IMAGEN Respiratory Syncytial Virus (RSV) [DE]
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IMAGEN Respiratory Syncytial Virus (RSV) K610211-2..........................50 Tests DE 1. ZWECKBESTIMMUNG Der IMAGEN™ Respiratory Syncytial Virus (RSV) Test ist ein qualitativer Immunfluoreszenztest zum direkten Nachweis von RSV in klinischen Proben. 2. EINFÜHRUNG Das Respiratory Syncytial Virus ist ein mit Hülle („envelope“) versehes, kugelförmiges RNA-Virus aus der Familie der Paramyxoviridae und gehört zur Gattung der Pneumoviren. Diese Gattung umfaßt vier Spezies: humanes RSV, bovines RSV, Pneumovirus der Maus und Rhinotracheitisvirus des Truthahns1,2. RSV ist die wichtigste Ursache von Erkrankungen der unteren Luftwege bei Säuglingen und Kleinkindern und verursacht jedes Jahr saisonal bedingte epidemieartige Erkrankungen der Atemwege3,4. Die Übertragung des RSV erfolgt durch virushaltige Tröpfchen aus dem Nasen-/Rachensekret infizierter Personen. Die Infektion manifestiert sich durch eine Vielzahl von Symptomen, die von Rhinitis bis zur Pneumonie reichen können und von Faktoren wie Alter, Geschlecht und sozioökonomischem Umfeld der infizierten Personen beeinflusst werden5. Bei ca. 50% der während des ersten Lebensjahres infizierten Säuglinge können Erkrankungen der unteren Luftwege, wie Bronchitis, Bronchiolitis, Bronchopneumonie und Pseudokrupp auftreten und einen Krankenhausaufenthalt erforderlich machen6. Säuglinge mit vorbestehenden Komplikationen wie einer kongenitalen Herzerkrankung, bronchopulmonärer Dysplasie und kongenitalen oder anderen Immundefekten können für schwere, teilweise lebensgefährliche Infektionen mit RSV anfällig sein7,8. Wiederholte, weniger schwere Infektionen kommen in allen Altersgruppen vor und führen bei Kindern und älteren Personen gelegentlich zu Pneumonien9,10. Koinfektionen von RSV mit anderen Mikroorganismen können zu einem verstärktem Schweregrad der Atemwegserkrankungen führen9,11,12. Ausbrüche in Altersheimen gehen mit einer erheblichen Erkrankungsrate und gelegentlicher Morbidität einher. Zu nosokomialer Übertragung von RSV, mit in der Folge längeren Krankenhausaufenthalten zwecks Behandlung der infizierten Kinder, kommt es in Kinderkliniken und Kindergärten13,14,15,16,17,18. Die Labordiagnose von RSV ist für die Behandlung der Patienten wichtig und hilft außerdem bei der Kontrolle von Ausbrüchen15,16,17,19. Zu den herkömmlichen Methoden, die zur Labordiagnose von RSV Infektionen angewendet werden, gehört der direkte Nachweis des Virus oder von Virusproteinen in klinischen Proben wie nasopharyngealen Absaugsekreten und die Isolierung von lebensfähigem Virus aus mit Nasen-/Rachensekret beimpften einschichtigen Zellkulturen20,21. Die Isolierung von RSV aus klinischen Proben kann über kontinuierliche Zelllinien wie HeLa-Zellen und Hep2-Zellen erfolgen, auf denen sich ein charakteristischer zytopathischer Effekt (CPE) - die Synzytia-Bildung – einstellen kann. Eine erfolgreiche Diagnose durch Isolierung des Virus ist zeitaufwendig und es kann 5 bis 20 Tage dauern, ehe sich der charakteristische CPE entwickelt. Die Isolierung von RSV wird durch die Labilität des Virus und die Insensitivität einiger Zellkulturen zusätzlich kompliziert22. Zellkulturverfahren sind teuer, arbeitsaufwendig und für eine schnelle Diagnose von RSV-Infektionen ungeeignet. Ein direkter Immunfluoreszenztest, bei dem spezifische monoklonale Antikörper eingesetzt werden, bietet eine schnelle, empfindliche und spezifische Methode für den direkten Nachweis von RSV in klinischen Proben wie nasopharyngealen Absaugsekreten. Zulässiger Temperaturbereich 5. GELIEFERTE REAGENZIEN 50 - Jeder Testkit enthält ausreichend Reagenzien für die Durchführung des Tests an 50 Patientenproben oder an 50 Zellkulturpräparationen. - Die Haltbarkeit des Testkits ist auf dem äußeren Verpackungsetikett vermerkt. 5.1. IMAGEN RSV TESTKIT Eine Gebrauchsanleitung. 2 x als Positivkontrolle vorgesehene Objektträger mit 1 Vertiefung und Azeton fixierten humanen Epithelzellen (HEp-2), die mit RSV infiziert sind. IMAGEN RSV ist ein direkter Immunfluoreszenztest zum schnellen Nachweis und zur schnellen Identifikation von RSV in humanen klinischen Proben. Im Test werden drei monoklonale Antikörper eingesetzt, um die spezifischen Strukturproteine nachweisen zu können, die von allen Stämmen des humanen Respiratory Syncytial Virus exprimiert werden. 3. TESTPRINZIP Der IMAGEN RSV Test enthält Fluoresceinisothiocyanat (FITC ) konjugierte monoklonale Antikörper. Die konjugierten Antikörper binden spezifisch an die in allen Stämmen des humanen RSV vorliegenden Virusantigene. Das Reagenz wird in einem direkten Einschritt-Immunfluoreszenzverfahren verwendet. Die Proben werden mit dem Reagenz, das FITC konjugierte Antikörper enthält, 15 Minuten inkubiert und anschließend wird überflüssiges Reagenz mit phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) abgewaschen. Die gefärbte Fläche wird eingedeckt und mit einem Epifluoreszenz-Mikroskop ausgewertet. Falls RSV -Antigen vorliegt, ist in infizierten Zellen eine charakteristische helle, granuläre, apfelgrüne Fluoreszenz zu beobachten, die im Kontrast zur roten Hintergrundfärbung nicht infizierter Zellen steht. Anerkennung Der in diesem Test verwendeten monoklonalen Antikörper stammt aus dem „Institute for Research on Animal Diseases“, Compton, Berkshire, Großbritannien. 4. DEFINITIONEN Die nachfolgenden Symbole wurden Produktbeschreibung angewandt: überall Produktcode und Bestellnummer Gebrauchsanweisung beachten N Inhalt ausreichend für ‚n’ Ansätze in der REAGENZIEN UND Frisches Azeton (zur Fixierung). Phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS), pH 7,5, zum Waschen der gefärbten Proben und zur Probenvorbereitung. 6.2. ZUBEHÖR UND GERÄTE Die folgenden Produkte sind für die Anwendung zusammen mit IMAGEN RSV bestimmt. Weitere Informationen können von der zuständigen Oxoid-Niederlassung oder vom zuständigen Händler angefordert werden. Teflonbeschichtete Mikroskop Objektträger mit jeweils einer Vertiefung von 6mm Durchmesser (100 Objektträger pro Gebinde) sind bei der zuständigen Oxoid Niederlassung oder dem Händler erhältlich (Code-Nr. S611430-6). IMAGEN RSV Positive Control Slide (Code-Nr. S610830-2). Jeweils ein Fläschchen der folgenden Reagenzien: Ein Fläschchen mit 3mL Eindeckmedium. Das Eindeckmedium enthält eine Hemmsubstanz gegen lichtbedingtes Ausbleichen in einer Glyzerinlösung (pH 10,0). Ein Fläschchen mit 1,4mL IMAGEN RSV-Testreagenz. Das Reagenz besteht aus einer Mischung von gereinigten, murinen, monoklonalen Antikörpern, die RSV-spezifisch und FITC-konjugiert sind. Die monoklonalen Antikörper sind gegen das Fusionsprotein und das Nukleoprotein von RSV gerichtet. 5.2. ANSETZEN, LAGERUNG UND ERNEUTE VERWENDUNG DER KIT-KOMPONENTEN Um optimale Leistung der Kit-Komponenten sicherzustellen, müssen alle nicht genutzten Komponenten in Übereinstimmung mit den folgenden Anleitungen gelagert werden: 5.3. POSITIVE KONTROLLOBJEKTTRÄGERAls Positivkontrolle dienende Objektträger werden einzeln in versiegelten und mit Stickstoff gefüllten Kunststoffbeuteln geliefert. Nicht verwendete Objektträger bei 2 - 8°C lagern. Vor dem Öffnen den Objektträger 5 Minuten lang Raumtemperatur (15-30°C) annehmen lassen. Die Objektträger müssen unmittelbar nach dem Öffnen der Folienhüllen angefärbt werden. 7. AUSSTATTUNGEN Es werden folgende Ausstattungen benötigt: Präzisionspipette und Einmal-Pipettenspitzen, 25µL Waschtrog Deckgläser zum Durchmesser Gebrauchsfertig. Bei 2 - 8°C aufzubewahren. Das Eindeckmedium wird vor Gebrauch 5 min auf Raumtemperatur (15 - 30°C) gebracht. In-Vitro-Diagnostikum 5.5. REAGENZ - Verwendbar bis Gebrauchsfertig. Das Reagenz wird bei 2 - 8°C im Dunkeln aufbewahrt und vor Gebrauch 5 min auf Raumtemperatur (15 - 30°C) gebracht. Eindecken eines Testareals mit 6mm Nicht fluoreszierendes Immersionsöl Epifluoreszenz-Mikroskop mit einem Filtersystem für FITC (maximale Anregungswellenlänge 490nm, mittlere Emissionswellenlänge 520nm) und für 200 400fache Vergrößerung Inkubator für 37°C Niedertourige Zentrifuge Schleim Extraktor zur Gewinnung von nasopharyngealen Proben 8. VORSICHTSMASSNAHMEN - In-Vitro-Diagnostikum. Personen, die Tests mit desem Produkt durchführen, müssen in die Durchführung eingewiesen sein und über entsprechende Laborerfahrung verfügen. 8.1. SICHERHEITSMASSNAHMEN 8.1.1 Das IMAGEN RSV-Testreagenz enthält 15mmol/L Natriumazid. Natriumazid ist ein Gift, das mit Blei und Kupferleitungen reagieren und hochexplosive Metallazide bilden kann. Beim Entsorgen der azidhaltigen Materialien immer mit viel Wasser spülen. 8.1.2 RSV auf den positiven Kontrollobjektträgern hat sich in Zellkulturen nachweislich als nicht infektiös erwiesen; trotzdem sind sie als potentiell infektiös zu handhaben und zu entsorgen. 8.1.3 Das Reagenz enthält Evans Blau. Evans Blau ist möglicherweise karzinogen; Hautkontakt ist deshalb unbedingt zu vermeiden. 8.1.4 Bei Verwendung des Eindeckmediums muss vorsichtig vorgegangen werden, da es Hautirritationen verursachen kann. Falls es zu einem Kontakt kommt, muss die Haut mit Wasser abgewaschen werden. 8.1.5 Essen, Trinken, Rauchen, Aufbewahren und Zubereiten 5.4. EINDECKMEDIUM - Hersteller Chargenbezeichnung 6. ZUSÄTZLICH BENÖTIGTE ERFORDERLICHES ZUBEHÖR 6.1. REAGENZIEN von Speisen sowie Schminken sind im für Arbeiten vorgesehenen Bereich (Labor) verboten. 8.1.6 Reagenzien dürfen nicht mit dem Mund pipettiert werden. 8.1.7 Beim Handhaben von klinischen Proben und infizierten Zellen immer Einweghandschuhe tragen und nach dem Umgang mit infektiösen Stoffen immer die Hände waschen. 8.1.8 Alle klinischen Proben entsprechend den geltenden gesetzlichen Vorschriften entsorgen. 8.1.9 Von fachlich qualifizierten Anwendern kann ein Sicherheitsdatenblatt angefordert werden. 8.2. TECHNISCHE VORSICHTSMASSNAHMEN 8.2.1 8.2.2 8.2.3 Reagenzien dürfen nach Ablauf des auf den Etiketten vermerkten Verfalldatums (Verwendbar bis:) nicht mehr verwendet werden. Reagenzien aus verschiedenen Chargen dürfen nicht vermischt oder gegeneinander ausgetauscht werden. Die Reagenzien werden in festgelegten Arbeitskonzentrationen geliefert. Die Testleistung wird beeinträchtigt, falls Reagenzien modifiziert oder unter anderen als den in Abschnitt 5 spezifizierten Bedingungen gelagert werden. Die erforderliche Menge phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) ist am Tag der Anwendung frisch anzusetzen. 8.2.4 Mikrobielle Kontamination der Reagenzien muss vermieden werden. 8.2.5 Die Reagenzien dürfen nicht tiefgekühlt werden. 9. GEWINNUNG UND VORBEREITUNG DER PROBEN22 Gewinnung und Vorbereitung der Proben sind für die Diagnose von RSV mittels direkter Immunfluoreszenz oder Zellkultur Methoden von grundlegender Bedeutung. Das zu testende Material muss vom Infektionsgebiet und während des Höhepunkts der Virenfreisetzung („viral shedding“) gewonnen und so vorbereitet werden, dass es intakte Zellen enthält, die frei von Schleimresten sind. Das am besten geeignete Probenmaterial ist nasopharyngeales Absaugsekret, in dem sich bei korrekter Gewinnung jeweils eine große Anzahl von Epithelzellen der Atemwege befindet. 9.1. NASOPHARYNGEALE ABSAUGSEKRETE Gewinnung Proben aus dem nasopharyngealen Bereich durch eine Sonde (Größe8) in einen Mukusextraktor gewinnen. Mukusextraktor und Schlauchmaterial müssen so schnell als möglich zur Verarbeitung ans Labor weitergeleitet werden. Für die direkte Immunfluoreszenzanfärbung müssen Verfahren der Zellseparation genutzt werden. Anhand dieser Techniken gewonnenes Proben- oder Überstandsmaterial kann für das Inokulieren von Kulturen genutzt werden. Zellseparation Falls notwendig, der Probe vor Zentrifugation 2mL phosphatgepufferte Kochsalzlösung zugeben, um die Viskosität zu vermindern und den Schleim zu verdünnen. Den Schleim Extraktor bei Raumtemperatur (15 - 30°C) 10 Minuten bei 380g zentrifugieren. Den Überstand, der für Zellkulturen verwendet werden kann, entfernen. Das Zellsediment in 2mL PBS suspendieren und die Zellen in einer Pipette größeren Durchmessers vorsichtig auf und ab pipettieren oder in einem Vortex Gerät vorsichtig mischen bis der Schleim aufbricht und das Zellmaterial freigegeben wird. 10.4.ZUSETZEN VON EINDECKMEDIUM 11.2.3 Zu wenig Zellen Einen Tropfen IMAGEN RSV Eindeckmedium in die Mitte jeder Vertiefung geben und mit einem Deckglas eindecken; sicherstellen, dass dabei keine Luftblasen entstehen. Heftiges Pipettieren/Mischen ist zu vermeiden, um eine Beschädigung der Zellen zu verhindern. Sobald sich eine gleichmäßige Suspension gebildet hat, je nach Bedarf weitere PBS zugeben und nach Zugabe der zusätzlichen PBS wieder Pipettieren oder Mischen, um die Zellen weiter zu waschen. Jegliche sichtbaren, bis zu diesem Stadium noch verbliebenen Mukusteilchen entfernen und entsorgen. Überschüssiger Schleim muss entfernt werden, weil sonst eine adäquate Penetration des Reagenzes verhindert wird, was zu einer unspezifischen Fluoreszenz führen kann. Die gesamte Vertiefung, in der sich die gefärbte Probe befindet, mit einem Epifluoreszenz Mikroskop untersuchen. Wie in Abschnitt 11 beschrieben, sollte die Fluoreszenz bei 200 500facher Vergrößerung sichtbar sein. (Die besten Ergebnisse werden erzielt, wenn die Proben unmittelbar nach dem Anfärben abgelesen werden; Proben können aber auch bis zu 72 Stunden bei 2 - 8°C im Dunkeln aufbewahrt werden). Falls die in der Vertiefung des Objektträgers befindliche Präparation zu wenig Zellen aufweist, wird der Rest der klinischen Probe 10 Minuten bei 380 g und Raumtemperatur (15 - 30°C) noch einmal zentrifugiert. Die Zellen werden in einer kleineren Menge PBS resuspendiert (25µL), bevor sie wieder auf die Testfläche des Objektträgers aufgebracht werden. Alternativ kann eine neue klinische Probe angefordert werden. Falls das ganze Sekret in der Ernährungssonde verbleibt und nichts davon den Mukus Extraktor erreicht, das gesamte Sekret aus der Sonde in PBS herauswaschen. Das wird am besten erreicht, indem eine Pasteur Pipette in das Sondenende eingeführt wird, das sich am Schleim Extraktor befand. Die entsprechende Flüssigkeit in die Sonde saugen und wiederholt hinausdrücken, bis sich das an der Sondenwand befindliche Sekret gelöst hat. Die so erhaltene Suspension wird solange auf und ab pipettiert, bis der Schleim aufgebrochen ist. 11.1.1 Positive Kontrollobjektträger Vorbereitung der Objektträger Nach der Zellseparation wird die Zellsuspension bei Raumtemperatur (15-30°C) 10 Minuten bei 380g zentrifugiert und der Überstand entsorgt. Das Zellsediment in ausreichend PBS resuspendieren, um jeglichen verbliebenen Schleim zu verdünnen und gleichzeitig eine hohe Zelldichte beizubehalten. 25µL des resuspendierten Zellsediments in die 6mm große Vertiefung eines Mikroskopobjektträgers geben. Die Probe bei Raumtemperatur (15-30°C) gründlich trocknen lassen und in frischem Azeton bei Raumtemperatur (15-30°C) 10 Minuten fixieren. Wird die Probe nicht sofort angefärbt, ist sie über Nacht bei 4°C aufzubewahren oder, falls eine längere Aufbewahrung vorgesehen ist, bei –20°C einzufrieren. 10. TESTVERFAHREN VOR DURCHFÜHRUNG DES TESTVERFAHRENS SIND DIE IN ABSCHNITT 8.2 AUFGEFÜHRTEN TECHNISCHEN VORSICHTSMASSNAHMEN ZU BEACHTEN. 10.1.ZUSETZEN DES REAGENZES 25µL IMAGEN RSV Reagenz zu der fixierten Zellpräparation auf dem Objektträger (siehe Abschnitt 9) oder auf einen positiven Kontrollobjektträger geben. Sicherstellen, dass das Reagenz die gesamte Testfläche bedeckt. 10.2.ERSTE INKUBATION Die Objektträger 15 Minuten bei 37°C in einer feuchten Kammer inkubieren. Das Reagenz darf nicht auf der Probe eintrocknen, da es sonst zu einer unspezifischen Färbung kommt. 10.3.WASCHEN DES OBJEKTTRÄGERS Überschüssiges Reagenz mit phosphatgepufferter Kochsalzlösung abwaschen und den Objektträger anschließend in einem Schüttelbad, das PBS enthält, 5 Minuten vorsichtig waschen. PBS vom Objektträger abfließen lassen und bei Raumtemperatur (15 - 30°C) trocknen. 10.5.BLESEN DES OBJEKTTRÄGERS 11. INTERPRETATION DER TESTERGEBNISSE 11.1.KONTROLLEN Beim Kontrollobjektträger, der gemäß Abschnitt 10 angefärbt wurde, sollten Zellen mit intrazellulären zytoplasmatischen Granula sichtbar werden, die, im Gegensatz zum roten Hintergrund gegengefärbten Materials, eine apfelgrüne Fluoreszenz aufweisen. Diese Zellen sind etwas größer als Epithelzellen der Atemwege, weisen aber bei Infektion mit RSV ähnliche zytoplasmatische Fluoreszenz auf. Positive Kontrollobjektträger müssen verwendet werden, um überprüfen zu können, dass das Testverfahren ordnungsgemäß durchgeführt wurde. 11.1.2 Negative Kontrolle Falls eine negative Kontrolle erwünscht ist, empfiehlt sich die Verwendung von nicht infizierten, intakten Zellen des Typs, der zur Kultur und Isolierung von RSV verwendet wird. Die Zellen sind wie in Abschnitt 10 beschrieben zu präparieren, zu fixieren und anzufärben. 11.2.KLINISCHE PROBEN 11.2.1 Erscheinungsbild RSV infizierter Zellen RSV infizierte Epithelzellen der Atemwege weisen apfelgrüne, fluoreszierende, intrazelluläre, zytoplasmatische Granula auf. In späteren Stadien der Infektion kann RSV Antigen auf isolierte Bereiche des Zytoplasmas beschränkt sein, die als kleine, schlecht definierte Granula einzeln oder in Gruppen sichtbar werden. Nicht infizierte Zellen sind bei Gegenfärbung mit Evans Blau rot gefärbt. 11.2.2 Interpretation Eine positive Diagnose wird gestellt, wenn eine oder mehrere Zellen der fixierten, angefärbten Probe die typische Fluoreszenz aufweisen. Eine negative Diagnose wird gestellt, wenn die fixierten, angefärbten Proben nach Anfärbung mit dem Reagenz keine Fluoreszenz aufweisen. Bei direkt angefärbten nasopharyngealen Absaugsekretproben müssen mindestens 20 nicht infizierte Epithelzellen der Atemwege auf dem Objektträger sichtbar sein, um ein negatives Ergebnis zu rechtfertigen. (Siehe unter 11.2.3, wenn zu wenig Zellen vorliegen). 12. BEGRENZUNGEN DER METHODE 12.1.Das FITC Reagenz kann Stämme von Staphylococcus aureus, die große Mengen Protein A enthalten, unspezifisch anfärben. Dies ist auf eine nicht immunbedingte Wechselwirkung zwischen Protein A und dem Fc Teil des monokonalen Antikörpers zurückzuführen; derartige Beobachtungen wurden auch bei anderen Fluoreszenztests gemacht, die auf monoklonalen und polyklonalen Antikörpern basieren23. Bei diesen Färbungen erhält wird aber nicht das typische intrazelluläre Fluoreszenzmuster erhalten, das bei RSV infizierten Zellen beobachtet wird (beschrieben in Abschnitt 11.2.1) und sie sind als unspezifisch zu interpretieren. 12.2.Es darf nur das mit dem Kit gelieferte Eindeckmedium verwendet werden. 12.3.Das Erscheinungsbild der erzielten Fluoreszenz kann abhängig vom Typ des Mikroskops und der benutzten Lichtquelle unterschiedlich sein. 12.4.Es empfiehlt sich, zum Abdecken der gesamten 6mm großen Vertiefung 25µL Reagenz zu verwenden. Eine Reduzierung dieses Volumens kann zu Schwierigkeiten beim Abdecken der von der Probe eingenommenen Fläche führen und die Empfindlichkeit herabsetzen. 12.5.Alle Reagenzien werden in festgelegten Arbeitskonzentrationen geliefert. Die Testleistung kann beeinträchtigt werden, falls Reagenzien modifiziert oder unter anderen als den in Abschnitt 5 spezifizierten Bedingungen gelagert werden. 12.6.Wird RSV nicht nachgewiesen, kann das die Folge verschiedener Faktoren sein: Probengewinnung zu einem ungeeigneten Zeitpunkt der Krankheit, unkorrekte Probengewinnung und/oder unkorrekte Handhabung der Proben usw. Ein negatives Ergebnis schließt die Möglichkeit einer RSV-Infektion nicht aus. 12.7.Das Vorliegen von RSV in nasopharyngealen Sekreten schließt nicht notwendigerweise die Möglichkeit einer begleitenden Infektion mit anderen Pathogenen aus9,12. Die Testergebnisse sind zusammen mit verfügbaren Informationen aus epidemiologischen Untersuchungen, der klinischen Diagnose des Patienten und anderen diagnostischen Verfahren zu interpretieren. 12.8.Die Ergebnisse sollten im Zusammenhang mit epidemiologischen Informationen, dem klinischen Erscheinungsbild und anderen diagnostischen Verfahren interpretiert werden. 13. ERWARTETE WERTE Die Nachweisrate für RSV wird vom Zeitpunkt der Probengewinnung und von Handhabung, Aufbewahrung und Transport der Proben beeinflußt. Sie hängt außerdem vom Alter, dem allgemeinen Gesundheitszustand, den geographischen Verhältnissen und dem sozioökonomischen Status der getesteten Personenkreise ab. Respiratory Syncytial Viren herrschen in der ganzen Welt vor und sind mit signifikanten saisonalen Atemwegsinfektionen in gemäßigten und tropischen Klimazonen assoziiert. In gemäßigten Klimazonen erfolgt der jährliche Ausbruch von RSV-Infektionen vorwiegend während der Wintermonate. Erkrankungen der unteren Luftwege sind während diesen Perioden häufiger und RSV ist für 20% der Atemwegsinfektionen verantwortlich. Deshalb wird erwartungsgemäß während der saisonalen Ausbrüche eine signifikante Anzahl von nasopharyngealen Absaugsekreten RSV-positiv sein. RSV-Infektionen treten in allen Altersgruppen auf, die Symptome sind bei Säuglingen jedoch am ernsthaftesten. 50% aller Säuglinge machen während ihres ersten Lebensjahres eine RSV-Infektion durch. RS Viren sind für Ausbrüche von Atemwegsinfektionen in Krankenhäusern, insbesondere Kinderstationen und Altersheimen verantwortlich, wo sie mit erhöhten Krankheits und Mortalitätsraten in Verbindung stehen. 14. SPEZIFISCHE LEISTUNGSKRITERIEN 14.1.KLINISCHE STUDIEN Der IMAGEN RSV-Test wurde in zwei klinischen Prüfzentren an nasopharyngealen Sekreten von stationär behandelten Säuglingen, die Symptome einer Atemwegsinfektion aufwiesen, ausgewertet. Im Prüfzentrum 1 wurden 305 während den Winterepidemien 1982-83 und 1983-84 gewonnene Proben mit dem IMAGEN RSV-Test und mit dem Standard Test zur RSV-Diagnose (Virusisolierung auf einschichtigen HeLa-Zellkulturen und indirekter Immunfluoreszenztest mit polyklonalen Antikörpern vom Rind) des Zentrums getestet. Ein Ergebnis wurde als positiv betrachtet, wenn entweder der indirekte bovine polyklonale Immunfluoreszenztest oder die Gewebekultur positiv ausfielen. Bei 8 Proben, bei denen im indirekten Immunfluoreszenztest eine unspezifische Bindung auftrat, wurde die Diagnose allein auf dem Ergebnis der Zellkultur erstellt. Das Prüfzentrum 2 testete 200 während der Winterepidemie 1983-84 gewonnene Proben und 50 bekannt positive Proben aus Epidemien der vorangegangenen 5 Jahre mit dem IMAGEN RSV-Test und dem indirekten Immunfluoreszenztest unter Verwendung polyklonaler Antikörper. Zum Zeitpunkt der Probengewinnung wurde auch die Beimpfung einer Kultur zur Virusisolierung vorgenommen; diese wurde jedoch bei Proben, die im Immunfluoreszenztest positiv ausfielen, abgebrochen. Im Immunfluoreszenztest RSV-negative Proben und Proben von Patienten, bei denen eine Infektion mit einem zweiten Virus zusätzlich zur RSV-Infektion als möglich erachtet wurde, wurden auch in der Zellkultur getestet. Das Ergebnis wurde als positiv betrachtet, wenn entweder der indirekte Immunfluoreszenztest oder die Zellkultur positiv ausfielen. Bei 8 Proben erwies sich das Antigen nach der Objektträgeraufbewahrung als verdorben (was anhand einer Veränderung des indirekten Immunfluoreszenztestergebnisses nach Lagerung und Beobachtung einer schwachen Fluoreszenz mit beiden Reagenzien nachgewiesen wurde). Mit dem IMAGEN RSV-Test wurde für bekannt positive Proben, die im Verlauf von 5 aufeinanderfolgenden Epidemien gewonnen wurden, eine RSV-Infektion diagnostiziert, ein Beweis dafür, dass die verwendeten monoklonalen Antikörper gegen stabile RSV-Antigene gerichtet sind. Daher ist es unwahrscheinlich, dass die diagnostische Leistungsfähigkeit des Reagenzes durch bekanntermaßen auftretende geringfügige Antigenveränderungen beeinträchtigt wird2,24. 15. LITERATUR oncurrent respiratory syncytial virus and influenza A infections C in the instiutionalized elderly and chronically ill. Die Ergebnisse beider Studien sind in Tabelle 14.1 dargestellt. Von den 547 getesteten Proben korrelierte der IMAGEN RSV Test mit dem Standard Test zur RSV-Diagnose in 525 Fällen (Korrelation = 96%). Empfindlichkeit und Spezifität des IMAGEN RSV-Tests betrugen insgesamt 93% bzw. 98%, wenn von einer 100% igen Spezifität und Empfindlichkeit der Standardmethoden ausgegangen wird. 1.Frankl R.I.B., Fauquet C.M., Knudson D.L., Brown F. (1992) Ann Intern Med 1: 430-431. lassification and Nomenclature of Viruses. Fifth Report of the C International Committee on Taxonomy of Viruses. Archives of Virology Supplement 2, Spurger Velacy, New York, pp 245-246. 13.Hall C.B., McBride J.T., Gala C.L., Hildreth S.W., Die Vorhersagewerte für positive und negative Tests betrugen 98% bzw. 94%. Empfindlichkeit, Spezifität und Aussagewerte wurden berechnet wie oben beschrieben25. Tabelle 14.1 Vergleich der Testergebnisse zwischen dem IMAGEN RSV Test und dem an zwei klinischen Prüfzentren angewendeten Standard Test zur RSV Diagnose TEST ERGEBNIS Standardtest Neg Pos Pos Neg Schnabel K.C. (1985) 2.Gimenez H.B., Cash P., Melvin W.T. (1984) ibavirin treatment of respiratory syncytial viral infection in R infants with underlying cardiopulmonary disease. onoclonal antibodies to human respiratory syncytial virus and M their use in comparison of different virus isolates. JAMA 254: 3047-3051. Journal of General Virology 65: 963-971. 14.Taber L.H., Knight V., Gilbert B.E. et al (1983) 3. Respiratory syncytial virus: a community problem. ibavirin aerosol treatment of bronchiolitis associated with R respiratory syncytial virus infection in infants. British Medical Journal (1979) 2: 457-458. Pediatrics 72: 613-618. 4.Zaroukian M.H., Leader I. (1988) 15.Ditchburn R.K., McQuillin J., Gardner P.S., Court S.D.M. (1971) Respiratory syncytial virus in hospital cross infection. ommunity-acquired pneumonia and infection with respiratory C syncytial virus. American Journal Medical Science 295: 218-222. British Medical Journal 3: 671-673. 5.Hall W.J., Hall C.B., Speers D.M. 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Alle getesteten Organismen (Tabelle 14.2) fielen mit dem IMAGEN RSV-Testreagenz negativ aus. 7.Gardner P.S., Turk D C., Aherne W.A., Bird T., Holdaway M D., Court S.D.M. (1967) 18.Hall C.B., Kopelman A.E., Douglas R G. Jnr., Geiman J.M., Meagher M.P. (1979) Tabelle 14.2 Im IMAGEN RSV Test getestete und für nicht reaktiv befundene Organismen American Journal of Disease in Children 133: 1280-1282. Neonatal respiratory syncytial virus infection. Deaths associated with respiratory tract infection in childhood. New England Journal of Medicine 300: 393-396. British Medical Journal 4: 316-320. 19.Gardner P.S., McQuillin J. (1980) 8.MacDonald N.E., Hall C.B., Suffin S C., Alexson C., Harris P.J., Manning J.A. (1982) apid virus diagnosis: Application of immunofluorescence (2nd R Ed.) Butterworth, London. pp 92-123. Adenovirus 1 4, 7, 21 Neisseria gonorrhoeae Branhamella catarrhalis Neisseria lactamica espiratory syncytial viral infection in infants with congenital R heart disease. 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