TP 12 Culture de lymphocytes

BTSA 1
Techniques de diagnostics immunologiques
TP 12
Techniques d’immunologie cellulaire
TEST DE TRANSFORMATION LYMPHOBLASTIQUE
Les objectifs de cette séance :
Réaliser une technique d’immunologie cellulaire.
Isoler des lymphocytes.
Apprendre à manipuler des produits sanguins.
Evaluer l’immunocompétence des lymphocytes.
Les analyses à réaliser :
On réalisera ici une culture de lymphocytes humains, isolés du sang, afin de mettre en
évidence l’effet de la phytohémagglutinine (PHA) sur la multiplication des lymphocytes
(activation des lymphocytes T).
Les lymphocytes de préparations purifiées, ou contenus dans le sang total, peuvent être
stimulés par un agent mitogène tel que la phytohémagglutinine (PHA) ou par un antigène. La
réponse résultante peut être utilisée pour évaluer l’immunocompétence des cellules. La
stimulation par la PHA est aussi utilisée pour produire des mitoses en vue d’une analyse
chromosomique du sang périphérique (caryotype constitutionnel).
Le travail à rendre :
Rendre les fiches TP (s)
Un compte rendu sur le TTL.
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ÉTAPES DE LA MANIPULATION
1. ISOLEMENT DES LYMPHOCYTES DU SANG
Préparer le PSM, son poste de travail.
Demander 2 tubes de sang.
Préparer l’appareil photo et le chargé si besoin.
Sous PSM
A partir d’un tube de sang.
- Diluer dans un tube stérile le sang au 1/2 en tampon PBS. Exemple : 3,5 mL de sang + 3,5
mL de PBS.
- Introduire dans trois tubes de cultures cellulaires stériles:
Voir l’enseignant pour le choix des tubes et l’utilisation de la centrifugeuse.
2 ml de MSL: solution de FicolI (ramenée à température ambiante).
2 ml de sang dilué au 1/2: faire couler le sang goutte à goutte le long de la paroi du
tube incliné à 45° en évitant tout mélange avec la solution de FicolI.
Le gradient de ficoll :
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Dans la salle et tube fermé.
- Centrifuger à 3000 rpm pendant 15 minutes. A l’issue de la centrifugation, on obtient quatre
phases dans chaque tube le surnageant contenant le plasma dilué, un anneau contenant les
lymphocytes, les monocytes et les thrombocytes, le FicolI, un culot d’hématies agrégées.
Prendre une photo de ce tube.
Sous PSM
- Eliminer l’essentiel du surnageant (plasma + PBS) avec une “Pastette”.
- Recueillir avec précaution l’anneau mono-lymphocytaire des trois tubes à l’aide de la
“Pastette”.
- Transférer la suspension cellulaire recueillie dans trois tubes stériles de 10 mL contenant 4
mL de milieu de culture RPMI non supplémenté.
Préciser la notion de suplémentation :
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2. LAVAGE
Sous PSM :
- Mélanger le contenu du tube avec précautions : aspirations-refoulements successifs (lents)
de la suspension diluée.
- Centrifuger à 2000 rpm, pendant 5-10 minutes.
- Eliminer le surnageant par aspiration.
- Renouveler éventuellement ce lavage (qui a pour but d’éliminer une partie des thrombocytes
contaminants et les débris cellulaires restés en suspension lors de la centrifugation).
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NUMÉRATION ET CONTRÔLE DE VIABILITÉ
Sous PSM
Homogénéisation des cellules :
- Mettre en suspension les lymphocytes du culot précédent dans 8 mL de milieu RPMI.
- Effectuer le comptage des cellules vivantes et mortes en cellule de Malassez après avoir pris
les dispositions de sécurité.
La numération :
- Diluer une partie de la suspension cellulaire dans la solution de trypan : 100 µL de solution
+ 100 µL de suspension cellulaire.
- Homogénéiser et attendre 5 min (au delà, risque de coloration des cellules viables).
Expliquer le comptage avec la cellule de Malassez.
Citer les précautions à prendre avant l’utilisation (Voir l’enseignant)
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- En fonction du nombre de cellules, il faudra réajuster la suspension. (Voir
l’enseignant)
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MISE EN CULTURE DES LYMPHOCYTES.
Sous le PSM
- Répartir la suspension à cultiver dans trois tubes de cultures.
- Complémenter chaque tubes. (Voir l’enseignant pour l’explication)
- Le premier tube servira de témoin.
- Le deuxième tube sera additionné de 30 µL de solution de PHA.
- Le troisième tube sera additionné de 50 µL de solution de PHA.
- Verser le contenu de chaque tube dans une boite de culture.
Dans le laboratoire :
Remarque : L’utilisation des gants pour cette partie doit être comprise.
Régler le microscope.
- Observer chaque boite et prendre une photographie.
- Placer les boites dans l’incubateur, après avoir vérifier les paramètres.
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SUIVI DE LA CULTURE.
Il faut voir la culture cellulaire le lendemain puis 3 jours après pour l’interprétation.
Remarque : Attention le milieu s’évapore rapidement sur les boites.
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Lecture des résultats.
La lecture des résultats s’obtient normalement après avoir fait des frottis et des colorations sur
les boites après 4 jours d’incubation. Pour faciliter l’interprétation, vous prendrez des
photographies des cultures à différents temps.
Durée
Boite 1
Boite 2
Boite 3
J0
J1
Remettre du milieu
Photo.
Photo.
Photo.
Photo.
Photo.
Photo.
Photo.
Photo.
Photo.
J4
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Etude documentaire à réaliser en complément du TP pour bien appréhender
l’intérêt de cette technique.
Question :
Déterminer les intérêts et les applications du TTL.
Mots clés pour la recherche :
1
Ce test permet l’étude de l’immunité cellulaire en explorant certaines maladies.
Déficits immunitaires congénitaux.
Des hémopathies.
Certaines viroses
Des cancers métastasés.
Insuffisances rénales
2
Le TTL en réponse immunospsécifique.
3
Le TTL en présence d’antigènes d’histocompatibilité.
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MATÉRIEL / MILIEUX ET RÉACTIFS NÉCESSAIRES
- Pipettes stériles de 1 à 10 ml
- Cônes stérilisés (pour distribuer les volumes faibles de PHA)
- Pipettes compte-gouttes stériles de type “Pasteurette”
- Boites de culture
1. Milieu RPMI 1640 avec tampon HEPES (modification de Dutch)
Ce milieu a été élaboré au “Roswell Park Memorial Institute”. Ce milieu s’est avéré utile pour
une large gamme d’applications (croissance de nombreux types cellulaires, en particulier
lymphocytes dans le test de stimulation par la PHA.
Le milieu utilisé (modification de Dutch) contient un tampon organique tampon HEPES
(acide N-2-hydroxyéthylpi- pérazine-N’-2éthanesulfonique) qui permet de mieux stabiliser le
pH que le système C0
2. Solution de glutamine
Solution stérile à 200 mmol/L (29,2 g/L). Lors de l’utilisation de la glutamine, veiller à sa
dissolution totale.
3. Sérum de veau foetal
4. Solution d’antibiotiques
Il s’agit d’une solution mixte contenant deux antibiotiques: pénicilline :10000 Ul/mL et
streptomycine :10000 µg/mL
5. Milieu RPMI 1640 supplémenté
La glutamine, instable en solution, est absente du milieu commercialisé: elle doit être ajoutée
au milieu au moment de l’emploi.
Le milieu RPMI 1640 sera, d’autre part, supplémenté en sérum de veau foetal et additionné
d’antibiotiques.
Préparation du milieu pour la mise en culture
-Milieu RPMI 1640 supplémenté en glutamine.
-Sérum de veau foetal 10% (V/V).
- Antibiotiques: pénicilline 1% (V/V)., streptomycine 1% (V/V).
6. Solution de phytohémagglutinine-M, solution à 7 mg/mL
La PHA-M (extraite de Phasoleus vulgaris: haricot rouge) est une lectine qui possède, à la
fois, une action hémagglutinante vis-à-vis des hématies et mitogène pour les lymphocytes T.
7. Tampon PBS
8. Solution de FicolI ®Diatrizoate (d = 1
Milieu de séparation des lymphocytes.
La manipulation peut être réalisée sans problème même sur un échantillon de sang datant de plusieurs jours (sang recueilli sur EDTA ou
héparine). Si le sang est “vieux”, la récupération des lymphocytes reste bonne (avec une viabilité proche de 100%), l’anneau de lymphocytes
est parfois contaminé par des hématies (sans conséquence pour la culture).
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Correction :
4 à 5 jours après la mise en culture, l’observation au microscope inversé met en évidence dans
les puits contenant de la PHA l’apparition de clones de lymphocytes activés qui ont proliféré.
Dans le puits témoins (sans PHA) aucune prolifération n’est observée : les lymphocytes
restent au repos.
La prolifération des cellules entraîne une acidification du milieu (libération de métabolites
acides); cette acidification entraîne un changement de teinte de l’indicateur coloré de pH: le
rouge de phénol qui reste rosé dans le puits témoins vire à l’orangé. C’est souvent plus grande
dans le puits contenant 30 µL de PHA que dans celui en contenant 50 µ.L (effet dose-réponse
perturbé lorsque la concentration en PHA devient trop forte): l’évolution de la teinte est
étroitement liée à la prolifération cellulaire (des clones plus nombreux et plus volumineux
sont observés dans le puits le plus acide).
Il est possible de quantifier la population de lymphocytes après quelques jours de culture.
Effectuer une numération et un contrôle de viabilité des lymphocytes des trois puits (remettre
les lymphocytes en suspension). Dans le témoin, on observe souvent une diminution du
nombre de lymphocytes viables par rapport au jour de mise en culture (les lymphocytes non
stimulés meurent rapidement en culture).
Clones de lymphocytes activés par la PHA.
Lymphocytes au repos (témoin sans PHA).
INTERPRETATION
Les lymphocytes activés peuvent aussi être mis en évidence par coloration au MGG réalisée
sur frottis obtenu comme suit: après numération.
Récupérer les cellules et centrifuger pendants min à 400 g et éliminer un maximum de
surnageant de façon à concentrer les cellules. Les remettre en suspension dans le liquide
restant et étaler une goutte de cette suspension épaisse avec une lamelle d’étalement sur une
lame dégraissée. Colorer selon la technique habituelle (MGG).
La morphologie des lymphocytes activés par la PHA est particulière.
Ils présentent une morphologie proche des lymphocytes atypiques” du sang observés lors
d’une mononucléose infectieuse (grande taille cytoplasme basophile).
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