et représentent un véritable danger pour la santé publique.
Mots clés : Champignons, champignons filamenteux, champignons levuriformes, Plages,
Beau Séjour, Eden, les Andalouses, Madagh, sable.
Abstract
From a recreational point of view, the sandy beaches are the busiest because they
represent a space of relaxation and leisure. Following the large attendance, a possible
contamination of the sand by fungal community could be a source of transmission of some
potentially pathogenic and saprophytic fungi. The aim of this work is to identify the fungal
flora of four sandy beaches: Beau Sejour, Eden, the Andalouses and Madagh along the coast
of Oran. Forty eight samplings of sand (dry and wet) were carried out, 16 samples were
collected twice a month during six months (December 2009-Mai 2010).
A total of 233 isolates was discerned in the four study areas, and an enumeration of 13
genera of non-dermatophytic filamentous fungi and five yeast- species belonging to four
genera were identified, however, one yeast was not determined. The fungal species identified
in order of importance: Penicillium spp. (48.06%), Aspergillus 13.30%, with Aspergillus
niger (7.3%), Aspergillus flavus (2.14%), Aspergillus fumigatus (1.72%), Aspergillus sp.
(0.86%), Aspergillus versicolor (0.86%), Aspergillus terreus (0.43%), Cladosporium spp.
(9.01%), Fusarium spp. (5.15%), Rhodoturula sp. (4.72%), Alternaria spp. (4.72%), Mucor
spp. (3%), Candida zeylanoïdes (2.14%), Phialophora sp. (1.72%), Cryptococcus albidus
(1.72%), Rhizopus spp. (1.72%), Scopulariopsis spp. (0.86%), Chrysosporium sp. (0.86%),
Geotrichum sp. (0.43%), Acremonium sp. (0.43%), Rhizomucor sp. (0.43%), Saccharomyces
cerevisiae
(0.43%),
Candida
albicans
(0.43%)
and
unidentified
yeast
(0.86%).
Among the biodiversity mycoflorale, some species are highly pathogenic to
humans, and represent a real danger to public health.
Keywords: Fungi, filamentous fungi, yeast-fungi, Beaches, Beau Sejour, Eden, Andalouses,
Madagh, sand.
‫ﺨــــــﺺ‬
‫اﻟﻤــــــــﻠ ّ‬
‫ﻣﻦ اﻟﻨّﺎﺣﻴﺔ اﻟ ّﺘﺮﻓﻴﻬﻴﺔ‪,‬ﺗﻌﺘﺒﺮ اﻟــﺸﻮاﻃــﺊ اﻟــﺮّﻣﻠﻴﺔ اﻷآـﺜﺮ إزدﺣﺎﻣﺎ‪ ,‬ﻷﻧﻬــﺎ ﺗﻤــﺜﻞ ﻣﺴﺎﺣﺔ ﻟﻺﺳﺘﺮﺧـــــــﺎء و اﻟـــﺘﺮﻓﻴﻪ‪ .‬ﺗﺒﻌﺎ ﻟﻺﻗــﺒﺎل اﻟﻜﺒﻴﺮ‬
‫اﻟــّــــﺬي ﺗﺸـــﻬﺪﻩ هـــــﺬﻩ اﻟــــﺸﻮاﻃـــــﺊ‪ ,‬ﻓــﺈنّ ﺗـــﻠﻮث اﻟــﺮّﻣﺎل ﺑﺎﻟﻤﺠـــﺘﻤﻌﺎت اﻟﻔـــــﻄﺮﻳﺔ ﻣﻤﻜﻦ ﺣﺪوﺛــــﻪ‪ ,‬و هــﺬا ﻗﺪ ﻳﻜـــﻮن‬
‫ﻣﺼــﺪرا ﻹﻧﺘــﻘﺎل ﺑﻌﺾ اﻟﻔـــﻄﺮﻳﺎت اﻟﻤــﺴﺒّﺒﺔ ﻟﻸﻣــــﺮاض‪.‬‬
‫اﻟـــﻬﺪف ﻣﻦ هـــﺬا اﻟﻌـــﻤﻞ هـــﻮ اﻟﺘـــﻌﺮّف ﻋـــﻠﻰ اﻟــــﻔﻄﺮﻳﺎت اﻟﻤــــﻮﺟﻮدة ﻓﻲ أرﺑــــﻌﺔ ﺷــــﻮاﻃﺊ رﻣــــﻠﻴﺔ‪ :‬ﺑــــــﻘﺎء ﺟــﻤﻴﻞ‪,‬ﻋــــﺪن‬
‫اﻷﻧــــﺪﻟﺴﻴﺎت و ﻣـــﺪاغ ‪,‬اﻟﻤﻮﺟـــــــﻮدة ﻋـــﻠﻰ ﻃﻮل اﻟــﺴﺎﺣﻞ اﻟـــﻮهـــﺮاﻧﻲ‪.‬‬
‫ﺛﻤﺎﻧﻴﺔ و ارﺑﻌﻮن ﻋــﻴّﻨﺔ ﻣﻦ اﻟــﺮّﻣﺎل ) اﻟـــﺠﺎﻓﺔ و اﻟــــﺮّﻃـــﺒﺔ ( ﺗ ّﻢ ﺗﺤــﻘﻴﻘﻬﺎ ﺑﻤﻌﺪّل ﺳــﺘّﺔ ﻋﺸﺮ ﻋ ّﻴـــﻨﺔ آــﻞ ﺷــﻬﺮﻳﻦ ﻟــﻤﺪّة ﺳــﺘّﺔ‬
‫أﺷــﻬﺮ ) دﻳﺴﻤﺒﺮ ‪ – 2009‬ﻣـــــــــﺎي ‪.( 2010‬‬
‫ﺛــــﻢّ ﻋﺰل ‪ 233‬ﺳــــﻼﻟﺔ ﻓـــﻲ اﻟـــﻤﻨﺎﻃﻖ اﻷرﺑــــﻌﺔ اﻟﻤــــﺪروﺳﺔ‪ ,‬و ﺛــــ ّﻢ ﺣـــﺴﺎب و اﻟـــﺘﻌﺮّف ﻋـــــﻠﻰ ‪ 13‬ﻧــﻮع ﻣﻦ اﻟــﻔﻄﺮﻳﺎت‬
‫اﻟـﺨﻴﻄﻴّﺔ ‪,‬و ﺧﻤﺴﺔ أﺻﻨﺎف ﻣﻦ اﻟــﻔﻄﺮﻳﺎت اﻟﺨـﻤﻴﺮة ﺑﺎﻹﺿﺎﻓﺔ إﻟﻰ ﺧﻤﻴﺮة ﻟﻢ ﻳﺘﻢ اﻟﺘﻌﺮف ﻋﻠﻴﻬﺎ‪ .‬اﻷﺻﻨﺎف اﻟﻔﻄﺮﻳّﺔ اﻟﻤﻌﺮّﻓﺔ ﻣـﺮﺗّﺒﺔ‬
‫ﺣــﺴﺐ أهـﻤﻴﺘﻬﺎ آﺎﻟـــﺘّﺎﻟـﻲ‪:‬‬
‫‪ % 13,30 Aspergillus ,(% 48,06) Penicillium‬ﺑﺤﻴﺚ ‪,(% 2,14) Aspergillus flavus ,(% 7,3) Aspergillus niger ,‬‬
‫‪,(% 0,86) Aspergillus versicolor ,(% 0,86) Aspergillus sp., (% 1,72) Aspergillus fumigatus‬‬
‫‪, (% 4,72) Rhodoturula sp.,(% 5,15) Fusarium spp. ,(% 9,01) Cladosporium spp. ,(% 0,43) Aspergillus terreus‬‬
‫‪,(% 1,72) Phialophora sp., (% 2,14) Candida zeylanoïdes ,(% 3) Mucor spp., (% 4,72) Alternaria spp.‬‬
‫‪, (% 0,86) Scopulariopsis spp.,(% 1,72) Rhizopus spp. ,(% 1,72) Cryptococcus albidus‬‬
‫‪, (% 0,43) Rhizomucor sp., (% 0,43) Acremonium sp., (% 0,43) Geotrichum sp.‬‬
‫‪,Candida albicans (% 0,43) ,(% 0,43) Saccharomyces cerevisiae ,(% 0,86) Chrysosporium sp.‬‬
‫و ﺧﻤﻴﺮة ﻏﻴﺮ ﻣﻌﺮوﻓﺔ ) ‪. (% 0,86‬‬
‫ن ﺑﻌﺾ اﻷﻧــﻮاع ﺟــﺪّ ﺧــﻄــﻴﺮة ﻋــﻠﻰ اﻹﻧــﺴـــﺎن‪,‬و ﺗــﻤﺜّﻞ ﺧــﻄﺮا ﺣــﻘــﻴﻘﻴﺎ ﻋــﻠﻰ‬
‫ﻣﻦ ﺑﻴﻦ هــﺬا اﻟﺘــﻨﻮّع اﻟﺒـــﻴﻮﻟﻮﺟﻲ اﻟﻔــﻄﺮي ﻓــﺈ ّ‬
‫اﻟــﺼﺤّﺔ اﻟﻌـﻤـــﻮﻣﻴﺔ‪.‬‬
‫آـــﻠﻤـــــﺎت‬
‫اﻟﻤﻔﺘــــﺎح‪:‬‬
‫اﻟﻔـﻄـــﺮﻳﺎت‪,‬اﻟﻔــﻄـــﺮﻳﺎت‬
‫ﺟــﻤــﻴﻞ‪,‬ﻋـــــﺪن‪,‬اﻷﻧــﺪﻟـﺴﻴﺎت‪ ,‬ﻣــــــــﺪاغ‪,‬رﻣــــــــﻞ‪.‬‬
‫اﻟــﺨﻴﻄــﻴﺔ‪,‬‬
‫اﻟﻔــﻄـــﺮﻳﺎت‬
‫اﻟﺨــﻤﻴﺮة‪,‬اﻟــﺸـﻮاﻃﺊ‪,‬‬
‫ﺑــﻘﺎء‬
LISTE DES ABREVIATIONS
Aw: Activité de l’eau.
C° : degrés Celsius.
cm : centimètre.
Ø : diamètre.
g : gramme.
ml : millilitre.
PCB : gélose « Pomme de terre-Carotte ».
RAT : gélose « Riz- Agar- Tween ».
SS : Sable sec.
SH: Sable humide.
S1 : Site de Beau Séjour.
S2 : Site d’Eden.
S3 : Site des Andalouses.
S4 : Site de madagh.
SP : Sites de prélèvement.
PP : Périodes de prélèvement.
DBO5 : Demande biochimique en oxygène.
DCO : Demande chimique en oxygène.
MES : Matière en suspension.
pH : potentiel d’hydrogène.
PNDA : Plan National du développement Agricole.
Km : Kilomètre.
T° : Température.
Tr / min : Tour par minute.
Liste des figures
Page
Figure n° 1 : Les trois règnes du vivant selon Woese (1977).
6
Figure n° 2 : Caractères morphologiques des Aspergillus.
19
Figure n° 3 : Caractères morphologiques des Penicillium.
22
Figure n° 4 : Caractères morphologiques des Fusarium.
25
Figure n° 5 : Présentation de la Méditerranée.
53
Figure n° 6: Circulation de l’eau modifiée d’origine atlantique.
55
Figure n° 7 : Circulation de l’eau levantine intermédiaire.
56
Figure n° 8 : Circulation de l’eau méditerranéenne profonde.
56
Figure n° 9 : Normales des températures de la ville d’Oran.
61
Figure n° 10 : Normales des précipitations de la ville d’Oran.
61
Figure n° 11 : les échantillons du sable (sec et humide) prélevés.
67
Figure n° 12 : Sites d’échantillonnage.
68
Figure n° 13 : Site d’Ain El-Turck.
69
Figure n° 14 : Les Andalouses.
70
Figure n° 15 : Madagh.
71
Figure n° 16 : pH / C°-mètre portable.
72
Figure n° 17 : La technique du drapeau de Roth.
75
Figure n° 18 : Station d’image.
75
Figure n° 19: Culture sur lame.
76
Figure n° 20 : Test de filamentation en sérum.
78
Figure n° 21: La microplaque d’Auxacolor.
80
Figure n° 22: Variation du pH en fonction des sites et de périodes de prélèvement.
82
Figure n° 23: Variation de la température en fonction des sites et de périodes de prélèvement.
83
Figure n° 24: Répartition fongique globale.
86
Figure n° 25:Répartition fongique globale en fonction des sites de prélèvement.
86
Figure n° 26 : Fréquence d’apparition des espèces fongiques isolées du sable des quatre plages.88
Figure n° 27
: Penicilium sp.
89
Figure n° 28 : Aspergillus fumigatus
91
Figure n° 29 : Aspergillus flavus
92
: Aspergillus versicolor
Figure n° 31 : Aspergillus niger
94
Figure n° 30
95
Liste des figures
: Aspergillus terreus
Figure n° 33 : Cladosporium sp.
Figure n° 34 : Fusarium sp.
Figure n° 35 : Rhodoturula sp.
Figure n° 36 : Alternaria sp.
Figure n° 37 : Mucor sp.
Figure n° 38 : Candida zeylanoïdes
Figure n° 39 : Phialophora sp.
Figure n° 32
96
98
99
100
102
103
104
106
Figure n° 40 : Cryptococcus albidus
Figure n° 41 : Rhizopus sp.
Figure n° 42 : Scopulariopsis sp.
107
108
110
Figure n° 43 : Chrysosporium sp.
111
Figure n° 44 : Geotrichum sp.
112
Figure n° 45 : Acremonium sp.
114
Figure n° 46: Rhizomucor sp.
115
Figure n° 47: Saccharomyces cerevisiae
117
Figure n° 48: Candida albicans
118
Figure n° 49: Répartition fongique dans la plage « Beau Séjour » en fonction des mois.
120
Figure n° 50: Répartition fongique dans la plage « Eden » en fonction des mois.
122
Figure n° 51: Répartition fongique dans la plage « des Andalouses » en fonction des mois.
124
Figure n° 52: Répartition fongique dans la plage « Madagh » en fonction des mois.
126
Liste des tableaux
Page
Tableau n° 1: Quelques mycètes d’importance médicale.
16
Tableau n° 2: Classification des microfonges marines.
32
Tableau n° 3: Exemples de mycotoxines produites par certaines moisissures.
47
Tableau n° 4: Effets probables des principales mycotoxines sur l'homme.
49
Tableau n° 5: Climatologie de la ville d’Oran.
60
Tableau n° 6: Rejets d'eaux usées.
65
Tableau n° 7: Stations d’échantillonnage.
67
Tableau n° 8: Répartition fongique globale dans les différents sites de prélèvement.
85
Tableau n° 9: Analyse de la variance « ANOVA » pour tester la différence dans l’abondance
des espèces fongiques en fonction des différents sites de prélèvement.
127
Tableau n° 10: Analyse de la variance « ANOVA » pour tester la différence dans
l’abondance des espèces fongiques dans les différentes températures.
128
SOMMAIRE
Page
Introduction générale
1
Première partie : Données bibliographiques sur les peuplements fongiques
1. Introduction
5
2. Définition des champignons
6
3. Classification des champignons
8
3.1. Principe de la classification
8
3.2. Taxinomie
8
a. Chytridiomycotina
9
b. Zygomycotina
9
c. Les Ascomycotina
9
d. Les Basidiomycotina
9
e. Les Deuteromycotina
9
4. Les champignons d’intérêt médical
10
4.1. Champignons et l’homme
10
Mycètes agents de mycoses
10
a. Filamenteux
11
b. Levuriformes
11
c. Dimorphiques
11
Parasitisme fongique
11
a. Champignons adaptés au parasitisme
12
b. Champignons vivant habituellement en commensaux chez l’homme
12
c. Champignons d’origine externe au potentiel pathogène
12
d. Champignons apparemment dénués de pathogénicité au « comportement
opportuniste »
13
5. Classification des mycoses
14
5.1. Les mycoses superficielles
14
5.2. Les mycoses cutanées
14
5.3. Les mycoses sous – cutanées
15
5.4. Les mycoses systémiques
15
5.5. Les mycoses opportunistes
15
6. Les principaux champignons impliqués en pathologie humaine
17
6.1. Les dermatophytes
17
6.1.1. Caractères culturaux
17
6.1.2. Morphologie microscopique
17
6.1.3. Pouvoir pathogène
18
6.2. Les moisissures
18
6.2.1. Le genre Aspergillus
18
6.2.1.1. Caractères culturaux
20
6.2.1.2. Morphologie microscopique
20
6.2.1.3. Pouvoir pathogène
20
6.2.2. Le genre Penicillium
21
22
22
6.2.3. Le genre Fusarium
6.3. Les levures
6.3.1. Les Candida
6.3.2. Les Cryptococcus
7. La mycologie marine
8. Champignons marins microscopiques
8.1. Définition
8.2. Caractères phénotypiques
8.3. Habitat et classification
8.4. Relation biologique
8.5. Facteurs influençant la biodiversité des champignons marins
a. Habitats dans l'écosystème marin
b. Disponibilité des substrats fongiques dans l'écosystème marin
c. Concurrence d'inhibition
d. Répartition géographique et température
e. Effets de la salinité
f. Pression hydrostatique
9. Des levures et moisissures en milieu marin
9.1. Les levures
10. Des champignons pathogènes opportunistes en milieu marin
11. La microflore fongique du sable des plages
12. Dispersion et devenir des micromycètes dans le sable de plages
13. Champignons et mycotoxines
13.1. Qu’est ce que les mycotoxines ?
13.2. Les différentes mycotoxines rencontrées
13-3)- Toxicité des mycotoxines
13.4. Facteurs influençant la toxinogénèse
a. Facteurs intrinsèques
b. Facteurs extrinsèques
23
23
24
24
25
25
26
26
26
26
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27
27
28
28
29
29
29
30
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34
34
35
36
37
38
39
39
39
41
41
42
44
45
45
46
48
50
50
50
Deuxième partie : Caractérisation de la zone d’étude
1.
2.
Présentation de la Méditerranée
Structure hydrologique
a. Les eaux Atlantiques (AW)
b. Les Eaux Atlantiques Modifiées (MAW)
c. Les Eaux Levantines Intermédiaires (LIW)
d. Les Eaux profondes (DW)
3. Caractéristiques générales du littoral algérien
52
54
54
54
55
56
57
4. Caractéristiques du littoral oranais
4.1. Facteurs physiques des eaux littorales
4.1.1. Température
4.1.2. Salinité
4.2. Climatologie
a. Pluviométrie
b. Régime des vents
5. Origines et types de pollution le long du littoral oranais
58
58
58
59
59
59
61
62
Troisième partie : Matériel et méthodes
Introduction
1. Matériels et méthodes
1.1. Les prélèvements
1.2. Description des lieux de prélèvement
1.2.1. Le site d’Ain El- Turck
1.2.2. Les Andalouses
1.2.3. Le site de Madagh
1.3. Mesure des facteurs environnementaux (abiotiques) : pH et température
1.3.1. Mesure de pH
1.3.2. Prise de température
1.4. Mise en culture pour l’isolement des souches
1.5. Isolement des souches
1.5. Identification
1.5.1. Identification morphologique
1.5.1.1. Critères d’identification macroscopique
1.5.1.2. Identification microscopique
1.5.2. Identification biochimique
2. La conservation des souches
2.1. Conservation de très longue durée en cultures congelées
2.2. Conservation à 4°C
2.3. Conservation de longue durée sous huile de paraffine
2.4. Conservation dans l’eau distillée
2.5. La mycothèque
66
66
66
67
69
69
70
71
71
72
72
73
73
74
74
75
78
80
80
80
80
81
81
Quatrième partie : Résultats et discussion
Introduction
82
1. Résultats
82
1.1. Le pH
82
1.2. La température
83
1.3. Les micromycètes
83
La fréquence d’apparition des espèces fongiques isolées du sable des quatre plages
(Beau Séjour, Eden, les Andalouses et Madagh)
87
2. Description et illustration des différents genres et espèces isolés
88
2.1. Penicillium
88
2.2. Aspergillus
90
2.2.1. Aspergillus fumigatus
90
2.2.2. Aspergillus flavus
90
2.2.3. Aspergillus versicolor
93
2.2.4. Aspergillus niger
93
2.2.5. Aspergillus terreus
2.3. Cladosporium
2.4. Fusarium
2.5. Rhodoturula
2.6. Alternaria
2.7. Mucor
2.8. Candida zeylanoïdes
2.9. Phialophora
2.10. Cryptococcus albidus
2.11. Rhizopus
2.12. Scopulariopsis
2.13. Chrysosporium
2.14. Geotrichum
2.15. Acremonium
2.16. Rhizomucor
2.17. Saccharomyces cerevisiae
2.18. Candida albicans
3. L’abondance des champignons identifiés dans chaque site
3.1. La plage Beau Séjour
3.2. La plage Eden
3.3. La plage des Andalouses
3.4. La plage Madagh
4. Etude statistique
93
97
97
97
101
101
101
105
105
105
109
109
109
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113
116
116
119
119
121
123
125
127
5. Discussion
128
Conclusion générale
134
Références bibliographiques
136
Glossaire
Annexes
L'étude des champignons marins [obligatoires et facultatifs tels que définit par
Kohlmeyer (1974)] et la mycologie marine a commencé au début de vingtième siècle avec le
rapport de certaines espèces par Arthur D. Cotton en 1909 (Ainsworth, 1976). Les premiers
rapports des pyrénomycètes marins ont été publiés par George K. Sutherland en 1915 et 1916
(Ainsworth, 1976). Cependant, le document qui a causé l'intérêt majeur pour la communauté
scientifique était sur les champignons marins de la Nouvelle Angleterre et de la Californie
par Elso S. Barghoorn et David H. Linder en 1944 (Barghoorn et Linder, 1944). Comme
conséquence directe, une expansion des études mycologiques a été effectuée depuis les
années 50, la plupart du temps en raison de la popularité parmi les scientifiques de qui
provenaient de telles monographies comme : " les champignons dans les océans et les
estuaires " (Johnson et Sparrow, 1961), " les avances récentes en mycologie aquatique "(Jones,
1976), " la mycologie marine: les champignons supérieurs " (Kohlmeyer et Kohlmeyer, 1979),
et " la mycologie marine: une approche pratique " (Hyde et Pointing, 2000). En outre " le
colloque international de la mycologie marine et d'eau douce" qui se produit tous les 4 à 5 ans
et qui attire un nombre croissant de participants autour du monde est la source de nouvelle
recherche sur la biodiversité des champignons marins (Hyde et Pointing, 2000).
La répartition des champignons dans le milieu marin n'a pas été bien étudiée en
comparaison avec les études menées sur les champignons d'eau douce et des écosystèmes
terrestres. Ils sont peu représentés dans la mer, depuis les champignons marins ne représentent
que 5% de la flore fongique totale. Ils sont cosmopolites dans leur distribution, et peuvent
donc être isolés dans des régions tempérées et tropicales, y compris les estuaires (Kirk, 1969).
Ces mycètes sont des éléments importants des écosystèmes, ils sont considérés comme
les microorganismes les plus actifs dans la décomposition de la matière organique présente à
la fois dans le sable et dans l'eau (Harley, 1971; Moore-Landecker, 1996).
Kohlmeyer et Kohlmeyer (1971) et Tan (1985), n’ont enregistré que les champignons
exclusivement marins, mais le sol est le réservoir typique des champignons anamorphes
(Hawksworth., 1991). Les études réalisées à l'interface des écosystèmes marins et terrestres
par Bergen et Wagner-Merner (1977), Dabrowa et al. (1964), Kishimoto et Baker (1969) et
Ristanovic et Miller (1969) portent presque exclusivement aux mycètes représentant la
-1-
communauté du sol, peut-être parce qu’ils sont les plus nombreux et ils sont favorisés par une
grande facilité de formation.
Dans une étude menée par Matallah-Boutiba et al. (2008), 241 souches ont été isolées
du milieu marin, des sédiments et des coquillages dans les zones côtières occidentales
Algériennes. Une dizaine de genres différents de champignons ont été répertoriés en fonction
des lieux, des types de prélèvements et de la température, et qui sont par ordre d’importance :
Penicillium (55,18 %), Aspergillus (8,29 %), Muccorales (6,63 %), Trichoderma ( 5, 80 %),
Cladosporium (3,73 %), Fusarium (2,07 %), Pullularia (1,24 %), Acremonium (0,82 %),
Alternaria (0,82 %), Verticillium (0,82 %), Gliocladium (0,41 %) et Geotrichum (0,41 %).
Le sable de plage, où les conidies fongiques sont viables sous certaines conditions,
peut jouer un rôle important en tant que véhicule de la transmission du processus infectieux
(Larrondo et Calvo, 1989).
Une évaluation de la qualité mycologique des plages de sable de la zone côtière de
Lisbaa et Vale do Tejo en Portugal a été prise en Mai-Octobre, 1964. Les champignons
kératinolytiques, levures, et les champignons saprophytes ou potentiellement pathogènes ont
été analysés. Les données ont montré une bonne / qualité satisfaisante des plages de sable
pour le genre Candida. Les résultats indiquent que les champignons saprophytes ont été les
plus fréquents dans les plages de sable. Il est suggéré que Scopulariopsis et Candida
pourraient être utilisés comme des indicateurs spécifiques de la qualité des plages
sablonneuses.
La prédominance des subdivisions: Deuteromycotina, Ascomycotina et Zygomycotina
a été observée dans les sols côtiers de la Californie par Dabrowa et al. (1964), dans les sols
côtiers de la Floride par Bergen et Wagner-Merner (1977) et dans les sols côtiers de Hawaii
par Kishimoto et Baker (1969). Dans les études effectuées sur l'eau et le sable de la plage de
Boa Viagem, Becife, Brésil, Pinto et al. (1992) ont détecté 115 espèces tandis que Sarquis et
Oliveira (1996) ont isolé 170 espèces à partir de sable de la plage d'Ipanema (Brésil). Ces
résultats ont montré une plus grande diversité d’espèces par rapport à ceux rapporté par ElMoustafa et Musallam (1975) au Koweît, et Bergen et Wagner-Merner (1977) aux Etats-Unis.
Ces variations peuvent sans doute être attribuées à des facteurs bioclimatiques agissant sur et /
-2-
ou interférer avec la survie des champignons et leur dispersion. Il est également possible que
la fréquence des baigneurs pourrait créer la condition favorable au développement fongique
comme suggéré par Bergen et Wagner-Merner (1977).
Un certain nombre d'espèces de champignons sont pathogènes pour l'homme,
provoquant des mycoses superficielles, sous-cutanées ou profondes, selon la localisation de
l'agent pathogène chez l'hôte après infection. Candida albicans est le champignon le plus
courant associé à l'infection par contact avec le sable de la plage et, à un degré moindre, avec
l'eau de mer. C'est une levure tenue pour être responsable d'un certain nombre de mycoses
superficielles et profondes.
Candida albicans ainsi que d'autres espèces de Candida ont été isolées d'un certain
nombre de plages sableuses de la Méditerranée. On recherche actuellement sa présence dans
l'eau de mer dans un certain nombre de régions. D'autres travaux ont également été menés à
bien portant sur l'identification d'autres champignons, et les genres isolés jusqu'à présent
comprennent Pénicillium, Aspergillus et Cladosporium, les deux derniers contiennent des
espèces pathogènes, tout comme les genres Mucor, Fusarium et Rhizopus dans l'eau de mer.
Ce sont des agents pathogènes opportunistes, mais il faut attirer l'attention sur Fusarium qui
est toxinogène et l’une des principales causes d’infection oculaire.
Les dermatophytoses sont parmi les infections cutanées superficielles les plus
fréquentes chez l’homme (Cremer et al., 1995). En effet selon différentes études, 10 à 40 %
des patients sont infestés par des dermatophytes et 2 à 3 % d’entre eux sont porteurs
d’onychomycoses. Ces mycoses superficielles sont en général favorisées par les
concentrations humaines qui assurent le contage et la diffusion des espèces fongiques
essentiellement anthropophiles, et cela par l’intermédiaire des sols généralement humides et
souillés de squames ou de poils infectés. Ainsi, différents travaux ont permis l’isolement de
souches kératinophiles à partir de sols infectés (piscines, mosquées, hammams.) (Skalli, 1987 ;
Benslama et Guessous, 1994).
Les plages connaissent une grande affluence en été, elles constituent un lieu de
rencontre de nombreux estivants ce qui pourrait constituer un lieu favorable à la
contamination et ce, via le sable hébergeant des fragments de kératine infectés par les spores
-3-
fongiques (Visset, 1973 ; Esterre et Agis, 1983 ; Bernard et Pesando, 1986-1987 ; Fernandes
Vieira, 2001).
Dans le présent travail, nous nous somme intéressé à l’étude de la flore fongique de
quatre plage (Beau Séjour, Eden, les Andalouses et Madagh) le long de littoral oranais.
Le plan de notre travail de recherche que nous avons élaboré, comprend quatre points :
o Le premier point : fait référence à une revue bibliographique des peuplements
fongiques.
o Le deuxième point : est consacré à la caractérisation de la zone d’étude.
o Le troisième point : matériel et méthodes
o Le quatrième point : fait état de la synthèse des résultats ainsi que pour leur
interprétation.
Enfin, il est utile de préciser qu’en conclusion, nous avons indexé à la présente étude,
une recherche bibliographique ainsi que des annexes.
-4-
Partie 1
Revue
bibliographique sur
les peuplements
fongiques
Partie 1
Revue bibliographique sur les peuplements fongiques
1. Introduction
Les champignons, sont des organismes eucaryotes aérobies. Ni plantes ni animaux, ils
constituent un règne à part (Eumycota) dans le monde vivant. Il n’en a pas été toujours ainsi.
Longtemps, les champignons, par leur morphologie (thalle, spore, etc.), leur comportement
(absence de mobilité), leur nutrition (absorption) ont été assimilés à des végétaux. Au XVIIIe
siècle, du temps de Carl von Linné, le monde du vivant était partagé en deux règnes : le
végétal et l’animal. Les champignons étaient, avec les algues, les bactéries, les protozoaires et
les plantes assimilés au règne végétal. En 1866, le naturaliste allemand Haeckel (Haeckel,
1861 ; Haeckel, 1878) fut le premier à briser la dichotomie plantae/ Animalia. Il proposa
d’ajouter à ces deux règnes un troisième, celui des protistes. Ce n’est qu’au début du XXe
siècle, quand les méthodes d’observation s’affinèrent que la taxinomie des microorganismes
évolua. Les champignons (démunis de photosynthèse) furent détachés du règne végétal pour
être associés à des protistes. Whittaker (1969) propose une individualisation du règne des
champignons et une refonte de la classification du vivant par un système taxinomique à cinq
règnes, les monomères (bactéries), les protistes, les végétaux, les animaux et les champignons.
Cette classification fut tout de suite adoptée par les biologistes anglo-saxons.
La classification de Whittaker distingue les deux types cellulaires fondamentaux : les
procaryotes et les eucaryotes.
En 1977, Woese crée la surprise en proposant un arbre simplifié à 3 branches :
Archaebactéries, Eucaryotes et Eubactéries (Fig. 1). D'autres arbres du vivant confirmèrent
par la suite cette représentation.
-5-
Partie 1
Eubactéries
Eucaryotes
Ciliés
Vertes non
sulfureuses
Gram+
Champignons
Plantes
Animaux
Flagellés
Pourpre
Cyano
Microsporidies
Flavo
Thermophiles
extrêmes
Halophiles
extrêmes
Métanogènes
Archées
Figure 1 : Les trois règnes du vivant selon Woese (1977).
2. Définition des champignons
Les champignons, ou les mycètes, sont des organismes eucaryotes uni- ou
pluricellulaires,
incluant
des
espèces
macroscopiques
(macromycètes)
et
d’autres
microscopiques (micromycètes) d’aspect filamenteux ou levuriforme (Chabasse et al., 2002).
Dépourvus de chlorophylle, ils ne peuvent pas, comme les plantes, synthétiser leur matière
organique à partir du CO2 atmosphérique. Ils doivent donc puiser dans le milieu ambiant
l’eau et les substances organiques et minérales nécessaires à leurs propres synthèses ; ils sont
hétérotrophes. Pour cela ils dégradent la matière organique complexe grâce à l’excrétion
d’enzymes et d’acides puis ils en absorbent les composants digérés, tout ceci s’effectuant à
travers la paroi perméable de leur appareil végétatif. Ils peuvent être symbiotiques car ils
vivent en association à bénéfice réciproque avec d’autres organismes (L’exemple classique est
celui des lichens qui sont une association algues champignons), ou parasites s’ils se
développent sur du vivant. Certains sont saprophytes s’ils se développent sur de la matière
organique inerte (c’est le cas des moisissures). On peut distinguer deux groupes de
moisissures :
-6-
Partie 1
¾ Les moisissures utiles qui sont utilisées dans l’industrie pour conférer aux
produits des propriétés organoleptiques et technologiques comme le P.
camenberti et P. roqueforti dans la fromagerie ; P. jensenii ou nalgiovense en
salaisonnerie.
¾ Les moisissures nuisibles toxinogènes peuvent se développer sur différents
substrats et entraîner une altération des qualités nutritionnelles et diététiques
des produits, et y produire dans certaines conditions de température et
d’humidité des molécules toxiques dénommées mycotoxines ou métabolites
secondaires. Ainsi, on estime que le développement incontrôlé de
micromycètes est à l’origine de la perte de 5 à 10% des récoltes mondiales
(Filtenborg et al., 1996).
La définition complète des champignons fait appel aux caractères suivants :
Les caractères morphologiques concernent quatre sortes d’éléments :
1. les éléments végétatifs sont représentés par un mycélium unicellulaire de
quelques µm (levure) et/ou pluricellulaire pouvant atteindre plusieurs
mètres (« hyphe » ou filament mycélien) ;
2. les éléments de la reproduction asexuée sont des spores diverses
nommées selon leur origine ou forme : blastospores, arthrospores,
aleuriospores,
conidiospores,
phialospores,
sporangiospores,
chlamydospores ;
3. les éléments de la reproduction sexuée sont des zygotes (ou zygospores),
des ascospores ou des basidiospores ;
4. les éléments d’attentes perdurent, parfois de nombreuses années, sous
forme de fragments d’hyphes, de diaspores ou de sclérotes.
Les caractères biochimiques essentiels sont la composition de la paroi (chitineglucosane, chitine-mananne, mannane-glucane …).
Les caractères écologiques traduisant la diversité de leurs modes de vie. Les
champignons
sont
saprobiontes,
exceptionnellement parasites vrais.
-7-
symbiontes,
parasites
par
opportunité,
Partie 1
3. Classification des champignons
3.1. Principe de la classification
Le règne des champignons comprend des sous ensembles appelés divisions ou
phylums. Le nom de chaque division se termine par Mycotina, les phylums se divisent en
classes, le nom de ces dernières se termine par Mycètes, ensuite le suffixe « ale » est utilisé
pour désigner les ordres, le suffixe « aceae » pour les familles.
Chaque famille renferme les genres et les espèces qui représentent la base de la
classification. Chaque champignon est identifié ainsi par un nom binomial qui débute par le
genre et qui se termine par l’espèce comme tout autre constituant du vivant (Chabasse, 2008).
L’identification des champignons est fondée principalement sur des critères
morphologiques liés aux modes de reproduction. Classiquement, on distingue chez les
champignons, deux types de reproduction, l’une étant appelée asexuée car la cellule fongique
se divise par simple mitose, l’autre appelée sexuée car intégrant un processus de fusion
cytoplasmique, de caryogamie et de méiose. Chez une même espèce, on peut donc observer
une multiplication de type sexué issue d’un stade morphologique particulier appelé
téléomorphe et une multiplication asexuée issue d’un autre développement appelé stade
anamorphe (Chabasse, 2008). Lorsque l’espèce fongique existe dans la même culture sous
forme sexuée et asexuée, on parle d’holomorphe. En pratique, lorsqu’un champignon est
découvert en culture, il portera le nom de la forme isolée. Lorsqu’il existe sous les deux
formes (anamorphe et téléomorphe), c’est le nom de la forme sexuée qui sera retenu en
priorité (Chabasse et al., 2002).
3.2. Taxinomie
La classification des champignons est en constante évolution. Pendant longtemps, elle
s’est appuyée sur celle de Hawksworth, Sutton et Ainsworth (Hawksworth et al., 1995).
Fondée sur des caractères morphologiques simples, elle a longtemps fait référence, mais
l’étude ultrastructurale, biochimique et génétique a révélé d’importantes différences,
nécessitant une réorganisation de la taxinomie. La classification, proposée par Kwon Chung et
Bennet (Kwon-Chung et al., 1992), actualisée par Sutton et al. (Sutton et al., 1998) et de
Hoog et Guarro (de Hoog et al., 2000) fait référence aujourd’hui.
-8-
Partie 1
On différencie quatre divisions selon les modalités de la reproduction sexuée : les
Chytridiomycotina, les Zygomycotina, les Ascomycotina et les Basidiomycotina. En outre,
lorsque la reproduction sexuée n’est pas connue, la division est appelée Deuteromycotina ou
Champignons imparfaits (Blackwell et al., 1998).
a. Chytridiomycotina
Ce sont les champignons les plus primitifs. Ils sont aquatiques, au mycélium large peu
ou pas cloisonné, dont les spores sont munies d’un flagelle.
b. Zygomycotina
Sont des champignons microscopiques à mycélium siphonné, de diamètre irrégulier,
pourvu de nombreux noyaux non séparés par des cloisons. Essentiellement saprophytes, ils se
présentent sous forme de moisissures (Bouchet et al., 1999). Ils produisent des spores sans
flagelles. La reproduction sexuée aboutit à la formation de zygospores d’où le nom
« Zygomycètes » donné à cette division (Chabasse, 2008).
c.
Les Ascomycotina
Ces champignons, à thalle septé ou levuroîdes, présentent une structure caractéristique
appelée asque qui est un sporocyste particulier formé au cours de la reproduction sexuée.
L’asque renferme le plus souvent un nombre défini de spores ou ascospores formées après
fusion de deux noyaux suivie de la méiose. Il peut être globuleux, cylindrique ou plus ou
moins claviforme (Botton et al., 1990).
d. Les Basidiomycotina
Ils sont caractérisés par la production de spores sexuées, appelées basidiospores,
formées par bourgeonnement à l’apex de cellules allongées, les basides. Les Basidiomycètes
ont un thalle cloisonné avec présence de « boucles » au niveau des cloisons (Chabasse et al.,
2002). Beaucoup d’entres eux sont des parasites de végétaux, d’autres de redoutables
opportunistes chez l’homme.
e. Les Deuteromycotina
Ce groupe comprend tous les champignons qui ne produisent ni ascospores, ni
basidiospores et qui se multiplient au moyen de conidies. Ils sont unicellulaires (levures) ou à
thalle filamenteux septé (Botton et al., 1990). Sur le plan taxinomique, ils représentent un
groupe artificiel en attente de regroupement définitif parmi les Ascomycètes et les
Basidiomycètes.
-9-
Partie 1
4. Les champignons d’intérêt médical
4.1. Champignons et l’homme
Les champignons d’intérêt médical sont répartis dans divers groupes taxonomiques au
sein des Eumycètes. En médecine humaine, ces champignons sont impliqués dans diverses
pathologies :
1. les mycétismes : intoxications dues à l'ingestion de certaines espèces (Ex. mycétisme
phalloïdien, muscarinien,...);
2. les mycotoxicoses : intoxications dues à des métabolites introduits dans les aliments
par l’envahissement de Moisissures (Ex : aflatoxine produite par Aspergillus flavus
présent sur les arachides, co-facteur du cancer primitif du foie en Afrique);
3. les mycoses : causées par un Champignon à l'état « parasitaire ». Elles sont des
maladies provoquées par des champignons microscopiques appelés mycètes (plus
précisément micromycètes, champignons microscopiques par opposition aux
macromycètes, visibles dans l’environnement) susceptibles de vivre en parasite chez
l’homme (ANOFEL, 2007).

Mycètes agents de mycoses
Les mycètes, véritables eucaryotes, constituent un règne distinct de celui des plantes
(car n’ayant pas de pigment assimilateur de la chlorophylle) et du règne animal. Les
champignons assurent leur nutrition uniquement par absorption à partir du mycélium.
Les micromycètes vivent le plus souvent en saprophytes dans le milieu extérieur à
partir de substrats organiques en décomposition. Ils sont très répondus : on évalue à environ
1200 000 le nombre d’espèces, dont seulement quelques centaines sont connues comme
potentiellement pathogènes chez l’homme.
Les mycètes vivent en commensaux (par exemple : Candida spp.) chez l’homme sans
occasionner de lésions. Ils vivent parfois en parasites, d’où le terme de mycoses pour désigner
les lésions qu’ils occasionnent. L’état de commensalisme et de parasitisme est réversible selon
l’état des défenses du patient.
D’un point de vue pratique, selon leur aspect morphologique, on distingue trois types :
- 10 -
Partie 1
a. Filamenteux
Ils se développent sur leur substrat nutritif par un système de filaments plus ou
moins ramifiés appelé « thalle » ou mycélium, constitué de filaments (ou hyphes)
cloisonnés ou non. Parmi ces mycètes filamenteux, on différentie :
¾ Les dermatophytes : champignons kératinophiles, adaptés à la peau et aux
phanères de l’homme ou l’animal, et provoquant des lésions quelques soit
l’état immunitaire du patient ;
¾ Les moisissures : issues du sol (telluriques) (par exemple Aspergillus), au
comportement opportuniste, dont le développement chez l’homme est permis
par l’affaiblissement de ses défenses immunitaires.
b. Levuriformes
Dans ce cas, le thalle se réduit à un état unicellulaire. L’aspect classique est
celui d’une levure de forme ronde ovalaire, de petite taille (généralement < à 10 µm), qui se
reproduit par bourgeonnement. Certaines levures comme celles appartenant au genre Candida
peuvent donner naissance à des filaments mycéliens. Parmi les levures d’intérêt médical, il
convient de citer les Candida, les Malassezia et les Cryptococcus (ANOFEL, 2007).
c. Dimorphiques
Ils se présentent dans l’environnement (sol, etc.), sous une forme filamenteuse,
produisant des spores. Dans les tissus parasités chez l’homme, on les retrouve sous forme de
« levure ». Les dimorphiques sont issus de régions tropicales ou subtropicales (par exemple :
les Histoplasmes et Penicillium marneffei).
Parasitisme fongique
Il est nécessaire de distinguer la conséquence du développement d’un champignon
chez l’homme résultant du parasitisme (mycoses), des pathologies liées à un état
d’hypersensibilité (alvéolites extrinsèques, asthme, etc.) ou des intoxications dues à
l’ingestion de certains micromycètes (mycotoxicoses) ou macromycètes (ANOFEL, 2007).
En mycologie médicale, il est pratique de distinguer, selon leur capacité au parasitisme
et leur degré de virulence, plusieurs catégories de champignons potentiellement pathogènes
pour l’homme (Chabasse et al., 1999).
- 11 -
Partie 1
a. Champignons adaptés au parasitisme
Le meilleur exemple est celui des micromycètes kératinophiles dont l’avidité pour la
kératine animale et humaine est très prononcée.
Les dermatophytes appartenant aux genres Trichophyton, Microsporum et Epidermophyton
sont cosmopolites et peuvent parasiter l’homme ou l’animal, quel que soit le terrain
nutritionnel ou immunitaire sous-jacent.
A part quelques exceptions, les kératinophiles ne peuvent coloniser que la peau et
les phanères (ongles, poils, cheveux). L’importance des lésions varie selon le degré
d’adaptation parasitaire. Seules les espèces dites « anthropophiles » sont relativement bien
tolérées, et les lésions mycosiques, dans ces cas, sont discrètes voire asymptomatiques. En
revanche, les espèces dites « zoophiles », géophiles », peu ou pas adaptées à l’homme, sont à
l’origine de dermatophyties bruyantes, volontiers inflammatoires.
b. Champignons vivant habituellement en commensaux chez l’homme
Ils colonisent sans entraîner de lésions apparentes, le revêtement cutané (espèces
appartenant par exemple au genre Malassezia) ainsi que les muqueuses digestives ou
vaginales (Candida albicans).
Cet état de paix armée, lié à un fragile équilibre hôte – parasite, peut être rompu en cas de
défaillance de l’hôte (par exemple candidose buccale ou oropharyngée chez le sujet infecté
par le VIH.).
c. Champignons d’origine externe au potentiel pathogène
Ce sont tous les micromycètes de notre environnement possédant de réels facteurs de
virulence et pouvant se maintenir chez leur hôte (mécanisme d’échappement aux défenses
immunitaires, adaptation au parasitisme) :
Moisissures cosmopolites comme Aspergillus fumigatus, etc ;
Levures comme Cryptococcus neoformans ;
Champignons dimorphiques pour la plupart d’origine exotique, comme Histoplasma ;
Agents de chromomycoses et de mycétomes.
- 12 -
Partie 1
Dans tous les cas, les mycoses qu’ils engendrent issues d’une contamination externe,
ne sont habituellement pas contagieuses d’homme à l’homme, et l’intensité des symptômes
dépend étroitement du terrain sous – jacent et de la souche concernée.
d. Champignons apparemment dénués de pathogénicité au « comportement
opportuniste »
Ce sont des micromycètes filamenteux (moisissures) ou levuriformes qui vivent en
saprophytes dans l’environnement. Ils sont parfois colonisateurs temporaires du revêtement de
la peau, des orifices et des muqueuses, sans pour cela entraîner des lésions chez l’individu
sain, dans les conditions normales. Appelés jadis « contaminants » par les biologistes, ils
comprennent la plupart des nouvelles espèces opportunistes qui émergent aujourd’hui en
médecine (Chabasse et al., 1999).
On incrimine aujourd’hui près de 400 espèces fongiques impliquées dans un processus
pathologique chez l’homme ; elles ne dépassaient pas la vingtaine dans les années cinquante.
Cette augmentation est liée aux nouveaux états de réceptivité de l’hôte.
La notion d’opportuniste est née de ces situations où l’hôte plus vulnérable devient plus
sensible à des espèces saprophytes au pouvoir pathogène limité.
Le champignon opportuniste est donc celui qui profite d’une opportunité pour exprimer sa
virulence et son caractère agressif dans l’organisme hôte. Son maintien, par contre, est le plus
souvent lié à une défaillance dans les systèmes de défense de l’hôte. Une espèce opportuniste
aujourd’hui possède les qualités intrinsèques pour se maintenir et se développer chez
l’homme (thermotolérance, osmophilie, xérophilie, micro-aérophilie, etc.), la capacité
d’adhérer aux tissus de l’hôte, de se protéger ou de déjouer le système immunitaire de ce
dernier.
En définitive, l’état de faiblesse de l’hôte sélectionne les espèces les plus aptes au parasitisme,
accélérant le processus d’adaptation parasitaire des moisissures de l’environnement ou
facilitant le passage du commensalisme au parasitisme pour les espèces déjà présentes chez
l’individu sain (Chabasse et al., 1999).
- 13 -
Partie 1
5. Classification des mycoses
Parmi les centaines de milliers d’espèces fongiques trouvées dans l’environnement,
environ cinquante seulement provoquent une maladie chez l’homme. Ces maladies fongiques
ou mycoses sont divisées en cinq groupes d’après le tissu infecté et le mode de pénétration
dans l’hôte: mycoses superficielles, cutanées, sous-cutanées, systémiques et opportunistes
(Tableau 1) (Lansing et al., 2007).
5.1. Les mycoses superficielles
Les mycètes responsables sont présents uniquement à la surface externe des cheveux
et de la peau, d’où le nom de mycoses superficielles. Le plus souvent se sont des infections de
gravité modérées, qui entraînent peu ou pas de réponse inflammatoire et dont le diagnostic ne
pose généralement pas de difficulté, le problème est plutôt d’ordre esthétique, la thérapeutique
étant considérée comme efficace (Moselio et al., 1999). Dans cette catégorie, on distingue
quatre entités, deux qui concernent les cheveux et le cuir chevelu, ces infections sont
collectivement appelées piedras (pierre en espagnol), elles comportent :
Les piedras blanches, causées par la levure Trichosporum beigelii, se manifestent
par des nodosités blanchâtres sur les cheveux et les poils ;
Les piedras noires, provoquées par Piedraia hortae, se traduisent par des nodules
noirs durs étagés le long des cheveux et des poils (Gaucher et al., 2003).
Et deux qui concernent la peau glabre : Pityriasis versicolor et Tinea grisea.
Le Pityriasis versicolor est causée par la levure Malassezia furfur et forme des taches
dyschromiques légèrement squameuses de couleurs variant du jaune au brun sur le tronc, le
cou, la face et les bras (Lansing et al., 2007). Ces taches apparaissent après une exposition au
rayonnement solaire. Se révélant classiquement au printemps ou en été, elles sont très souvent
rapportées à tort à une « contamination à la plage ».
5.2. Les mycoses cutanées
Les
mycoses
cutanées,
également
appelées
dermatomycoses
ou
teignes
inflammatoires, sont cosmopolites et représentent les maladies fongiques humaines les plus
courantes (Lansing et al., 2007). Elles correspondent à des sites où les champignons pénètrent
plus profondément dans l’épiderme comme le pied d’athlète. Les champignons responsables
- 14 -
Partie 1
sont des dermatophytes. Selon l’agent étiologique et le statut immunologique du malade, la
pathologie est aigue ou chronique. Trois genres de mycètes cutanés ou dermatophytes sont
impliqués dans ces mycoses : Microsporum, Trichophyton et Epidermophyton. La
dénomination des lésions est « Tinea » suivi du site atteint : tinea captis pour la tête, tinea
pedis pour le pied, tinea corporis pour tout le corps, etc (Moselio et al., 1999).
5.3. Les mycoses sous - cutanées
Atteignent la peau, les tissus sous- cutanés et parfois les os (Brunner et al., 1994).
Elles sont dues à des champignons communément isolés de l’environnement et qui ne sont
pas pathogènes que dans certaines circonstances (Moselio et al., 1999). Ils sont incapables par
eux-mêmes de traverser la peau et doivent être introduits dans le tissu sous – cutané par des
plaies contaminées avec la terre contenant des mycètes. La maladie se développe lentement,
souvent plusieurs années après la pénétration dans le tissu sous – cutané. Durant ce temps, les
mycètes produisent un nodule qui finit par s’ulcérer. Les organismes se répondent alors le
long des canaux lymphatiques et produisent de nodules sous – cutanés qui sont drainés vers la
surface de la peau (Lansing et al., 2007).
5.4. Les mycoses systémiques
Causées par des champignons saprophytes du sol, qui sont inhalés et provoquent
des affections pulmonaires latentes ou aiguës, qui peuvent disséminer dans presque tous les
tissus chez l’individu immunodéficient, ainsi que des lésions granulomateuses comme
l’histoplasmose, et la coccidiomycose ; Histoplasma, Blastomyces, coccidioides et
paracoccidioides spp., peuvent tous causer une maladie primaire chez les individus par
ailleurs immunocompétents (Male et al., 2007).
5.5. Les mycoses opportunistes
Un organisme opportuniste est généralement inoffensif dans son environnement
normal mais devient pathogène chez un hôte compromis. Un hôte compromis est affaibli et
moins résistant à l’infection (Lansing et al., 2007). Parmi les nombreuses causes de cet état,
on peut citer : le diabète, cirrhose, grande prématurité, dermatoses étendues, brûlures,
traitement au long cours par corticoïdes, antibiotiques ou radiothérapie, nouveau – nés et une
- 15 -
Partie 1
immunosuppression due à des médicaments, des virus (HIV), le cancer, transplantation
d’organes ou de moelle (Lansing et al., 2007 ; Bessis et al., 2007 ). Les mycoses
opportunistes les plus importantes comprennent des aspergilloses, des candidoses systémiques
et la pneumonie à Pneumocystis carinii.
Tableau n° 1 : Quelques mycètes d’importance médicale (Lansing et al., 2007).
Groupe
Agent pathogène
Localisation
Maladie
Mycoses
superficielles
Piedraia hortae
Trichosporon beigelii
Malassezia furfur
T. mentagrophytes,
T. verrucosum, T. rubrum
Trichophyton,
Microsporum canis,
Trichophyton rubrum,
T. mentagrophytes,
Microsporum canis,
Epidermophyton
floccosum, T.
mentagrophytes, T. rubrum
T. mentagrophytes, T.
rubrum, E. floccosum,
T. mentagrophytes, T.
rubrum, E. floccosum
Cuir chevelu
Barbe, moustache
Tronc, cou, face et bras
Poils de barbe
Pièdre noire
Pièdre blanche
Pityriasis versicolor
Teigne de la barbe
Cheveux
Teigne tondante
Mycoses cutanées
Mycoses souscutanées
Mycoses systémiques
Mycoses
opportunistes
circiné
Parties lisses et nues de Herpès
(teigne corporelle)
la peau
Aine, fesses
Pied
Ongles
Phialophora
verrucosa, Jambes, pieds
Fonsecaea pedrosoi
Pieds, autres parties du
Madurella mycetomatis
corps
Blessures de piqûres
Sporothrix schenckii
Poumons, peau
Blastomyces dermatitidis
Poumon, autres parties
Coccidioides immitis
du corps
Poumons, peau, os,
Cryptococcus neoformans
viscères,
système
nerveux central
Dans les phagocytes
Histoplasma capsulatum
Aspergillus fumigatus, A. Système respiratoire
flavus
Peau et muqueuses
Candida albicans
Poumon,
parfois
Pneumocystis carinii
cerveau
- 16 -
Eczéma marginé de
Hébra (teigne de la
jambe)
Pied
d’athlète
(teigne du pied)
Onychomycoses
(teigne de l’ongle)
Chromomycose
Maduromycose
Sporotrichose
Blastomycose
Coccidioidomycose
Cryptococcose
Histoplasmose
Aspergillose
Candidose
Pneumonie
pneumocystis
à
Partie 1
6.
Les principaux champignons impliqués en pathologie humaine
Il existe environ 100 000 espèces de champignons regroupé en plus de 3000 genres
distincts. Parmi eux, une centaine est pathogène, responsable de mycoses systémiques
profondes, sous-cutanées, ou superficielles (Maslin et al., 2004). Les micromycètes
incriminés sont classés en trois groupes : dermatophytes, levures et moisissures (Zagnoli et al.,
2003).
6.1. Les dermatophytes
Les dermatophytes constituent un groupe de champignons adaptés à la kératine
humaine et animale. Chez l'homme, la peau et les phanères (ongles, cheveux, poils) sont les
sites privilégiés de ces champignons qualifiés de kératinophiles et kératinolytiques.
Sur le plan taxinomique, il s'agit de champignons microscopiques appartenant à la classe des
Ascomycètes. Ce sont donc des champignons filamenteux à thalle septé se multipliant sur le
mode sexué, et produisant des ascospores (Chabasse et al., 2004). Ils comprennent trois
genres anamorphes, Trichophyton, Epidermophyton et Microsporum. Les infections qui en
résultent peuvent être séparées en celles qui se transmettent d'homme à homme
(anthropophiles), d'animal à homme (zoophiles) ou du sol à l'homme (géophiles).
6.1.1. Caractères culturaux
Le milieu de référence pour les dermatophytes est le milieu de Sabouraud additionné
d'antibiotiques et de cycloheximide (Actidione). Ce dernier inhibe la croissance de la plupart
des moisissures et aide ainsi à l'isolement des dermatophytes. La culture se fait à une
température de 26-28°C, pendant au moins 6 à 8 semaines. Après cette période d’incubation,
on observe des colonies de formes différentes (arrondies, étoilées), de petites tailles, ou
extensives, d’aspect variables selon les souches (duveteux, plâtré, laineux, …). La couleur est
caractéristique pour chaque espèce (rouge, noire, verte, grise, blanche …) (Baran et al., 1998).
6.1.2. Morphologie microscopique
Les filaments mycéliens, plus ou moins septés, d’aspect variable (en raquette :
Microsporum, moniliforme : Epidermophyton. floccosum, en croix de Lorraine : Trichophyton.
mentagrophytes, etc.). Les organes de fructification sont présents sous forme de :
- 17 -
Partie 1
Microconidies à base tronquée, rondes (T. mentagrophytes), piriformes (T. rubrum) ou
en suppositoires disposées en acladium.
Macroconidies plus grandes, en forme de fuseaux, divisées en logettes par des cloisons
transversales, de forme et de taille variables selon les espèces.
Des formations environnementales à type de vrille (T. mentagrophytes, M. persicolor),
d’organes pectinés ou nodulaires, de ramification en bois de cerfs, de chandeliers ou de clous
faviques (Zagnoli et al., 2003).
6.1.3 Pouvoir pathogène
Les dermatophytes sont un groupe unique de mycoses capables d’infecter une
structure cutanée kératinisée, incluant la couche cornée, les poils et les ongles (Zagnoli et al.,
2003). Ils sont responsables des infections suivantes :
o Dermatophyties des épithéliums kératinisés (épiderme) : dermatophytie de la
peau glabre, intertrigos dermatophytique des grands plis (inguinal, par exemple)
et des petits plis (interorteil ou interdigital).
o Dermatophyties unguéales. Le terme d’onychomycose désigne une atteinte
unguéale causée indifféremment par un dermatophyte, une levure, ou une
moisissure.
o Dermatophyties du cuir chevelu, de la barbe et des poils : folliculite, teigne,
sycosis (barbe).
Habituellement, les dermatophytes n'envahissent pas les tissus profonds, sauf dans les
cas exceptionnels de maladie dermatophytique ou de mycétomes. Par ailleurs, comme d'autres
champignons, les dermatophytes peuvent être à l'origine de réactions allergiques dont
certaines à expression cutanées sont appelées dermatophytides ou trichophytides (Chabasse et
al., 2004).
Les genres les plus importants de point du vue médical sont : les Aspergillus, les
Penicillium et les Fusarium.
6.2.1. Le genre Aspergillus
C’est un genre appartenant à la classe des Ascomycètes. Le thalle, hyalin ou coloré,
présente un mycélium cloisonné portant de nombreux conidiophores dressés, terminés en
vésicule (Raper et Fennell, 1965) (Fig. 2).
- 18 -
Partie 1
Ce genre comprend environ 185 espèces réparties en 18 groupes morphologiquement,
génétiquement et physiologiquement proches (Raper et Fennell, 1965 ; Botton et al., 1990 ;
Roquebert, 1998). Une vingtaine d’espèces est impliquée dans des pathologies animales et
humaines.
Les Aspergillus ont une large répartition géographique, mais sont plus souvent associés aux
régions à climat chaud (Castegnaro et Pfohl-Leszkowicz, 2002); ils se développent sur la
matière organique en décomposition, dans le sol, le compost, les denrées alimentaires, les
céréales. De nombreuses espèces d’Aspergillus sont présentes dans l’environnement humain,
notamment dans la poussière et l’air (Morin, 1994).
Certaines espèces peuvent être directement pathogènes pour l’homme et les animaux en étant
capable d’envahir les tissus vivants et provoquer des aspergilloses (Aspergillus fumigatus
responsable de mycoses pulmonaires ; Aspergillus niger responsable d’aspergillose du
conduit auditif) (Morin, 1994).
De nombreuses espèces d’Aspergillus sont aussi connues pour leur capacité à produire des
mycotoxines responsables de pathologies animales et humaines.
Figure 2 : Caractères morphologiques des Aspergillus.
- 19 -
Partie 1
Les Aspergillus présentent une croissance rapide sur les milieux de culture classiques
(gélose au malt, Sabouraud) additionnés d’antibiotiques. Ils sont généralement inhibés par le
cycloheximide. Après 24 à 48 heures d’incubation, on observe des colonies plates, formées de
courts filaments aériens, blancs ; après 96 heures d’incubation, les colonies vont prendre leur
teinte caractéristique, brune, verte, jaune ou noire selon les espèces. La majorité des
Aspergillus poussent à 22-25°C ; les espèces thermophiles (Aspergillus fumigatus) se
développent à 37-40°C est parfois jusqu’à 57°C (Badillet et al., 1987 ; Morin,1994). Les
Aspergillus forment des colonies souvent poudreuses ou granuleuses. La couleur de la culture
permet une orientation rapide du diagnostic d’espèce.
6.2.1.2.
Morphologie microscopique
Les Aspergillus sont caractérisés par un appareil végétatif (thalle) à mycélium
cloisonné portant de nombreux conidiophores dressés, non ramifiés, terminés en vésicule de
forme variable sur la quelle sont disposées les cellules conidiogènes ou phialides. Les
phialides formées directement sur la vésicule (têtes conidiennes unisériées) ou portées sur des
métules ou stérigmates (têtes conidiennes bisériées). Les conidies sèches, disposées en
chaînes divergentes ou associées en colonnes compactes, sont toujours unicellulaires,
globuleuses, sub-globuleuses ou elliptiques, lisses ou ornementées, hyalines ou pigmentées en
jaune, vert, brun ou noir (Botton et al., 1990).
6.2.1.3.
Pouvoir pathogène
Les Aspergillus sont des champignons filamenteux cosmopolites, ubiquitaires et
pathogènes opportunistes puisqu’ils profitent d’une défaillance naturelle ou iatrogène des
systèmes de défense de l’hôte pour devenir pathogènes (ANOFEL, 2007). Leur
développement nécessite des conditions locales favorables (cavernes tuberculeuses, cancer
broncho-pulmonaire,
broncho-pneumopathies
chroniques
obstructives,
emphysèmes,
mucoviscidose…) ou générales (corticothérapies prolongées, hémopathies malignes,
chimiothérapies aplaisantes, SIDA…). (Badillet et al., 1987 ; Morin, 1994).
Les Aspergillus sont ainsi à l'origine de diverses mycoses : des otomycoses, des
kératites, des onyxis, des atteintes cutanées, ou encore des mycoses profondes résultant d'une
- 20 -
Partie 1
inoculation traumatique des spores. Toutefois, les Aspergillus sont principalement des
pathogènes respiratoires, l'infestation s'effectuant par inhalation des conidies véhiculées par le
vent. On les rencontre à l'origine de sinusites ou de surinfections bronchiques au cours des
broncho-pneumopathies chroniques obstructives et de la mucoviscidose. Mais la pathologie
aspergillaire chez le sujet non immunodéprimé est dominée par l'aspergillome, qui est lié au
développement du champignon dans une bronche ou dans le parenchyme pulmonaire, sous
forme d'une boule fongique appelée truffe aspergillaire (Chabasse et al., 2002).
Aspergillus fumigatus est l'espèce la plus pathogène, responsable d'environ 80 à 90 %
des aspergilloses humaines, D'autres espèces sont aussi impliquées. Par ordre décroissant de
fréquence, citons Aspergillus flavus, Aspergillus niger, Aspergillus terreus, et Aspergillus
nidulans (Chabasse et al., 2002).
6.2.2.
Le genre Penicillium
Ce genre réunit des champignons filamenteux, appartenant au phylum des
Ascomycètes. Ils sont caractérisés par un filament dressé, le stipe, qui porte des cellules
conidiogènes (phialides) groupées en pinceaux (d’où le nom de Penicillium), formant des
conidies en chaînes. Entre les phialides et les stipes peuvent s’intercaler des éléments
intermédiaires qui rendent l’organisation du pinceau plus complexe. En générale, on distingue
ainsi Penicillium monoverticillés, les plus simples, les bivercitillés où les cellules sporogènes
sont portées par une rangée (verticille) de cellules intermédiaires (métules) et les triverticillés
avec un troisième niveau de ramification (Fig. 3).
Les Penicillium sont des champignons pour la plupart très communs dans
l’environnement, polyphages, pouvant être responsables de nombreuses dégradations (Botton
et al ., 1990). Ils ont pour habitat naturel le sol, les denrées alimentaires, les matières
organiques en décomposition, le compost, les céréales.
- 21 -
Partie 1
Figure 3 : Caractères morphologiques des Penicillium (a) Pinceau
monoverticillé (b) biverticillé (c) biverticillé fourchu (furcatum) (d) triverticillé
6.2.2.1.
Caractères culturaux
Les Penicillium se développent facilement sur les milieux utilisés en mycologie, mais
sont inhibés par le cycloheximide. Ils se développent à des températures modérées de l’ordre
de 20-27°C. Leur croissance est rapide, la colonie est habituellement duveteuse, poudreuse, de
couleur variable, le plus souvent verte, mais parfois grise, jaune ou rose. Le revers est incolore
ou foncé (Chabasse et al., 2002).
6.2.2.2.
D’un point de vue morphologique les Penicillium se distinguent par leur organisation
en pinceau. Conidiophores isolés, groupés en faisceaux lâches ou agrégés en corémies hyalins,
lisses ou granuleux, simples ou ramifiés, terminés par un pénicille.
Les phialides sont
disposées en verticilles à l’extrémité des conidiophores. Ils peuvent être insérées directement
(Penicillium monoverticillé) ou par l’intermédiaire d’une rangée de métules (Penicillium
biverticillé) ; de deux rangées successives de métules (Penicillium triverticillé) ; parfois de
- 22 -
Partie 1
trois rangées de métules (Penicillium quadriverticillé). Les conidies sont des spores
unicellulaires, globuleuses, elliptiques, cylindriques ou fusiformes, lisses ou rugueuses,
hyalines, grisâtres ou verdâtres (Botton et al., 1990).
6.2.2.3.
Pouvoir pathogène
Les Penicillium sont très rarement incriminés en pathologie humaine (Chabasse et al.,
2002). Les infections sont habituellement provoquées par l'inhalation des spores. Les premiers
signes sont souvent pulmonaires.
Des espèces de Penicillium sont responsables de
kératomycose (inflammation de la cornée), d'otomycose (infection de l'oreille externe),
d'onychomycose (infection des ongles) et parfois d’infections profondes (Hennequin et
Lavarde, 1998).
Une seule espèce, Penicillium marneffei, rencontrée exclusivement en Asie du Sud-Est (Chine,
Thaïlande, Laos, Birmanie) a pu être isolée chez des personnes immunodéprimées,
notamment les patients infectés par le HIV; cette espèce est alors responsable d’infections
systémiques touchant la peau et les organes profonds (foie, rate, ganglions, os,…) (Rosenthal
et al., 2000).
6.2.3.
Le genre Fusarium
Les Fusarium sont des hyalohyphomycètes, champignons à mycélium hyalin septé.
Certaines espèces (Fusarium solani, Fusarium verticilloides entre autre) possèdent des
téléomorphes appartenant à des genres différents, Nectria et Giberella, respectivement
(Hennequin et Lavarde, 2006). Le genre comprend près de 40 espèces souvent largement
répandues (Nelson et al., 1983) ; la plupart vivent dans le sol ; ils parasitent de nombreuses
variétés de plantes, en particulier des céréales. Ces infections peuvent poser des problèmes
économiques considérables en cas de contamination importante des récoltes. Certaines
espèces sont productrices de toxines potentiellement pathogènes pour l’homme et les animaux
(Hennequin et Lavarde, 2006).
- 23 -
Partie 1
6.2.3.1.
Le milieu Sabouraud sans actidione est utilisé pour l’isolement, mais ces champignons
se développent mieux sur gélose au malt ou sur milieu PDA (potato-dextrose-agar). Leur
température optimale de croissance est comprise entre 22 et 37°C.
Les colonies duveteuses ou cotonneuses de couleurs vives variables (blanche, crème,
jaune, rose, rouge, violette ou lilas) selon les espèces, avec parfois un pigment diffusible
(Chermette et Bussieras, 1993).
6.2.3.2.
Du thalle végétatif naissent des conidiophores, simples ou ramifiés, portant les cellules
conidiogènes ou phialides qui peuvent être soit monophialides avec un seul pore de
bourgeonnment terminal, soit polyphialides, avec plusieurs pores subterminaux.
Les phialides produisent deux types de conidies :
o Microconidies : de forme variable, ellipsoïdales, ovoïdes, ou subglobuleuses, en
général unicellulaires rarement septées.
o Macroconidies : se sont de long fuseaux, pluricellulaires ayant en moyenne un à cinq
septa avec une cellule du pied basale. Les formes et dimensions varient d’une espèce à
l’autre.
Les chlamydospores, sont parfois présentes, en position terminale ou intercalaire
(Roquebert, 1998) (Fig. 4).
- 24 -
Partie 1
Figure 4 : Caractères morphologiques des Fusarium.
6.2.3.3.
Pouvoir pathogène
Le pouvoir pathogène chez l’homme et les animaux est varié. Ils
peuvent être
responsables de manifestations allergiques, toxiques et infectieuses locales ou généralisées.
Certaines espèces sont à l’origine des kératites et endophtalmies. D’autres espèces (Fusarium
solani, Fusarium moniliforme) sont impliquées dans des infections systémiques (Guarro et
Gene, 1992).
Fusarium solani est l’espèce la plus commune, impliquée dans les fusarioses rencontrées aux
patients diabétiques. Il peut également être responsable des ulcères cornéens (del Palacio et al.,
1985 ; Gari-Toussaint et al., 1997). D’autres espèces sont à l’origine d’onyxis des mains et
des pieds. Le Fusarium verticillioides peut être un agent de fusarioses disséminées chez les
patients infectés par le HIV (Duran et al., 1989).
6.3.
Les levures
Parmi les levures ou « Blastomycètes », les Candida et les Cryptococcus sont les plus
impliqués dans les mycoses humaines, sont responsables respectivement des candidoses et des
cryptococcoses.
- 25 -
Partie 1
6.3.1. Les Candida
Les Candida sont des levures, microorganismes endogène ou exogène, dont le pouvoir
pathogène ne s’exprime qu’en présence de facteurs favorisants locaux ou généraux (ANOFEL,
2007). Le genre Candida est difficile à définir. Il regroupe des levures non pigmentées, non
capsulées, à bourgeonnement multilatéral, productrices ou non de mycélium et
pseudomycélium (ANOFEL, 1997). Il compte actuellement 166 espèces, mais seules certaines
peuvent être pathogènes pour l’homme. La plus fréquente est Candida albicans, commensale
des muqueuses digestives et génitales, et ne se trouve que rarement sur peau saine. D’autres
espèces se rencontrent, en commensal ; aussi bien sur les muqueuses que sur la peau saine
(Candida glabrata, C. krusei, C. tropicalis, C.parapsilosis, …) (ANOFEL, 1997).
Les levures du genre Candida croissent sur de nombreux milieux. L’inhibition de la
pousse des bactéries est nécessaire pour individualiser les levures. Les cultures sont donc
réalisées sur milieu Sabouraud additionné de chloramphénicol (ANOFEL, 2007). Les colonies
apparaissent en 24 à 48 h, elles sont de couleur blanche, crémeuses, lisses et peuvent se plisser
en vieillissant. Certains milieux sélectifs chromogènes peuvent être utilisés pour l’isolement.
6.3.1.2.
Les levures apparaissent sous forme arrondie ou ovalaire, de 6 à 8 µm, éventuellement
bourgeonnantes. La présence de filaments oriente vers les espèces capables d’en produire
(Candida albicans) et élimine ainsi Candida glabrata, incapable de filamenter (ANOFEL,
2007).
6.3.1.3.
Pouvoir pathogène
Les candidoses provoquent des infections superficielles de la peau, des phanères et des
muqueuses, mais aussi des atteintes profondes. Le principal pathogène est Candida albicans,
bien que d'autres espèces comme Candida tropicalis, Candida parapsilosis, Candida krusei
et Candida glabrata puissent aussi infecter l’homme.
Les infections les plus fréquentes sont les candidoses superficielles (intertrigos,
onyxis des mains avec périonyxix) et les infections des muqueuses superficielles (glossites,
vaginite, balanine ou uréthrite). Ainsi les Candida albicans sont des champignons pathogènes
- 26 -
Partie 1
opportunistes responsables des infections fongiques disséminées chez les individus
immunodéprimés, les diabétiques, les nouveaux-nés et les patients ayant subi une chirurgie.
Cette levure peut être responsable de mycoses superficielles chez des individus par ailleurs en
bonne santé. En effet, 75 % des femmes ont déjà eu une infection vaginale à C. albicans et 5
% d'entre elles souffrent d'infections chroniques (Fidel et Sobel, 1996).
6.3.2 Les Cryptococcus
Cryptococcus neoformans est l’espèce la plus fréquente en pathologie humaine, c’est
une levure basidiomycète saprophyte du milieu extérieur qui a chez l’homme un
comportement opportuniste (ANOFEL, 2007). Pourvue d’une capsule polysaccharidique qui
fait sa particularité et qui est un facteur majeur de virulence (Dromer et al., 2003). Cette
levure ubiquitaire existe sous 3 variétés, neoformans, grubii, et gattii de répartitions
géographiques différentes. Les variétés grubii et neoformans stricto sensu sont cosmopolites.
On les retrouve dans les fientes d’oiseaux (pigeons), les fruits, le lait. La variété gattii est
retrouvée dans les régions subtropicales (Maslin et al., 2002).
6.3.2.1.
Le délai d’obtention des colonies est de 2 à 5 jours. Il peut atteindre 3 semaines en
fonction du milieu utilisé et/ou de la souche. Sur le milieu de Sabouraud sans actidione les
colonies de Cryptococcus neoformans ont un aspect brillant, muqueux et polymorphe
caractéristique. Elles sont de couleur d’abord blanche puis crème puis ocre (Maslin et al.,
2002).
6.3.2.2.
Le Cryptococcus neoformans se présente sous forme de levures ovales ou plus souvent
arrondies de 3 à 8 µm de diamètre, entourées d’une épaisse capsule mucopolysaccharidique
caractéristique.
Dans
les
conditions
habituelles
pseudomycélium (ANOFEL, 1997).
- 27 -
on
n’observe
ni
mycélium,
ni
Partie 1
6.3.2.3.
Pouvoir pathogène
Cryptococcus neoformans est l’agent responsable de la cryptococcose, mycose
cosmopolite survenant le plus souvent chez des sujets immunodéprimés. La localisation la
plus habituelle et méningo- encéphalique évoluant sur un mode subaigu ou chronique
(ANOFEL, 1997). L’atteinte pulmonaire est très fréquente, avec un tableau clinique très
variable, allant d’une infection totalement asymptomatique à une pneumopathie grave (Aberg
et al., 1999). La présence de lésions cutanées au cours d’une cryptococcose est le signe d’une
dissémination hématogène (Dromer et al., 2003).
Les atteintes oculaires (choriorétinite,
endophtalmie), sinusiennes, médullaires, ganglionnaires ou spléniques, digestives, urogénitales et, plus rarement, osseuses ou cardiaques peuvent s’associer dans la forme
disséminée (Maslin et al., 2002).
7. La mycologie marine
Les champignons sont connus pour être présents dans l’environnement marin, où ils
jouent un rôle important dans la dégradation des composés organiques (Eriksson, 1997). Le
champ de la mycologie marine a commencé par trois faits majeurs :
La description par Desmazières en 1849 de la première espèce de champignon isolé
du milieu marin, Phaeosphira typharum,
la découverte des botanistes français Durieu de Maisonneuve et Montagne en 1869 du
premier champignon strictement marin, Halottia posidoniae (à l’origine Sphaeria
oceanica),
et l’isolement de levures à partir de la mer par Fischer puis Brebeck en 1894 (Brisou,
1975).
Cependant, cette discipline n’a pris son véritable essor qu’en 1944, suite à la publication par
Barghoorn et Linder d’un document de référence intitulé : « Marine fungi, their taxonomy and
biology » qui traite de plusieurs espèces fongiques présentes sur le bois en milieu marin
(Kohlmeyer, 1983 ; Gareth-Jones, 1998 ; Vishwakiran et al., 2001). Depuis, ont été identifiées
des centaines d'espèces de micromycètes d'origine marine stricte ou facultative.
- 28 -
Partie 1
8. Champignons marins microscopiques
8.1. Définition
Les champignons marins microscopiques appelés aussi microfonges marines sont des
champignons unicellulaires ou filamenteux microscopiques dont les plus grands d’entre eux
ne mesurent que quelques millimètres. Leur présence en milieu marin est connue depuis
longtemps, le premier spécimen décrit fût découvert en 1869 par C. Durieu de Maisonneuve
et JFC. Montagne (in Kohlmeyer et Kohlmeyer, 1979).
Selon leurs besoins environnementaux et physiologiques, plusieurs définitions ont été offertes
pour les champignons marins.
En 1959, Gold se basait sur des critères physiologiques en considérant que la salinité
nécessaire pour obtenir un optimum de croissance et la reproduction du champignon
représentait un critère suffisant pour une bonne définition. Cependant, Kohlmeyer et
Kohlmeyer (1979) ont écologiquement classifiés les champignons marins en deux principaux
groupes, les champignons marins obligatoires (type 1) et facultatifs (type 2). Ils les ont
définis comme suit : « les champignons marins obligatoires sont ceux qui se développent et
sporulent exclusivement dans un habitat marin ou estuarien (eau saumâtre). Les marins
facultatifs sont des mycètes d'eau douce ou des zones terrestres capables de se développer
également dans un environnement marin naturel.
Il a été démontré que les champignons marins ne peuvent être définis seulement par leur
physiologie puisque d'autres types de mycètes peuvent partager les mêmes caractéristiques et
habitat ; donc l'environnement doit être pris en considération pour la définition (Kohlmeyer et
Kohlmeyer, 2000).
Selon Mattalah-Boutiba (2009), nous considérons comme « marin » tout champignon
isolé d’un prélèvement provenant du milieu marin et capable de se développer et de sporuler,
au laboratoire, dans des conditions proches de celles rencontrées dans l’environnement marin.
8.2.
Caractères phénotypiques
Les champignons marins comme tous les micromycètes sont les microbes les plus
importants dans
la chaîne trophique. Ils sont définis comme des microorganismes non
photosynthétiques, avec des noyaux, habituellement composés de hyphes filiformes, mais
parfois bourgeonnant comme des levures (Lodge, 1996a).
- 29 -
Partie 1
Ils sont hétérotrophes pour la matière organique. Leur mode de reproduction est sexué
et / ou asexué. La colonie fongique née à partir d'une spore, qui émet un bourgeon germinatif,
se développe en hyphe (structure cellulaire tubulaire siphonnée ou cloisonnée). Cet hyphe se
multiplie en un important réseau enchevêtré d'autres hyphes : le mycélium, d'apparence très
variable et qui envahit le substrat par zones concentriques.
De nombreuses spores de champignons marins ont des appendices spéciaux pour
l'attachement aux substrats (Kohlmeyer et Volkmann- Kohlmeyer, 1991).
8.3.
Habitat et classification
Par le fait qu’aucun champignon n’est pas capable de la photosynthèse, les
microfonges marines sont soit parasites soit saprophytes (ce sont des organismes absorbant
des matières organiques en décomposition), ou vivent en symbiose avec un autre organisme.
Ceux-ci multiplient leurs habitats : Présents dans toutes les mers et océans, les micromycètes
marins sont répartis sur le littoral, les plages sablonneuses, les mangroves et les eaux
profondes, même dans les profondeurs abyssales à plus de –5000 m (Kohlmeyer, 1977 ;
Brisou, 1975 ; Pang et al., 2004). La microfonge marine des grandes profondeurs reste de ce
fait très peu connue (Liberra et Lindequist, 1995 ; Vishwakiran et al., 2001).
Transportées par des supports inertes ou vivants sur lesquels elles s’adsorbent, les spores
fongiques sont véhiculées par les courants marins (Brisou, 1975) et atteignent les 5 zones
mycogéographiques marines à travers le globe terrestre : arctique, tempérée, subtropicale,
tropicale et antarctique (Kohlmeyer, 1983).
Ces champignons sont également trouvés sur divers substrats marins (par exemple : débris
boisés, herbes marines, faune marine, et dépôts profonds marins) (Jones, 1976 ; Kohlmeyer et
Kohlmeyer, 1979 ; Raghukumar et al., 2004 ; Raghukumar, 2008 ; Das et al., 2009),
sédiments ou complètement associés avec des organismes marins : algues, éponges,
mollusques, échinodermes, crustacés, ascidies, poissons.
Bien que les spores fongiques s'accumulent dans l’écume de la mer, les mycètes ne se
développent pas réellement là. Les communautés fongiques se reproduisent également dans
les eaux saumâtres, les marais salants, les marécages de mangroves, les lits de salpêtre, le
sable, les dunes, et dans les plaines côtières.
Le règne fongique est un groupe polyphylétique qui peut se diviser en deux grands
groupes : les Mastigomycètes (plus proche des végétaux), et les Eumycètes (plus proche des
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Partie 1
animaux). Le tableau n° 2 présente la position systématique des principaux genres de
champignons marins selon Moss (1986), Cuomo et al. (1988).
D’après Khudyakova et al. (2000), 98 % des espèces fongiques trouvées dans le
milieu marin sont marines facultatives, représentées surtout par les genres Penicillium,
Aspergillus, Trichoderma, Wardomyces, Chrysosporium et Chaetonium. Le nombre d'espèces
de champignons filamenteux marins est estimé par Kohlmeyer et Kohlmeyer (1979) à 500.
Ceux-ci comportent environ 100 Mastigomycotina et Zygomycotina,
150 Ascomycètes
filamenteux, 4 Basidiomycètes filamenteux, 180 levures, 60 Deutéromycètes et 10 lichens.
Hyde et al. (2000), ont réduit le nombre à 444 espèces marines décrites; cependant, Kirk et al.
(2001) ont rapporté que les mycètes ont une large occurrence dans la mer, avec 800 à 1000
espèces connues pour être marines. Les nombres élevés dans Kirk et al. peuvent inclure
également des espèces non décrites (Ignoti).
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Partie 1
Tableau n° 2: Classification des microfonges marines (Moss, 1986 ; Cuomo et al., 1988).
Division
MASTIGOMYCYTES
Phylums
Chytridiomycètes
Principaux genres
Camarasporium, Cyptospora, Stagonospora
(ou Coelomycète)
EUMYCETES
Zygomycètes
Gongronella, Mortierella
Ascomycètes
Amylocarpus, Arenariomyces,
Cerioporopsis,Chaetomium,Chaetosphaeria,
Corollospora, Emericella,
Flagellospora,Gliocladium, Gymnascella,
Haligena, Halorosellinia,Halosphaeria,Hortaea,
Leptosphaeria, Lignincola, Lophiostoma,
Lulworthia,Marinospora, Monascus,
Mycosphaerella, Nereiospora,
Paecilomyces,Penicillium, Peritrichospora,
Paraphaeosphaera, phycomelaina,Remispora,
Sigmoidae, Sordaria, Sphaerulina,
Stilbella,Torpedospora, Varicosporina,
Verruculina, Wardomyces, Zopfiella
Basidiomycètes
Halocyphina, Hyalodendron, Rhodosporidium,
Rhodotorula
Deutéromycètes
Acremonium (= Cephalosporium), Alternaria,
Aspergillus,Asteromyces, Cirrenalia (=Helicoma),
Cladosporium, Coniothyrium,Dendryphiella
(Cercospora), Dictyosporium, Fusarium,
Helminthosporium, Humicola, Hypoxylon,
Labyrinthula,Microsphaerospis, Monodictys,
Oospora (= oidium), Periconia,Phoma, Phomopsis,
Pithomyces, Pyrenochaeta,
Scytalidium,Stachybotrys, Trichocladium,
Trichoderma, Ulocladium, Zaleriuon.
- 32 -
Partie 1
8.4.
Relation biologique
Les micromycètes marins sont des organismes hétérotrophes tout comme leurs
homologues terrestres, ils vivent aux dépens de substrats organiques, dont ils tirent l’énergie
grâce à un arsenal enzymatique (Liberra et Lindequist, 1995). On leur
connaît des
interactions avec les algues marines, les plantes vasculaires, les invertébrés, les poissons et les
mammifères (Stanley, 1992). Les relations biologiques des champignons marins avec le
monde vivant sont de plusieurs types :
1)- Saprotrophes : Ils sont activement responsables de la dégradation des substrats ligneux
marins riches en lignocelluloses (cellulose, hémicellulose et lignine) (Kohlmeyer et
Kohlmeyer, 1995), entraînant la pourriture lente de la matière ligneuse en mer (Gareth- Jones,
1998 ; Sridhar et Prasannarai, 2001). Ils contribuent également à la dégradation des cadavres
d’animaux marins (Sridhar et Prasannarai, 2001).
2)- Parasites : Les mycoses ont un impact important dans l'environnement marin et agissent
comme un facteur naturel limitant de plantes aquatiques, d’algues et d’animaux (intestins de
poissons et Crustacés). Ils provoquent de sérieuses infections chez les invertébrés marins, et
affectent le développement des oeufs et des larves de Crustacés. Les champignons
mitosporiques sont les mycopathogènes marins les plus fréquents (Fusarium sp. chez les
Crustacés, Cladosporium sp. chez le poulpe, Phialospora sp. infections internes chez les
poissons, Icthyphonus sp. Inflammation par enkystement des muscles de poissons) (Polglase
et al., 1986).
3)- Symbiotes : Forment un lichen (ex. Chadefaudia corallinarum s’associe avec l’algue
Dermatoliton sp.) ou une mycophycobiose (relation d’intérêt mutuel entre un champignon et
une macroalgue) démontrée par la relation obligatoire et protectrice pour l’algue entre
Turgidosculum complicatum et la macroalgue Praseola borealis (Kohlmeyer et Kohlmeyer,
1979 ; Stanley, 1992 ; Hyde et al., 1998).
Les champignons marins représentent un maillon important dans les chaînes
alimentaires de l’écosystème marin et sont eux-mêmes une source de nourriture pour d’autres
organismes marins. (Hughes, 1975 ; Cuomo et al., 1995 ; Liberra et Lindequist, 1995). Leur
survie face à la rude compétition avec d’autres organismes, dépend entièrement de la
production de métabolites secondaires. La dominance de certains genres sur certains substrats
marins s’explique par leur production de molécules fortement bioactives, comme c'est le cas
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Partie 1
de Corollospora maritima et Halocyphina villosa (Cuomo et al., 1995 ; Liberra et Lindequist,
1995). 57% des espèces isolées de la mer du Japon se sont montrées bioactives
(hémolytiques), notamment des souches de Trichoderma sp. et
d’Aspergillus sp.
(Khudyakova et al., 2000).
8.5.
Facteurs influençant la biodiversité des champignons marins
L'écologie des champignons marins, leur préférence d'habitat, et les facteurs affectant
et influençant leur croissance dans la mer sont examinés. La référence particulière est faite
aux effets des
habitats, disponibilité des substrats pour la colonisation, la répartition
géographique et la température, la salinité, et la compétition d'inhibition. Cependant, ce sont
seulement quelques uns des facteurs qui ont un effet sur l'occurrence et la distribution des
mycètes marins.
D'autres incluent les aliments organiques dissous, la concentration d'ion d'hydrogène, les
effets osmotiques, la disponibilité de l'oxygène, les polluants, l’abondance de propagules dans
l'eau, la pression hydrostatique, la spécificité de substrat, la température et l’amplitude des
marées, et peut-être même la lumière (Booth et Kenkel, 1986). La diversité des espèces de
champignons marins est donc contrôlée par un amalgame de facteurs en interaction.
a) Habitats dans l'écosystème marin
Cinq décennies de la mycologie marine ont clairement démontré que les champignons
marins sont distincts de leurs homologues terrestres et d'eau douce, tant dans leur taxonomie,
morphologie et adaptation à un habitat aquatique
(Barghoom et Linder, 1944; Johnston et
Sparrrow, 1961; Jones, 1976; Kohlmeyer et Kohlmeyer, 1979; Meyers, 1996). Certains de ces
micromycètes cependant, peuvent se reproduire dans l'eau de mer et dans les habitats d'eau
douce ou terrestres. Cela est vu chez quelques espèces telles que : Savoryella lignicola,
Lignincola leavis
trouvées dans les habitats marins et d'eau douce, et Leptosphaeria,
Pleospora, Trematosphaeria (Ascomycota), Calathella (Basidiomycota) et Alternaria
(mitosporique) trouvées dans les habitats marins et terrestres (Kohlmeyer et VolkmannKohlmeyer, 1991).
Bien que le terme « marin » soit employé pour englober tous les champignons qui se
reproduisent en mer, ils sont souvent appelés marins, océaniques, manglicoles, arénicoles ou
estuariens.
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Partie 1
Les champignons de mangroves, par exemple, peuvent être tout à fait distincts de ceux
survenant de
la mer profonde ou des eaux océaniques et côtières. Antennospora
quadricornuata, Torpedospora radiata et les espèces d’Arenariomyces et de Corollospora,
sont typiquement les micromycètes des eaux côtières et océaniques, tandis que Hypoxylon
oceanicum, Kallichroma tethys et Leptosphaeria australiensis sont généralement trouvées sur
des substrats de mangroves (Jones et Hyde, 1990). Certaines espèces, telles que Lignincola
laevis et Periconia prolifica sont trouvées dans les deux habitats. Les champignons marins se
reproduisant dans les habitats spécifiques peuvent être morphologiquement adaptés à ces
derniers.
Les mycètes d'eau profonde sont également uniques et
différents de ceux des
mangroves et des eaux côtières. Ils incluent Abyssomyces hydrozoicus (récupérée sur le bois à
631-641 m de profondeur), Bathyascus vermisporus (1615-1720 m de profondeur), et
Oceantis scuticello (3975 m de profondeur) (Kohlmeyer et
Kohlmeyer, 1979). À
ces
conditions de profondeurs, ils diffèrent de manière significative de ceux des eaux côtières. La
salinité est près de 35 ‰, pH est 7,8-8, l'oxygène est de 3-5 ml / L, la température est de 22,4 C°, la pression est élevée et les substrats sont clairsemés (Kohlmeyer et Kohlmeyer,
1979). Les trois derniers facteurs ont clairement un effet majeur sur la diversité des espèces à
ces profondeurs (Jones et Le Campion-Alsumard, 1970; Kohlmeyer et Kohlmeyer, 1979).
Grâce à une exploration plus poussée des profondeurs d'océan, de nouveaux champignons
marins peuvent être rencontrés.
b) Disponibilité des substrats fongiques dans l'écosystème marin
Une large gamme de substrats sont disponibles dans la mer et se sont révélés être
colonisés par un certain nombre de micromycètes (Kohlmeyer et Kohlmeyer, 1979; Jones et
Mitchell, 1996). L'abondance du matériel pour la colonisation varie d’un site à l’autre. Les
mangroves sont généralement riches en substrats avec une abondance de la litière de feuille
de mangrove et le bois mort des arbres (Awang et Gan, 1989). D'autres habitats et localités
peuvent avoir peu de bois disponible pour la colonisation des champignons, par exemple : les
eaux de l’antarctiques (Pugh et Jones, 1986), et la côte de Koweît (Zainal et Jones, 1984), de
sorte que la diversité fongique est faible avec 9 et 12 espèces respectivement.
La diversité fongique peut également changer d'une mangrove à l’autre. Elle peut s'étendre de
30 à 41 espèces pour les mangroves de Singapour (Tan et Leong, 1990), 82, 51, 64 espèces
dans les mangroves de Malaysian (Jones et Kuthubutheen, 1989; Alias et al., 1995), à 76
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Partie 1
espèces à partir de 650 échantillons à Ranong, la Thaïlande (Hyde et al., 1990), et 43-62
espèces à Belize (Kohlmeyer et Volkmann - Kohlmeyer, 1987). Cependant, seulement sept
espèces ont été enregistrées
pour les mangroves de Moorea, à Hawaï (Kohlmeyer et
Volkmann-Kohlmeyer, 1993).
c) Concurrence d'inhibition
Les études sur la colonisation des blocs d'essai dans les eaux tempérées ont montré
que les espèces de Lulworthia étaient communes et souvent dominantes (Jones, 1968 ; Byrne
et Jones, 1974).
Miller et al. (1985) ont rapporté la même tendance avec 137 périthèces de Lulworthia
par 10 mm2 quand elles étaient les seules espèces sur les blocs d'essai. Cependant, quand
Ceriosporopsis halima ou Amylocarpus encephaloides ont été présentes,
le nombre de
2
périthèces de Lulworthia a baissé sensiblement à 53 et à 3 par 10 mm respectivement (p <
0,001). Cette observation a conduit à un certain nombre d'études visant à examiner la
concurrence d'interférence entre les espèces sélectionnées de champignons marins (Millers et
al., 1985) sur des milieux d'agar; (Strongman et al., 1986) sur le petit essai de blocs.
Un index d’antagonisme a été élaboré et les données in vitro ont confirmées les
observations in vivo pour Lulworthia spp., Ceriosporopsis halima et Amylocarpus
encephaloides.
Cette observation sur la concurrence d'interférence a été examinée sous conditions
quand Corollospora maritima a été inoculée sur des blocs d'essai de balsa et laissée les
coloniser complètement.
Ils ont été alors exposés dans la mer et les mycètes sporulant sur le bois sont
déterminés à 2, 6, 9 et 15 mois.
Les blocs d'essai de contrôle ont été colonisés par un certain nombre de champignons
marins: Corollospora maritima, Halosphaeriopsis mediosetigera et Ceriosporopsis halima à
2 mois; et Ceriosporopsis halima, Halosphaeria appendiculata, Lulworthia sp., et
Marinospora calyptrata à 6 mois. Cependant, Corollospora maritima était la seule espèce à
apparaître sur Corollospora maritima inoculée sur blocs jusqu'à 6 mois.
Suggérant que les mycètes produisaient des métabolites affectant autres mycètes présents
dans l'eau environnante (Panebianco, 1991). Ceci montre clairement comment la colonisation
rapide d'un substratum par une espèce peut nettement affecter la diversité fongique.
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Partie 1
d) Répartition géographique et température
Un autre facteur principal qui régit la diversité fongique
géographique et la température de la mer. Booth et Kenkel (1986)
est la répartition
suggèrent que la
température de la mer est le facteur le plus important dans la répartition géographique des
mycètes marins. Un effet saisissant de la température est l’apparition du basidiomycète
marin Digitatispora marina sur des blocs d'essai de Fagus sylvatica dans le port de Langstone,
Portsmouth, Angleterre.
Quand la température chute au-dessous de l0 C°, Digitatispora marina, apparu sur le bois,
mais quand elle atteint 10 C°, et plus, les mycètes arrêtent de fructifier sur le bois (Byrne et
Jones, 1974).
Hughes (1974) était le premier à publier des cartes de distribution des mycètes marins
et divisez les océans en zones en fonction de leurs plages de températures moyennes durant
l'année. Ceci a mené à un certain nombre de cartes montrant la distribution mondiale des
champignons
marins (Kohlmeyer, 1983, 1984; Jones, 1993; Kohlmeyer et Volkmann-
Kohlmeyer, 1993; Hyde et Lee, 1995; Jones et Alias, 1997; Whalley et al., 2000). Bien que
ces cartes aident, d'un coup d'oeil, à indiquer les tendances dans la répartition géographique
des mycètes marins, elles sont limitées dans la mesure où de vastes secteurs n'ont pas été
échantillonnés (par exemple l'Amérique du Sud, côte occidentale de l'Afrique).
Peu de mycètes marins ont été récupérés des eaux antarctiques: Thraustochytrium antarticum,
Leucosporidium anatartica et Spathulospora antartica. Ceci peut être attribué à la basse
température de l'eau de mer et la disponibilité des substrats appropriés (Pugh et Jones, 1986).
Beaucoup d'autres mycètes ont été rassemblés seulement dans les eaux tropicales (exemple :
Adomia avicenniae, Antenospora quadricornuata, Massarina acrostichi) (Hyde, 1989a; Jones,
1993; Panebianco, 1994), alors qu'il existe un groupe tempéré caractéristique des mycètes
marins (exemple : Ceriosporopsis trullifera, Lindra inflata et Ondiniella torquata)
(Kohlmeyer et
Kohlmeyer, 1979; Jones, 1985; Jones et al., 1998). De nombreux
champignons ont également une distribution
cosmopolite (exemple : Arenariomyces
trifurcatus, Corollospora maritima et Torpedospora radiata) (Kohlmeyer, 1983).
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Partie 1
e) Effets de la salinité
La salinité et la température sont les principaux facteurs affectant la diversité de
champignons marins comme cela est bien illustré par les données de Booth et de Kenkel
(1986).
Les premières études physiologiques des champignons marins concentrées sur leur
exigence vis-à-vis de la salinité, ont révélés que ces derniers ont des exigences pour le
chlorure de sodium à des concentrations voisines à celles retrouvées dans l’eau des mer
(Jones et Jennings, 1964; Meyers, 1968 ; Jones et al., 1971; Byrne et Jones, 1975a,b ; Jones
et Harrison, 1976 ; Jennings, 1983, 1986).
En effet,
les champignons zoosporiques
tels que Althornia, Haliphthoros,
Thraustochytrium ont une exigence de sodium pour la croissance au niveau
des
macronutriments (Alderman et Jones, 1971). Cependant, les espèces de Schizochytrium ont
été récemment isolées dans des habitats de mangrove avec de faibles salinités, tandis que les
espèces d’ Halophytophthora présentent une grande tolérance à la salinité en milieu naturel et
sous les conditions de laboratoire (Nakagiri et al., 1996; Leano et al., 1998).
Les champignons marins supérieurs ne semblent pas avoir une teneur exigeante en
sodium aux niveaux des macronutriments (Jennings, 1983, 1986). Harrison et Jones (1975)
ont clairement démontré que beaucoup de champignons saprolegniales d'eau douce ne
peuvent pas se reproduire à des salinités supérieures à 30% et suggérant que c’est la raison
majeure pour laquelle ces champignons ne se développent pas en mer.
Pendant la saison sèche quand les salinités sont élevées, les mycètes marins prédominent, à
l’inverse dans la saison des pluies quand les salinités sont faibles, les champignons terrestres
sont dominants (Sadaba, 1996).
La salinité a un autre effet sur la production des enzymes lignocellulolytiques. Les
salinités élevées réduisent généralement la production des cellulases (Pointing et al., 1999).
La production de peroxydase a été favorisée à des salinités plus élevées, alors que l'activité
de laccase était plus prononcée à des salinités inférieures (Pointing et al., 1998). Ceci est un
autre facteur qui peut jouer un rôle dans la détermination de la diversité des espèces dans
l’environnement marin.
- 38 -
Partie 1
f) Pression hydrostatique
La pression hydrostatique pourrait être un paramètre important pour contrôler la
croissance des champignons marins.
Ces dernières années, différentes études ont été menées pour explorer la diversité des
microeucaryotes et plus particulièrement la diversité fongique au sein d'environnements
extrêmes. Peu de données sont disponibles concernant les communautés fongiques des
sédiments marins. On a longtemps considéré que cet environnement n'abritait pas d'activité
microbienne significative du fait de la pression qui y règne (pression hydrostatique et
lithostatique), du gradient de température, de l'absence de photosynthèse et de la diminution
de la porosité avec la profondeur. Aujourd'hui, il est établi que les sédiments marins profonds
abritent des microorganismes viables. Des champignons non sporulant et des champignons de
l'espèce Aspergillus ont été isolés de sédiments prélevés dans le bassin central indien jusqu'à
une profondeur de 50 cm (Damare et al., 2006). Des signatures moléculaires de Phoma,
Lodderomyces, Malassezia, Cryptococcus, Cylindrocarpon, Hortaea, Pichia, Aspergillus et
Candida ont été détectées dans des sédiments peu profonds et riches en hydrate de méthane,
dans le sud de la mer de Chine (Li et al., 2007).
Raghukumar et
Raghukumar (1998) ont prouvé que deux champignons filamenteux
(Aspergillus ustus et Graphium sp.), isolés à partir des coquilles calcaires récupérées à des
profondeurs de 860 m et de 965 m, pouvaient germer, se développer et sporuler à une
pression de 100 bar. La présence des champignons
dans les sédiments marins à une
profondeur de 5000 m a été signalée (Raghukumar et al., 2004; Damare et al., 2006; Damare
et Raghukumar, 2008). Lorenze et Molitoris (1997) ont démontré que trois levures marines
pourraient supporter les pressions rencontrées dans la mer profonde : deux tolèrent des
pressions de 20 Mpa alors que la troisième a toléré 40 Mpa, qui est équivalente à celle d’une
profondeur de 4000 m.
9. Des levures et moisissures en milieu marin
9.1. Les levures
Les levures sont principalement employées dans l'industrie
production d'alcool et de dioxyde de carbone, qui est
important
alimentaire dans la
pour le brassage, la
distillation d'alcool, et dans les industries de la boulangerie (Yanagida et al., 2002). Les
levures peuvent également être appliquées dans d’autres domaines, tels que dans la production
- 39 -
Partie 1
de biocarburants, la lutte biologique contre les champignons dans l’agriculture, et d'autres
applications en biotechnologie (Passoth et Schnürer, 2003 ; Hill et al., 2006 ; Matsushika et
al., 2008). Elles sont très répandues dans l'environnement terrestre, y compris les plantes et
le sol, ainsi que dans le vin et les divers aliments (Nisiotou et Gibson, 2005 ; Bhadra et al.,
2007 ; Nyanga et al., 2007 ; Lee et al., 2008 ; Liu et al., 2008 ; Rao et al., 2008).
Cependant, des levures à différents attributs métaboliques ont été signalées capables
de se reproduire dans les environnements aquatiques tels que les océans et les mers, les
estuaires, les lacs et les fleuves (Kutty et Philip, 2008).
Les levures marines sont omniprésentes dans l'environnement
marin. Elles sont
fréquemment trouvées dans le tube digestif des organismes marins, dans l’eau de mer et dans
le sable de plage (van Uden et Branco, 1963 ; Taysi et van Uden, 1964 ; Kawakita et van
Uden, 1965 ; Fell, 1967 ; Vogel et al., 2007 ; Kutty et Philip, 2008). On considère donc que
les facteurs affectant la distribution des levures marines comprennent les courants, la
migration des organismes marins, et la contamination provenant de sources terrigènes (van
Uden et Branco, 1963 ; Fell, 1967 ; Vogel et al., 2007 ; Kutty et Philip, 2008).
Les levures marines indigènes ont besoin de se développer sur ou dans un substrat
marin. Cependant, la tolérance de salinité ne distingue pas les espèces marines des espèces
terrestres parce que certaines espèces terrestres peuvent se développer
dans des
concentrations en chlorure de sodium supérieures à celles normalement présentes dans la mer
(Yamagata et Fujita, 1970 ; Kutty et Philip, 2008).
Des études antérieures ont indiqué que les levures marines n'appartiennent pas à un
genre ou à un groupe spécifique, mais elles sont représentées par une grande variété de genres
bien connus tels que
Candida, Cryptococcus, Debaryomyces, Pichia, Hansenula,
Rhodotorula, Saccharomyces, Trichosporon, et Torulopsis (Kutty et Philip, 2008).
Relativement, peu d'études ont étudié les levures marines, et ce groupe de Mycota est
encore mal compris (Kutty et Philip, 2008).
Il y a plusieurs décennies, des levures marines étaient isolées des estuaires et de
sédiments côtiers à l’ouest de Taiwan (Cheng et Lin, 1977). Les genres de levures classés
inclus
Saccharomyces, Torulopsis, Debaryomyces, Endomycopsis, Pichia, Kloeckera, et
Rhodotorula.
- 40 -
Partie 1
De nombreuses moisissures ont été isolées du milieu marin, des sédiments et des
coquillages, suggérant que les océans représentent un vaste réservoir fongique (Kohlmeyer,
1983 ; Gareth-Jones, 1998 ; Vishwakiran et al., 2001 ; Pang et al., 2004). Dans les eaux
côtières hawaiiennes, plusieurs espèces de moisissures ont été isolées (Steele Wright, 1967).
Des études plus récentes ont été publiées sur les champignons filamenteux. Gonzalez et al.
(1998) ont étudié l’abondance et la diversité de la microfonge arénicole de trois plages
mexicaines. Les résultats obtenus ont montré une prédominance de Cladosporium
cladosporoîdes, espèce non marine, sur les trois sites.
10. Des champignons pathogènes opportunistes en milieu marin
L'amélioration des conditions de santé et de vie dépend de
divers facteurs
environnementaux. L'exposition aux polluants organiques et inorganiques, ainsi qu'au large
spectre de microorganismes est l’un de ces facteurs. Les mycètes d’intérêt médical ont
récemment augmenté de leur nombre, particulièrement dans les zones urbaines et récréatives.
Certains d’entres eux, et tout d’abord, les moisissures et les levures, sont impliquées par
différents moyens dans l’apparition des maladies plus ou moins graves chez l'homme et
l’animal. La fréquence des symptômes allergiques et des lésions mycosiques humaines telles
que les onychomycoses est augmentée significativement au cours des dernières décennies.
Ces phénomènes ont provoqué récemment plus d’attention des scientifiques (Mendes et al.,
2000).
Outre d'autres microorganismes des plages méditerranéennes, des espèces fongiques
ont été également isolées. Il existe un grand nombre de micromycètes, agents potentiellement
ou conditionnellement pathogènes qui peuvent être contractés par le biais du sable de plage,
En conséquence, des préoccupations ont été exprimées que le sable de plage ou les matériaux
semblables peut agir comme réservoirs ou vecteurs de l'infection (Nestor et al., 1984 ; Roses
Codinachs et al., 1988; Mendes et al., 1997), bien que la transmission par cette voie n'a pas
été démontrée dans des études épidémiologiques.
Des indicateurs bactériens sont largement répandus dans l'estimation de la présence
du microbe potentiellement pathogène dans l'eau de loisir et dans le sol comme partie des
zones
récréatives. Cependant, les indicateurs bactériens, particulièrement les coliformes
fécaux, indiquent indirectement la présence possible de quelques mycètes potentiellement
- 41 -
Partie 1
pathogènes, tout d'abord la présence de quelques genres de levures. Sur la base de la
recherche sur 1576 échantillons provenant de six plages de loisirs en Israel, Shein-man et al.
(2000) ont conclu que seulement 4,5% des échantillons contenaient les coliformes fécaux à
des quantités non autorisées par la réglementation. Les levures et les moisissures étaient
présentes dans un grand nombre (91%) des échantillons. A partir de 44 espèces identifiées,
15% appartenait au genre du Rhodoturula, 12,5% au Candida humicola et 12,3% à l'espèce
de Candida albicans. La plupart des moisissures isolées
appartenaient
aux genres
Aspergillus et Penicillium. Parmi les genres du Candida et d’Aspergillus, il existe des espèces
qui sont considérées comme pathogènes opportunistes, ces auteurs recommandent l'inclusion
obligatoire des paramètres mycosiques comme indicateurs additionnels dans l'évaluation de
la qualité des eaux de plaisance.
Des résultats similaires ont été publiés par Arvanitidou et al. (2000) qui, en étudiant
197 échantillons d'eau de mer pendant la saison estivale, ont trouvé 100 % des échantillons
contaminés par des particules de champignons filamenteux, alors que 15% des échantillons
étaient contaminés par des levures. Les champignons mycéliens ont appartenu aux genres:
Penicillium (isolés à partir de 135 échantillons), Aspergillus (isolés à partir de 113
échantillons), et Alternaria (trouvé dans 47 échantillons), tandis que les levures telles que les
espèces de Candida ont été trouvées dans 8 échantillons. Sur la base de ces données les
auteurs ont conclu que l'eau de mer doit être considérée comme un vecteur potentiel dans les
voies de transmission des champignons pathogènes opportunistes, particulièrement pour les
personnes immunodéprimées, par conséquence un contrôle continu obligatoire des conditions
sanitaires des zones récréatives est recommandé.
11. La microflore fongique du sable des plages
Les plages représentent le sédiment non consolidé qui se trouve à la jonction entre
l’eau (océans, lacs et fleuves) et la terre et se composent habituellement de sable, de boue ou
de
cailloux. D'un point de vue récréatif, les plages de sable sont les plus fréquentées.
Particulièrement dans des latitudes plus élevées, un pourcentage significatif du temps est
dépensé sur la plage elle-même plutôt que dans l'eau. Les microorganismes « Bactéries,
mycètes, parasites et virus » sont un composant significatif du sable de plage sur lequel ils
ont été tous isolés.
- 42 -
Partie 1
Un certain nombre de champignons qui se trouvent souvent dans l'environnement
comme saprophytes peuvent
agir en tant qu’agents
pathogènes opportunistes,
particulièrement chez les patients immunodéprimés (Hoog et al., 2000). Des études menées
par Soussa (1990) dans la zone centrale des côtes portugaises, ont montrés des dermatophytes
dans 42% du sable des plages
analysées. Les plus fréquemment présents étaient :
Trichophyton mentagrophytes, Trichophyton rubrum et Microsporum nanum, tous isolés du
sable fin, des zones non inondées riches en résidus organiques. Ces espèces sont toutes
associées à des infections cutanées, avec Trichophyton mentagrophytes étant l'agent le plus
commun des dermatomycoses en Europe, et Trichophyton rubrum dans le monde entier
(Hoog et al., 2000). Les champignons saprophytes (Aspergillus candidus, Aspergillus
ochraceus et Aspergillus fumigatus) ont été isolés dans les zones inondées et intermédiaires
en conditions de marée haute (Izquierdo et al., 1986).
Candida albicans et autre Candida spp. ont été isolées à partir du sable des plages au
sud de la France (Bernard et al., 1988). Dans la même étude, huit champignons
kératinophiliques (ceux capables de se développer sur la kératine, un terrain communal
caractéristique aux dermatophytes) et 11 espèces non kératinophiliques, tous des pathogènes
potentiels, ont été isolés. Izquierdo et al. (1986) ont isolés 16 espèces de champignons
provenant du sable de plage le long de la Côte méditerranéenne nord-est de l'Espagne, dont
certaines souches potentiellement pathogènes. La plupart des espèces appartenant aux genres
Penicillium, Aspergillus et Cladosporium.
En Israel, Ghinsberg et al. (1994) ont isolé des champignons dans tous
les
échantillons du sable des plages, mais pas dans les échantillons d'eau de mer. Dans une étude
en Guadeloupe, Boiron et al. (1983) ont étudié les espèces fongiques d'eau de mer et du sable
littoral, et ils sont arrivés à une conclusion au sujet de la composition qualitative similaire des
espèces dans le sable et l'eau de mer. Ils ont enregistré l'absence des Candida albicans et la
présence des levures exclusivement d'origine marine. Les champignons isolés appartenaient
aux espèces C. tropicalis, C. parapsilosis, C. langeronii, C. guilliermondii, Trichosporon
cutaneum et Torulopsis sp. Les genres les plus fréquemment isolés des échantillons du sable
des plages dans une étude espagnole étaient Penicillium, Aspergillus, Cladosporium,
Altenaria, Mucor, Monilia, Cephalosporium, Verticillium et Chrysosporium (Roses
Codinachs et al., 1988).
L’absence ou la faible incidence de Candida albicans a été
également enregistré par d'autres chercheurs (Roses Codinachs et al., 1988; Figueras et al.,
1992).
- 43 -
Partie 1
La densité fongique de 180 échantillons du sable prélevés de 42 Plages
méditerranéennes Espagnoles s'est avérée atteindre plusieurs centaines de milliers unités
formant colonies (UFC) par gramme d'échantillon. Les genres les plus généralement isolés
étaient : Penicillium, Cladosporium, Aspergillus, Acremonium, Altenaria et Fusarium
(Larrondo et Calvo, 1989). Dans une étude effectuée dans la région d'Attica en Grèce, les
isolats fongiques inclus : Candida albicans, Candida krusei, Candida tropicalis, Candida
puilliermondi, Candida rugosa, Pitirosporum orbiculare, Fusarium, Penicillium, Mucor,
Helminthosporium et Aspergillus niger (Papadakis et al., 1997), dont certain nombre est
pathogène (Hoog et al., 2000). Mendes et al. (2000) en étudiant 42 plages Portugaises,
inondées, non inondées, intermédiaires, et la zone inondée seulement pendant la haute marée,
ont trouvé une présence fréquente des mycètes filamenteux
du genre : Penicillium,
Aspergillus, Acremonium, Fusarium, Cladosporium et Rhizopus, sur toutes les plages étudiées
et dans chacun des trois sites étudiés. Les champignons levuriformes tels que : Candida et
Trichophyton, ont été trouvés sur seulement quelques plages, spécialement dans les zones
inondées les plus fréquentées par les personnes, surtout en mois de juillet et août.
La Composition qualitative et quantitative des micromycètes et les caractéristiques de
la distribution étaient similaires dans toutes les plages étudiées. Les auteurs concluent que les
micromycètes sont de bons indicateurs de la pollution des plages par les déchets organiques
des consommateurs de ces zones de loisir.
12. Dispersion et devenir des micromycètes dans le sable de plages
La croissance des microorganismes dans le sable de plage est limitée par l’apport en
éléments nutritifs. Des études ont prouvé que la contamination microbienne est plus
importante en sable que dans les eaux adjacentes, comme le sable se comporte en tant qu’un
port passif pour la pollution cumulative (Oliveira et Mendes, 1991, 1992 ; Oshiro et Fujioka,
1995). La contamination du sable est fortement variable sur de courtes distances rendant
l'interprétation des résultats difficile (Aubert et al., 1987 ; Figueras et al., 1992; Oshiro et
Fujioka, 1995).
Des micromycètes sont souvent rencontrés dans le sable, et leur survie est plus ou
moins longue en raison de leur capacité de former des spores résistantes. Il a été suggéré que
la présence et le niveau des micromycètes est lié à la contamination directe ou indirecte
provenant des résidus/détritus des utilisateurs de plages et/ou l’influence de la marée
- 44 -
Partie 1
(Mendes et al., 1998). Dans une étude in vitro, Anderson (1979) a constaté que quatre
mycètes pathogènes (Trichosporon cutaneum, Candida albicans, Microsporum gypseum et
Trichophyton mentagrophytes) ont survécu pendant six mois, et ils montrent qu’ils peuvent
être une source d'infection pendant une période du temps significativement longue. Dans une
étude similaire, cinq espèces de dermatophytes (Epidermophyton floccosum, Microsporum
canis, Microsporum gypseum, Trichophyton mentagrophytes et Trichophyton rubrum) et
Scopulariopsis brevicaulis ont survécu pendant 25 à 360 jours (Carillo-Muñoz et al., 1990).
L’arrosage et le séchage alternatif du sable ont causé une diminution de la durée de vie
des espèces à l’exception
de Microsporum gypseum. L'augmentation de la température
conduit généralement à une période de survie plus courte; 45°C était la température inhibitrice,
à l'exception de Trichosporon cutaneum, qui a survécu à cette température pendant presque 6
mois. Le niveau de sel n'a pas influencé sur la survie de ces champignons (Anderson, 1979).
13. Champignons et mycotoxines
13.1.
Qu’est ce que les mycotoxines ?
Le terme mycotoxine vient du mot grec « mycos » qui signifie champignon et du latin «
toxicum » qui signifie poison. Il désigne des métabolites secondaires élaborés par des
moisissures appartenant principalement aux genres : Aspergillus, Penicillium et Fusarium.
Naturellement présentes dans l’air ambiant, le sol et sur les cultures (Yiannikouris et al.,
2002), les mycotoxines sont considérées comme faisant partie des contaminants alimentaires
les plus significatifs en termes d’impact sur la santé publique, la sécurité alimentaire et
l’économie de certains pays (Steyn, 1995 ; Pitt, 2000).
La définition des mycotoxines la plus couramment admise par la communauté
scientifique est celle de Bennett (1987) :
« Les mycotoxines sont des substances naturelles produites par des champignons qui
entraînent une réponse toxique lorsqu’elles sont administrées à faibles doses par une
voie naturelle à l’homme et à l’animal ».
Actuellement, le terme de mycotoxines décrit des métabolites secondaires de faible
poids moléculaire, toxiques pour les vertébrés et produits par des micromycètes filamenteux.
Selon cette définition, plusieurs milliers de molécules toxiques ont été recensées chez les
champignons dont seulement une vingtaine de familles posent des problèmes en nutrition
- 45 -
Partie 1
humaine ou animale (Cahagnier et al., 1998). Les principales mycotoxines sont des molécules
très oxygénées et peu azotées, possédant souvent une fonction ester ou lactone.
13.2.
Les différentes mycotoxines rencontrées
Les moisissures sont des champignons microscopiques filamenteux ubiquitaires (Pitt,
2000) qui peuvent élaborer des composés naturels : les mycotoxines (Tableau 3), qui exercent
un pouvoir toxique réel pour l’Homme et l’animal. Les mycotoxines sont des métabolites
secondaires qui ne sont donc pas synthétisées tout au long du cycle biologique des
champignons, mais surviennent généralement en fin de croissance active, lorsqu’un ensemble
de conditions est réuni (concentration suffisante de précurseurs, synthèse des enzymes
nécessaires en particulier). Elles peuvent ensuite être excrétées dans le milieu extérieur (Le
Bars et Le Bars, 1988).
Leurs structures chimiques sont très diversifiées, ce qui explique leurs effets
biologiques différents : cancérigène, mutagène, tératogène, oestrogénique, neurotoxique, ou
immunosuppressif.
Les mycotoxines se retrouvent dans le mycélium et les spores et peuvent diffuser dans
le substratum. Plusieurs de ces toxines sont relativement stables et leur toxicité peut persister
longtemps et ce, même lorsque les éléments fongiques ne sont plus viables. Il faut toutefois
noter qu’il n’existe actuellement pas de données sur la durée précise de cette toxicité.
La même toxine peut être élaborée par diverses espèces fongiques mais pas obligatoirement
par toutes les souches appartenant à une même espèce. Il y aurait, selon les auteurs, jusqu’à
400 mycotoxines répertoriées (Etzel, 2002), elles appartiennent à différentes catégories : (i)
les polyacétates : aflatoxines, citrinines, ochratoxines, patuline, zéaralénone, fumonisine. (ii)
les terpènes : tricothécènes (sesqui), toxine T-2, verrucarine, roridines, fusarénone,
trémorgènes (di), désoxynivalénol, diacétoxyscirpénol. (iii) peptides : ergotamine,
tryptoquivaline, acide aspergillique, acide cyclopiazonique, slaframine. (iv) dicétopipérazines : gliotoxine, roquefortine, sporidesmine (Turner, 1971 ; Turner et al., 1983 ; Steyn,
1980).
- 46 -
Partie 1
Tableau n° 3 : Exemples de mycotoxines produites par certaines moisissures (ACGIH, 1999).
GENRE
ESPÈCES
PRINCIPALES MYCOTOXINES
Alternaria
A. alternata
Altertoxine I, II, alternariol, altenuisol, acide tenuazoique
Aspergillus
A. flavus
Aflatoxine B1 & B2, citrine
A. fumigatus
Fumigaclavine, fumigatoxine, fumitremorgène,
gliotoxine, acide helveolique, etc.
A. niger
Acide oxalique
A. versicolor
Aspercolorine, sterigmatocystine, versicolorine
C. spp.
Chaetomine
C. globosum
Chasetoglobosine
Cladosporium
C. spp.
Cladosporine, émodine, acide épicladosporique
Fusarium
F. spp.
Trichotécènes (type B), toxine T2, fumonisine,
Chaetomium
vomitoxine, zearalenone
Memnoniella
M. spp.
Griseofulvines, trichotécènes (trichodermol,
trichodermine)
Penicillium
P.brevicompactum
Brevianamide A, acide mycophénolique
P. expansum
Citrinine, patuline
P. viridiatum
Acide pénicillique, griseofulvines, ochratoxines,
brevianamide A, acide mycophenolique
Stachybotrys
S. chartarum
Trichotécènes : satratoxine F, G & H, lacone, roridine,
trichoverrine, sporidesmine G, verrucarine J
Trichoderma
T. viride
Trichodermine, trichoverrine, satratoxine, gliotoxine,
fumitremorgène, iso-cyanide, toxine T-2
En ce qui concerne la production de mycotoxines par des souches de moisissures
isolées du milieu marin, quelques travaux signalent la production en laboratoire de
mycotoxines déjà connues en milieu terrestre. Le genre Aspergillus est tout à fait
prépondérant. La gliotoxine, toxine produite en milieu terrestre par des souches d’Aspergillus,
- 47 -
Partie 1
de penicillium, de Gliocladium et même de Trichoderma est également produite par des
souches isolées de boues marines (Okutani et al., 1977). De même Tepsic et al. (1997) ont
isolé 40 souches d’Aspergillus fumigatus qui, en culture au laboratoire, ont produit des toxines
trémorgènes, elles aussi connues en milieu terrestre. Enfin, une neurotoxine peu connue,
l’asteltoxine a été produite par une souche marine d’Aspergillus insulicola (Abrell et al.,
1996). Aspergillus ochraceus aurait produit de l’acide pénicillique (Rohbk et al., 1997).
13.3.
Toxicité des mycotoxines
Le contact avec les mycotoxines peut être à l’origine de toxicités chroniques et aiguës
allant de la mort à des effets délétères sur le système nerveux central, l’appareil
cardiovasculaire et l’appareil respiratoire, ainsi que sur l’appareil digestif chez l’homme ou
l’animal. Le risque carcinogène est beaucoup étudié, mais les mycotoxines peuvent avoir de
nombreux autres effets : tératogènes, immunotoxiques, hémorragiques, oestrogéniques,
hépatotoxiques ou neurotoxiques (Tableau 4).
- 48 -
Partie 1
Tableau n° 4 : Effets probables des principales mycotoxines sur l'homme (in Huy, 2005).
Cancérigène : Cancer du foie et des voies biliaires, cancer bronchopulmonaire et bronchique (B1).
Aflatoxine
Mutagène : Anomalie de la synthèse des enzymes de réparation de l’ADN
(B1).
Cancérigène : Cancer du rein.
Ochratoxine A
Immunosuppresseur.
Néphrotoxique : Néphropathie endémique (Balkans), néphropathie
interstitielle chronique (Maghreb).
Immunosuppresseur : Diminution du nombre de lymphocytes du sang
Patuline
(lymphopénie) si intoxication chronique.
Neurotoxique : Troubles nerveux (action antiacétylcholinestérase).
Cancérigène : Association avec des cancers de l’oesophage, notamment
Fumonisines
chez les femmes (Afrique du Sud), et du foie (Chine).
(Toxine T2).
Immunodépresseur : Altération de la phagocytose, inhibition de la synthèse
Trichotécènes
protéique (Toxine T2 et Désoxynivalénole).
Respiratoire : Pneumopathie interstitielle desquamative.
Aleucie (Union Soviétique, Europe Centrale, Etats-Unis, Finlande, Chine).
Zéaralénone
Oestrogénique : Puberté précoce et gynécomastie (Puerto-Rico).
Trémorgène
Respiratoires : Alvéolites allergiques.
Citréoviridine
Neurotoxique : Paralysie des extrémités, convulsion, mort par arrêt
respiratoire.
Acide
Respiratoires : Alvéolites allergiques.
aspergillique
Fusarine C
Mutagène : Anomalie de la synthèse des enzymes de réparation de l’ADN.
Gliotoxine
Immunosuppresseur : Mortalité des lymphocytes.
Fusarochromanone
Malformations osseuses chez les adolescents (Chine).
- 49 -
Partie 1
13.4.
Facteurs influençant la toxinogénèse
La production des mycotoxines dépend de conditions environnementales régissant des
facteurs intrinsèques et extrinsèques (composition des substrats naturels, température, pH,
taux d'O2 et de CO2, compétitivité microbienne, …) (Frisvad et Samsom, 1991).
a) Facteurs intrinsèques
Les mycotoxines sont essentiellement élaborées par des espèces appartenant aux
genres Aspergillus, Fusarium et Penicillium. Certaines mycotoxines peuvent être produites
par plusieurs espèces appartenant à des genres différents. Par exemple l’ochratoxine A (OTA)
est produite par Penicillium nordicum, Penicillium verrucosum (Olsen et al., 2003),
Aspergillus ochraceus (Van der Merwe et al., 1965) et Aspergillus carbonarius. De même,
une espèce peut élaborer plusieurs mycotoxines. Par exemple l’acide penicillique et l’OTA
sont produits par Aspergillus ochraceus. Cependant certaines mycotoxines sont étroitement
liées à certaines espèces fongiques : aflatoxines (Aspergillus flavus et Aspergillu parasiticus),
sporidesmines (Fitzerald et al., 1998). Au sein d’une même espèce réputée toxinogène, toutes
les souches n’ont cependant pas cette propriété.
Le type et la quantité de mycotoxine dépendent des espèces qui les produisent (Lacey,
1986). Elles différent dans leur caractère morphologique, génétique et dans leur place
écologique (CAST, 2003).
b) Facteurs extrinsèques
Outre des facteurs directement relatifs à l’espèce ou même à la souche, des facteurs
extrinsèques sont largement impliqués dans la toxinogénèse.
1. Disponibilité en eau (AW)
La disponibilité en eau a une influence déterminante sur le développement du
champignon ainsi que sur sa production de mycotoxines. Elle est exprimée par l’activité
hydrique, concept chimique défini comme le rapport de la pression partielle de la vapeur
d’eau en équilibre avec le produit testé sur la pression de vapeur d’eau à saturation dans les
mêmes conditions (Tepsic et al., 1997). La toxinogénèse n’a lieu que pour des activités en eau
très nettement supérieures à l’activité minimale permettant la croissance, et diminue pour des
teneurs en eau très élevées, sans doute du fait d’un manque d’oxygène. La plupart des
moisissures préfèrent une Aw entre 0.85 et 0.99 pour leur développement. Dans le cas des
- 50 -
Partie 1
souches isolées du milieu marin, la production toxinique maximale a été obtenue pour des
activités en eau comprises entre 0,976 à 0,984, c'est-à-dire supérieures à celles connues. Pour
une aw de 0,878, comprise dans l’intervalle théoriquement optimal, la production de
métabolites secondaires était moins importante et l’apparition beaucoup plus tardive. Cette
notion pourrait donc varier pour des souches marines.
2. Température
Les moisissures peuvent se développer entre 0 et 35°C. Certaines espèces sont
capables de se développer à des températures extrêmes : Cladosporium herbarum peut se
développer à des températures inférieures à 0°C et Aspergillus. flavus ou Aspergillus
fumigatus jusqu’à 60°C (Bourgeois et al., 1996). En général, la température optimale de
toxinogénèse est voisine de la température optimale de croissance. Pour d’autres toxines,
telles que la zéaralénone élaborée par Fusarium roseum, la température optimale de
toxinogénèse est généralement inférieure à celle de la croissance, respectivement 15 et 25°C
environ. Parfois l’apparition de mycotoxines dans les conditions naturelles est favorisée par
des températures relativement basses, au voisinage de la température minimale de croissance :
de l’ordre de 1 à 4°C pour les trichothécènes produites par Fusarium tricinctum.
3. Salinité
La forte adaptabilité des champignons aux conditions salines fait que pour certains
d’entres eux, la salinité peut devenir un facteur limitant, avec un ralentissement de la
croissance lorsque la concentration en sel diminue. De plus certains champignons ont montré
une complète inhibition de leur développement sur des milieux en eau salée appauvrie.
Kerzaona et al. (2007), ont étudié l’effet de la salinité d’eau de mer sur l’excrétion de
mycotoxine : la gliotoxine qui peut être accumulée dans la moule bleue (Mytilus edulis), dans
des secteurs de conchyliculture et de croissance des souches marines Aspergillus fumigatus.
Deux souches marines étaient cultivées in vitro sur des milieux de culture non-salins et salins
et ont été comparées à 13 souches terrestres pour observer les effets de l’eau de mer sur la
croissance et l’excrétion fongique de gliotoxine. Leurs résultats montrent que la salinité d’eau
de mer a réduit de manière significative le taux de croissance de toutes les souches marines et
terrestres. La salinité semble moins affecter l’excrétion de mycotoxine par les souches
marines que terrestres. La salinité d’eau de mer semble être un facteur pour la toxicité de ces
espèces dans l’environnement marin.
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Partie 2
Caractérisation de la
zone d’étude
Partie 2
Caractérisation de la zone d’étude
1. Présentation de la Méditerranée
La Méditerranée est une mer intercontinentale presque entièrement fermée, située
entre l’Europe, l’Afrique et l’Asie et qui s’étend sur une superficie d’environ 2,5 millions de
Km2 , pour un volume de 4,38 millions de km³. Sa longueur d’est en ouest est d’environ 3800
Km et sa largeur maximale de près de 1600 Km. Sa profondeur moyenne est de 1500 m et elle
atteint au maximum 5150 m au large de la côte méridionale de la Grèce. Son ouverture vers
l’océan Atlantique par le détroit de Gibraltar est large de 14 kilomètres. La méditerranée est
aussi reliée à la mer Noire par le détroit des Dardanelles dont la largeur maximale n’est que de
7 Km avec une profondeur de 55 m. La liaison avec la mer Rouge se fait par le canal de Suez.
Un seuil sous-marin reliant la Tunisie à la Sicile divise la Méditerranée en deux bassins :
occidental et oriental.
Actuellement la Méditerranée est divisée en trois bassins (Fig. 5).
•
Le bassin Algéro- provençal et tyrrhénien, situé à l’Ouest.
•
Le bassin Adriatico-Ionien, formé par la Mer adriatique et la Mer Ionienne, situé au
Centre.
•
Le bassin Egé-levantin constitué par la mer Egée et le bassin du Levant à l’Est.
Chaque bassin est subdivisé en plusieurs régions ; chacune d’elles est caractérisée par son
propre climat, son hydrologie et par diverses autres influences qui s’y ajoutent (Terbeche,
2007).
Le bassin méditerranéen est caractérisé par un climat aride, avec une dominance de
l'évaporation sur les précipitations, ce déficit est compensé par l'entrée de l'eau atlantique par
le Détroit de Gibraltar, l’Océan atlantique agissant comme un réservoir pour la Méditerranée.
De cette façon ,les eaux atlantiques circulent en Méditerranée subissant une augmentation de
concentration de ses sels, dus au dominance de l'évaporation, avec une grande influence
saisonnière; l'augmentation de la salinité conduit vers une augmentation de la densité de ces
eaux, descendant graduellement, de sorte que dans la partie orientale du bassin méditerranéen,
elles soient totalement modifiées, et tournant par la suite en profondeur à l’ouest vers l'Océan
atlantique par le détroit de Gibraltar.
- 52 -
Partie 2
Figure 5: Présentation de la Méditerranée (Google Maps, 2010).
La population des états côtiers était de 246 millions en 1960, de 380 millions en 1990
et de 450 millions en 1997. Actuellement, un tiers de la population méditerranéenne est
concentrée dans les régions côtières. Le plan Bleu pour l’environnement et le développement
en Méditerranée estime que la population devrait atteindre 600 millions en 2020 et peut-être
même 700 millions à la fin du 21ème siècle. De plus, la distribution de la population varie très
fortement entre les pays méditerranéens du nord et ceux du sud : en 1950, le « nord »
regroupait deux tiers de la population totale alors qu’aujourd’hui il ne représente plus que 50
% et pourrait même n’en compter, peut-être, plus qu’un tiers en 2025 et un quart en 2050.
En outre, la région méditerranéenne est la plus grande région touristique au monde
avec un tourisme au caractère fortement saisonnier qui se concentre de plus en plus sur les
côtes nord-ouest (FAO Fishstat, 2002).
- 53 -
Partie 2
2. Structure hydrologique
La circulation générale de la Mer méditerranée est soumise sous l’influence de
plusieurs courants, jets et méandres, ainsi que des tourbillons qui sont des courants circulaires
fermés ou quasi-fermés à de différents diamètres (Lascartos, 1998).
Quand à la colonne d’eau, nous pouvons distinguer différentes caractéristiques du
point de vue de la température et de la salinité, car en Méditerranée, des diagrammes font tous
référence aux principales masses d‘eau qui se superposent, avec des caractéristiques
thermohalines pour chacune d'elles (Millot, 1985; Guibout, 1987; Benzohra et al., 1995). Les
principales sont:
a. Les eaux Atlantiques (AW)
Le flux d’eau d’origine atlantique venant du détroit de Gibraltar vient rejoindre les
côtes algériennes aux environ d’Oran (ouest algérien) vers 0° d’où la grande influence du
courant atlantique sur la côte oranaise. Ce courant turbulent prend la dénomination de Courant
Algérien à cause de son caractère spécifique d’écoulement le long des côtes algériennes
(Millot, 1985).
La plongée des eaux superficielles dans le bassin algérien s’effectue en donnant lieu à
des mouvements de convection et donc à des remontées d’eau en divergences qui prennent
parfois une ampleur considérable, d’où la création de phénomènes hydrodynamiques dont des
méandres, des tourbillons anticycloniques et des Upwelling qui selon Taupier-Letage et
Millot (1988) contribuent éventuellement au transfert des polluants.
b. Les Eaux Atlantiques Modifiées (MAW)
Elles sont formées par le mélange entre les eaux d'Atlantiques (AW) et les eaux
méditerranéennes (MW). En effet, l’eau atlantique pénètre dans la mer d’Alboran où ses
caractéristiques initiales commencent à s’altérer, donnant ainsi naissance à l’eau atlantique
modifiées (Benzohra, 1993). Ce même auteur signale cette eau dans le bassin algérien où elle
se reconnaît dans une couche superficielle de 150 m d’épaisseur, avec une température de 15
à 23°C en surface et de 13,5°C à 14°C en profondeur et de salinité allant de 36,5 à 38 ‰.
- 54 -
Partie 2
Le long des côtes algériennes, l’eau atlantique modifiée décrit un écoulement plus en
moins stable avant de se diviser en deux branches. Dans le bassin algérien, l’eau atlantique
modifiée pénétrait ( Millot, 1987 ; Benzohra, 1993) sous forme d’une veine de courant étroite
qui donne naissance à des méandres et tourbillons côtiers associés à des upwilling ( TaupierLetage et Millot, 1988). Ces derniers favoriseraient une forte productivité biologique et par
conséquent, augmentation des capacités trophiques du milieu (Fig. 6).
Figure 6 : Circulation de l’eau modifiée d’origine atlantique (Millot, 1993).
c. Les Eaux Levantines Intermédiaires (LIW)
Elles sont formées par évaporation et retourne en Méditerranée orientale au moyen
d'un courant anticyclonique, au large de la côte nord méditerranéenne; elles se rencontrent
dans la zone intermédiaire, atteignant 700 m, et caractérisées par une haute salinité et une
température élevée.
D’après Millot (1987), les poches de L.I.W rencontrées dans le bassin algérien ont
sans doute été entraînées, là depuis les côtes de Sardaigne par les tourbillons de moyenne
échelle ; Il n’existe pas de circulation propre d’Est en Ouest de l’eau intermédiaire dans le
bassin algérien (Taupier-Letage et Millot, 1988) (Fig. 7).
- 55 -
Partie 2
Figure 7 : Circulation de l’eau levantine intermédiaire (Millot, 1993).
d. Les Eaux profondes (DW)
Elle se forme en hiver, dans le Nord du bassin occidental (Golfe de lion et bassin
liguro-provençal) ; elle résulte des plongées d’eaux superficielles et intermédiaires refroidies
sous l’action des phénomènes atmosphériques (vents mistrals et tramontanes) qui sévissent
pendant la saison d’hiver. C’est l’augmentation de sa densité qui lui permet de plonger et
d’occuper ainsi les fonds (Millot, 1987) (Fig. 8).
Figure 8 : Circulation de l’eau méditerranéenne profonde (Millot, 1993).
- 56 -
Partie 2
3. Caractéristiques générales du littoral algérien
Le littoral est un espace très dynamique, caractérisé par des formes morphologiques
variées : plages, dunes, falaises, … etc. Par sa situation d’interface, il est le lieu d’échange
entre la mer et la terre. Il est aussi le lieu de combinaison entre les différents éléments naturels
tels que les vents, les courants marins, les vagues et les marées (Ghodbani, 2009).
L’Algérie dispose d’un littoral d’environ 1280 Km, de la frontière algéro-marocaine à
l’Ouest à la frontière algéro-tunisienne à l’Est. Ce littoral est caractérisé par un plateau
continental réduit à l’exception dans la région de Ghazaouet (wilaya de Tlemcen) à l’extrême
Ouest et la région d’El Kala (wilaya d’El Taref) à l’extrême Est (Zeghdoudi, 2006).
La majorité de la population Algérienne ainsi que la quasi-totalité de ses activités
socio-économiques sont concentrées sur la frange côtière ou se localisent les grandes
agglomérations urbaines : Alger, Oran et Annaba, ainsi que les grand pôles industriels :
Arzew, Bédjaïa et Skikda (Boutiba et al., 2003; Bentis et Bouziani, 2006).
Le réseau hydrographique aboutissant à la mer compte environ 31 Oueds, dont les plus
importants sont les Oueds Cheliff, Soummam, El Harrach, Mazafran, Sebaou, Isser,
Seybousse, Tafna, El Kébir, El Mellah, El Hamiz et Saf Saf. Ce réseau alimente le milieu
marin en apports terrigènes. Ces Oueds constituent des collecteurs de tous les polluants issus
des activités humaines, notamment agricoles et industrielles, et se jettent en mer (Bentis et
Bouziani, 2006).
La
frange
côtière
algérienne
subit
directement
l'influence
d'une
pression
démographique sans cesse croissante, une concentration industrielle importante, un trafic
maritime et des activités portuaires intenses (Grimes et al ., 2004).
En Algérie et d’une manière générale, l’urbanisation de la côte suit un rythme accéléré.
Son impact est moins ressenti sur le milieu naturel en comparaison avec les côtes de Tunisie
et du Maroc ou d’autres pays de la rive nord méditerranéenne. Cependant, elle est de plus en
plus inquiétante ces dernières années. Le bétonnage de la côte conduit actuellement à la
régression de plusieurs plages et à une érosion qui menace à la fois la stabilité des
infrastructures existantes et le développement futur de l’activité touristique balnéaire
(Ghodbani, 2009).
- 57 -
Partie 2
A tout cela s'ajoute l'apport des bassins versants des plus importants cours d'eau,
drainent vers la mer les eaux usées engendrées par les activités humaines terrestres. Ces
activités engendrent des sources de pollution (Grimes et al., 2004).
4. Caractéristiques du littoral oranais
Oran est une ville portuaire du nord-ouest de l’Algérie. Elle est située parmi les 120
principales villes côtières du bassin méditerranéen. Sa façade maritime occupe une portion de
1/3 du littoral algérien. Elle représente un assez grand bassin, largement ouvert vers la
Méditerranée, et offre un spectacle très diversifié, vu coté mer, d'une côte basse, sablonneuse,
rectiligne et monotone, des secteurs rocheux et des côtes à falaises (Bouras et Boutiba, 2006).
Le socle précambrien, en majeure partie granitique, n’affleure que sur quelques points.
Il est en contacte avec la mer que dans l’ouest de Madagh (Ciszak, 1993).
Les reliefs forment le long de la côte oranaise, une série de bas plateaux et terrasses
dont l’altitude s’élève légèrement d’ouest en est, et s’est séparée généralement, de la mer par
une étroite plaine côtière (une dizaine de kilomètres environ).
Le littoral oranais s’allonge sur une centaine de kilomètres et présente une largeur
moyenne de 20 à 25 Km. Elle dessine à elle une demi-circonférence, à peu près régulière
sous-tendue par un diamètre imaginaire allant de Cap Falcon à l’Ouest jusqu‘au Cap de
l’Aiguille à l’Est. Dans cet ensemble se succède trois ovales d’effondrements séparés par des
fractures transversales (Sahnouni, 2003).
Le littoral oranais est caractérisé par un plateau continental réduit (Boutiba, 1992).
Les côtes sont caractérisées d’importantes plages ouvertes, mais elles sont, en grande partie,
constituée par des reliefs rocheux. Le littoral oranais est bordé de falaises qui sont localisés
notamment au Cap Falcon (Boutiba, 2007).
4.1. Facteurs physiques des eaux littorales
4.1.1. Température
Les courants constituent les mouvements les plus puissants et les plus continus qui
affectent les eaux marines. L’eau du courant algérien est présente tout le long de la côte
algérienne, elle se caractérise par des écarts de température entre les couches superficielles et
les couches profondes relativement peu accentuées, en effet, la température moyenne de l’eau
atlantique longeant les côtes algériennes est de 20,5°C (14,4°C et 5,6°C en hiver; 23°C et
- 58 -
Partie 2
25°C en été dans le golfe d’Arzew) (in Millot, 1985). Les températures maximales des
niveaux 50 et 100 m varient entre 15,50°C et 16,27°C. Vers les profondeurs 300 à 500 m où
l’influence de l’eau levantine intermédiaire se fait mieux sentir, la température décroit à 13°C
puis atteint 12,7°C à un niveau inférieur à 500 m caractérisant l’eau profonde (in Boutiba,
2004).
4.1.2. Salinité
La salinité est un paramètre physique très important en Océanographie. Elle joue un
rôle primordial dans la densité et la qualité de l’eau et dans son occupation, mais aussi pour la
détermination de la vitesse du courant géostrophique (Lacombe et Tchernia, 1960; Guillard et
al., 2004).
En surface, l’eau superficielle du littoral algérien est d’une salinité inférieure à 37,10
‰. Millot (1985) a démontré que les variations de salinité entre les autres masses d’eau Sont
variables à des niveaux différents.
Selon le même auteur, au niveau de 20 m, le taux de salinité accuse une diminution
très nette. On enregistre à ce niveau un taux de salinité de 36,42 ‰ dans les eaux oranaises.
Au niveau de 50 m et 100 m, le courant algérien s’éloigne sensiblement du littoral en raison
de son instabilité, le taux de salinité est alors de 36,8 ‰ dans le secteur Ouest et 37 ‰ dans le
secteur Est. Par contre, la salinité est de 38‰, donc, beaucoup plus importante à des
profondeurs de 150 à 200 m.
4.2.
Climatologie
Le climat de la région d'Oran est de type méditerranéen, chaud en été (35°C maximum)
et doux en hiver (9°C minimum), avec une saison sèche très marquée entre la mi-juin et la miseptembre. Ces conditions sont dues à l'alternance de brise de mer fraîche et humide et de
brise de terre chaude et sèche (Sahnouni, 2003).
a. Pluviométrie
En Algérie, les pluies sont d’origine surtout orographiques. La zone littorale oranaise
est caractérisée par deux saisons de pluies : une « grande » centrée sur l’hiver, et une
« petite » et courte centrée sur l’automne (Bouras et Boutiba, 2004).
- 59 -
Partie 2
La pluviométrie moyenne annuelle sur l’ensemble du littoral algérien s’élève à 6776
mm. Une diminution très nette des précipitations s’observe d’Ouest en Est : Oranie = 405
mm ; Algérois = 702 mm ; Constantinois= 1151 mm (Boutiba, 1992).
La pluviométrie de la région d’Oran reste une des plus faibles de l’Algérie du Nord,
varie entre 350 et 400 mm, et peut ne pas dépasser 200 à 250 mm en certaines années sèches.
Plus de 60% du total annuel est enregistré pendant la seule saison hivernale (O.N.M, 2007).
Ce phénomène étant dû à l’assèchement des masses d’air à la traversée des montagnes
espagnoles (Touarsi et Begoug, 2000).
Tableau 5 : Climatologie de la ville d’Oran (ONM, 2007).
Température moyenne oC
Minimum
Maximum
Précipitation
moyenne totale en
(mm)
Janvier
5.1
16.6
43.6
8.7
Février
6.5
17.7
44.4
8.5
Mars
8.1
19.7
35
7.1
Avril
10
21.5
29.6
7.2
Mai
13.2
23.9
27.2
6.9
Juin
16.9
27.7
3.8
2
Juillet
19.4
30.5
1.8
1.3
Août
20.1
31.6
2.7
1.8
Septembre
17.7
29
13.2
3.6
Octobre
14
25.2
55.5
6.6
Novembre
9.5
20.6
55.5
8.4
Mois
Nombre de jours
moyen de
précipitation
Les informations climatologiques sont calculées à partir d'une moyenne sur 30 ans de
1976-2005. Le nombre de jours moyen de précipitation = nombre de jours moyen avec au
moins 1 mm de précipitation. La précipitation inclue la pluie et la neige (Tableau 5).
- 60 -
Partie 2
Figure 9 : Normales des températures de la ville d’Oran (ONM, 2007).
Figure 10 : Normales des précipitations de la ville d’Oran (ONM, 2007).
b. Régime des vents
Les vents généraux soufflent depuis le mois d'octobre jusqu'au mois de mai, dans la
direction du nord-ouest ; après le mois de mars, cependant, ils varient tantôt du nord à
l'ouest. Ces variations sont de courtes durées. Pendant l'été, leur action est subordonnée aux
causes locales. Il existe par ailleurs des vents chauds (Sirocco) provenant du Sud et
Sud-Ouest, ce sont des vents chauds et secs de 09 à 16 jours par an (Ghodbani, 2001).
Selon le PNUE (1989), le vent représente non seulement un paramètre caractérisant le
climat mais aussi le facteur le plus important dans le transport des polluants notamment vers
la mer à des distances dépassant les 500 Km.
- 61 -
Partie 2
5. Origines et types de pollution le long du littoral oranais
La frange littorale algérienne, notamment la bande côtière subit des dégradations de
plus en plus alarmantes car elles constituent le point de convergence de multiples pollutions.
Une très grande pression et agression par les activités humaines liées aux industriels
des villes côtières, Oran, Arzew, Ghazaouet, …; et des grandes agglomérations urbaines
génèrent une pollution intense caractérisée par les rejets d’eaux usées. Très rares sont les
stations d’épurations fonctionnelles dans les villes côtières (Boutiba et al., 1996). Tous ces
déchets se déversent directement dans le milieu marin entraînant des effets nuisibles en
détériorant la qualité de l’eau de mer, provoquant de grands dommages aux ressources
biologiques qui induisent un réel danger pour la santé humaine. Cette pollution des eaux
marines, dans certaines zones côtières atteint un état critique où il est temps de se pencher, de
prendre les mesures nécessaires (Terbeche, 2007).
Oran, grande métropole et deuxième ville d’Algérie, est cité parmi les 120 principales
villes côtières du bassin méditerranéen, qui sont dépourvues de systèmes d’épuration efficace.
La concentration démographique dans les communes littorales du segment oranais a connu
une importante élévation pendant la dernière décennie, avec environ 1,5 million d’oranais qui
résident en permanence sur la côte et prés de dix fois plus en été avec l’arrivée des vacances.
Chaque commune déverse chaque jour une importante quantité d’eaux usées, qui sont
canalisées par des assainissements collectifs coulant directement en mer sans aucune
épuration.
En effet, plus de 90 millions de mètres cubes d'eaux usées se déversent
annuellement sur les côtes du littoral d'Oran. Ceci éclaircit l’importance, le sérieux et la
gravité de ce problème sur l’ensemble de l'écosystème marin et les stocks halieutiques.
Toutes ces menaces sont encore plus graves, si l’on considère le fait, trop souvent
occulté ou sous-estimé, que la Méditerranée est une mer pratiquement fermée, dont le rythme
de renouvellement de ses eaux est de l’ordre de 80 ans. Cela signifie que toute cette durée doit
s’écouler pour qu’une goutte d’eau polluée doit être remplacée par une goutte d’eau pure
(Boutiba et al., 2003).
En outre, le littoral ouest algérien regroupe quatre grands ports : Oran, Arzew,
Ghazaout et Mostaganem ; ce qui lui confère un trafic maritime important (58000 navires / an
passent le long de cette frange transportent 500000 tonnes d’hydrocarbures et 400000 tonnes
de produits chimiques (Taleb et Boutiba, 1996).
- 62 -
Partie 2
D’autre part, et à des fins purement stratégiques, les grands complexes industriels sont
implantés sur les régions littorales induisant des dommages de l’espace envahi (entrepôts,
aires de stockage etc…) (Saada, 1997). Ainsi, le littoral ouest algérien n’échappe pas à cette
règle qui le sélectionne parmi les zones écologiquement fragiles en Méditerranée.
La bande littorale oranaise est marquée par une accentuation prononcée de
l’événement d'urbanisation, dont les arguments d’installation sont quasi-absents. Cette
urbanisation anarchique conduit à une surexploitation du patrimoine naturel.
Pendant les dernières trente années, on assiste à une installation urbaine anarchique
qui a causée de très importants et graves épuisements, dégradation et pollution du milieu
marin. En effet, ces implantations irrationnelles ont causée une déstabilisation de reliefs (cas
des falaises de Canastel) et un déséquilibre du système côtier (cas du Cap Falcon).
Le phénomène excessif d’agglomération des populations soutenues par une forte
urbanisation sont les tendances lourdes générant les déséquilibres profonds qui caractérisent le
peuplement de la zone littorale.
Cependant, les principaux programmes d'urbanisme, de traitement d'alimentation en
eau, d'assainissement et de transports, liée à la bonne qualité de l’environnement, demeure des
textes archivés sans application.
Les rejet des différentes actions et aménagements anthropiques en milieu littoraux
s’expriment clairement dans la bande côtière oranaise par de nombreux dépôts à la mer,
auxquelles se joignent les différents polluants véhiculés par les cours d'eau de surface ou
souterrains ainsi que les ruissellements des eaux de pluie ou d'irrigation. Au niveau de cette
région, deux principales sources de pollutions sont identifiées :
Une pollution domestique : provenant des déversements continus des eaux
usées, urbaines et fluviales. On évalue les eaux usées domestiques à 69704 m3/ jour dont 45 %
pour la seule ville d’Oran soit 42582 m3/ jour. Elles sont rejetées sans traitement adéquat à
travers 50 sites. Les plus importants sont (Fort Lamoun) et (Cueva Del Awa). Les charges
polluantes pour ces deux sites s’élèvent à 14904 Kg / jour (DBO5) et 28530 Kg / jour (DCO)
et 24484 Kg / jour (MES) (Sogreah, 1998).
- 63 -
Partie 2
Une pollution industrielle : les industries rejettent en mer des eaux résiduaires
souvent toxiques du fait de l’usage de produits divers tels que : les détergents, les pesticides et
les métaux lourds qui sont considérés comme éléments dangereux, vu leur retentissement
écologique considérable. Ces polluants sans drainés à la mer par des cours d’eau qui
constituent des collecteurs de matières polluantes sans subir de traitement approprié,
endommageant ainsi les écosystèmes marins côtiers (Boutiba et al., 1996).
Les industries
sont responsables dans la production d’environ 24935 m3/ jour d’eau polluée soit 26,34 % des
eaux rejetées.
Le littoral oranais est le lieu d’une très forte concentration industrielle notamment vers
l’est (Arzew). La grande zone industrielle d’Arzew est le siège d’une pollution incessante
(Boutiba et al., 2003). Cette dernière rejette en mer sans traitement préalable des eaux de
haute température très riches en hydrocarbures et métaux lourd, ce qui cause un
empoisonnement des organismes en mer et leur disparition, la réduction de la richesse
animale avec possibilité d’extension de cette pollution aux autres régions côtières par l’effet
du courant marin, ajouter à cela une pollution générée par l’activité portuaire très dense par le
rejet de déchets pétroliers de certaines méthaniers (déballastage et de dégazage) qui s’ajoutent
aux différentes activités pétrochimiques (stockage, et traitement).
La baie d’Oran qui est en parfaite continuité avec le Golfe d’Arzew au large duquel
sillonnent les bateaux de commerce et grands méthaniers chargés de pétrole et de substances
extrêmement toxiques lui confère un statut fragile, menacé par un danger réel et permanent de
pollution accidentelle (Boutiba et al., 1996).
Deux des plus grands ports algériens se trouvent dans la baie d’Oran :

Le port de Mers El Kebir, dans la partie occidentale, à quelques 7 km du centre
ville, il comprend un important chantier naval ;

Le port commercial, considéré comme le deuxième port d’Algérie, il occupe la
partie centrale de la baie d’Oran.
Outre ces deux infrastructures maritimes, la ville d’Oran est dotée d’un important port
de pêche adjacent au port commercial.
- 64 -
Partie 2
Les rejets des eaux dans la mer constituent un enjeu majeur sur tous les usagés de ce
milieu (Homme, faune et flore). Parmi les points de rejets les plus importants au niveau du
port d’Oran :

Les émissaires des Genêts à l’Est du port qui reçoivent tous les affluents
domestiques, les ruissellements pluviaux et affluents d’activité industrielle
(artisanales) de la région et de la ville d’Oran (le quartier de Seddikia et le centre
ville).

L’émissaire du Fort Lamoune à l’Ouest du port, avec une quantité d’eau déversée
de 7966 m3/ jour constituée de mélange d’eau domestique et industrielle qui
provient du secteur urbain septentrional (nord-ouest de la ville) (Sahnouni, 2003).
En Algérie, dans 80% des cas, les eaux usées d’origine domestique et/ou industrielle
ne sont pas épurées avant leur rejet en mer ou dans les oueds. Les eaux usées domestiques
représentent prés de 60% des rejets totaux, 30% pour les eaux usées collectives et 10% pour
eaux usées industrielles. Dans la ville d’Oran, les eaux usées ont présenté en 2001 les charges
polluantes suivantes : DBO5 : 39g/hab/jour ; DCO : 69 g/hab/jour ; MES : 100g/hab/jour et
selon les évaluations et les prévisions de Sogreah (1998) (Tableau 6), elles se répartissent
comme suit :
Tableau 6 : Rejets d'eaux usées (SOGREAH INGENIERIE, 1998).
1995
2005
2015
m3/j
%
m3/j
%
m3/j
%
Rejets domestiques
et collectifs
52 284
88
18 3448
95
24 4426
94
Rejets industriels
6 933
12
9 584
5
14 845
6
Rejets totaux
59 217
100
193 032
100
259 271
100
- 65 -
Partie 3
Matériel et méthodes
Partie 3
Introduction
Les champignons comprennent un groupe hétérogène de microorganismes hétérotrophes
qui agissent en tant que saprobiontes ou
parasites ou, moins fréquemment, comme
symbiontes vivant en association avec d'autres organismes. Ils sont des cosmopolites et des
éléments importants des écosystèmes. Leur présence en milieu marin est désormais un fait
reconnu. La plupart des documents se référant aux champignons dans les environnements
marins sont centrés sur l'Europe et l'Amérique du Nord (Dabrowa et al., 1964, Kishimoto et
Baker, 1969 ; Bergen et Wagner-Merner, 1977 ; Kirk, 1983 ; Udagawa et Ueda, 1985 ; Tan,
1985). En Algérie et plus particulièrement sur le littoral occidental algérien, une seule étude
seulement a été effectuée sur la biodiversité des peuplements fongiques marins (MatallahBoutiba et al., 2008 ; Matallah-Boutiba, 2009). Pour cette raison, et pour l’amélioration de
nos connaissances sur la diversité de ces microfonges, une étude de notre part a été établie.
Cette dernière consiste sur l’isolement et l’identification des champignons filamenteux et
levuriformes existants sur le sable de quatre plages le long du littoral oranais.
1. Matériel et méthodes
1.1. Les prélèvements
Les prélèvements des échantillons de sable pour la recherche des champignons
microscopiques, ont été effectués au niveau de quatre plages oranaises : Beau Séjour, Eden,
Les Andalouses, et Madagh. En tant que plages urbaines, elles sont intensivement visitées par
des touristes et des locaux. Les prélèvements de sable (Fig. 11), ont été effectués de façon
bimensuelle pendant six mois (du décembre 2009 au mai 2010). Sur chaque site, les
prélèvements ont été effectués à deux niveaux : sur du sable sec et du sable humide, et à
chaque niveau, deux échantillons ont été prélevés à l’aide d’une spatule stérilisée, en acier
inoxydable. Le sable sec a été collecté dans les zones non inondées, et le sable humide a été
échantillonné dans les zones intermédiaires entre le sable sec et l’eau de mer (zone intertidale).
Les échantillons ont été placés dans des flacons stériles marqués, et ils sont directement
transportés au laboratoire, où ils ont été conservés à une température de 4°C.
Au total, 48 échantillons de sable ont été prélevés.
- 66 -
Partie 3
Figure 11 : Les échantillons de sable (sec et humide) prélevés.
1.2. Description des lieux de prélèvement
Notre étude a été réalisée sur quatre sites côtiers (Fig. 12), la situation géographique de
chaque site a été référenciée à l’aide d’un GPS (Garmin) (Tableau 7).
Tableau n° 7 : Stations d’échantillonnage.
Sites
Beau Séjour
Eden
Les Andalouses
Madagh
Géoréférencement
Commune
Caractéristiques
N 35° 44' 54.81"
W 0° 46' 09.18"
N 35° 45' 13.46"
W 0° 46' 50.81"
N 35° 42' 23.18"
W 0° 53' 13.05"
N 35° 37' 952"
W 000° 104' 243"
Ain El-Turck
Ain El-Turck
Rejet des effluents
urbains et industriels
Zone touristique
El Ançor
Zone touristique
Ain El Karma
Aire marine protégée
- 67 -
Partie 3
Figure 12 : Sites d’échantillonnage (Google, 2010).
- 68 -
Partie 3
1.2.1. Le site d’Ain El- Turck (Fig. 13)
Ain El-Turck est une zone côtière située à une quinzaine de kilomètres en nord-ouest
de la wilaya d’Oran, qui la relie au chemin wilaya CW (84) (Taleb, 2006). Elle est considérée
comme une zone côtière convoitée et conflictuelle, caractérisée par un rivage dégradé, dû à
l’occupation illicite de ses parties proches de la mer.
Ain El-Turck a subi depuis quelques décennies, une urbanisation incontrôlée de son
rivage. Sa proximité avec Oran et la beauté de ses plages ont engendré une concurrence sur
l’appropriation et l’urbanisation de son rivage. Actuellement, et sur les parties hautes des
plages s’alignent des villas de un à deux étages, des garages à bateaux et de grands hôtels.
Cette urbanisation s’est effectuée dans un climat d’ignorance de la fragilité de
l’environnement littoral et a conduit à des difficultés dans la gestion de cet espace (Ghodbani,
2009).
Figure 13 : Site d’Ain El-Turck
2.2.2. Les Andalouses (Fig. 14)
Première zone d’expansion touristique (Z.E.T) de l’ouest Algérien, située à 25 Km
d’Oran, son rang correspond à sa situation, son niveau du potentiel touristique ainsi que sa
capacité d’accueil. La totalité de sa façade vers la mer est constituée par une vaste plage de
sable fin et doré. La baie semi circulaire, ouverte vers le nord protégée des houles par le Caplindles, assure ainsi une mer calme et peu profonde (Benaissa et Benaissa, 1999).
- 69 -
Partie 3
De nos jours, les habitations permanentes et les infrastructures touristiques, ont pris la
place des pêcheurs rejetant plusieurs types de déchets dans la mer, notamment les eaux usées
sans aucun traitement préalable.
En amont de ce site côtier, il est à signaler l’expansion des exploitations agricoles
relatives au Plan National du développement Agricole (PNDA) qui risque de porter atteinte à
l’écosystème marin côtier à travers l’utilisation des pesticides, les engrais et les produits
phytosanitaires qui sont drainés par les ruissellements des eaux pluviales en saison hivernale,
en plus un important effluents qui charrie les eaux usées du village d’El Ançor (MattalahBoutiba, 2009).
Figure 14 : Les Andalouses.
2.2.3. Le site de Madagh (Fig. 15)
Il est considéré comme une zone non impactée puisqu’il est situé loin de la métropole
oranaise d’environ 40 Km vers l’Ouest et où l’action anthropique est très peu marquée
(Sahnouni, 2003 ; Kherraz, 2004 ; Mouffok, 2005).
La plage de Madagh forme une baie fermée à ses extrémités par deux petits caps
diminuant l’action des vents, et donc l’hydrodynamisme local est faible. De ce fait, la
moindre introduction d’une substance xénobiotique pourrait bouleverser l’équilibre fragile de
ce site référence.
- 70 -
Partie 3
Par ailleurs, la proximité des Iles Habibas, une zone marine qui, très récemment vient
d’être décréter Aire Marine Protégée (MPA) pourrait faire de ce site côtier une station de
référence pour les études comparatives relatives au suivi des impacts de la pollution au niveau
de l’écosystème marin côtier occidental algérien (Boutiba, 2006).
Figure 15 : Madagh.
2.3. Mesure des facteurs environnementaux (abiotiques) : pH et température
Le pH et la température de sable ont été mesurés in situ avec un pH / C°-mètre
portable (Fig. 16). La moyenne de deux lectures dans chaque site et dans chaque période
donne la température et le pH au moment de prélèvement.
2.3.1. Mesure du pH
Le pH du sable représente son acidité ou son alcalinité ; à pH 7, le sable est dit neutre ;
à un pH inférieur à 7, le sable est dit acide, et à un pH supérieur à 7, il est dit alcalin. La
mesure du pH est effectuée comme suit :
1. Rincer l’électrode du pH-mètre avec de l’eau déminéralisée ; puis essuyer avec du
papier absorbant.
2. Mesurer 10 g du sable de chaque échantillon dans un bécher.
3. Mesurer 90 ml d’eau déminéralisée avec une éprouvette graduée.
4. Verser l’eau dans le bécher contenant le sable puis agiter.
- 71 -
Partie 3
5. Laisser décanter le mélange eau-sable.
6. Plonger l’électrode du pH-mètre dans le liquide décanté. Mettre en marche le pHmètre ; attendre quelques minutes la stabilisation et lire la valeur du pH.
2.3.2. Prise de température
La prise de température est très simple :
1. plonger la sonde de température dans l’échantillon de sable à tester ;
2. attendre la stabilisation de la lecture et lire la valeur affichée.
Figure 16: pH / C°-mètre portable.
2.4. Mise en culture pour l’isolement des souches
Dans cette étude, nous nous sommes limités à la recherche des champignons
filamenteux non dermatophytiques et les champignons levuriformes, vu que les
dermatophytes nécessitent plus du temps pour leurs croissances (au minimum deux mois).
Toute manipulation a été réalisée dans un milieu stérile pour éviter toute
contamination.
Une seule technique d’isolement a été effectuée sur chaque échantillon de sable (sec et
humide) :
- 72 -
Partie 3

Technique de lavage
Utilisée pour la mise en évidence essentiellement des levures et des champignons
filamenteux non dermatophytiques ; elle consiste à la mise en suspension de 50 g de sable
dans 90 ml d’eau de mer stérilisée, avec addition de quelques gouttes de tween 80 permettant
de remettre en suspension les spores qui pourraient adhérer aux grains de sable.
Après centrifugation à 2500 tr/ min pendant 15 mn, 1 ml du surnageant a été ensemencé sur le
milieu de culture.
La culture a été réalisée sur milieu Sabouraud à raison de 65g de poudre déshydratée
par litre d’eau de mer contenant un antibiotique : le chloramphénicol, à une concentration de
50 mg/l afin d’éviter la prolifération bactérienne qui pourrait inhiber ou gêner celle des
champignons. Le milieu est coulé dans des boîtes de pétri en verre (20cm de diamètre, 125 ml
par boîte) préalablement stérilisées pendant 2h à 200°C.
la surface de la gélose, l’ensemencement des échantillons a été réalisé suivant la méthode
du râteau. Les boîtes ensemencées sont ensuite placées dans un incubateur à 27°C, la
croissance des microfonges est suivie pendant quelques jours.
2.5. Isolement des souches
Dès leur apparition, les colonies fongiques filamenteuses et levuriformes d’aspect
macroscopique différent ont été isolées et repiquées dans des boîtes de pétri (9 cm Ø) sur
de la gélose Sabouraud (Sabouraud - chloramphénicol pour les moisissures et les levures).
L'incubation se fait à 27°C, jusqu'à l'envahissement de la surface de la gélose (pendant
24h à 48h pour les levures et de 2 à 3 semaines pour les champignons filamenteux). Les
souches pures ainsi obtenues sont identifiées.
2.6. Identification
L’identification des champignons filamenteux repose sur des critères culturaux,
température de croissance et vitesse de pousse, mais surtout sur des critères morphologiques
associant l'aspect macroscopique des cultures et la morphologie microscopique (Gari et al.,
2001). Il convient de se reporter aux manuels de morphologie mycologique pour le diagnostic.
- 73 -
Partie 3
Comme l’identification au niveau de l’espèce est très difficile et fait appel à d’autres
disciplines comme la biologie moléculaire, notre étude s’est limitée généralement à
l’identification du genre (sauf quelques souches dont on a pu identifier le genre et l’espèce).
En revanche, pour les levures, se surajoutent aux critères culturaux (température et
vitesse de pousse), des critères physiologiques : l'étude de l'assimilation des sucres comme
sources de carbone et d'énergie, le test de filamentation en sérum (ou test de blastèse) et la
recherche de la chlamydosporulation sur milieu RAT (crème de riz-agar-Tween) ou PCB
(pomme de terres-carottes-bile). Ces techniques permettent l’identification du genre et
l’espèce de la souche isolée.
2.6.1. Identification morphologique
L’identification d’une espèce fongique repose sur l’analyse de critères culturaux
(température et vitesse de croissance, milieux favorables) et morphologiques. Ces derniers
sont constitués des paramètres macroscopiques (aspect des colonies, de leur revers) et
microscopique (aspect du mycélium, des spores, des phialides, des conidiophores,…)
(Cahagnier et Richard-Molard, 1998).
2.6.1.1. Critères d’identification macroscopique
o L’aspect des colonies : est un bon critère d’orientation. Les champignons
levuriformes donnent des colonies lisses, glabres, humides, d’aspect brillant ou mat,
parfois rugueuses.
l’opposé, Les filamenteux forment des colonies duveteuses,
laineuses, cotonneuses, veloutées, poudreuses ou granuleuses ; parfois certaines
colonies peuvent avoir une apparence glabre (l’absence ou pauvreté du mycélium
aérien).
o Le relief des colonies : il peut être plat ou plissé et la consistance des colonies peut
être variable (molle, friable, élastique ou dure).
o La taille des colonies: Elle peut-être très variable en fonction des genres fongiques :
petites colonies (Cladosporium) ou au contraire, colonies étendues, envahissantes
(Mucor, Rhizopus).
o La couleur des colonies : est également un élément pertinent d’identification ; les
couleurs les plus fréquentes sont le blanc, le crème, le jaune, l’orange, le rouge allant
jusqu’au violet ou le bleu, le vert, le brun allant jusqu’au noir. Les pigments peuvent
- 74 -
Partie 3
être localisés au niveau du mycélium (Aspergillus, Penicillium) ou diffuser dans le milieu de
culture (Fusarium).
o Les structures de fructification : la présence ou l’absence, au centre de la colonie,
des structures de fructification sexuée (cléistothèces) ou asexuée (pycnides) est aussi
un élément important de diagnose (Botton et al., 1990).
2.6.1.2. Identification microscopique
¾ Les champignons filamenteux
L’identification a été réalisée sous microscope soit par une observation directe, soit
après culture sur lame.
Pour l’observation directe nous avons réalisé la technique du drapeau de Roth (Fig.
17): un petit morceau de scotch est appliqué par sa face collante sur la colonie fongique à
l’aide d’une pince, puis déposer sur une goutte de bleu coton ou de rouge Congo sur une lame
porte-objet. Une deuxième goutte est déposée sur la face supérieure du scotch qui est ensuite
recouvert d’une lamelle couvre-objet. Les colorants sont utilisés pour colorer le mycélium et
les parois fongiques, ils permettent l’augmentation des contrastes et une obtention d’une
meilleure image.
Figure 17 : La technique du drapeau de Roth.
Figure 18 : Station d’image.
Des cultures sur lame (Fig. 19) ont été réalisées dans les cas où les observations
étaient délicates : Cinq millilitres d'eau distillée stérile contenant quelques gouttes
d'antibiotiques afin d'éviter toute contamination, sont déposés au fond d'une boîte de pétri de 9
cm de diamètre pour réaliser une humidification à saturation. Un chevalet en verre coudé en U,
- 75 -
Partie 3
stérilisé à la flamme, est introduit dans la boîte et une lame également stérile, est placée sur
lui. À l'aide d'une pipette, deux gouttes de milieu Sabouraud sont déposées sur la lame qui est
ensuite ensemencée en son centre par la souche à identifier. L’ensemble a été recouvert d’une
lamelle- couvre objet stérile. L'incubation a été faite à une température de 27 °C.
Après le développement des colonies, le bloc de gélose est éliminé, la lame est ensuite
recouverte d’une lamelle après l’avoir coloré avec du bleu coton ou du rouge Congo.
Toute observation microscopique était prise en photo à l’aide d’une station d’image
(Fig. 18), ce qui permet une bonne identification.
Figure 19: Culture sur lame.

Critères d’identification microscopique
L’examen microscopique d’une colonie fongique se fait après réalisation d’un
étalement entre lame et lamelle et coloration de la préparation au bleu coton. Généralement,
un examen à l’objectif 40 est suffisant pour mettre en évidence la plupart des éléments
importants de diagnose (Cahagnier et Richard-Mollard, 1998).
Le thalle : tous les champignons possèdent un appareil végétatif constitué de filaments
(hyphes) qui, ensemble, forment le thalle filamenteux ou le mycélium ; le thalle peut être
siphonné ou septé :
- Le thalle siphonné, constitué d’éléments tubulaires, peu ou pas ramifié, de diamètre large et
irrégulier (5-15 µm), non cloisonné est caractéristique des Zygomycètes ;
- 76 -
Partie 3
- Le thalle septé ou cloisonné, constitué de filaments de diamètre étroit (2-5 µm) et régulier,
divisé par des cloisons en articles uni ou pluricellulaires est caractéristique des Ascomycètes,
Basidiomycètes et Deutéromycètes (Badillet et al., 1987).
- Les spores : qui sont le produit de la reproduction asexuée peuvent être endogènes ou
exogènes :
- Les spores endogènes (endospores) sont produites à l’intérieur d’un sac fermé (sporange),
porté par un filament spécialisé (sporangiophore). Ces spores, que l’on observe par exemple
chez les Mucorales, sont libérées par le déchirement de la paroi de sporange à maturité.
- Les spores exogènes (conidies), retrouvées chez les Ascomycètes, Basidiomycètes et
Deutéromycètes, sont formées par bourgeonnement à partir d’une cellule spécialisé (cellule
conidiogène).
L’examen des spores et de leur organisation est une étape importante de l’identification
fongique (Campbell et al., 1996).
¾ Les champignons levuriformes
Après ensemencement sur milieu de Sabouraud gélosé avec antibiotique à 27°C,
apparaissent en 24h à 48h des colonies de levures.
L’identification microscopique a été reposée sur :
1) un examen direct : une colonie est prélevée et déposer sur une lame porteobjet dans une goutte de colorant (bleu coton ou rouge Congo). Cet examen
permet de noter la forme, la taille, et le mode de reproduction asexuée
(bourgeonnement ou scissiparité) des levures.
2) des tests spécifiques : spécialement pour l’identification de Candida albicans.
Cette levure est la plus fréquente en pathologie humaine est la levure la plus
rapide à identifier par différents tests :

test de blastèse (Fig. 20): filamentation en sérum (2 à 4 h à 37°C, présence du
tubes germinatifs uniquement dans l’espèce de Candida albicans) ;

recherche de chlamydospores sur milieu pauvre (RAT ou PCB), l’incubation
se fait à 25°C. Au bout de 24h à 48h se forment aux extrémités terminales ou
- 77 -
Partie 3
latérales du pseudomycélium de grosses spores rondes à parois épaisse, de 10 à 15 µm de
diamètre, associées à des blastospores.
Une öse de culture jeune
Faible quantité de levures
Sérum
Opacité à peine visible
Sérum
H2O
Suspension à peine laiteuse
Bien agiter
Résultat
Mettre à 37°C
2 - 4 heures
Tube germinatif : Candida albicans
Figure 20: Test de filamentation en sérum.
2.6.2. Identification biochimique
Les levures sont des microorganismes unicellulaires, l’étude de leurs formes ne suffit
généralement pas pour l’identification des espèces. Nous avons passé alors à l’étude de leurs
caractères physiologiques avec en particulier, l’étude de l’assimilation des sucres, en utilisant
une technique miniaturisée prête à l’emploi : Auxacolor

Principe du test
La galerie Auxacolor (Fig. 21) est un système d’identification dont le principe repose
sur l’assimilation des sucres. Elle comporte :
- 78 -
Partie 3
Un témoin négatif pour faciliter la lecture des résultats d’assimilation (cupule de
couleur bleue) ;
Treize tests d’assimilation comportant les sucres suivants : glucose (témoin positif),
maltose, saccharose, galactose, lactose, raffinose, inositol, cellobiose, trehalose,
adonitol, melezitose, xylose, arabinose.
Trois tests enzymatiques.
La croissance des levures est visualisée par le virage d’un indicateur de pH (du bleu au
jaune) et par l’apparition d’un trouble dans la cupule.

Inoculation de la microplaque
a. Préparer l’inoculum à partir d’une culture de 24 à 48 h réalisée sur milieu de
Sabouraud (+/- antibiotiques). Dans des conditions stériles, ensemencer le milieu de
suspension avec des colonies de souche pure en quantité suffisante (1 à 5 colonies
identiques).
b. Homogénéiser la suspension à l’aide d’un vortex.
c. Prélever et distribuer, à l’aide d’une pipette, 100 µl de l’inoculum dans chacune des
cupules de la microplaque.
d. Recouvrir la microplaque avec l’adhésif en s’assurant que l’adhésif est parfaitement
uniforme. Incuber 48 h (72 h si nécessaire) à 30°C (± 2°C).

Lecture des résultats
La lecture définitive doit s’effectuer à 48 h.

Interprétation des résultats
Le guide d’interprétation des résultats est mentionné dans l’annexe 2.
- 79 -
Partie 3
Figure 21 : la microplaque d’Auxacolor.
3.
La conservation des souches
Pour un usage ultérieur des souches fongiques identifiées, plusieurs méthodes de
conservation sont utilisées, ce qui permet une constitution d’une mycothèque.
3.1. Conservation de très longue durée en cultures congelées
La souche cultivée sur une pente de gélose est congelée à –24°C. Cela permet une
conservation de longue durée, jusqu’à une dizaine d’années, et l’échantillon est directement
utilisable pour relancer les cultures.
3.2. Conservation à 4°C
Elle présente un intérêt de conserver l’aspect des colonies, et l’utilisation de la souche
par repiquage directe. C’est une méthode assez astreignante, car elle nécessite des repiquages
fréquents, tous les 6 mois environ.
3.3. Conservation de longue durée sous huile de paraffine
Lorsque la souche s’est suffisamment développée sur un culot de gélose en tube, elle
est recouverte de quelques millilitres d’huile de paraffine stérile, pour une conservation
jusqu'à 5 années à température ambiante. Cette technique nécessite un repiquage préalable
avant réutilisation de la souche.
- 80 -
Partie 3
3.4. Conservation dans l’eau distillée
De petits cubes de 6 mm3 sont découpés dans la frange mycélienne du thalle en
croissance sur milieu gélosé en boite de pétri, et transférés dans de l’eau distillée stérile en
flacons à bouchon vissé. Les flacons hermétiquement fermés sont conservés à température
ambiante. Cette méthode a permis la conservation, durant plusieurs années de champignons
appartenant aux groupes les plus divers de la classification.
3.5. La mycothèque
Les souches ainsi identifiées sont conservées dans une chambre froide à 4°C : c’est la
conservation qui permet un accès direct à la souche. Les souches pures sont marquées et
conservées dans la mycothèque du laboratoire LRSE.
- 81 -
Partie 4
Résultats et discussion
Partie 4
Introduction
Avec une méthodologie courante de notre laboratoire (Mattalah-Boutiba, 2009) utilisant
un milieu de culture bien adapté à l’étude des champignons marins microscopiques isolés à partir
du 48 échantillons de sable (sec et humide) de quatre plages le long du littoral oranais (Beau
Séjour, Eden, les Andalouses et Madagh), nous sommes arrivés à isoler puis identifier au niveau
du genre et d’espèce (dans le cas possible) 233 isolats de microfonges marines que nous avons
conservés en mycothèque. Il s’agit de 13 genres de champignons filamenteux non
dermatophytiques et cinq espèces de champignons levuriformes, appartenant à quatre genres, en
excepté une levure qui n’a pas été identifiée.
1. Résultats
1.1. Le pH
La valeur maximale bimensuelle pour le pH a été enregistrée au niveau du site des
Andalouses avec un pic de 9,47 durant les mois d’Avril-Mai 2010, tandis que la valeur minimale
a été mesurée sur le site de Beau Séjour. Ce dernier site est caractérisé par un pH moyen le plus
bas de 8,23 durant les mois du Février-Mars 2010. En comparaison avec les quatre sites
d’échantillonnage, les résultats pour le pH variaient de 8,23 à 9,47 (Fig. 22).
9.5
9
Déc-Jan
pH
8.5
Fév -Mar
8
Av r-Mai
7.5
SS
SH
S1
SS
SH
SS
S2
SH
S3
SS
SH
S4
Sites de prélèvement
S1: Beau Séjour
S3: Les Andalouses
SS: Sable sec
S2: Eden
S4: Madagh
SH: Sable humide
Figure 22 : Variations du pH en fonction des sites et de périodes de prélèvement.
- 82 -
Partie 4
1.2. La température
Les relevés de température ont été obtenus au cours des mois d’échantillonnage de l’année
2009-2010. Les lectures fluctuaient entre 13,1°C en Décembre-Janvier à 26,5°C en Avril-Mai
2010. La température a augmenté sensiblement durant les mois d’Avril et Mai, avec des pics de
25,4°C au Beau Séjour en sable humide, 25,5°C à Eden en sable sec, 24°C aux Andalouses en
sable humide, et 26,5°C à Madagh en sable sec. La température la plus basse a été enregistrée au
niveau du site d’Eden avec une valeur de 13,1°C au cours des mois de Décembre-Janvier (Fig.
23).
30
25
20
T° C 15
Déc-Jan
10
Fév-Mar
5
Avr-Mai
0
SS
SH
S1
SS
SH
SS
S2
SH
S3
SS
SH
S4
S1: Beau Séjour
S3: Les Andalouses
SS: Sable sec
S2: Eden
S4: Madagh
SH: Sable humide
Figure 23: Variations de la température en fonction des sites et de périodes de prélèvement.
1.3. Les micromycètes
L’isolement et l’identification des micromycètes à partir du sable de quatre plages le long
du littoral oranais (Beau Séjour, Eden, les Andalouses et Madagh), pendant une période de six
mois (Décembre 2009-Mai 2010), 13 genres de champignons filamenteux non dermatophytiques
et cinq espèces de champignons levuriformes, appartenant à quatre genres ont été identifiées, de
plus une levure n’a pas été déterminée.
- 83 -
Partie 4
Les espèces fongiques identifiées ou présentes dans les différents sites d’échantillonnage
sont les suivantes : Penicillium spp. avec (48,06%), les Aspergillus 13,30%, dont Aspergillus
niger (7,3%), Aspergillus flavus (2,14%), Aspergillus fumigatus (1,72%), Aspergillus sp. (0,86%),
Aspergillus versicolor (0,86%), Aspergillus terreus (0,43%), Cladosporium spp. (9,01%),
Fusarium spp. (5,15%), Rhodoturula sp. (4,72%), Alternaria spp. (4,72%), Mucor spp. (3%),
Candida zeylanoïdes (2,14%), Phialophora sp. (1,72%), Cryptococcus albidus (1,72%), Rhizopus
spp. (1,72%), Scopulariopsis spp. (0,86%), Chrysosporium sp. (0,86%), Geotrichum sp. (0,43%),
Levure non identifiée (0,86%), Acremonium sp. (0,43%), Rhizomucor sp. (0,43%),
Saccharomyces cerevisiae (0,43%), et Candida albicans (0,43%). (Tableau 8, Fig. 24).
Le plus grand nombre moyen des champignons est enregistré dans les échantillons
recueillis à partir du sable de la plage Beau Séjour, suivi par Eden plage et les Andalouses avec
68, 66, et 52 isolats, respectivement, tandis que le nombre moyen le plus faible (47 isolats) est
relevé dans les échantillons du sable de la plage Madagh (Fig. 25).
Cinq genres, à savoir : Penicillium, Aspergillus, Cladosporium, Alternaria, et Mucor
étaient présents dans le sable de plage de l’ensemble des quatre sites d’échantillonnage, mais leur
nombre varie d’un site à l’autre. Les Penicillium ont montré nettement leur large prédominance
suivis par les Aspergillus (112 et 31 isolats du nombre moyen total des champignons,
respectivement) (Tableau 8).
- 84 -
Partie 4
Tableau n° 8 : Répartition fongique globale dans les différents sites de prélèvement.
Les espèces
fongiques
Penicillium spp.
Aspergillus niger
Aspergillus flavus
Aspergillus fumigatus
Aspergillus sp.
Aspergillus versicolor
Aspergillus terreus
Cladosporium spp.
Fusarium spp.
Rhodoturula sp.
Alternaria spp.
Mucor spp.
Candida zeylanoïdes
Phialophora sp.
Cryptococcus albidus
Rhizopus spp.
Levure non identifiée
Scopulariopsis spp.
Chrysosporium sp.
Geotrichum sp.
Acremonium sp.
Rhizomucor sp.
Saccharomyces cerevisiae
Candida albicans
Total
SS : Sable sec
Types de prélèvement
Le Nombre
L'abondance
moyen
(%)
112
48,06
17
7,3
5
2,14
4
1,72
2
0,86
2
0,86
1
0,43
21
9,01
12
5,15
11
4,72
11
4,72
7
3
5
2,14
4
1,72
4
1,72
4
1,72
2
0,86
2
0,86
2
0,86
1
0,43
1
0,43
1
0,43
1
0,43
1
0,43
233
100 %
Beau Séjour (S1)
La fréquence
(%)
79,16
45,83
16,66
12,5
6,25
2,08
2,08
43,75
25
12,5
31,25
27,08
2,08
2,08
8,33
16,66
2,08
4,16
2,08
2,08
2,08
2,08
2,08
2,08
/
SH : Sable humide
- 85 -
Eden (S2)
Les Andalouses(S3)
Madagh (S4)
S.S
S.H
S.S
S.H
S.S
S.H
S.S
S.H
4
1
1
0
0
0
0
1
5
6
3
1
5
0
0
1
0
0
0
1
0
1
0
0
30
26
0
0
1
0
0
0
4
0
0
1
1
0
4
0
1
0
0
0
0
0
0
0
0
38
15
4
1
2
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
1
2
0
2
0
0
0
1
0
28
29
1
0
1
0
2
0
1
0
0
1
2
0
0
0
0
0
0
0
0
1
0
0
0
38
9
3
0
0
0
0
0
4
2
4
1
1
0
0
1
0
0
1
0
0
0
0
0
0
26
20
3
0
0
0
0
0
1
0
0
0
1
0
0
0
1
0
0
0
0
0
0
0
0
26
3
3
2
0
2
0
1
3
4
1
3
1
0
0
3
0
0
1
0
0
0
0
0
1
28
6
2
1
0
0
0
0
7
1
0
2
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
19
Partie 4
1,72 %
1,72 % 1,72 %
0,86 %
0,86 %
2,14 %
3%
0,86 % 0,43 %
0,43 %
0,43 %
0,43 %
0,43 %
48,06 %
4,72 %
4,72 %
5,15 %
9,01 %
0,43 %
0,86 %
7,30 %
0,86 % 1,72 % 2,14 %
Penicillium spp.
Aspergillus terreus
Rhodoturula sp.
Rhizopus spp.
Chrysosporium sp.
Rhizomucor sp.
Aspergillus niger
Aspergillus sp.
Cladosporium spp.
Alternaria spp.
Phialophora sp.
Geotrichum sp.
Aspergillus flavus
Fusarium spp.
Mucor spp.
Scopulariopsis spp.
Acremonium sp.
Candida albicans
Nombre moyen des isolats
fongiques
Figure 24: Répartition fongique globale.
40
35
30
25
20
15
10
5
0
S.S
S.H
S1
S1 : Beau Séjour
S2 : Eden
Penicillium spp.
Aspergillus terreus
Rhodoturula sp.
Rhizopus spp.
Chrysosporium sp.
Rhizomucor sp.
S.S
S.H
S2
S.S
S.H
S3
S3 : Les Andalouses
S4 : Madagh
Aspergillus niger
Aspergillus sp.
Cladosporium spp.
Alternaria spp.
Phialophora sp.
Geotrichum sp.
S.S
S.H
S4
SS : Sable sec
SH : Sable humide
Aspergillus flavus
Fusarium spp.
Mucor spp.
Scopulariopsis spp.
Acremonium sp.
Candida albicans
Figure 25: Répartition fongique globale en fonction des sites de prélèvement.
- 86 -
Partie 4

La fréquence d’apparition des espèces fongiques isolées du sable des quatre
plages (Beau Séjour, Eden, les Andalouses et Madagh)
La fréquence des espèces : L'occurrence des espèces fongiques a été calculée selon
Dajoz (1983) en utilisant la formule : Fo = Ta.100/TA,
Où : Ta = nombre d'échantillons dans lesquels un taxon s'est produit.
TA = nombre total des échantillons.
Les valeurs ont été considérées selon la classification suivante: < 10% = rares, 1025% = de basse fréquence, 25 < 35% = fréquentes, 35 < 50% = abondantes, et > 50% =
très abondantes.
Les résultats représentés sur le tableau 8 et la figure 26 révèlent que le genre fongique
de fréquence d’occurrence la plus élevée est Penicillium (Groupe 1 = 79,16 %), comme genre
très abondant, il a été enregistré dans 38 échantillons sur 48; Aspergillus niger (Groupe 2 =
45,83 %) et Cladosporium spp. (Groupe 3 = 43,75 %) comme espèces abondantes, isolées de
21 à 22 échantillons sur 48 ; Alternaria spp. (Groupe 4 = 31,25 %), Mucor spp. (Groupe 5 =
27,08 %) et Fusarium spp. (Groupe 6 = 25 %), comme espèces fréquentes, ont été
enregistrées dans 13 à 15 cas sur 48. Les résultats montrent également que, Aspergillus flavus,
Rhizopus spp. (Groupe 7 = 16,16 %) et Aspergillus fumigatus, Rhodoturula sp. (Groupe 8 =
12,5 %) étaient des espèces de basse fréquence, elles ont été enregistrées dans 6 à 12
échantillons sur 48. En outre, Cryptococcus albidus (Groupe 9 = 8,33 %), Aspergillus sp.
(Groupe 10 = 6,25 %), Scopulariopsis spp. (Groupe 11 = 4,16 %) et Aspergillus versicolor,
Aspergillus terreus, Candida zeylanoïdes, Phialophora sp., Chrysosporium sp., Geotrichum
sp., Acremonium sp., Rhizomucor sp., Saccharomyces cerevisiae, Candida albicans et une
levure non identifiée (Groupe 12 = 2,08 %) ont été de rare fréquence, et ont été isolés dans 1 à
4 échantillons sur 48.
- 87 -
Partie 4
Groupe 12
Groupe 11
Groupe 10
Groupe 9
Groupe 8
Groupe 7
1
Groupe 6
Groupe 5
Groupe 4
Groupe 3
Groupe 2
Groupe 1
0%
10 %
20 %
30
%
40
%
50
%
60 %
70 %
80
%
Figure 26: Fréquence d’apparition des espèces fongiques isolées du sable des quatre plages.
2. Description et illustration des différents genres et espèces isolés
L’isolement et l’identification des champignons filamenteux et levuriformes à partir
du sable (sec et humide) des quatre plages Beau Séjour, Eden, les Andalouses et Madagh le
long du littoral oranais pendant une période de six mois (Décembre 2009-Mai 2010) ont
permis de répertorier 13 genres de champignons filamenteux et six espèces de levures.
2.1. Penicillium (Fig. 27)
Ce genre a été décrit par Link en 1809. C’est un champignon de type moisissure
appartenant au phylum des Ascomycètes qui est principalement filamenteux, à l’exception de
Penicillium marneffei, qui est un champignon dimorphique rencontré exclusivement en Asie
du Sud-Est (Chabasse et al., 2002). Le genre Penicillium groupe près d’une centaine
d’espèces. Leur détermination fait intervenir essentiellement les caractères du thalle, des
pénicilles et des spores. Ce sont de saprophytes très répandus dans l’environnement, à
l’origine de la dégradation de denrées alimentaires. Ils sont aussi très utilisés dans l’industrie,
notamment dans l’industrie agro-alimentaire et pharmaceutique. Certaines espèces peuvent en
outre produire de dangereuses mycotoxines (Botton et al., 1990).
- 88 -
Partie 4
1,4 cm
a
1,4 cm
b
2
c
d
Figure 27 : Penicillium sp.
Culture sur gélose de Sabouraud âgée de 8 jours (a et b).
Observation microscopique du Penicillium sp. colorée au rouge Congo GR X 500 (c et d).
1
- 89 -
2
Partie 4
2.2. Aspergillus
Il s’agit d’un polluant de l’environnement, et a été décrit par Micheli ex Link en
1904 (Larone, 1995). Les Aspergillus sont des contaminants très communs, parfois
pathogènes pour l’homme, les animaux et les végétaux, et susceptibles de produire des
métabolites toxiques. Le genre comprend près de 180 espèces, réparties en 18 groupes
essentiellement définis d’après les caractères de l’appareil reproducteur (Raper et Fennell,
1965).
2.2.1.
Aspergillus fumigatus (Fig. 28)
Est l’agent le plus fréquent des aspergilloses humaines et animales. Sur le plan
morphologique, il se distingue des autres Aspergillus par la couleur de ses colonies à maturité,
par évasement progressif du conidiophore à son sommet, et par ses têtes unisériées en
colonnes compacte, d’abord bleu-vert puis virant au vert-bronze (Botton et al., 1990). Le
thalle à croissance rapide, à revers incolore, jaune, vert ou brun-rouge suivant les souches.
Contrairement aux autres espèces, il se développe bien à 45 °C (Chabasse et al., 2002).
2.2.2. Aspergillus flavus (Fig. 29)
Aspergillus flavus est un agent d'aspergillose pulmonaire ou généralisée chez
l’immunodéprimé. Sur le plan morphologique, il se distingue des autres espèces d'Aspergillus
par la couleur vert-jaune de ses colonies et par ses conidiophores à paroi verruqueuse
(Chabasse et al., 2002). Têtes conidiennes unisériées ou bisériées (Botton et al., 1990).
- 90 -
Partie 4
1,64 cm
a
1,5 cm
b
cc
Figure 28
: Aspergillus fumigatus
Observation microscopique des têtes aspergillaires colorées au bleu coton GR X 500 (c).
- 91 -
Partie 4
1,8 cm
a
1,8 cm
c
b
d
e
Figure 29 : Aspergillus flavus
Observation microscopique des têtes aspergillaires colorées au rouge Congo GR X 500
(c et d).
Spores globuleuses d’Aspergillus flavus visualisées au GR X 1250 (e).
- 92 -
Partie 4
2.2.3.
Aspergillus versicolor (Fig. 30)
En recto, les colonies sont peu extensives d'abord blanches, puis de couleur variée,
rosée, jaunâtre, ocre ou verte, parfois sur une même colonie. Le Verso est incolore ou variant
du jaune au brun rougeâtre. La tête aspergillaire est bisériée, radiée. Il est exceptionnellement
retrouvé dans des tissus profonds chez l’immunodéprimé. Par contre, il est fréquemment isolé
dans des prélèvements de peau et de phanères, parfois en tant qu’agent d’onychomycoses
(Chabasse et al., 2002).
2.2.4. Aspergillus niger (Fig. 31)
Les colonies d’abord blanches, puis jaunes, et enfin granuleuses noires. Le revers est
incolore à jaune pâle. Aspergillus niger peut provoquer chez le sujet non immunodéprimé des
aspergillomes, mais aussi des otites, voire des sinusites (Chabasse et al., 2002).
2.2.5. Aspergillus terreus (Fig. 32)
Les colonies duveteuses à poudreuses, teinte beige à brun noisette ou cannelle. Le
verso est jaune à brun orange. La tête aspergillaire est bisériée, en colonne évasée.
Aspergillus terreus peut être à l’origine d’aspergilloses pulmonaires et cérébrales chez
l’immunodéprimé (Chabasse et al., 2002).
- 93 -
Partie 4
1,43 cm
a
1,5 cm
b
c
Figure 30 : Aspergillus versicolor
Observation microscopique des têtes aspergillaires colorées au rouge Congo GR X 500
(c).
- 94 -
Partie 4
1,55 cm
a
1,55 cm
d
4
3
5
b
c3
Figure 31 : Aspergillus niger
Observation microscopique des têtes aspergillaires colorées au bleu coton (c) et au
rouge Congo (d) GR X 500.
Spores globuleuses d’Aspergillus niger visualisées au GR X 500 (e).
- 95 -
e
Partie 4
1,58 cm
a
1,67 cm
b
c
Figure 32 : Aspergillus terreus
Observation microscopique de la tête aspergillaire colorée au rouge Congo GR X 500
(c).
- 96 -
Partie 4
2.3. Cladosporium (Fig. 33)
Ce genre est mondialement répandu. Il comprend plus de 30 espèces parasites de
végétaux ou saprophytes très communs (Botton et al., 1990). Certaines espèces sont
cependant incriminées dans des lésions humaines. Cladosporium carrionii, rebaptisé
Cladophialophora carrionii, est le principal agent de la chromomycose. Cladosporium
bantianum, rebaptisé Cladophialophora bantiana, thermophile, est un redoutable pathogène
du système nerveux central (Chabasse et al., 2002).
2.4. Fusarium (Fig. 34)
Le genre comprend près de 40 espèces souvent largement répandues ; la plupart
vivent dans le sol, certaines sont phytopathogènes, d’autres sont des parasites de l’homme et
des animaux. Les Fusarium peuvent produire de dangereuses toxines (Botton et al., 1990).
Les colonies duveteuses ou cotonneuses sont de couleur variable (blanche, crème, jaune, rose,
rouge, violette ou lilas) selon les espèces (Chermette et Bussieras, 1993).
2.5. Rhodoturula (Fig. 35)
Se sont des levures non filamenteuses, ovoïdes, dont la caractéristique principale est la
présence de pigment caroténoïde qui donne aux colonies une belle couleur rose corail à rose
saumon. Les levures du genre Rhodoturula sont extrêmement communes. On les isole souvent
de l’intestin et de la peau humaine, elles y sont à l’état commensal (ANOFEL, 1997).
- 97 -
Partie 4
1,55 cm
a
c
1,55 cm
b
d
Figure 33 : Cladosporium sp.
Observation microscopique colorée au bleu coton GR X 500 (c) et au rouge Congo GR
X 500 (d).
- 98 -
Partie 4
1,43 cm
a
1,43 cm
c
b
d
Figure 34 : Fusarium sp.
Observation microscopique des chlamydospores colorées au rouge Congo GR X 500 (c).
Observation microscopique des macroconidies colorées au bleu coton GR X 500 (d).
- 99 -
Partie 4
1,3 cm
a
1,4 cm
b
4
c
d
Figure 35: Rhodoturula sp.
Observation microscopique colorée au rouge Congo GR X 500 (c) et au bleu coton GR X
1250 (d).
- 100 -
Partie 4
2.6. Alternaria (Fig. 36)
Les colonies sont de croissance rapide sur le milieu Sabouraud, de couleur, blanc-gris
au départ, deviennent rapidement foncées (vert foncé à noires) au recto comme au verso. La
texture est duveteuse à laineuse. Les Alternaria sont des saprophytes ou des parasites de
plantes très répandus. Chez les immunodéprimés, ils sont impliqués dans les lésions de
phaéohyphomycoses cutanées ou sous-cutanées. Ce sont très rarement des agents des
onychomycoses (Chabasse et al., 2002).
2.7. Mucor (Fig. 37)
Les colonies à croissance très rapide et extensives ont une texture laineuse. La couleur
varie du gris au brun en surface, le revers est incolore. Les filaments larges peu ou pas septés.
Pas de stolons, ni de rhizoïdes. Les champignons de Mucor sont impliqués comme agents de
mycoses (mucormycoses) (Chabasse et al., 2002).
2.8. Candida zeylanoïdes (Fig. 38)
Candida zeylanoïdes est une levure, qu'on trouve généralement dans le sol, l'eau et les
aliments comme la viande et le poisson, elle est également isolée du saucisson sec (Encinas et
al., 2000). Le groupe de Candida est la cause la plus fréquente des mycoses opportunistes
dans le monde. Les colonies sont de couleurs blanches à crèmes, avec une texture lisse et
mate. Candida zeylanoïdes est rarement impliquée dans la pathologie humaine (William,
1993), elle est signalée comme responsable de l’arthrite et de fongémie. Elle est également
impliquée dans le sepsis, l'endocardite, l'arthrite fongique, ainsi que dans les infections de la
peau et des ongles. Les infections causées par les champignons Candida sont des candidoses,
et peuvent affecter pratiquement n'importe quel système dans le corps.
- 101 -
Partie 4
1,55 cm
a
1,55 cm
b
c
d
e
21
Figure 36 : Alternaria sp.
Observation microscopique colorée au rouge Congo GR X 500 (c et e) et au bleu coton
GR X 500 (d).
3
- 102 -
4
Partie 4
1,55 cm
a
1,55 cm
b
c
d
e
2
Figure 37 : Mucor sp.
Observation microscopique colorée au rouge Congo GR X 50 (d).
Observation microscopique colorée au rouge Congo GR X 125 (c).
Observation microscopique colorée au rouge Congo GR X 500 (e).
- 103 -
5
Partie 4
1,43 cm
a
1,3 cm
b
3
c
Figure 38 : Candida zeylanoïdes
Observation microscopique colorée au bleu coton GR X 500 (c).
- 104 -
Partie 4
2.9. Phialophora (Fig. 39)
C’est un champignon à croissance lente sur le milieu Sabouraud. Les colonies ont une
texture veloutée à laineuse, de couleur gris foncé, brun olive à noire, parfois rosâtre (Botton et
al., 1990). Le revers est noir. Les phialophora sont des saprophytes de l’environnement.
Certaines espèces sont incriminées en pathologie humaine. D’autres sont responsables en
particulier chez les immunodéprimés, de phaéohyphomycoses sous cutanées ou profondes
(Chabasse et al., 2002).
2.10. Cryptococcus albidus (Fig. 40)
Levure décrite en 1947 par Skinner, c'est un Basidiomycète saprophyte, encapsulé,
de forme variable rond à allongé, de couleur crème au départ, coulant et devient beige en
vieillissant. Cryptococcus albidus est largement répandue dans la nature. Elle a été retrouvée
dans le sol, l'eau, et l'air à la fois intérieur et extérieur, et parfois sur la peau humaine
(Miranda, 1984). Plusieurs cas d’infection par Cryptococcus albidus ont été signalés chez les
humains au cours des 20 dernières années. Cryptococcus albidus a été associée avec les
méningites (Melo et al., 1980), les infections cutanées, les infections pulmonaires (Well et al.,
1998), et mucormycose. Dans chaque cas, les patients étaient immunodéprimés par d’autres
maladies comme le VIH.
2.11. Rhizopus (Fig. 41)
Les colonies à croissance très rapide et extensives, ont une texture cotonneuse. Les
colonies, sont blanches au départ, deviennent grises et foncées en vieillissant. Le genre
comprend une quinzaine d’espèces (Botton et al., 1990). Rhizopus oryzae et Rhizopus
rhizopodiformis sont les principaux agents des mucormycoses. Ils déterminent des atteintes
rhinocérébrales, mais aussi pulmonaires et intestinales (Chabasse et al., 2002).
- 105 -
Partie 4
1,64 cm
a
1,67 cm
b
d
c
Figure 39 : Phialophora sp.
Conidies unicellulaires, disposées en amas à l’extrémité de phialides colorées au rouge
Congo GR X 500 (c et d).
Les phialides de phialophora en forme de bouteille GR X 500 (e).
- 106 -
e1
Partie 4
1,43 cm
1,4 cm
a
c
Figure 40 : Cryptococcus albidus
Observation microscopique colorée au rouge Congo GR X 1250 (d).
- 107 -
1,43 cm
b
d
Partie 4
1,55 cm
a
1,55 cm
b
d
1
c
4
e
Figure
41 : Rhizopus sp.
5
Observation microscopique d’une columelle se replie en parapluie sur le sporocystophore
colorée au rouge Congo GR X 500 (c).
Observation microscopique colorée au rouge Congo GR X 125 (d et e).
- 108 -
Partie 4
2.12. Scopulariopsis (Fig. 42)
Thalle blanc, crème, chamois, gris ou noir, jamais vert, velouté ou funiculeux. Le
genre comprend une trentaine d’espèces, isolées du sol, d’excréments, de végétaux, de
denrées alimentaires et de lésions humaines ou animales (Botton et al., 1990).
2.13. Chrysosporium (Fig. 43)
Les Chrysosporium sont des champignons filamenteux imparfaits appartenant à la
classe des Deutéromycètes. Quelques formes parfaites (sexuées) sont connues et
appartiennent à la classe des Ascomycètes. Ce genre comprend une vingtaine d’espèces dont
certaines sont kératinophiles (Reboux, 1995).
Les colonies granuleuses, laineuses, cotonneuses ou plates sont généralement de
couleur blanc-crème, jaune à légèrement brune. Les conidiophores sont très peu différenciés.
Les conidies unicellulaires, hyalines, avec une base tronquée et une paroi épaisse ou
verruqueuse sont produites en chaînes courtes, terminales (aleurioconidies) ou intercalaires
(arthroconidies) (Chabasse et al., 2002).
Les Chrysosporium sont communément isolées du sol, des végétaux, des oiseaux et du
fumier. Certaines espèces sont occasionnellement impliquées dans des hyalohyphomycoses
ainsi que des infections humaines des ongles et des lésions du pied.
2.14. Geotrichum (Fig. 44)
Colonies blanches, lisses, formant de nombreuses arthrospores par désarticulation du
mycélium au niveau de doubles cloisons (Botton et al., 1990). Les arthrospores peuvent germer
mais il ne s'agit pas d'un bourgeonnement (différence avec le genre Trichosporon où les
arthrospores bourgeonnent).
Cosmopolite, répandu dans la nature. Il est retrouvé dans de nombreux aliments, dont les produits
laitiers. Cette espèce entre dans la fabrication de fromages. C'est un saprophyte du tube digestif
de l'homme et des animaux (ANOFEL, 1997).
- 109 -
Partie 4
1,58 cm
a
1,58 cm
b
c
d
Figure 42 : Scopulariopsis sp.
Observation microscopique colorée au rouge Congo GR X 500 (c et d).
Observation microscopique colorée au bleu coton GR X 500 (e).
- 110 -
e
Partie 4
1,08 cm
a
1,24 cm
b
c3
Figure 43 : Chrysosporium sp.
- 111 -
Partie 4
1,56 cm
a
1,56 cm
b
c
d
Figure 44 : Geotrichum sp.
Observation microscopique colorée au rouge Congo GR X 500 (c et d).
Observation microscopique colorée au bleu coton GR X 500 (e).
- 112 -
e
3
Partie 4
2.15.
Acremonium (Fig. 45)
Les colonies sont parfois finement poudreuses, le plus souvent humides, muqueuses.
La couleur varie du blanc au rose orangé. La température optimale de croissance varie de
25°C à 37°C, et la croissance est restreinte. Le thalle végétatif est constitué de filaments
septés, isolés ou disposés parallèlement les uns aux autres. Les conidies cylindriques ou
elliptiques, regroupées en amas à l’extrémité des phialides. Elles sont généralement
unicellulaires. Certaines espèces d’Acremonium sont impliquées en pathologie humaines,
elles peuvent être responsables d’onyxis du gros orteil (Chabasse et al., 2002).
2.16. Rhizomucor (Fig. 46)
Colonies à croissance très rapide et extensives, ont une texture laineuse, de couleur
brun pâle au départ, devenant brun sombre en vieillissant, le verso est
incolore. Seul
Rhizomucor pusillus est considéré actuellement comme opportuniste. Les Rhizomucor
diffèrent des Mucor par la présence de rhizoïdes, et par leur thermophilie (température
maximale 54°C) (Chabasse et al., 2002).
- 113 -
Partie 4
1,33 cm
a
c
1,5 cm
b
d
Figure 40 : Geotrichum sp.
e
Figure 45 : Acremonium
4 sp.
Observation microscopique colorée au bleu coton GR X 500 (c et d).
Observation microscopique colorée au rouge Congo GR X 500 (e).
- 114 -
Partie 4
1,61 cm
a
c
1,7 cm
b
d
Figure 46 : Rhizomucor sp.
Observation microscopique d’une columelle bien développée colorée au bleu coton GR X
500 (d).
- 115 -
Partie 4
2.17. Saccharomyces cerevisiae (Fig. 47)
La levure Saccharomyces cerevisiae est sans doute l’espèce la plus importante pour
l’humanité à cause de ses multiples utilisations, autant, dans la fabrication de plusieurs
produits comme le vin, la bière ou le pain, mais aussi pour son utilité en tant que modèle pour
des études fondamentales en biochimie, biologie moléculaire et génétique (Moore, 1988).
L’examen macroscopique montre des colonies blanches à crèmes, crémeuses, lisses et
bombées. L’examen microscopique met en évidence des levures globuleuses, de grande taille,
mesurant de (5-8) x (6-12) µm. Sur RAT ou PCB, absence de pseudofilamentation.
Néanmoins, certains isolats peuvent présenter une pseudofilamentation courte ou rudimentaire.
Il est parfois possible d’observer, sur ces milieux, des asques contenant de 1 à 4 ascospores
rondes.
2.18. Candida albicans (Fig. 48)
Les colonies apparaissent en 24 à 48 h, elles sont de couleur blanche, crémeuses, lisses
et peuvent se plisser en vieillissant (ANOFEL, 2007). Les levures apparaissent sous forme
arrondie ou ovalaire, de 6 à 8 µm, éventuellement bourgeonnantes. La présence de filaments
oriente vers les espèces capables d’en produire (C. albicans) et élimine ainsi C. glabrata,
incapable de filamenter. Candida albicans est la levure la plus impliquée en pathologie
humaine. Elles sont responsables des infections fongiques disséminées chez les individus
immunodéprimés, les diabétiques, les nouveaux- nés et les patients ayant subi une chirurgie.
- 116 -
Partie 4
1,4 cm
a
1,4 cm
b
c
d
Figure 47 : Saccharomyces cerevisiae
Observation microscopique colorée au bleu coton GR X 500 (d et e).
- 117 -
e
Partie 4
1,5 cm
a
1,5 cm
b
c
Figure 48 : Candida albicans
Observation microscopique des pseudomycéliums par test de blastèse GR X 500 (c).
- 118 -
Partie 4
3. L’abondance des champignons identifiés dans chaque site
3.1. La plage Beau Séjour
Sur la base des résultats obtenus dans cette étude, et à première vue, nous remarquons
des concentrations plus élevées et une diversité de mycètes filamenteux et de levures dans la
plage Beau Séjour. Le plus grand nombre d’isolement de champignons a été réalisé dans ce
site. Dix genres de mycètes filamenteux, deux genres de levures et un total de 68 isolats ont
été comptés.
Les genres et les espèces qui ont été identifiés sont : Penicillium spp., Aspergillus
niger, Aspergillus flavus, Aspergillus fumigatus, Cladosporium spp., Fusarium spp.,
Rhodoturula sp., Alternaria spp., Mucor spp., Candida zeylanoïdes, Phialophora sp.,
Rhizopus spp., Geotrichum sp., et Rhizomucor sp.
En comparant la répartition de la microfonge dans ce site, en fonction de type de
prélèvement, nous constatons que c’est au niveau du sable humide que le plus grand nombre
d’isolats a été relevé, avec une nette prédominance des Penicillium dans les trois périodes de
prélèvement (Fig. 49).
L’augmentation du nombre de micromycète a été observée, en particulier, pendant la
période hivernale (Fév-Mar 2010) avec un total de 30 isolats, dont 16 isolats en sable sec et
14 isolats en sable humide. En revanche, une diminution remarquable de leur nombre a été
notée pendant la période printanière (Avr-Mai 2010).
la lumière de ce que nous avons remarqué, nous pouvons dire que la forte présence
de la microfonge dans ce site est due probablement au grand volume d’eaux usées déversées
sur cette plage puis vers l’eau de mer (un débit de 1340 m3/j) (Taleb, 2006), et qui, à cause de
débordement du bassin de stockage de Cap Falcon, toutes les eaux usées de l’agglomération
d’Ain El Turck sont gravitairement acheminées vers ce grand exutoire. Ces eaux usées
drainent une multitude de substances organiques servant de masse nutritive pour de nombreux
microorganismes, en particulier, la microfonge découverte dans les échantillons du sable
prélevés de cette plage. Ajouté à cela, le ruissellement des eaux pluviales durant les temps
pluvieux en provenance des terres agricoles et de surfaces rendues imperméables, telles que
toitures, terrasses, chaussées et voiries, qui engendre également des taux de pollution
importantes. Le niveau élevé de la microfonge au niveau du sable humide peut être lié à la
forte contamination de l’eau de mer par ces micromycètes.
- 119 -
fongiques
Partie 4
16
14
12
10
8
6
4
2
0
SS
SS : Sable sec
SH
Déc-Janv
SS
SH
Fév-Mar
SS
SH
Avr-Mai
a
SH : Sable humide
Penicillium spp.
Aspergillus terreus
Rhodoturula sp.
Rhizopus spp.
Chrysosporium sp.
Rhizomucor sp.
Aspergillus niger
Aspergillus sp.
Cladosporium spp.
Alternaria spp.
Phialophora sp.
Geotrichum sp.
Aspergillus flavus
Fusarium spp.
Mucor spp.
Scopulariopsis spp.
Acremonium sp.
Candida albicans
Pourcentage des isolats
fongiques
100%
80%
60%
40%
20%
0%
SS
SH
Déc-Janv
SS : Sable sec
Penicillium spp.
Aspergillus terreus
Rhodoturula sp.
Rhizopus spp.
Chrysosporium sp.
Rhizomucor sp.
SS
SH
Fév-Mar
SS
SH
Avr-Mai
SH : Sable humide
Aspergillus niger
Aspergillus sp.
Cladosporium spp.
Alternaria spp.
Phialophora sp.
Geotrichum sp.
Aspergillus flavus
Fusarium spp.
Mucor spp.
Cryptococcus alb idus
Scopulariopsis spp.
Acremonium sp.
Candida alb icans
Figure 49: Répartition fongique dans la plage « Beau Séjour » en fonction des mois.
- 120 -
b
Partie 4
3.2. La plage Eden
partir de la plage Eden (Fig. 50) ont été isolées les espèces suivantes : Penicillium
spp., Aspergillus niger, Aspergillus flavus, Aspergillus fumigatus, Aspergillus versicolor,
Cladosporium spp., Alternaria spp., Mucor spp., Rhizopus spp., Chrysosporium sp.,
Acremonium sp., Saccharomyces cerevisiae, et une levure non identifiée.
La composition quantitative des mycètes évoluant au niveau de ce site, est presque
identique à celle trouvée dans la plage Beau Séjour. Un total de 66 isolats a été relevé, dont
huit genres de mycètes filamenteux et deux levures (Fig. 50). Le plus grand nombre d’isolats
a été dénombré au niveau du sable humide (38 isolats). Le fait remarquable est la
prédominance du genre Penicillium avec 44 isolats prélevés, ce qui représente 66,66 % du
nombre moyen des isolats. Il est aussi intéressant de noter que la majorité des isolats
fongiques répertoriés a été isolée durant la période hivernale (Déc-Janv et Fév-Mar 2010),
sauf pour les Penicillium, qui sont prépondérants quelque soit la saison considérée, et aussi
pour les deux levures isolées. Ces deux dernières sont caractéristiques de ce site et elles ne
sont observées qu’en période printanière (Avr-Mai 2010).
En évaluation de la qualité mycologique de la plage Eden, nous constatons une
présence d’un important nombre d’isolats fongiques qui est sensiblement équivalent à celui de
la plage Beau Séjour.
Au niveau de cette plage, tous les indicateurs accusent le déversement des eaux usées
domestiques. La plage est soumise à de fortes pressions anthropiques, étant située dans un
secteur fortement urbanisé. Les grandes quantités d’eaux sanitaires, qui parviennent en mer
sans traitement préalable, sont de loin la principale cause de la mauvaise qualité du sable de
cette plage. Les déchets ménagers liquides présentent la proportion la plus élevée. D’autres
sont canalisés par les égouts domestiques et s’accumulent sous forme de matières organiques,
ce qui offre un environnement propice à la croissance de certains microorganismes dont les
champignons saprophytes.
- 121 -
Partie 4
fongiques
18
16
14
12
10
8
6
4
2
0
SS
SH
Déc-Janv
SS : Sable sec
SS
SH
SS
Fév-Mar
SH
a
Avr-Mai
SH : Sable humide
Penicillium spp.
Aspergillus terreus
Rhodoturula sp.
Rhizopus spp.
Chrysosporium sp.
Rhizomucor sp.
Aspergillus niger
Aspergillus sp.
Cladosporium spp.
Alternaria spp.
Phialophora sp.
Geotrichum sp.
Aspergillus flavus
Fusarium spp.
Mucor spp.
Cryptococcus alb idus
Scopulariopsis spp.
Acremonium sp.
Candida alb icans
fongiques
100%
80%
60%
40%
20%
0%
SS
SH
SS
Déc-Janv
SS : Sable sec
Penicillium spp.
Aspergillus terreus
Rhodoturula sp.
Rhizopus spp.
Chrysosporium sp.
Rhizomucor sp.
SH
Fév-Mar
SS
SH
Avr-Mai
SH : Sable humide
Aspergillus niger
Aspergillus sp.
Cladosporium spp.
Alternaria spp.
Phialophora sp.
Geotrichum sp.
Aspergillus flavus
Fusarium spp.
Mucor spp.
Scopulariopsis spp.
Acremonium sp.
Candida albicans
Figure 50: Répartition fongique dans la plage « Eden » en fonction des mois.
- 122 -
b
Partie 4
3.3. La plage des Andalouses
La figure n° 51 présente le nombre moyen des champignons isolés du sable de la plage
des Andalouses. Au total 52 isolats appartenant à dix genres de champignons ont été recensés.
Les espèces répertoriées inclues : Penicillium spp., Aspergillus niger, Cladosporium spp.,
Fusarium spp., Rhodoturula sp., Alternaria spp., Mucor spp., Cryptococcus albidus, Rhizopus
spp. et Scopulariopsis spp. Contrairement aux deux premiers sites (Beau Séjour et Eden), le
nombre moyen de la microfonge isolée au niveau de cette plage a connu une diminution
durant les mois de Février-Mars, avec uniquement cinq isolats en sable sec, et trois isolats en
sable humide. Cependant, le nombre le plus important a été enregistré durant les mois de
Décembre-Janvier (15 isolats en sable sec et 11 isolats en sable humide). Le Penicillium reste
le genre le plus fréquemment isolé, et il est répandu en toute période. D’autres genres sont
présents, mais avec une variabilité d’une saison à une autre. Par exemple, Cladosporium,
Rhodoturula, Mucor, Cryptococcus, Rhizopus et Scopulariopsis ont été recensés seulement
en saison hivernale. Par contre, Fusarium et Alternaria ne sont observés qu’en saison
printanière.
Le nombre moyen assez important de champignons isolés au niveau de ce site, peutêtre s’expliqué par le fait que le complexe des Andalouses après avoir été implanté sur un site
vierge durant les années 1970, a fini par s’entourer de béton. Conséquence, sa plage est
devenue un réceptacle à ciel ouvert d’eaux usées et de pollution tellurique. Ce site touristique
est une immense baie cadrée par deux caps et bordée par un rivage à sable fin où aboutissent
un effluent drainant une quantité considérable d’eau riche en matière organique. Cet effluent
qui se déverse directement dans la baie n’est autre que l’oued El Ançor, dans lequel la
commune rejette directement ces eaux domestiques, en plus des autres rejets en provenance
des structures hôtelières situées en aval tout près de la plage.
- 123 -
fongiques
Partie 4
16
14
12
10
8
6
4
2
0
SS
SH
Déc-Janv
SS : Sable sec
SS
SH
Fév-Mar
SS
SH
a
Avr-Mai
SH : Sable humide
Penicillium spp.
Aspergillus terreus
Rhodoturula sp.
Rhizopus spp.
Chrysosporium sp.
Rhizomucor sp.
Aspergillus niger
Aspergillus sp.
Cladosporium spp.
Alternaria spp.
Phialophora sp.
Geotrichum sp.
Aspergillus flavus
Fusarium spp.
Mucor spp.
Scopulariopsis spp.
Acremonium sp.
Candida albicans
100%
fongiques
80%
60%
40%
20%
0%
SS
SH
SS
Fév-Mar
Déc-Janv
SS : Sable sec
Penicillium spp.
Aspergillus terreus
Rhodoturula sp.
Rhizopus spp.
Chrysosporium sp.
Rhizomucor sp.
SH
SS
SH
Avr-Mai
b
SH : Sable humide
Aspergillus niger
Aspergillus sp.
Cladosporium spp.
Alternaria spp.
Phialophora sp.
Geotrichum sp.
Aspergillus flavus
Fusarium spp.
Mucor spp.
Scopulariopsis spp.
Acremonium sp.
Candida albicans
Figure 51: Répartition fongique dans la plage « des Andalouses » en fonction des mois.
- 124 -
Partie 4
3.4. La plage Madagh
L’analyse mycologique des échantillons du sable prélevés au niveau de la plage
Madagh a révélé l’existence de 47 isolats de micromycètes, classés en dix genres : sept genres
de champignons filamenteux, et trois genres de champignons levuriformes (Fig. 52). Les
genres et espèces relevés sont les suivants : Penicillium spp., Aspergillus niger, Aspergillus
flavus, Aspergillus sp., Aspergillus terreus, Cladosporium spp., Fusarium spp., Rhodoturula
sp., Alternaria spp., Mucor spp., Cryptococcus albidus, Scopulariopsis spp., et Candida
albicans. Le plus grand nombre moyen d’isolats a été signalé durant la saison hivernale (DécJanv et Fév-Mar 2010), avec 18 isolats pour chaque période. Une nette prédominance de la
contamination fongique au niveau du sable sec a été observée. Les genres Aspergillus,
Cladosporium et Penicillium ont montré leur supériorité avec 11, 10 et 9 isolats
respectivement. Durant la saison printanière, le nombre moyen d’isolats a baissé pour
atteindre uniquement
cinq et six isolats dans les deux types de prélèvement. Le genre
Penicillium a marqué une absence totale pendant cette saison, laissant la place à d’autres
genres tels que : Cladosporium, Fusarium, Alternaria et Cryptococcus. En ce qui concerne le
Candida albicans, cette levure n’a été isolée qu’au niveau de ce site, avec une seule espèce
répertoriée (Fig. 52).
La plage de Madagh considérée ici comme zone de référence, semble être caractérisée
par un faible nombre moyen des isolats fongiques. La contamination du sable par ces
micromycètes peut-être due à la présence d’une certaine teneur de matières organiques
nécessaire à leur développement. En effet, un cours d’eau douce prenant sa source au pied
des Monts de Madagh, et dont les eaux traversent sur plus de deux kilomètres des terrains
agricoles, formant le long de son écoulement de grandes retenues d’eau servant d’abreuvoir
à de nombreux oiseaux marins (Mouettes, Aigrettes, Goélants,…) qui,
au
passage,
participent à l’enrichissement de ces eaux par leurs déjections, pour venir enfin s’écouler sur
la plage puis dans l’eau de mer. La grande quantité de matériel particulaire inerte
(décomposition de cadavres d’animaux, excréments, engrais azotés,…et
y compris les
plumes d’oiseaux) cumulée le long de cet effluent se déverse sur les sédiments meubles (sable
fin de la plage) puis dans la mer. Ce matériel organique biodégradé par les microorganismes
et les détritivores, fournit habituellement les ressources nutritives nécessaires au bon
- 125 -
Partie 4
fongiques
12
10
8
6
4
2
0
SS
SH
Déc-Janv
SS
SH
SS
Fév-Mar
SH
Avr-Mai
a
SH : Sable humide
SS : Sable sec
Penicillium spp.
Aspergillus terreus
Rhodoturula sp.
Rhizopus spp.
Chrysosporium sp.
Rhizomucor sp.
Aspergillus niger
Aspergillus sp.
Cladosporium spp.
Alternaria spp.
Phialophora sp.
Geotrichum sp.
Aspergillus flavus
Fusarium spp.
Mucor spp.
Scopulariopsis spp.
Acremonium sp.
Candida albicans
100%
fongiques
80%
60%
40%
20%
0%
SS
SH
SS
Déc-Janv
SH
Fév-Mar
SS
SH
Avr-Mai
b
SS : Sable sec
Penicillium spp.
Aspergillus terreus
Rhodoturula sp.
Rhizopus spp.
Chrysosporium sp.
Rhizomucor sp.
SH : Sable humide
Aspergillus niger
Aspergillus sp.
Cladosporium spp.
Alternaria spp.
Phialophora sp.
Geotrichum sp.
Aspergillus flavus
Fusarium spp.
Mucor spp
Scopulariopsis spp.
Acremonium sp.
Candida albicans
Figure 52: Répartition fongique dans la plage « Madagh » en fonction des mois.
- 126 -
Partie 4
développement de la mycoflore. C’est ce qui explique, a notre avis, la présence de la
microfonge au niveau de ce site.
4. Etude statistique
L’analyse statistique a été réalisée en utilisant le test ANOVA. Cette étude a porté sur
la comparaison du nombre moyen des isolats fongiques recensés dans les différents sites
étudiés. L’influence des paramètres physico-chimiques tels que la température et le pH du
sable sur la présence et l’abondance des champignons ont été également testés.
Tableau n° 9 : Analyse de la variance « ANOVA » pour tester la différence dans
l’abondance des espèces fongiques en fonction des différents sites de prélèvement
Source des
variations
Entre Groupes
A l'intérieur des
groupes
Total
Somme
des carrés
Degré de
liberté
Moyenne
des carrés
Test F
Probabilité
13.3645833
3682.125
3
92
4.45486111
40.0230978
0.11130725
0.95329351
3695.48958
95
Valeur
critique
pour F
4.00189452
L’analyse statistique par le test ANOVA avec probabilité du test F (Fisher) < 0,01 a
révélé que le changement des sites a une influence hautement significative sur la présence et
l’abondance des espèces fongiques (Tableau 9). Ces résultats confirment que la différence
dans la répartition mycoflorale dans les différents sites n’est pas due au hasard, mais elle est
liée probablement à d’autres facteurs tels que :

La nature topographique des zones explorées et à partir desquelles ont été recueillis les
échantillons analysés.

La spécificité géographique de chaque site étudié (proximité urbaine, les déversements
des eaux usées et les effluents domestiques, densité de la population, …).
- 127 -
Partie 4
Tableau n° 10 : Analyse de la variance « ANOVA » pour tester la différence dans
l’abondance des espèces fongiques dans les différentes températures
Source des
variations
Entre Groupes
A l'intérieur des
groupes
Total
Somme
des carrés
Degré de
liberté
Moyenne
des carrés
Test F
Probabilité
5.77777778
4130.20833
2
69
2.88888889
59.8580918
0.0482623
0.95291595
4135.98611
71
Valeur
critique
pour F
4.92667106
Un important effet de la température sur la croissance et le développement des genres
fongiques a été constaté (Tableau 10). La comparaison du nombre moyen des champignons en
fonction de la température a révélé une différence hautement significative avec probabilité du
test F (Fisher) < 0,01 (P<0,01). Un résultat similaire a été observé pour le pH.
5. Discussion
Dans la présente étude, nous avons examiné la présence et les concentrations des
champignons filamenteux et levuriformes dans le sable de quatre plages oranaises (Beau
Séjour, Eden, les Andalouses et Madagh). Les résultats recueillis ont montré qu’il existe
quelques perturbations naturelles qui peuvent affecter la côte et la dynamique de sa
population. Le littoral oranais avait été perturbé par ces événements naturels, mais aussi par
les activités anthropiques. Certaines de ces perturbations naturelles comprennent, les pluies et
qui avec les eaux de ruissellement des décharges peuvent ramener de très grandes quantités de
matières organiques dissoutes vers le milieu marin.
Rappelant que la plus grande diversité de la flore fongique a été relevée pendant la
période hivernale. Cela peut-être associé aux fortes pluies survenant au cours des mois les
plus froids de l’année, à savoir Décembre, Janvier, Février et Mars. Ce débit élevé des
précipitations peut avoir un impact direct sur la salinité du sable des plages, ce qui peut
expliquer, en partie, la variation mensuelle de l’abondance moyenne des genres fongiques
dans chaque plage étudiée en cette saison hivernale. Des résultats similaires ont été déduits
par d’autres chercheurs. Les investigations menées par Jessica (2004), sur trois plages dans la
baie de Mayagüez à l’île de Puerto Rico, ont révélé des niveaux élevés d’espèces fongiques
durant la saison hivernale pluvieuse. Ces auteurs ont corrélé cette répartition avec la salinité,
en déclarant l’isolement de plus grand nombre de champignons à des taux de salinité les plus
- 128 -
Partie 4
faibles. En outre, lors d’événement de fortes pluies, une importante quantité de matières
organiques dissoutes et de détritus dissous, peuvent être conduits et transportés tout au long
de la plage, ce qui peut avoir un impact sur la contamination du sable de cette dernière. Il a été
constaté que la contamination du milieu marin et le sédiment fin par les nitrates a influencé
d’une manière significative la viabilité des champignons microscopiques qui y vivent. Cette
influence a été positive, lorsque la teneur en nitrate a été modérée (de 0,2 à 2 g/l). Les
concentrations très élevées de nitrate (20g/l) conduisent à l’inhibition de la croissance des
champignons et à leur mort (Alton, 1991).
Selon Dix et al. (1995), les facteurs tels que la température et le pH peuvent aussi
influencer sur l'activité, l'abondance et la distribution des mycètes marins.
Les valeurs du pH enregistrées dans tous les échantillons du sable prélevés étaient
alcalines (8,23 à 9,47). Des écarts minimes ont été observés entre les différents sites et dans
les différentes périodes de prélèvement. Certains genres et espèces fongiques isolés, comme
Aspergillus flavus,
Aspergillus terreus, Aspergillus niger, Fusarium, Cladosporium, et
Penicillium, ont été également mentionnés pour des pH alcalins en Angleterre (Pugh et
Mathison, 1962), Egypte (Abdel-Fattah et al., 1977), Arabie Saoudite (Abdel-Hafez, 1982)
Brézil (Pinto et al., 1992), et Egypte (Migahed , 2003).
L’étude statistique réalisée par le test ANOVA a montré une relation hautement
significative (P<0,01) entre le pH et l’abondance des micromycètes en milieu marin. Selon
nos résultats, le plus grand nombre de genres fongiques a été enregistré à un pH moyen de
8, 23 à 8, 76, dont certains genres et espèces ne sont apparus que dans cet intervalle comme :
Aspergillus versicolor, Candida zeylanoïdes, Phialophora sp., Scopulariopsis spp.,
Chrysosporium sp., Geotrichum sp., Acremonium sp., Rhizomucor sp. et Candida albicans.
Un autre facteur possible pouvant influencé l’abondance moyenne des genres
fongiques est la température. Les variations thermiques semblent être plus décisives pour la
répartition des champignons. Lorsque la température surgit, les grains de sable deviennent
chauds et cela pourrait être préjudiciable pour le développement des micromycètes, en
affectant leurs métabolisme (St-Germain et al., 1996). Dans cette étude la plupart des genres
fongiques ont été révélés à des températures moyennes de 18, 2°C à 20,5°C, excepté pour le
- 129 -
Partie 4
Penicillium qui a été observé à n’importe quelle température. Le test ANOVA a décelé une
influence hautement significative (P<0,01) de la température sur le développement des
champignons.
Dans le même contexte, Mattalah-Boutiba (2009), lors de la recherche des moisissures
dans l’eau de mer, les sédiments et les moules de divers sites côtiers implantés le long du
littoral occidental algérien, a isolé le plus grand nombre moyen de souches durant les périodes
hivernales (12°C) qu’estivales (27°C). Le même auteur a suggéré que l’hiver pourrait
correspondre à une augmentation importante du nombre de champignons par rapport à l’été,
où le paramètre température apparait comme facteur limitant.
L’isolement et l’identification des champignons à partir des échantillons du sable de
quatre plages le long du littoral oranais (Beau Séjour, Eden, les Andalouses et Madagh), ont
montré une biodiversité mycoflorale au niveau de tous les sites étudiés. Treize genres de
champignons filamenteux et cinq genres de champignons levuriformes ont été discernés.
Quelques genres étaient communs pour les quatre plages, comme Penicillium, Aspergillus,
Cladosporium, Alternaria, et Mucor. D’autres genres et espèces, par contre, étaient
caractéristiques des sites tels que : Chrysosporium, Phialophora, Geotrichum, Acremonium,
Rhizomucor, Candida zeylanoïdes, Saccharomyces cerevisiae, et Candida albicans. Le
Penicillium était le genre le plus dominant. La même chose a été observée dans les différents
écosystèmes littoraux et marins (Mattalah-Boutiba, 2009). Ces résultats coïncident également
avec celles rapportées par plusieurs auteurs qui mentionnent la présence constante de
Penicillium dans la mycoflore de différentes régions dans le monde (Calvo et al., 1980 a et b).
Le genre Aspergillus est le deuxième d'incidence, mais son isolement varie dans les différents
échantillons de sable en fonction des sites et les types de prélèvements analysés. Etudiant la
diversité fongique des mycètes filamenteux dans l’eau et le sable de deux plages « Bairro
Novo » et « Casa Caiada » au Brésil, Gomes et al. (2008) ont isolé et identifié 80 espèces de
mycètes filamenteux dont Penicillium et Aspergillus étaient les genres les plus recensés.
Similairement à cette étude, Sarquis et Oliveira (1996), en isolant la microfonge de la plage
d’Ipanema (Brésil) ont constaté la prédominance des genres Aspergillus et Penicillium avec
30,4 % et 16,2 % respectivement.
Le nombre moyen des isolats fongiques trouvés dans la plage de Beau Séjour et
d’Eden était presque identique (68 et 66 isolats respectivement), ce qui présente un taux
- 130 -
Partie 4
supérieur de celui des Andalouses et de Madagh (52 et 47 isolats respectivement). La raison
peut être due au fait que les deux premières plages (Beau Séjour et Eden) sont situées dans la
même commune d’Ain El Turck. Cette commune littorale, qui a connu depuis ces dernières
décennies une grande phase d’extension du tissu urbain, et qui s’est traduit par la construction
de nombreuses cités résidentielles, de centres de vacances et d’hôtels, privilégiant les parties
proches de la mer. Une très forte pollution affecte la côte d’Ain El Turck, due en grande partie
au rejet direct dans la mer de plus de 3500 m3/j d’eaux usées non traitées (Ghodbani, 2009).
Notons que cette forme de pollution s’accentue de plus en plus suite à une absence totale de
stations d'épuration des eaux usées. Des faits analogues ont été observés dans la recherche
effectuée par Kishimoto et Baker (1969), Bergen et Wagner-Merner (1977) et Purchio et al.
(1988), qui ont obtenu une incidence plus élevée des genres fongiques dans les plages d'Oahu
(Hawaï), de Tampa (Floride), et de São Vicente et Bertioga (São Paulo, Brésil).
Dans les études effectuées par Mattede et al. (1986), l'inverse a été trouvé. Les auteurs
ont évalué les échantillons du sable sec et humide provenant des plages polluées et non
polluées de la ville de Vitória, Espírito Santo (Brésil). L'incidence des genres fongiques était
plus grande dans les plages non polluées (55%) que dans les plages polluées (45%). La
fréquence et l'incidence des mycètes ont changé et les facteurs de pollution ont inhibé
quelques espèces. Selon Gambale et al. (1983), les différences des genres fongiques trouvés
dans cette étude peuvent être liées aux méthodes de
prélèvement, à la localisation
géographique et à la méthode d'analyse des données.
Fernandes Vieira et al. (2001) ont déclaré que la qualité microbiologique du sable et
de l’eau de mer a un impact sur la santé. Certaines études soulèvent la question du rôle du
sable des plages à l’origine des mycoses superficielles, notamment au retour des vacances
d’été (Esterre et Agis, 1983). Ainsi, plusieurs auteurs se sont intéressés à l’étude de la flore
fongique du sable des plages (Visset, 1973 ; Anderson, 1979 ; Esterre et Agis, 1983 ; Bernard
et Pesando, 1989 ; Fernandes Vieira et al., 2001).
Les résultats obtenus dans la présente étude montrent que le sable des quatre plages
oranaises, contiennent des champignons incriminés en pathologie humaine et cela, avec une
grande diversité des espèces fongiques isolées.
- 131 -
Partie 4
Dans ce travail, les espèces d’Aspergillus, Cladosporium et Penicillium trouvées dans
ces plages, peuvent être une source d'infection pour les mycoses superficielles et profondes
(Sidrim et Moreira, 1999). Par exemple, les Aspergillus sont des polluants communs de
l’environnement. Ce sont des mycètes saprophytes et parfois pathogènes, qui peuvent être
isolés de l’eau, du sol, des animaux et des humains. Aspergillus fumigatus étant l’espèce la
plus pathogène, est un agent d’une maladie inflammatoire et destructrice des branches et des
poumons appelée « aspergillose pulmonaire ». Cette espèce fongique a été retrouvée dans
presque tous les types inimaginables de substrats, plus particulièrement, le sol et les débris
organiques en décomposition. Aspergillus flavus est la seconde espèce en importance, surtout
dans les maladies invasives de patients sous immunosuppresseurs. C’est un producteur
potentiel d’aflatoxine, qui est nuisible aux animaux et qui peut causer leur mort. Les
aflatoxines sont bien connus comme cause dans le cancer du foie, mais ils ont d’autres effets
toxiques importants (Williams et al., 2004).
Même si tous les champignons peuvent être des agents pathogènes opportunistes
(Jessica, 2004), les genres fongiques constituant un risque potentiel pour l’homme
comprennent : Fusarium, Mucor, Rhizopus, Geotrichum, Scopulariopsis et Chrysosporium.
Les Fusarium sont devenus en quelques décennies des pathogènes opportunistes majeurs, et
font partie des principaux agents d’onychomycoses non dermatophytiques (Hennequin et
Lavarde, 2006). Ce genre est également un parasite de nombreuses variétés de plantes et
d’autres produits agricoles. Il peut être transporté par les cours d’eau vers la plage puis dans la
mer. Les champignons du Mucor et Rhizopus sont impliqués comme agents de mucormycoses
(Chabasse et al., 2002). Le genre Geotrichum est présent partout, dans les eaux usées, les sols
et l’eau ainsi que dans les plantes, les céréales et les produits laitiers. G. candidum est
l’espèce la plus fréquemment rencontrée chez l’homme. Elle est responsable de Geotrichose
(ANOFEL, 1997), une infection de la bouche, des voies respiratoires et de l’appareil digestif.
Un autre genre identifié dans cette étude est le Scopulariopsis. Ce genre comprend une
trentaine d’espèces. S. brevicaulis est l’espèce la plus impliquée en pathologie humaine, c’est
un agent assez fréquent d’onychomycoses, en particulier du gros orteil (Chabasse et al., 2002).
Le genre Chrysosporium est composé d’une vingtaine d’espèces, dont certaines sont
kératinophiles, elles sont incriminées dans des lésions simulant une dermatophytie (Reboux,
1995) ainsi que dans les infections humaines de la peau et des phanères (Chabasse et al.,
2002).
- 132 -
Partie 4
Enfin, dans cette étude un seul isolat de Candida albicans et 23 isolats de levures
autres que Candida albicans ont été répertoriés. L’absence ou la faible incidence de C.
albicans a été également enregistrée par d'autres chercheurs (Roses Codinachs et al., 1988 ;
Figueras et al., 1992). Une étude réalisée par Menezes et al. rapportée par Fernandes et al.
(2001) ont isolé sept genres de levures dans les plages de la ville de Fortaleza au Brésil, parmi
lesquelles le genre Candida était le plus fréquemment retrouvé. Bernard et al. (1988) ont
également isolé à partir du sable des plages du Sud de la France, des souches de Candida
albicans et d’autres Candida sp. En étudiant la flore fongique du sable de deux plages à Casa
Blanca (Maroc), Soussi Abdallaoui et al. (2007) ont isolé 19 champignons levuriformes, dont
10 appartiennent à l’espèce Candida albicans. Certains auteurs suggèrent que l’isolement de
levures, notamment du genre Candida albicans, au niveau du sable des plages pourrait avoir
un impact en pathologie médicale, essentiellement dans la survenue de mycoses
cutanéomuqueuses (Fernandes Vieira et al., 2001 ; O.M.S, 2003).
- 133 -
À la lumière des données recueillies par le présent travail, il y a lieu, dans une
perspective de santé publique, de se préoccuper des problèmes de prolifération de
champignons en milieu marin tout comme les conditions favorisant leur croissance.
D’après nos résultats, le sable des quatre plages étudiées le long du littoral oranais
(Beau Séjour, Eden, les Andalouses et Madagh) contient une grande diversité d’espèces
fongiques, avec notamment des champignons incriminés en pathologie humaine. Par ailleurs,
l’analyse de la nature et de la fréquence d’isolement de champignons selon les sites et les
périodes de prélèvement, montre une nette prédominance de la contamination fongique en
saison hivernale. D’une manière spéculative, on peut déduire que la répartition de la
microfonge marine dépend d’un ensemble de facteurs environnementaux telles que les
conditions climatiques, leurs présence dans l’atmosphère et la présence de matière organique.
Donc, il semblerait que le sable côtier représente un important réservoir de champignons dont
le rôle est mal élucidé, mais il peut être important pour les animaux, les plantes, et les
écosystèmes terrestres et marins. L’association entre la densité des champignons et de la
charge organique implique que les champignons peuvent être des indicateurs utiles de
pollution. Cependant, pas une seule espèce de champignons n’a été identifiée comme
importante dans ce rôle.
La pollution de l’écosystème marin est devenue un des problèmes majeurs posés par
l’environnement. Les facteurs qui en sont responsables ne cessent de s’accroitre et de le
déséquilibrer, surtout par l’action de l’homme. La question de la propreté du sable des plages
est naturellement posée en marge de celle relative à la salubrité des eaux de baignade.
Il n'est pas exclu, en effet, qu'un sable qui n'est pas très propre soit à l'origine des mycoses
superficielles. Par ailleurs, la propreté de la plage contribue évidemment à l'agrément de la
baignade.
De nombreux facteurs influencent l'approche sanitaire de la qualité des plages: nature
des matériaux en cause (type de sables), densité de fréquentation, présence ou non de marées,
ensoleillement, passage ou non d'animaux...
- 134 -
Devant le manque d'efficacité des procédés de désinfection et les dangers qu'ils
représentent, le Conseil Supérieur d'Hygiène Publique de France, dans son avis du 22 avril
1990, s'est montré opposé à l'utilisation de produits désinfectants sur le sable et préconise un
enlèvement régulier des déchets déposés sur les plages ainsi que l'interdiction d'y amener des
animaux domestiques.
Dans certains pays, en particulier dans les zones de ressource, le nettoyage mécanique
de sable est une pratique courante qui peut éliminer les ordures visibles mélangée avec le
sable, la réduction des quantités de matière organique et donc réduisant le développement
ultérieur de micro-organismes (Bartram et Rees, 2000). Cependant, le nettoyage mécanique
peut perturber l'écologie du sable (Llewellyn et Shackley, 1996).
Des études qui ont étudié la qualité microbiologique du sable ont montré qu’une nette
amélioration a été réalisée à raison de l’élévation du niveau général de l'hygiène et de la
propreté (Fernandez et Ferrer, 1982).
Les produits chimiques tels que les désinfectants sont parfois appliqués au sable sans
respect de leur efficacité ou leurs effets écotoxicologues possibles. Le Conseil Supérieur
d’Hygiène Publique de France (1990) a argué du fait qu'il n'y a pas assez de preuves pour
démontrer la nécessité et l'efficacité de la désinfection du sable.
Lorsque le traitement de sable est nécessaire, des méthodes simples, telles que le
balayage et l'aération,
pourraient être appliquées (Figueras et al., 1992), ainsi
qu’une
surveillance constante de la plage afin de prévenir L’accès des animaux. L'utilisation des
serviettes propres pour l'usage sur la plage, une bonne hygiène personnelle, l’interdiction des
animaux et le nettoyage mécanique régulier sont considérés, par certaines autorités, qui
seront importants (e.g. Conseil Supérieur d’Hygiène Publique de France, 1990).
- 135 -
Références
bibliographiques
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Mycopathol, vol. 80, 1, 3-8.
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155
GLOSSAIRE
Aleuriospore : Spore asexuée externe formée latéralement ou à l’extrémité d’un filament, à
partir d’élément préexistant du thalle.
Anamorphe : Se dit d’un état de fructification asexué (ou imparfait) rencontré chez un
champignon.
Arthrospore : Spore asexuée issue de la fragmentation progressive et rétrograde d’un
filament au niveau des septa.
Ascospore : Spore sexuée produite de manière endogène à l’intérieur d’un asque et
caractéristique des Ascomycètes.
Basidiospore : Spore sexuée produite à l’extrémité d’une baside, caractéristique de certains
Basidiomycètes.
Chandelier : Aspect de certains filaments mycéliens qui présentent à leur extrémité de
nombreuses ramifications dichotomiques évoquant un chandelier.
Chlamydospore : Forme de résistance produite par les champignons lorsque les conditions
deviennent défavorables, et caractérisée par une paroi très épaisse.
Conidiophore : Filament porteur des cellules conidiogènes. Pour certains champignons, ce
terme désigne un filament spécialisé dans la production des conidies.
Glabre : Se dit d'une culture ou d'une structure dépourvue de poil.
Hyphe : Structure élémentaire du thalle des champignons filamenteux, d’aspect tubulaire,
septé ou non.
Kératine : Scléroprotéine complexe, soufrée, de consistance dure, imperméable, très
répandue dans le monde animal et parfois présente dans la paroi de certains champignons.
Chez l'homme, la kératine est abondante dans l’épiderme (kératinocytes) et les phanères
(cheveux, poils, ongles).
Kétatinophile : Se dit de certains champignons présentant une affinité pour la kératine
animale ou humaine. Dans le sol, la kératine est aussi présente (fragments de plumes
d'oiseaux, de carapaces d'insectes,...).
Métules : article stérile, allongé, permettant l’insertion des phialides à l’extrémité du
conidiophore.
Mycélium : Ensemble des hyphes constitutifs de l’appareil végétatif des champignons.
Périthèce : Ascocarpe globuleux présentant un orifice (ostiole) qui permet la libération des
asques et ascospores à maturité.
Phialospore : Spore asexuée produite par une phialide.
Phialide : cellule conidiogène spécialisée, généralement en forme de bouteille avec une
extrémité apicale rétrécie. Elle présente le plus souvent un site de bourgeonnement unique, et
produit ainsi de nombreuses spores asexuées.
Pied d'athlète : Lésions inflammatoires et fissurées siégeant au niveau des espaces
interdigitaux plantaires et déterminées par un dermatophyte. Synonyme : intertrigo des pieds.
Spore : Elément issu de la reproduction sexuée ou asexuée des champignons et destiné à
assurer la survie du champignon et sa propagation.
Sporangiospore : Spore asexuée endogène, produite à l’intérieur d’un sporange.
Thalle : Ensemble de l’appareil végétatif et reproducteur d’un champignon. Il peut être
unicellulaire (levure) ou filamenteux.
Téléomorphe : Stade sexué (forme parfaite) d’un champignon.
Ubiquiste (ou ubiquitaire) : se dit d'une espèce ou d'un organisme à grande plasticité écologique, qui
se rencontre dans des milieux très différents.
Vrille : Filament enroulé sur lui-même formant des spires.
Zygospore : Spore sexuée caractérisant les zygomycètes.
Annexes
ANNEXE 1
Tableau n° 01 : Description macroscopique des champignons isolés
N°
1
2
3
4
5
6
7
8
9
Description du thalle
Recto : Thalle vert au centre et vert-bleu à la périphérie, bombé, avec un aspect
granuleux. Thalle à croissance rapide.
Revers : Incolore à jaune vert.
Recto : Thalle vert-bleu, avec une périphérie blanche, rond, plissé, aspect
floconneux. Thalle à croissance rapide.
Revers : Jaune pâle.
Recto : Thalle vert-gris de forme irrégulière, strié et ridé, d’aspect velouté. On
observe une diffusion de couleur jaune dans le milieu de culture. Thalle à
croissance rapide.
Revers : Jaune.
Recto : Thalle d’abord blanc, puis vert foncé au centre avec un contour blanc,
rond, lisse, d’aspect floconneux. Thalle à croissance moyennement rapide.
Revers : Brun jaunâtre.
Recto : Thalle vert en touffes, disposé en cercles, d’aspect très poudreux. Thalle
à croissance rapide.
Revers : Jaunâtre.
Recto : Thalle beige à noisette, d’aspect poudreux à croissance rapide.
Revers : Jaune à brun orange.
Recto : Thalle jaune puis vert marron, d’aspect poudreux à croissance rapide.
Revers : Jaune marron.
Recto : Thalle gris à noir, rond, envahissant, d’aspect laineux. Thalle à
croissance extrêmement rapide. La culture remonte sur les côtés de la boite.
Revers : Jaunâtre.
Recto : Thalle blanc-noir d’aspect laineux, granuleux, envahissant à croissance
extrêmement rapide.
Revers : blanc
Genres / espèces
Couleur
dominante
Date de
stockage
Penicillium
verte
16.01.2010
Penicillium
verte
16.01.2010
Penicillium
verte
16.01.2010
Aspergillus
fumigatus
verte
Penicillium
verte
16.01.2010
Aspergillus terreus
beige
16.01.2010
Aspergillus flavus
marron
16.01.2010
Mucor
Noire grisâtre
16.01.2010
Mucor
Noire
16.01.2010
16.01.2010
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
Recto : Thalle brun à noir d’aspect laineux, envahissant à croissance très rapide.
Revers : incolore à blanc.
Recto : Colonies visqueuses, lisses, ovoïdes de couleur orange-saumon.
Revers : Orange-saumon
Recto : Thalle vert-olive, de forme régulière, plissé, bombé, rond, d’aspect
velouté. Thalle à croissance lente.
Revers : vert-noir.
Recto : Thalle crème à marron, rond, d’aspect cotonneux. Thalle à croissance
modérée.
Revers : marron.
Recto : Thalle d’abord blanc cotonneux, puis il devient noir granuleux au
centre, et blanc cotonneux à la périphérie, de forme irrégulière. La croissance
est relativement rapide.
Revers : Blanc-jaune.
Recto : Thalle marron au centre et jaune à la périphérie avec un contour fin de
couleur blanche. L’aspect du thalle est velouté, la croissance est rapide.
Revers : Jaune vif.
Recto : thalle vert avec un liseré blanc fin en périphérie, forme ronde, bombé,
plissé au centre, avec un aspect velouté. Présence de cercles sur le dessus du
champignon. Thalle à croissance rapide.
Revers : Jaune.
Recto : Thalle vert-bleu, de forme irrégulière, d’aspect très poudreux. Thalle à
croissance relativement rapide.
Revers : Marron orangé.
Recto : Thalle vert-bleu au centre avec un liseré blanc fin en périphérie, de
forme ronde, et aspect floconneux. Thalle à croissance modérée.
Revers : Jaune vif
Recto : Thalle blanc cotonneux au début, devient noir granuleux au centre, et
blanc cotonneux à la périphérie, de forme irrégulière. La croissance est
relativement rapide.
Revers : Blanc-jaune
Rhizopus
Noire
16.01.2010
Rhodoturula
Saumon
16.01.2010
Cladosporium
Verte
16.01.2010
Alternaria
marron
16.01.2010
Aspergillus niger
Noire
16.01.2010
Aspergillus
Jaune
16.01.2010
Penicillium
Verte
28.03.2010
Penicillium
Verte
28.03.2010
Penicillium
Verte
28.03.2010
Aspergillus niger
Noire
28.03.2010
20
21
22
23
24
25
26
27
28
29
Recto : Thalle visqueux, lisse, de couleur blanche, de forme ronde avec des
cercles au dessus du champignon. Thalle à croissance lente.
Revers : Blanc.
Recto : Thalle gris granuleux, d’un aspect laineux, envahissant, la culture
remonte sur les côtés de la boite. Thalle à croissance extrêmement rapide.
Revers : incolore.
Recto : Thalle brun sombre, d’aspect laineux, envahissant, à croissance très
rapide.
Revers : incolore.
Recto : Thalle vert olivacé, de forme irrégulière, lisse, d’aspect velouté. Thalle
à croissance lente.
Revers : noir verdâtre.
Recto : Thalle duveteux à poudreux, d’abord blanc, puis jaune, puis vert jaune,
avec un contour blanc. Thalle à croissance rapide.
Revers : Jaunâtre
Recto : Thalle vert au centre et blanc à la périphérie, de forme irrégulière,
d’aspect duveteux. Thalle à croissance modérée.
Revers : Blanc à jaunâtre.
Recto : Colonies visqueuses, lisses de couleur crème.
Revers : Crème.
Recto : Colonies visqueuses, lisses, de couleur blanche, crémeuses.
Revers : Crème.
Recto : Thalle finement poudreux, humide, muqueux, plissé, de couleur blanche
au début, devenant rose orangé avec le temps. La croissance est lente.
Revers : Jaunâtre.
Recto : Thalle blanc rosâtre cotonneux, de forme ronde. Thalle à croissance
rapide.
Revers : Rose foncé
Geotrichum
Blanche
28.03.2010
Mucor
Grise
28.03.2010
Rhizomucor
Brune
28.03.2010
Cladosporium
Verte
28.03.2010
Aspergillus flavus
Jaune-verte
28.03.2010
Aspergillus
versicolor
Verte
28.03.2010
Crème
28.03.2010
Blanche
28.03.2010
Cryptococcus
albidus
Candida albicans
28.03.2010
Acremonium
Rose orangée
Fusarium
Blanche
28.03.2010
30
31
32
33
34
35
36
37
38
Recto : Thalle noir, d’aspect poudreux, colonisant toute la boite. La croissance
est rapide.
Revers : marron foncé.
Recto : Colonies visqueuses, lisses, de couleur blanche à crème.
Revers : Crème.
Recto : Thalle vert-olive, très bombé, d’aspect velouté. Thalle à croissance
lente.
Revers : Noir.
Recto : thalle brun à noir, d’aspect laineux, envahissant, la culture remonte sur
les côtés de la boite. Thalle à croissance très rapide.
Revers : incolore à blanc.
Recto : Thalle blanc de forme irrégulière, bombé, plissé, d’aspect velouté.
Thalle à croissance rapide.
Revers : Jaune orangé
Recto : Thalle d’abord blanc, puis vert foncé au centre avec un contour blanc,
lisse, d’aspect floconneux et de forme irrégulière. Thalle à croissance
moyennement rapide.
Revers : Brun jaunâtre.
Recto : thalle marron foncé au centre, et marron clair à la périphérie, d’aspect
cotonneux, avec des cercles au dessus du champignon. Thalle à croissance
rapide.
Revers : Marron.
Revers : Thalle trop plissé, crème et velouté au centre, blanc funiculeux à la
périphérie. La croissance est rapide.
Revers : Jaune orangé.
Revers : Thalle gris foncé au centre, et gris clair à la périphérie, d’aspect
funiculeux. La croissance est lente.
Revers : Marron rougeâtre.
Alternaria
Noire
28.03.2010
Candida
zeylanoïdes
Blanche
28.03.2010
Phialophora
Verte
28.03.2010
rhizopus
Noire
28.03.2010
Penicillium
Blanche
28.03.2010
Aspergillus
fumigatus
Verte
28.03.2010
Alternaria
Marron
28.03.2010
Scopulariopsis
Crème
28.03.2010
Scopulariopsis
Grise
28.03.2010
39
40
41
42
43
44
45
46
47
48
49
Recto : Thalle blanc-crème légèrement jaune, d’aspect cotonneux au centre, et
laineux à la périphérie. Thalle à croissance rapide.
Revers : Blanc jaunâtre.
Recto : Colonies vertes noirâtres, visqueuses et lisse.
Revers : Noir.
Recto : Thalle noir d’aspect laineux granuleux. La croissance est rapide
Revers : Marron chocolat.
Recto : Thalle blanc au départ, puis rose à pourpre, d’aspect duveteux à
floconneux, avec des granule jaune vert. Il ya une diffusion de couleur rose
dans le milieu de culture. Thalle à croissance relativement rapide.
Revers : Rose foncé.
Recto : Thalle vert olive à noir, d’aspect poudreux. La croissance est rapide
Revers : Noir
Recto : Thalle blanc cotonneux au début, devient noir granuleux au centre, et
blanc cotonneux à la périphérie, de forme irrégulière. La croissance est rapide.
Revers : Blanc-jaune
Recto : Thalle vert, d’aspect poudreux, de forme étoilée. La croissance est
rapide.
Recto : Thalle vert, de forme ronde et d’aspect très poudreux. Thalle à
croissance extrêmement rapide.
Revers : Jaune verdâtre.
Recto : Thalle vert bleu, de forme ronde, avec liseré blanc à la périphérie,
d’aspect floconneux. Thalle à croissance rapide.
Revers : Jaune clair.
Recto : Thalle vert grisâtre, d’aspect cotonneux. La croissance est rapide
Revers : Vert foncé à noir.
Recto : Thalle blanc à crème, bombée, de forme irrégulière, et d’un aspect
cotonneux. Thalle à croissance rapide.
Revers : Jaune marron orangé, avec un centre vert-noir
Chrysosporium
Blanche
28.03.2010
Levure non
identifiée
Alternaria
Verte-noire
30.06.2010
Noire
30.06.2010
Fusarium
Rose
30.06.2010
Cladosporium
Noire
30.06.2010
Aspergillus niger
Noire
30.06.2010
Penicillium
Verte
30.06.2010
Penicillium
Verte
30.06.2010
Penicillium
Verte
30.06.2010
Alternaria
Verte-grise
30.06.2010
Alternaria
Blanche
30.06.2010
50
51
52
53
54
55
Recto : Thalle blanc rosâtre, cotonneux, avec anneaux au dessus du
champignon. Thalle à croissance rapide.
Revers : Rose pourpre.
Recto : Thalle totalement blanc, d’aspect cotonneux et de forme ronde. Thalle à
croissance rapide.
Recto : Colonies visqueuses, lisses de couleur crème.
Revers : Crème.
Recto : Thalle vert et crème, d’aspect cotonneux à laineux. La croissance est
rapide.
Revers : vert marron avec anneaux.
Recto : Colonies visqueuses, lisses, de couleur crème.
Revers : Crème.
Recto : Thalle vert foncé, bombé, d’aspect poudreux et de forme étoilée. La
croissance du thalle est lente.
Revers : Noir.
Fusarium
Rose
30.06.2010
Fusarium
Blanche
30.06.2010
Cryptococcus
albidus
Crème
30.06.2010
Alternaria
Verte-crème
30.06.2010
Saccharomyces
cerevisiae
Crème
30.06.2010
Cladosporium
Verte
30.06.2010
ANNEXE 2
Tableau 02 : Interprétation des résultats du test biochimique « AUXACOLOR »
Code
Code
10000 –(+) 05 Candida Krusei
10000 – 25
Geotrichum capitatum
10000 + (-) 01 Candida zeylanoïdes
10000 + (-) 05 Candida lipolytica
10000 + 05
Candida norvegensis
10000 v 04
Candida inconspicua
10040 – (+) 21Geotrichum candidum
10200- 00
Kloeckera apiculata
10200 + 05
Candida norvegensis
10240 + 05
Candida norvegensis
10400 – 04
Candida glabrata
11000 – 25
Geotrichum capitatum
11000 v 05
Candida rugosa
11001 v 05
Candida rugosa
11010 v 05
Candida rugosa
11040 v 05
Candida rugosa
11040 - (+) 21Geotrichum candidum
11041 v 05 Candida rugosa
11050 v 05 Candida rugosa
11050 - (+) 21Geotrichum candidum
11400 – 04 Prototheca wickerhamii
11400 + (-) 01Candida zeylanoïdes
12400 – 04 Candida glabrata
13400 – 04 Prototheca wickerhamii
31002 – 07 Candida albicans 2
33242 – 25 Trichosporon asahii
Code
33642 – 25
33643 – 25
33662 – 25
33663 – 25
33742 – 25
33743 – 25
33762 – 25
55000 – 05
55001 – 05
55040 – 05
55041 – 05
57000 – 05
57001 – 05
55010 – 05
57011 – 05
57040 – 05
57041 – 05
57050 – 05
57051 – 05
57200 – 05
57201 – 05
57240 – 05
57241 – 05
57400 – 05
57401 – 05
57440 – 05
Trichosporon asahii
Trichosporon asahii
Trichosporon asahii
Trichosporon asahii
Trichosporon asahii
Trichosporon asahii
Trichosporon asahii
Candida kefyr
Candida kefyr
Candida kefyr
Candida kefyr
Candida kefyr
Candida kefyr
Candida kefyr
Candida kefyr
Candida kefyr
Candida kefyr
Candida kefyr
Candida kefyr
Candida kefyr
Candida kefyr
Candida kefyr
Candida kefyr
Candida kefyr
Candida kefyr
Candida kefyr
Code
57441 – 05 Candida kefyr
70160 v 40 Cryptococcus uniguttulatus
70400 – 04 Saccharomyces cerevisiae
70462 v 01 Candida sake
70620 v 05 Candida lusitaniae
70660 v 40 Cryptococcus albidus
71002 + 07 Candida dubliniensis
71021 v 05 Candida parapsilosis
Code
Code
Code
Code
71031 V 05 Candida parapsilosis
71042 + 07 Candida albicans 1
71124 – 44 Cryptococcus neoformans
71400 - 04 Saccharomyces cerevisiae
71421 – 05 Candida parapsilosis
71460 – (+) 05 Candida tropicalis
71553 – 05 Candida ciferrii
71564 - 44 Cryptococcus neoformans
71671 + 05 Candida guilliermondii
72762 – 25 Trichosporon inkin
72763 – 25 Trichosporon inkin
73641 – (+) 21 Trichosporon spp.
Code
Code
Code
Code
75630 v 00 Candida famata
75751 – 05Candida ciferrii
77670 v 00
Candida famata
77671 v 00
Candida famata
77761 v 40
77763 – 25 Trichosporon mucoides
77771 – 25 Trichosporon mucoides
77771 – 40 Cryptococcus laurentii
77771 v 40
77773 – 25
Trichosporon mucoides
/
/
/
/
/
Méthodologie pour le codage
Les 16 caractères biochimiques, répartis dans 15 cupules (Les tests enzymatiques POX
et PRO, étant associés dans une même cupule), sont utilisés pour l’identification.
Un profil numérique à cinq chiffres est obtenu en regroupant par 3 les valeurs des 15 tests
suivants :
1er chiffre
Glucose
Maltose
Saccharose
2ème chiffre
Galactose
Lactose
Raffinose
3ème chiffre
Inositol
Cellobiose
Trehalose
4ème chiffre
Adonitol
Melezitose
Xylose
5ème chiffre
Arabinose
Hexosaminidase
Phenoloxidase
On attribue à chaque réaction négative la valeur « zéro » et à chaque réaction positive
une valeur en rapport avec sa position dans le triplet
1 pour la position 1
L’addition des trois valeurs donne un chiffre qui permet l’obtention d’un profil
numérique à cinq chiffres.
o Réaction positive : Jaune pâle et jaune- vert.
o Réaction négative : Bleu-gris et bleu-vert.
L’activité proline-arylamidase (PRO : cupule POX/PRO) sera notée + ou – selon la
couleur observée :
o Cupule jaune : test PRO positif.
o Cupule incolore ou grise : Test PRO négatif.
Milieux d'isolement
Sabouraud - chloramphénicol
Peptone
Glucose
Agar
Chloramphénicol
Eau de mer stérilisée
q.s.p
10 g
20 g
20 g
0,5 g
1000 ml
pH : 5 - 5,6
PCB (gélose « Pomme de terre-Carotte »)
Usage : mise en évidence des chlamydospores de Candida albicans
Composition
Carotte
Pomme de terre
Agar
Bile de boeuf
Eau distillée
q.s.p
20 g
20 g
20 g
150 g
1000 ml
Préparation
Milieu prêt à l'emploi.
RAT (gélose « Riz- Agar- Tween »)
Usage : mise en évidence des chlamydospores de Candida albicans
Composition
Extrait de riz déshydraté
Tween 80
Agar
Eau distillée
pH : 6,6
Préparation :
Milieu prêt à l'emploi.
q.s.p
2,5 g
10 ml
10 g
1000 ml