mémoire de fin d`études

Transcription

UNIVERSITE DE OUAGADOUGOU
UNITE DE FORMATION ET DE RECHERCHE
EN SCIENCES DE LA VIE ET DE LA TERRE
(U.F.R. – S.V.T.)
*************************
Département de Biochimie – Microbiologie
Centre de Recherche en Sciences Biologiques
Alimentaires et Nutritionnelles (CRSBAN)
*************************
Numéro d’ordre.…./.…...
Centre Médical Saint Camille
*******************
MÉMOIRE DE FIN D’ÉTUDES
Présenté par :
DANSOU Delali Kokou
Maître ès sciences
En vue de l’obtention du :
DIPLÔME D’ETUDES SUPÉRIEURES SPÉCIALISÉES (D.E.S.S.)
Option : INDUSTRIES AGRO–ALIMENTAIRES
Thème :
DEVELOPPEMENT DE LA CULTURE DE LA
SPIRULINE (Spirulina platensis) ET
VALORISATION DE CELLE-CI AU
BURKINA FASO
Soutenu le
Devant le jury composé de :
Président : Professeur Alfred S. TRAORE
Membres : Professeur Augustin P. BERE
Professeur Jacques K. SIMPORE
Docteur Frédéric ZONGO
1
Promotion 2001 / 2002
DEDICACE
Je dédie ce mémoire
A TOUS LES ENFANTS QUI MEURENT CHAQUE
JOUR DE MALNUTRITION EN AFRIQUE.
A tous ceux grâce à qui je suis l homme que je suis
A ma très chère mère Clémentine et à mon très cher père
Jean-marie qui ont tant souffert pour moi, qu ils retrouvent en
ce travail l expression de ma profonde piété filiale.
A mes frères et s urs adorés car ce travail est aussi le leur.
A feu mademoiselle TIEMTORE Fati.
Ainsi qu a toute la famille, oncles, tantes, cousins et
cousines
Retrouvez ici l expression de ma profonde reconnaissance.
A s ur Eugène KISITO pour son soutien sans cesse
ininterrompu.
A mes enseignants, mes collègues et à tous mes amis
2
REMERCIEMENTS
Ce travail qui entre dans le cadre du projet de promotion de l’utilisation de la
spiruline dans la prévention et le traitement de la malnutrition protéino-énergétique, a
été réalisé grâce à l’étroite collaboration entre l’Université de Ouagadougou et le
Centre Médical Saint Camille.
Qu’il nous soit donc permis de remercier sincèrement :
Le Professeur Alfred S. TRAORE, Président de l’Université de Ouagadougou,
Responsable de notre formation et Directeur du CRSBAN, pour nous avoir permis
d’effectuer nos analyses dans son laboratoire.
Le Professeur Augustin P. BERE, notre directeur de mémoire, pour avoir fait
preuve de rigueur et de beaucoup attention afin que ce mémoire acquière sa
dimension scientifique.
Le Professeur Jacques K. SIMPORE, Directeur du laboratoire du Centre
Médical Saint Camille (CMSC), responsable du projet de production de la spiruline
du CMSC, et notre maître de stage pour nous avoir permis de réaliser ce travail et
pour son aide, sa grande disponibilité et son attention particulière.
Le Docteur Frédéric ZONGO, Responsable technique de la production de la
spiruline du CMSC pour son soutien.
Le Professeur Aboubackar.S. OUATTARA, le Docteur Jules ILBOUDO, le
Docteur Philippe NIKIEMA, le Docteur Cheick A.T. OUATTARA, le Docteur
Nicolas BARRO, le Docteur Mamadou DICKO, le Docteur Marcel D. BENGALY, le
Docteur Yves TRAORE, le Docteur Paul W. SAWADOGO, tous enseignants au
département de biochimie à l’Université de Ouagadougou pour leurs conseils et
encouragements.
Nos remerciements sincères vont aussi :
3
A Yolande YTSIEMBOU pour son aide et ses encouragements
A Jacqueline KANDO, Lucienne OUEDRAOGO, Aziz TRAORE, Paul
KANGUEMBEGA, Alain, Ibrahim, Dieu donné, Abdoulaye, Aly, Yaya, Karou,
Constance, Souleyman.
Aux étudiants de notre promotion et particulièrement Nicaise ABESSOLO,
Christian ZOUZOUHO, Léontine LOMPO, Rostand ABA’A, Donatien KABORE,
Bertine DABIRE.
A mes très chers parents, frères, s urs, oncles, tantes, cousins, cousines :
Jean-marie DANSOU, Clémentine DANSOU, Apéti Pierre DANSOU, Ayité Julien
ABAGLO,s ur Eugène KISITO, Olivier, Francine, Marthe, Marie-aimée, Sylvie,
Ayi.
Nous voulons également exprimer toute notre reconnaissance et profonde
gratitude aux Frères et S urs gabonais pour leur soutien, et a tous ceux qui de
près ou de loin ont apporté leur contribution à ce travail.
Nos remerciements vont particulièrement à messieurs les membres du jury
et à monsieur le président du jury pour leur disponibilité à juger ce travail.
4
PREAMBULE
Ce travail fait partie intégrante des objectifs du projet de recherche sur
l’adaptation et la vulgarisation de la spiruline ( Spirulina platensis ) au Burkina Faso.
Projet qui rentre donc bien dans le domaine de la lutte contre la malnutrition protéinoénergétique des enfants et des femmes allaitantes.
L’objectif général du projet est de contribuer à la promotion de l’utilisation de la
spiruline dans la prévention et le traitement de la malnutrition protéino-énergétique,
et plus spécifiquement à :
Mettre au point des techniques simples et fiables de la culture de la spiruline
au Burkina Faso ;
Produire une quantité suffisante de spirulines pour les études nutritionnelles;
Evaluer les apports nutritionnels de cette spiruline dans nos conditions de
production ;
Apprécier sa valeur nutritionnelle aussi bien chez l’animal que chez
l’homme;
Mettre au point des préparations comportant la spiruline pour une utilisation
dans l’alimentation infantile ;
Sensibiliser la population féminine sur l’intérêt de cet aliment dans
l’alimentation infantile en complément des farines ;
Vulgariser les techniques de culture de la spiruline pour la création de
petites et moyennes entreprises familiales et / ou villageoises ( PME ) ;
Contribuer à la formation des étudiants de maîtrise et de 3ème cycle nutrition.
5
LISTE DES ABREVIATIONS
ADN :
Acide DésoxyriboNucléique.
AFNOR :
Association Française de NORmalisation.
AOCS :
American Oil Chemist’s Society.
CMSC :
Centre Médical Saint Camille.
CREN :
Centre de REcupération Nutritionnelle infantile.
CRSBAN :
Centre de Recherche en Sciences Biologiques Alimentaires et
Nutritionnelles.
DESS :
Diplôme d’Etudes Supérieures Spécialisées.
FAO :
Food and Agriculture Organisation of united nations.
LBTA :
Laboratoire de Biochimie et Technologies Alimentaires.
PNUD :
Programme des Nations Unies pour le Développement.
SMI :
centre de Santé Maternel et Infantile.
UFC :
Unité Formatrice de Colonies.
UFR-SVT :
Unité de Formation et de Recherche en Sciences de la Vie et de
la Terre.
UPN :
Utilisation Protéique Nette.
VIH :
Virus de l’Immunodéficience Humaine.
6
LISTE DES TABLEAUX ET FIGURES
1. LISTE DES TABLEAUX
Tableau I :
Acides aminés essentiels de la spiruline en gramme pour 100 g
de protéines.
Tableau II :
Principaux acides gras de Spirulina platensis.
Tableau III :
Teneur en acides nucléiques de quelques aliments.
Tableau IV :
Les vitamines de la spiruline.
Tableau V :
Les minéraux et oligo-éléments de la spiruline.
Tableau VI :
Rapports d’efficacité protéique comparés.
Tableau VII :
Composition d’un milieu neuf de culture de la spiruline.
Tableau VIII :
Intrants pour le renouvellement du milieu de culture de la
spiruline.
Tableau IX :
Synthèse des analyses physico-chimiques effectuées.
Tableau X :
Gamme de concentration donnant la courbe étalon pour le
dosage des sucres totaux.
Tableau XI :
Gamme de concentration donnant la courbe étalon pour le
dosage des sucres réducteurs.
Tableau XII :
Quantité d’eau nécessaire à la production d’un kilogramme de
protéine.
Tableau XIII :
Composition physico-chimique de la spiruline.
Tableau XIV :
Résultats du dénombrement de la microflore de la spiruline.
Tableau XV :
Récapitulatif de coût d’acquisition des équipements et des
charges de fonctionnement durant une année.
Tableau XVI :
Charges d’amortissement.
7
2. LISTE DES FIGURES
Figure 1 :
Spiruline type lonar vue au microscope.
Figure 2 :
Morphologies typiques des Arthrospira.
Figure 3 :
Diagramme des flux pour la culture et la production de la
spiruline.
Figure 4 :
Schéma d’un bassin de culture de la spiruline.
Figure 5 :
Schéma d’une roue à aube.
Figure 6 :
Plan de l’unité de production du CMSC.
Figure 7 :
Diagramme de production semi-artisanal de la spiruline.
Figure 8 :
Cinétique de croissance de la spiruline.
Figure 9 :
Evolution du niveau d’eau dans les bassins.
Figure 10 :
Evolution de la teneur en eau au cours du stockage.
Figure 11 :
Evolution du pH au cours du stockage.
Figure 12 :
Evolution de l’acidité grasse au cours du stockage.
Figure 13 :
Evolution de taux du matières grasses au cours du stockage.
Figure 14 :
Evolution de l’indice de formol au cours du stockage.
Figure 15 :
Evolution du taux de sucres réducteurs au cours du stockage.
Figure 16 :
Evolution de la teneur en phycocyanine au cours du stockage.
Figure 17 :
Diagramme de préparation d’une farine enrichie en spiruline.
Figure 18 :
Diagramme de préparation de biscuits secs enrichi en spiruline.
Figure 19 :
Diagramme de préparation du yaourt enrichi.
Figure 20 :
Diagramme de préparation du ‘’Tédo’’ enrichi.
8
SOMMAIRE
INTRODUCTION ……………………………………………………………………. 00
PRESENTATION DU CADRE DE L’ÉTUDE ……………………………….
00
1.
Le Centre Médical Saint Camille (CMSC) ………………………….
2.
Le Centre de Recherche en Sciences Biologiques
Alimentaires et Nutritionnelles (CRSBAN) ……………………..…
00
00
PREMIERE PARTIE : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE
1.
Définition et description de la spiruline ……………………..…….
00
2.
Historique ………………………………………..……………………...
00
3.
Caractéristiques nutritionnelles ………………………………….....
00
4.
Les atouts de la spiruline ………………………………………..…...
00
4.1
Aspects biologiques …………………………………………….
00
4.2
Valeur thérapeutique de la spiruline…………………..…….....
00
4.3
La spiruline, aliment de complément inespéré ……………....
00
5.
La culture de la spiruline …………………………………………..…
00
6.
Importance de la Spiruline pour le Burkina Faso ………………..
00
DEUXIEME PARTIE : ETUDE EXPERIMENTALE
Chapitre
I
MATERIEL ET METHODES …………………………….. 00
1.
Méthodologie générale de travail ………………………………...…
00
2.
Les bassins de culture de la spiruline ……………………..………
00
2.1
Description des bassins ………………………………….…..…
00
2.2
Préparation du milieu de culture …………………………….…
00
2.3
Ensemencement du bassin ………………………………….…
00
9
3.
4.
5.
6.
7.
8.
Conduite et entretien de la culture ………………………….……...
00
3.1
Matériel utilisé …………………………………………………...
00
3.2
Procédure ………………………………………………………..
00
Etude de quelques paramètres de production et de
croissance ……………………………………………………………....
00
4.1
Mesure de la concentration en spiruline ……………………...
00
4.2
Mesure du pH du milieu de culture ……………………….…...
00
4.3
Mesure du niveau d’eau des bassins de culture …………….
00
4.4
Test de filtrabilité …………………………………………….…..
00
4.5
Mesure de l’aptitude au lavage de la biomasse ……………..
00
Analyses physico-chimiques de la spiruline ……………………..
00
5.1
Détermination du potentiel d’hydrogène de la spiruline …….. 00
5.2
Dosage de l’acidité grasse ………………………………….….
00
5.3
Dosage de la phycocyanine …………………………………....
00
5.4
Détermination du taux d’humidité ……………………………..
00
5.5
Détermination du taux de cendres ……………………….……
00
5.6
Détermination du taux de matières grasses ……………….…
00
5.7
Détermination du taux de protéines totales ………….…….…
00
5.8
Détermination de l’indice de formol ……………………….…..
00
5.9
Détermination du taux de sucres totaux …………….………..
00
5.10 Détermination du taux de sucres réducteurs …………….…..
00
5.11 Détermination du taux de fibres brutes ………………….……
00
5.12 Calcul de la valeur énergétique de la spiruline ……………....
00
Analyses micro-biologiques de spiruline
....
00
6.1
Examen microscopique direct de la spiruline ………………..
00
6.2
Numération de la microflore des spirulines ……………….….
00
Détermination du rendement de production
..
00
7.1
Productivité ……………………………………………………....
00
7.2
Coût d’investissement ……………………………………….….
00
7.3
Rentabilité …………………………………………………….….
00
Etude de quelques pistes de valorisation ………………………...
00
8.1
8.2
Coût de la récupération nutritionnelle par la spiruline
d’enfants malnutris ……………………………………………...
00
La spiruline en tant qu’aliment de complément ……………..
00
10
Chapitre
II
RESULTATS ET DISCUSSION …………………….….. 00
1.
Diagramme de production de la spiruline ……………………..….
2.
Les paramètres de culture et de croissance de la
3.
00
spiruline ………………………………………………………………....
00
2.1
Résultats du suivie de la croissance ………………………….
00
2.2
Autres paramètres de culture ………………………………….
00
Composition nutritionnelle de la spiruline …………………….....
00
3.1
Résultats des analyses physico-chimiques ……………….….
00
3.2
Evolution des caractéristiques physico-chimiques et
biochimiques ………………………………………………….….
00
3.2.1 La teneur en eau ………………………………………… 00
3.2.2 Le pH, l acidité grasse et les matières grasses ………
00
3.2.3
indice de formol ………………………………………..
00
3.2.4 Les sucres réducteurs …………………………………..
00
3.2.5 La phycocyanine ………………………………………… 00
4.
5.
6.
Evolution de la flore microbienne de la spiruline ………………..
00
4.1
Résultats de l’examen direct …………………………………...
00
4.2
Résultats de la numération de la microflore ………………….. 00
Evaluation de la rentabilité de production ………………………..
00
5.1
Résultats de productivité …………………………………….…. 00
5.2
Coût d’investissement et rentabilité ……………………….…... 00
Valorisation de la spiruline ………………………………………..…
6.1
00
Valorisation dans l’intérêt de la récupération nutritionnelle
d’enfants malnutris ……………………………………….……... 00
6.2
La spiruline utilisée comme complément alimentaire ……….. 00
CONCLUSION ET RECOMMANDATIONS ……………………………..…. 00
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ……………………………………… 00
ANNEXES
11
INTRODUCTION
Petit être aquatique de 0.3 mm de long, vieux comme le monde dont le nom
scientifique est Arthrospira platensis, la spiruline vit de photosynthèse comme les plantes et
prospère naturellement dans les lacs salés et alcalins des régions chaudes du globe.
Nourriture traditionnelle des Aztèques du Mexique et des Kanem Bous du Tchad, plus riche
en protéine que la viande, la spiruline est maintenant cultivée dans de grandes usines aux
USA, en Inde, en Chine, en Thaïlande et aussi de façon semi-artisanale, car on lui découvre
toujours plus de qualités intéressantes pour l’alimentation et la santé tant pour les Hommes
que pour les animaux. (JOURDAN, 1999).
Les premières données suffirent à lancer de nombreuses recherches à but industriel
durant les années 1970, car les microorganismes ( levures chlorelles, spiruline, certaines
bactéries et moisissures ) semblaient alors être la voie la plus directe vers des protéines bon
marché, les fameuses ‘’ single cell proteins.’’ (FALQUET, 2000).
En effet, la spiruline constitue un complément alimentaire riche de promesses dans les
pays où l’alimentation traditionnelle, soit par manque de ressources, soit par ignorance, ne
procure pas en quantité suffisante la nourriture équilibrée nécessaire à la santé.
En 1996 déjà, FALQUET estimait que la production de la spiruline était particulièrement
adaptée aux conditions climatiques et économiques des régions où sévissait la malnutrition.
Le Burkina Faso présente des taux élevés de malnutrition protéino-énergetique, avec
une proportion d’enfant malnutris qui atteint en moyenne 30 % de la population pour la
tranche de 0 à 6 ans. Selon l’enquête démographique et de santé publique réalisée au
Burkina Faso en 1999, la malnutrition protéino-énergetique est la cause de 51 % des décès
d’enfants de moins de 5 ans et 34 % de ces enfants ont un faible poids pour leur age (PNUD,
1999). A cet effet la spiruline est adaptée pour la récupération ces enfants malnutris au
Burkina par le fait que celle ci corrigerait ponctuellement l’anémie et la perte de poids selon
les résultats de Kaboré en 2001.
L’essentiel des carences alimentaires graves proviennent du manque de trois éléments
principaux : vitamine A, fer et iode. Les doses quotidiennes requises pour ses substances sont
pourtant très petites, il semble donc que l’idée de les ajouter directement à certains aliments
comme la farine, l’huile, le sucre ou le sel soit une réponse adéquate et bon marché aux
problèmes de carences (C.I.N., 1992).
Des suggestions dans ce sens pour la lutte contre la malnutrition furent proposées.
Notamment la production locale de denrées alimentaires riches en micro nutriments. Ainsi que
l’encouragement à la production et à la consommation de fruits et de légumes, est bien sûr
une excellente initiative. Malheureusement, cette approche est rendue plus ou moins difficile
par une série de problèmes pratiques qui vont de la saisonnalité des productions, à la
conservation des produits, la fragilité des micro nutriments à la contamination bactérienne et
fongique, la fertilité des sols ou même la bio disponibilité des nutriments etc. ( FALQUET,
2000).
12
Ainsi une solution durable réside en ce microorganisme aquatique comestible présentant un
excellent potentiel en tant que nouvelle production agricole pour les pays en développement
comme le Burkina Faso.
C est dans ce cadre que le Centre Médicale Saint Camille de Ouagadougou (CMSC) en
partenariat avec l université de Ouagadougou initie cette étude. Visant à la valorisation de la
micro algue spiruline ainsi que son auto production dans le but d améliorer l apport nutritionnel
quotidien des populations et en particulier des enfants malnutris.
Les objectifs spécifiques de ce travail sont :
•
•
le suivi et le contrôle de la production de spiruline au CMSC ;
la mise au point des stratégies pour la valorisation de la spiruline au Burkina Faso.
Il s agit pour nous d ouvrir des pistes pour une vulgarisation de la culture de la spiruline à
petite échelle et à moindre coût en environnement rural.
Notre travail présente trois parties :
•
•
•
la première partie présente les généralités sur la spiruline et le cadre d’étude ;
dans la deuxième partie nous parlerons des matériels et des méthodes appliquées
pour valoriser la spiruline ;
la troisième partie donne les résultats et discussions suivi de la conclusion.
13
Présentation
du
Cadre de l étude
14
Le stage que nous avons effectué, a eu pour cadre d’étude le Centre médical saint Camille (
CMSC ) de Ouagadougou et le Centre de recherche en sciences biologiques alimentaires et
nutritionnelles à l’Université de Ouagadougou.
1. Le Centre médical saint Camille ( CMSC )
Le Centre médical saint Camille est un centre de religieux camilliens. Il est situé à
Ouagadougou dans la commune du Bogodhogo au secteur 14, sur l’avenue
Babanghida.
Ce centre créé en 1970 par l’ordre des camilliens, est un centre privé non lucratif
qui comporte :
• Une maternité où 8300 naissances en moyenne ont lieu chaque année;
• Un centre de pathologie néonatale qui accueille environ 450 enfants
prématurés par an;
• Un dispensaire, comportant une section adulte et une section pédiatrie, qui
reçoit environ 300 malades par jour;
• Un dispensaire mobile qui sillonne le village de Kossiam;
• Des services d’imageries médicales ( échographie, radiographie );
• Un centre de santé maternel et infantile ( SMI );
• Un centre de récupération nutritionnelle infantile ( CREN ) qui fait partie
intégrante de la SMI;
• Un service dentaire ( odontologie );
• Un dépôt pharmaceutique;
• Un laboratoire d’analyse qui comporte des services de bactériologie, de
parasitologie, de biochimie, d’hématologie, d’immunologie et de biologie moléculaire
et qui reçoit près de 150 à 200 prélèvements par jour;
• Une serre pour la culture de la spiruline qui comporte 4 bassins de 10 m2
environ. Cette unité de culture de la spiruline a été financé par la Fondation JeanPaul II pour le Sahel et est sous la direction du père Jacques Simporé, chargé de
cours à l’université de Ouagadougou et du Docteur Frédéric Zongo, Maître-assistant
à l’université de ouagadougou.
2. Le Centre de recherche en sciences biologiques alimentaires et
nutritionnelles ( CRSBAN )
Crée en 1997, ce centre fait suite au laboratoire de biochimie et technologies
alimentaires ( LBTA ) mis en place depuis 1984.
Le fondateur du CRSBAN, Pr. Alfred S.TRAORE; chancelier Président du conseil
de l’université de Ouagadougou, axé sur le profil microbiologie et biochimie des
fermentations, microbiologie alimentaire biotechnologie avec comme personnel
enseignant et de recherche :
Pr. Aboubakar S. OUATTARA ( Maître de conférence ), ayant pour profil écologie
microbienne;
Dr Philippe A. NIKIEMA ( Maître assistant ), profil mycotoxines, épidémiologie
moléculaire et nutritionnelle;
Dr Cheik A. T. OUATTARA ( Maître assistant ), microbiologie et élimination de
déchets agro-industriels, microbiologie alimentaire;
Dr Nicolas BARRO ( Maître assistant ), microbiologie appliquée et génie
génétique.
Le CRSBAN est un centre ambitieux pour le développement du Burkina
Faso :
15
•
Par une production scientifique importante;
•
Par la recherche utilitaire.
Le CRSBAN est composé d’étudiants d’origines diverses dont le Burkina Faso, la
Côte d’ivoire, le Bénin, le Gabon, le Congo, la Centrafrique, le Niger, le Tchad et le
Togo.
Le CRSBAN est un centre composé de laboratoires de pharmacologie et
biochimie clinique, de biochimie et génétique, de nutrition humaine, de microbiologie
et biotechnologie, de technologie alimentaire et enfin d’un laboratoire de biologie
moléculaire.
16
Première partie :
Synthèse
bibliographique
17
1. DÉFINITION ET DESCRIPTION DE LA SPIRULINE
La spiruline ( Spirulina platensis ) est une algue bleue filamenteuse comme l’illustre
la figure 1. Elle appartient au phylum des Myxophycophytes, à la classe des
Cyanophycées, à l’ordre des Nostocales et à la famille des Oscillatoriacées. Riche en
protéines et en vitamines, elle est utilisée pour nourrir humains, poissons, crustacés,
mollusques, volailles et bétails ( FOX, 1986 ).
Figure 1.: Spiruline type lonar vue au microscope (JOURDAN, 1999)
Les algues comprennent de 20000 à 30000 espèces dans le monde, soit 18 % du
règne végétal ( KABORE, 2001 ). Mais on ne peut savoir le nombre d’espèces avec
exactitude, car les taxonomistes ne semblent pas s’accorder sur la dénomination et la
classification de certaines espèces. Le fait est qu’il y a des milliers d’espèces différentes,
montre la grande diversité de formes et les merveilleux moyens chimiques et mécaniques
d’adaptation aux différents environnements et aux différentes fonctions qu’elles
accomplissent dans l’écosystème.
Sous le terme ‘’ algues ‘’ sont regroupés des organismes végétaux extrêmement
variés tant par la taille que par la structure cellulaire. Ils vivent tous en milieu aquatique ou
humide et sont presque tous pourvus de chlorophylle. Les algues se différencient des autres
végétaux par leur appareil végétatif uni ou pluricellulaire dépourvu de racines, de tiges et de
feuilles et représenté par un thalle. La chlorophylle est souvent masquée par des pigments
surnuméraires donnant ainsi des thalles de couleurs rouge, brune, bleu ou verte. Ces
différences permettent de subdiviser les algues en cinq groupes majeurs : les chlorophycées
18
ou algues vertes, les cyanophycées ou algues bleues, les phaeophycées ou algues brunes,
les rhodophycées ou algues rouges et les bacillariophycées ou diatomées ( FOX, 1986 ).
Concernant donc les cyanophycées; Spirulina faisant partie de cette classe, elles ont
des cellules de type procaryote; c’est à dire sans noyau bien défini, les acides nucléiques
étant distribués au hasard dans la cellule. Les pigments porteurs de chlorophylle ne sont pas
enclos dans un chloroplaste ; un pigment bleu supplémentaire ( la phycocyanine ) est
présent, mais il n’y a pas de chlorophylle b.
La structure interne de la cellule procaryotique cyanophyte est très différente de celle des
autres algues. Elles ressemblent plus étroitement à celle des bactéries, en fait, de nombreux
chercheurs, préfèrent les appeler cyanobactéries ou bactéries bleu-vert.
Les termes d’algue ou de cyanobactérie peuvent donc être utilisés pour dénommer ce
petit organisme aquatique.
Les cyanobactéries constituent donc le groupe le plus important des bactéries
photosynthétiques. Elles présentent des tailles et des formes très diverses. Les cellules de 1
à 10 micromètres de diamètre peuvent être isolées, et peuvent réaliser des colonies de
formes variées ou des filaments appelés trichomes. Dans un trichome, les cellules comme
chez Oscillatoria, sont en contact étroit ( GUERIN-DUMATRAIT, 1976; LE COINTRE, 2001 ).
La spiruline, de son nom scientifique Spirulina platensis ou Arthrospira platensis pour
certains auteurs, possède des cellules arrangées en filaments ou trichomes avec ou sans
gaine, droits ou enroulés. Les différentes morphologies sont présentées sur la figure 2. Ces
filaments, tirebouchonnés de 5 à 7 spires, non ramifiés, long d’un quart de millimètre en
moyenne et de 10 µm de diamètre, peuvent montrer un mouvement oscillatoire; les
trichomes se mouvant vers l’arrière et l’avant dans son grand axe. Ces organismes se
déplacent donc en se vissant dans l’eau ( GUERIN-DUMATRAIT, 1976; FOX, 1986 ).
Figure 2. Morphologies typiques des Arthrospira
19
La reproduction cellulaire se fait par division des cellules dans le trichome puis séparation
des trichomes fils; c’est une rupture cellulaire. L’ADN de la spiruline contient 44 à 53 % de G
+ C. ( BERGEY et al,1986 )
Aucun mode de reproduction sexuée n’est connu, mais il existe apparemment de formes
de résistance aux conditions extrêmes: trichomes pourvus d’une gaine mucilagineuse
épaisse et peut-être des cellules riches en réserves nutritives ( akinètes ).
L’origine bactérienne de la spiruline, vient des particularités du génophore ou chromosome.
Il est formé de fibrilles apparemment nues d’acides désoxyribonucléiques non liés à des
histones contrairement aux acides désoxyribonucléiques des organismes eucaryotes. Cette
parenté aux bactéries est accentuée par l’absence dans les cellules de membranes péri
nucléaires, de mitochondries et de plastes. Par ailleurs, ces organismes sont apparentés aux
algues, plus précisément aux chloroplastes des algues rouges: ils présentent en effet une
série de membranes chlorophylliennes, possédant deux systèmes photochimiques comme
chez les végétaux. Comme ces deniers, l’un de ces systèmes fonctionne en liaison avec la
photo oxydation de l’eau qui intervient comme réducteur dans leur photosynthèse. La
possession de pigments accessoires bleus et rouges les rapproche des algues rouges. La
dominante bleu vert de leur couleur leur a valu le nom d’algues bleues ( GUERINDUMATRAIT, 1976 ). On peut souligner que la quantité de phycocyanine est de 150 mg/g de
spirulines sèches d’après la notice FLAMENT VERT en 1998 et atteint les 194 mg/g selon
SARADA en1999.
Les membranes chlorophylliennes constituées par un ensemble de sacs aplatis
comparables aux sacs lamellaires des algues et des végétaux supérieurs, forment le
chromatoplasme. Son système pigmentaire comporte plusieurs complexes chlorophylliens et
différentes protéines pigmentées du groupe des biliprotéines. Ce sont l’ allophycocyanine, la
phycocyanine et la phycoérythrine. La phycocyanine, la phycoérythrine et une partie du
complexes chlorophylliens forment les antennes collectrices des photons utilisés après
conversion en énergie chimique, dans les réactions d’oxydoréductions photosynthétiques.
Les caroténoïdes sont aussi très abondants dans ces membranes. Celles-ci possèdent aussi
différents autres pigments liés aux réactions photochimiques elles-mêmes ou aux transferts
d’électrons qui les accompagnent : photo système Ι ,plastoquinones, cytochromes,
plastocyanines ferrédoxine. Enfin, certaines des membranes internes peuvent posséder,
comme chez les autres cyanophycées, des transporteurs d’électrons de la chaîne
d’oxydoréduction respiratoire et être responsables des oxydations terminales de la
respiration cellulaire.
2. HISTORIQUE
On croit que les algues bleues étaient parmi les premiers êtres vivants sur la terre; qu’il y’a
environ 3,1 milliards d’années, l’atmosphère terrestre était composée d’ammoniac, de
méthane, d’hydrogène et de vapeur d’eau, et que les algues bleues, grâce à leur capacité
d’assimiler cette atmosphère, en dissociant l’eau et libérant l’oxygène par photosynthèse, ont
fourni l’oxygène maintenant présent dans l’atmosphère, transformant ainsi un cosmos réduit
en un monde oxydé ( FOX, 1986 ).
Les algues alimentaires spirulines connues et valorisées à ce jour sont : Spirulina maxima
et Spirulina platensis. Toutes deux ont des origines différentes et ont été découvertes dans
deux endroits très particuliers du globe.
La première; Spirulina maxima est originaire du Mexique et était consommée par les
Aztèques du lac Texaco avant la conquête espagnole. Les algues étaient récoltées à la
20
surface du lac, séchées au soleil, puis cuites et consommées sous le nom de Tecuitlatl.
Depuis 1968, elles sont cultivées près de Mexico dans des bassins semi-naturels
d’évaporation de la société Sosa Texoco et sur des milieux synthétiques en Thaïlande et au
Japon où deux firmes les ont commercialisées, ainsi qu’aux Etats-Unis.
La seconde espèce qui est celle qui nous intéresse se nomme Spirulina platensis. Il s’agit
aussi d’une espèce sauvage qui fut découverte en 1964 par des membres d’une expédition
scientifique basée au Tchad. Ces derniers ont en effet constatés que les Kanembous du sud
Kanem, écumaient la surface des mares aux environs du lac Tchad, mares riches en
carbonates de sodium, à la recherche de la fameuse algue.
Il y’a environ une trentaine d’années, des personnalités et institutions dont l’institut
Carnegie et l’université de Stamford entreprirent des recherches afin de savoir si dans le
futur l’algue spiruline pourrait être utilisée comme nourriture. Rappelons que des années
auparavant, pendant la guerre, le gouvernement japonais avait entrepris de semblables
recherches pour nourrir son peuple souffrant du blocus américain ( DELPEUCH, 1976 ).
Dans les années 1950, un étrange aliment traditionnel était donc redécouvert au Tchad. Il
s’agissait de galettes séchées d’une teinte vertes tirant sur le bleu, que l’on trouvait sur les
marchés de la région de Kanem sous le nom de ‘’ Dihé ‘’. L’enquête montra que ce ‘’ Dihé ‘’
provenait de la biomasse d’un micro-organisme unique récolté à la surface des mares
fortement alcalines et séchée à même le sable des berges. Ce microorganisme, capable de
photosynthèse et se reproduisant rapidement, fut appelé ‘’ spiruline ’’ de par l’aspect de
filament spiralé qu’il présente au microscope. Sa dénomination scientifique est Arthrospira
platensis, il s’agit d’un cyanobactérie. L’analyse des propriétés nutritionnelles de la spiruline
révéla tout d’abord une exceptionnelle teneur en protéines de l’ordre de 60 à 70 % du poids
sec, elle démontra aussi l’excellente qualité de ces protéines ( teneur équilibrée en acides
aminés essentiels ) ( FALQUET, 2000 ).
Le conseil supérieur d’hygiène publique en France a donné en 1984, un avis favorable
pour la consommation humaine de toutes les algues spirulines.
Depuis, les recherches ont beaucoup évolués et on a trouvé de nombreuses applications
possibles de la spiruline, notamment dans le domaine médical.
Et depuis 1996 jusqu’à ce jour, la micro algue spiruline est cultivée au Burkina Faso.
3. CARACTÉRISTIQUES NUTRITIONNELLES
L’analyse des propriétés nutritionnelles de la spiruline révéla tout d’abord une
exceptionnelle teneur en protéines, de l’ordre de 60 à 70 % du poids sec, c’est à dire deux
fois plus que les meilleures sources de protéines végétales ( farine de soja: 35 % de
protéines ). Elle démontra aussi l’excellente qualité de ces protéines d’après FALQUET en
2000. CIFERRI et al en 1985 notèrent une teneur de 67 % et les études menées par
CLEMENT en 1975 avaient montré que cette teneur pouvait atteindre les 72,4 % de matières
sèches.
Les protéines de la spiruline sont complètes, car tous les acides aminés essentiels y
figurent, comme le montre le tableau I et ils représentent 47 % du poids total des protéines.
Parmi ces acides aminés essentiels, les plus faiblement représentés sont les acides aminés
soufrés: méthionine et cystéine, qui sont toutefois présents à plus de 80 % de la valeur
idéale définie par la FAO ( FALQUET, 1996 ).
21
Tableau I. : Acides aminés essentiels de la spiruline en gramme pour
100 g de protéines ( CLEMENT, 1975 ).
Acides aminées essentiels
Isoleucine
Teneur en gramme pour
100g
de protéines
6,24
Leucine
8,91
Lysine
4,58
Méthionine
Phénylalanine
2,65
4,53
Thréonine
5,23
Tryptophane
1,60
Valine
6,74
L’utilisation des protéines ingérées ou utilisation protéique nette ( UPN ) est déterminée
par la digestibilité, c’est à dire la proportion d’azote protéique absorbée, ainsi que par la
composition en acides aminés. La valeur de l’UPN est déterminée expérimentalement en
calculant le pourcentage d’azote retenu lorsque la source de protéines étudiée est le seul
facteur nutritionnel limitant. On étudie généralement cette valeur dans différentes situations :
croissance active, état adulte, convalescence. La valeur UPN de la spiruline est estimée
entre 53 % et 61 % soit 85 % à 92 % de celle de la caséine considérée comme protéine de
référence.
De même l’efficacité protéique de la spiruline ( gain de poids de l’animal ou de l’individu
divisé par le poids de protéines ingérées ), est estimée suivant les auteurs, entre 1,8 et
2,6.Celle de la caséine étant de 2,5, ( FALQUET, 1996; FOX,1986 ).
Bien que plusieurs publications donnent une valeur de 5,6 % à 7 % du poids sec en
lipides totaux, d’autres sources prétendent obtenir 11,5 % de lipides par un meilleur système
d’extraction.
Ces lipides totaux peuvent être séparés en une fraction saponifiable ( 83 % ) et une
fraction insaponifiable ( 17 % ) qui contient essentiellement de la paraffine, des pigments,
des alcools terpéniques et des stérols.
La fraction saponifiable est constituée essentiellement d’acides gras en C16 ( acide
palmitique ) et d’acides mono, di et tri-insaturés en C18. L’acide γ linolénique représente à lui
seul 40 % soit environ 4 % du poids sec de spiruline. De ce fait, la spiruline peut être
considérée comme une des meilleures sources connues d’acide γ linolénique après le lait
humain et quelques huiles végétales peu courantes. La présence d’acide γ linolénique 18: 3
ω 6 est à souligner du fait de sa rareté dans les aliments courants et de sa haute valeur
alimentaire présumée.
L’importance de ces acides gras tient à leur devenir biochimique : ce sont les
précurseurs des prostaglandines, des leukotriènes et des tromboxanes qui sont autant de
médiateurs chimiques des réactions inflammatoires et immunitaires.
Enfin la spiruline a été recommandée comme supplément alimentaire en cas de
carences en acides gras essentiels. Ces acides gras sont illustrés dans le tableau II.
22
Tableau II. : Principaux acides gras de Spirulina platensis FALQUET,1996 )
Acides gras
% des acides gras
Palmitique ( 16 : 0 )
25,8
Palmitoléique ( 16 : 1 ω 6 )
Stéarique ( 18 : 0 )
3,8
1,7
Oléique ( 18 : 1 ω 6 )
Linoléique ( 18 : 2 ω 6 )
16,6
12
γ - linolénique ( 18 : 3 ω 6 )
40,1
α - linoénique ( 18 : 3 ω 3 )
traces
L’insaponifiable renferme des stérols à raison de 2 à 5 % avec comme principaux
constituants le cholestérol et de faibles quantités de β sitostérol, de campestérol et de
stigmastérol. Certains de ces stérols pourraient être en rapport avec l’activité anti
microbienne des spirulines. Les alcools triterpéniques représentent 5 à 10 % de
l’insaponifiable, il s’agit essentiellement d’ α et de β amyrine, ( triterpene pentacyclique ).Les
hydrocarbures saturés à longues chaînes représentent une fraction importante de
l’insaponifiable, environ 25 % ( FALQUET, 1996 ).
Les glucides constituent globalement 15 à 25 % de la matière sèche des
spirulines. Les glucides simples ne sont présents qu’en très faibles quantités. Ce sont le
glucose, le fructose et le saccharose. On trouve aussi des polyols comme le glycérol, le
mannitol et le sobitol. L’essentiel des glucides assimilables est constitué de polymères tels
que des glucosannes aminés ( 1,9 % ) et des rhamnosannes aminés ( 9,7 % ) ou encore du
glycogène ( 0,5 % ).
Du point de vue nutritionnel, la seule substance glucidique intéressante par sa
quantité chez la spiruline est le méso-inositol phosphate qui constitue une excellente source
de phosphore organique ainsi que d’inositol ( 350 à 850 mg/kg de matière sèche ), (
FOX,1986 ). Cette teneur en inositol est environ huit fois celle de la viande de b uf et
plusieurs centaines de fois celles des végétaux qui en sont les plus riches.
Selon CLEMENT en 1975, les spirulines contiennent environ 4 grammes
d’acides nucléiques pour 100 grammes de matières sèches. Selon le tableau III, la quantité
d’acides nucléiques par rapport au poids des spirulines sèches est donc faible en
comparaison avec celle obtenue avec d’autres micro-organismes tels les levures et les
bactéries.
Tableau III. : Teneur en acides nucléiques de quelques aliments (FALQUET,1996)
Aliments
Acides nucléiques totaux
( % mat. Sèche
Viande de b uf
1,5
Foie de b uf
2,2
Spiruline
4–6
Levure
23
23
De même d’après FALQUET en 1996, en se basant sur une valeur moyenne de
5 % en acides nucléiques, et sans tenir compte de la proportion d’ADN, la limite quotidienne
de 4 grammes d’acides nucléiques représente le contenu de 80 grammes de spiruline sèche.
Cette quantité équivaut à environ 8 fois la dose de spiruline recommandée ( 10g ) pour le
traitement d’un malade sévèrement dénutris ou 16 fois le supplément alimentaire préconisé
dans une politique préventive. Le contenu en acides nucléiques de la spiruline ne pose donc
pas de problèmes, même à long terme et pour des doses déjà élevées.
Parmi les vitamines, le β-carotène, provitamine A représente 80 % des
caroténoïdes présents dans la spiruline, le reste étant composé principalement de
physoxanthine et de cryptoxanthine ( PALLA et BUSSON, 1969 ). Ces deux derniers étant
aussi convertibles en vitamine A par les mammifères. Comme les besoins en vitamine A sont
estimés chez l’adulte à moins de 1 mg par jour, 1 à 2 grammes de spiruline suffisent
largement à couvrir les besoins en vitamine A. D’autre part, l’absence de vitamine A libre
exclut un éventuel risque de surdosage, le β-carotène n’étant pas toxique par accumulation
au contraire de la vitamine A.
On trouve 50 à 190 mg de vitamine E par kilogramme de spirulines sèches,
teneur comparable à celle des germes de blé. Les propriétés anti-oxydantes de la vitamine E
pour les acides gras insaturés expliquent la bonne conservation de ces derniers dans la
spiruline séchée.
Bien que moins riche que la levure en vitamine du groupe B ( B12 excepté ), la
spiruline constitue pourtant une bonne source de ces cofacteurs
Comme l’illustre le tableau IV, la spiruline est une excellente source de vitamine
Tableau IV. : Les vitamines de la spiruline ( FALQUET,1996 ).
Vitamine
Teneur ( mg / kg )
Besoin en mg/ jour
( adulte )
B1
34–50
1,5
B2
30–46
1,8
B6
5–8
2,0
B12
1,5–2,0
0,003
Niacine
130
20
Folate
0,5
0,4
Panthoténate
4,6–25
6–10
Biotine
0,05
0,1–0,3
C
traces
15–30
Il faut souligner la teneur exceptionnelle en vitamine B12 ( cobalamine ) qui est
de loin la vitamine la plus difficile à obtenir dans un régime sans viande, car aucun végétal
courant n’en contient. La spiruline est 4 fois plus riche que le foie cru, longtemps donné
comme meilleure source de vitamine B12 ( FALQUET,1996 ).
Par leur haute teneur, comme le montre le tableau V, les minéraux spécialement
intéressants dans la spiruline sont le fer, le magnésium, le calcium, le phosphore et le
potassium.
24
Tableau V. Les minéraux et oligo-éléments de la spiruline.( FALQUET,1996 ).
Teneur
Minéraux
de
spiruline
la
Doses requises pour
adulte ( mg/jour )
Calcium
( mg/kg )
1300 –14000
Phosphore
6700 –9000
1000
Magnésium
2000 –2900
250 –350
Fer
580 –1800
18
Zinc
21 –40
15
Cuivre
8 –10
1.5 –3
Chrome
2,8
0,5 –2
Manganèse
25 –37
5
Sodium
4500
500
Potassium
6400 -15400
3500
1200
La très haute teneur en fer est à souligner du fait que les carences en fer sont
très répandues ( anémies ), surtout chez les femmes enceintes et les enfants.
De plus :
•
Les bonnes sources alimentaires en fer sont rares ( la spiruline a 4 à 7 fois
plus que les céréales complètes classées parmi les meilleures sources ) ;
•
Les suppléments de fer habituels sont peu assimilables ( sulfates ferreux )
et peuvent être toxiques.
Calcium, phosphore et magnésium sont présents en quantités comparables à
celles retrouvées dans le lait. Les quantités relatives de ces éléments sont équilibrées ce qui
exclut le risque de décalcification par excès de phosphore.
Ainsi de nombreux tests nutritionnels ont prouvé d’après FALQUET en 2000, la
bio disponibilité de ces micronutriments.
La culture de spiruline sert donc ici de non seulement à rendre bio disponible
pour l’homme des minéraux qui ne l’étaient pas forcement, mais aussi de ‘’garde fou ‘’ en cas
d’erreur de dosage d’un élément potentiellement toxique.
4. Les atouts de la spiruline.
4.1 Aspects biologiques.
Spirulina platensis, cet étrange aliment traditionnel redécouvert possède non
seulement certaines particularités des algues mais aussi celles des microorganismes
procaryotes. En effet, s’apparentant aux algues, Spirulina présente une série de membranes
chlorophylliennes et de pigments accessoires lui permettant de réaliser la photosynthèse
comme tous les végétaux. Cet avantage permet à la spiruline de produire non seulement de
l’oxygène mais aussi de la matière organique à partir de la lumière et d’une nutrition
minérale.
25
Par ailleurs, Spirulina platensis est affilié aux bactéries par son génophore formé
d’acides nucléiques non liés à des histones et par l’absence dans les cellules, de membrane
périnucléaire, de mitochondries et de plastes.
Contrairement à d’autres microorganismes ( levure, chlorelles, scenedesmus…)
proposés comme sources de protéines, la spiruline ne contient pas de parois cellulosiques
mais une enveloppe de muréine relativement fragile. Ce fait explique la très bonne
digestibilité ( 83 à 90 % ) des protéines de la spiruline crue ou simplement séchée, (
FALQUET,1996 ; KOZLENKO, 1996 ). Ainsi la spiruline ne nécessite ni cuisson ni
traitements spéciaux destinés à rendre ses protéines accessibles. C’est un avantage
considérable tant du point de vue simplicité de production que pour la préservation des
constituants de hautes valeurs tels que vitamines et acides gras poly insaturés.
D’après GUERIN DUMATRAIT en 1976, la membrane périphérique, comme
toutes les membranes, est formée très vraisemblablement d’une couche lipidique au moins
double dans laquelle sont embouties des protéines liées aux lipides. Compte tenu des
différences de concentration saline entre les milieux de vie très riches en bicarbonate et le
cytosol intracellulaire, cette membrane doit jouer le rôle habituel de barrière sélective dans la
perméabilité cellulaire. C’est ce rôle qui permet à la spiruline seule à croître dans de tels
milieux à pH élevé, inhibant ainsi toutes contaminations aussi bien de bactéries que de
levures, de champignons ou d’algues nuisibles.
Des vacuoles de gaz, groupées et très nombreuses à la périphérie des cellules,
donnent aux spirulines leur densité plus faible que celle de leur milieu de vie. Ainsi leur
situation en ‘’fleurs d’eau ‘’ qui en résulte, favorise la récolte par écumage ( GUERIN
DUMATRAIT, 1976 )
4.2 Valeur thérapeutique de la spiruline
Jusqu’à tout récemment, l’intérêt pour la spiruline portait surtout sur sa valeur
nutritive. A l’heure actuelle, elle attire de plus en plus l’attention des scientifiques médicaux
comme source de produits pharmaceutiques. C’est ainsi que bon nombre de chercheurs
étudie les effets thérapeutiques possibles de ce microorganisme.
De nombreux travaux pré cliniques et quelques études cliniques indiquent ces
effets thérapeutiques qu’ils s’agissent de réduire le taux de cholestérol et de cancer,
d’améliorer le système immunitaire, d’augmenter les lactobacilles intestinaux, de réduire la
néphrotoxicité provoquées par les métaux lourds et les médicaments et enfin d’assurer la
protection contre les rayons ( BELAY et al, 1993 ).
BLINKOVA et al expliquent en 2001 que l’activité biologique de la spiruline
s’étend non seulement à l’effet immunostimulant à travers l’accroissement de la résistance
aux infections aussi bien chez l’homme, les mammifères, les poules que chez les poissons,
mais également à son influence positive sur l’hématopoïèse, la stimulation de la production
d’anticorps et de cytokines. Sous l’influence de la spiruline, les macrophages, les cellules T
et B sont activés. Les sulfolipides de la spiruline ont prouvé leurs effets sur le VIH. Des
préparations obtenues à partir de la biomasse de spiruline se sont aussi montrées actives
sur l’herpes virus, le cytomégalovirus, l’influenza virus, etc.
Les préparations de spiruline sont considérées comme des produits fonctionnels
contribuant à la préservation de la micro flore intestinale, spécialement les lactobacilles et le
Bifidobacterium, et à la diminution du taux de Candida albicans responsable de candidose.
La spiruline de par sa teneur en fer et en vitamine B12, lutte efficacement contre
les formes d’anémies respectivement ferriprive et pernicieuse.
Des études réalisées par KABORE en 2001 sur 59 enfants malnutris et anémiés
révélèrent l’effet positif de la spiruline sur le taux d’hémoglobine et le nombre des hématies
et cela en 8 semaines de récupération.
26
Cette production d’éléments sanguins est stimulée par la phycocyanine,
polypeptide bleu vif de la spiruline. Des études ont montré que cette substance influait sur
l’hématopoïèse stimulant ainsi la prolifération et la différenciation des cellules souches
situées dans la moelle osseuse. Celles-ci servent de ‘’grands-mères’’ à la fois aux globules
blancs qui constituent le système immunitaire cellulaire et aux globules rouges qui assurent
l’oxygénation de l’organisme. La spiruline et ses extraits exercent donc un effet stimulant
démontrable sur la production de nouveaux globules rouges et blancs ( KOZLENKO, 1996 ).
L’avitaminose A, fréquent dans nos pays en voie de développement, est
responsable de la xérophtalmie. Elle est caractérisée par une sécheresse de la cornée qui
risque, en absence de traitement de s’ulcérer et d’entraîner la perte de l’ il ( BRIEND, 1985
). D’après FOX en 1986, elle peut être prévenue par la consommation de spiruline qui
contient environ 2900 mg/kg poids sec de caroténoïdes précurseurs de la vitamine A. Des
études ont démontré la bio disponibilité et l’excellente utilisation des caroténoïdes de la
spiruline chez l’humain. De plus, une étude réalisée par SESHDRI en 1993 portant sur 5000
enfants indiens d’ages préscolaire ( 0 à 6 ans) a montré la surprenante efficacité d’une dose
quotidienne unique d’ un gramme de spiruline sur la déficience chronique en vitamine A.
Après 5 mois, la proportion d’enfants gravement déficients en vitamine A; c’est à dire
présentant le symptôme de la ‘’ tache de bitot ‘’sur la conjonctive de l’ il, est passée de 80
% à 10 %. Une telle étude semble bien démontrer que de très faibles doses de spiruline
suffisent déjà à réduire considérablement les risques de cécité et d’atteintes neurologiques
consécutives à la déficience en vitamine A chez l’enfant ( FALQUET,1996 ).
Plusieurs études montrent que la spiruline ou ses extraits permettent d’empêcher
ou d’inhiber des cancers chez l’humain et l’animal. Il est admis que certaines formes
communes de cancer sont le résultat de l’ADN cellulaire endommagé, provoquant ainsi une
croissance cellulaire anarchique. Ainsi, selon les études in vitro de BABU en 1995, LISHENG
en 1991, PANG en 1998 et MISHIMA et al en 1998, les polysaccharides uniques de la
spiruline permettent d’améliorer l’activité enzymatique du noyau cellulaire et la synthèse
réparatrice de l’ADN.
La spiruline est un puissant tonifiant immunitaire. Lors d’études scientifiques sur
des souris, hamsters, poulets, dindes, chats et poissons, la spiruline permettait d’améliorer
de façon constante la fonction du système immunitaire. Les scientifiques dans le domaine
médical trouvent que la spiruline ne fait pas que stimuler le système immunitaire, mais
encore elle améliore la capacité de l’organisme à produire de nouvelles cellules sanguines (
HAYASHI et al, 1994, 1998; HUH-NAM, 1997 ). De même ces résultats furent confirmés par
des études qui permettent de noter la stimulation des cellules souches de la moelle osseuse,
des macrophages, des lymphocytes T et des cellules tueuses naturelles NK ( BAOJIANG,
1994 ).
En 1998, les études effectuées par AYEHUNIE et ses collaborateurs montrent
que l’extrait à l’eau de la Spirulina platensis inhibe la réplication du VIH 1 dans des souches
de lymphocytes T d’origine humaine et dans les cellules sanguines mononucléaires
périphériques chez l’humain. Ils ont découvert qu’une concentration de 5 à10 µg/ml
permettait de réduire d’environ 50 % la production virale. Le même résultat fut obtenu par
LEE en 2001 sur la réplication du virus de l’herpes simple du type 1. La propriété
antimicrobienne de la spiruline est liée au fait qu’elle est une substance chélatrice de
métaux.
Une telle profusion d’applications thérapeutiques laisse bien sûr planer l’image
de ‘’ potion miracle ‘’ sur la spiruline. Reste qu’un simple complément alimentaire naturel,
lorsqu’il présente la richesse de ce produit, pourrait bien améliorer nombre de situations
pathologiques.
27
4.3 La spiruline, aliment de complément inespéré.
En dehors de la valeur thérapeutique pour les disfonctionnements métaboliques,
la spiruline revêt un atout essentiel pour les maladies protéino-énergétiques, donc liées à la
nutrition humaine.
La spiruline, aliment le plus riche actuellement connu en protéine, constitue un
complément alimentaire riche de promesses dans des pays où l’alimentation traditionnelle,
soit par manque de ressources soit par ignorance, ne procure pas en quantité suffisante la
nourriture équilibrée nécessaire à la santé
Ce microorganisme aquatique comestible présente un excellent potentiel en tant
que nouvelle production agricole pour des pays en développement tels le Burkina Faso. Par
sa richesse en micro nutriments tels que fer, zinc, pro-vitamine A ou encore acides gras
essentiels, la spiruline doit être considérée comme un complément alimentaire ou un ‘’
améliorant nutritionnel ‘’, plutôt que comme un simple aliment. Ainsi, cette propriété de
complément plutôt que d’aliment simplifie grandement les problèmes d’acceptabilité, tout en
limitant les surfaces et le travail nécessaire à sa production ( FALQUET,2000 ).
BRIEND en 1985 démontra que chez le nourrisson jusqu'à l’age de 4 mois, les
besoins nutritionnels étaient parfaitement couverts par le lait maternel dans la grande
majorité des cas. Mais au-delà de ces 4 mois, les besoins en énergie et en protéines sont de
plus en plus élevés, imposant de ce fait une supplémentation. Ce moment correspond à la
période de sevrage durant laquelle l’aliment de complément doit être adapté aux besoins de
l’enfant. Généralement, cet aliment est apporté sous forme de bouillies de céréales qui non
enrichies en protéines et en matières grasses, ont au maximum une densité énergétique de
70kcal/100ml. Ces besoins sont doublés en cas de malnutrition ou de maladie ( KABORE,
2001 ). Par conséquent, il est évident que la spiruline s’avère être une source idéale pour la
complémentation de ces bouillies de céréales. L’étude réalisée en 2001 par KABORE sur la
récupération de 124 enfants malnutris s’est avérée concluant avec la bouillie ‘’misola’’
complémentée avec de la spiruline.
ANASUYA et VENKATARAMAN montrèrent en 1983, l’effet positif de la
complémentation des céréales par de la spiruline. Ils obtinrent les résultats illustrés dans le
tableau VI, chez le rat.
Tableau VI. Rapports d’efficacité protéique comparés ( ANUSUYA et VENKATARAMAN, 1983 ).
Diète
Rapport d’efficacité protéique
Spiruline
1,90
Maïs
1,23
Riz
2,20
Blé
1,15
Riz + Spiruline (3:1)
2,35
Riz + Spiruline (1:1)
2,40
Blé + Spiruline (3:1)
1,42
Blé + Spiruline (1:1)
1,90
Maïs + Spiruline (3:1)
1,80
Maïs + Spiruline (1:1)
1,72
Maïs +avoine + Spiruline (3:2:5)
1,90
Maïs +riz + Spiruline (2:2:1)
1,95
28
Ces résultats de rapports d’efficacité protéique ( gain de poids de l’animal / poids
de protéines ingérées ) indiquent une bonne utilisation métabolique des acides aminés des
spirulines d’ où l’intérêt des complémentations.
L’équilibre azoté a été étudié sur 10 enfants hospitalisés pour malnutrition
sévère. Ils ont reçu alternativement 2 à 3 grammes de protéines par kilo de poids corporel,
sous forme de spiruline, de lait de vache ou de soja, pendant des périodes de quatre jours.
La rétention relative de la spiruline ( 40 % ) a été aussi élevée que celle du lait de vache,
indiquant une excellente utilisation des protéines ( DILLON, 1993; FALQUET, 1996 ).
Ainsi d’après FOX (1986), la malnutrition devrait disparaître du fait du
supplément en protéines et vitamines apportées par la spiruline.
5. La culture de la spiruline
La spiruline peut être obtenue en milieu naturel ou semi-naturel et en culture
synthétique contrôlée pour une production à diverses échelles ( depuis la micro-production
familiale jusqu’aux installations semi-industrielles ).
Les spirulines existent, quelque fois en abondance, dans de nombreuses mares
natronées soit temporaires soit permanentes. C’est par exemple la zone de récolte située
dans le Kanem à l’Est du lac Tchad ( DELPEUCH, 1976 ). La surface de ces mares varie de
quelques hectares à plusieurs centaines d’hectares et la profondeur ne dépasse guère 1,50
m. La température moyenne de l’eau sur une année est de 25°3 et le pH varie entre 9,5 et
11. Les peuplements de Spirulina platensis les plus purs se trouvent dans les lacs
permanents à forte salinité.
Les spirulines sont poussées par les vents sur les bords de la mare et s’y
accumulent en surface. Elles sont alors prélevées par des femmes à l’aide d’écuelles puis
transportées dans une jarre ou dans un panier tressé jusque sur la dune voisine. Le contenu
est versé dans des cuvettes plates et circulaires faites à la main dans le sable qui fait office
de filtre. Les spirulines sèchent au soleil jusqu’à la formation d’une croûte de 1,5 à 2 cm
d’épaisseur qui sera ensuite cassée en morceaux (CLEMENT,1975; DELPEUCH, 1976 ).
Le procédé de production industrielle de Spirulina platensis comprend plusieurs
étapes. La culture contrôlée et accélérée est effectuée dans un bassin avec un milieu
synthétique. Les techniques de récolte illustrées par la figure 3 sont les suivante:
concentration, filtration, lavage et séchage.
29
LUMIERE
CO2 OU
AUTRE
EAU
INOCULU
AZOTE FIXE &
SELS MINERAUX
BASSIN DE CULTURE
FILTRATION
CONCENTRE
D’ALGUES
25° - 40° C
&
AGITATI
MILIEU NUTRITIF
USE
RECUPERATION
DE SEL
SECHAGE SOLAIRE
ALGUES EN POUDRE
Figure 3: Diagramme des flux pour la culture et la production de spiruline
( FOX, 1976 )
La culture de la spiruline nécessite un milieu alcalin. En plus des sels minéraux
nécessaires à la croissance des algues, le milieu de culture contient de grandes quantités de
carbonate et de bicarbonate de sodium. Avec un pH compris entre 8,5 et 11 et une
température de 32 º C, on obtient une croissance optimale. A ces pH le CO2 nécessaire à la
photosynthèse se trouve principalement dans le milieu sous forme d’ions carbonate et
bicarbonate. Le procédé d’assimilation du carbone est le suivant :
2 CO 3H¯
CO 2
+
CO 3¯ ¯ + H 2O
Photosynthèse
30
L’alcalinité du milieu de culture de spiruline est un élément très favorable pour obtenir
aisément la nutrition carbonée d’une culture à grande échelle. Il suffit d’après CLEMENT en
1975 de mettre initialement une réserve convenable d’ions bicarbonate dans le milieu de
culture et ensuite de maintenir un apport de CO2 pour que cette réserve et le pH soient
constants.
Les bassins de grande surface pour la culture contrôlée des spirulines doivent être
construits d’une manière économique et être munis d’une agitation suffisante pour que
l’utilisation de la lumière et des sels minéraux soit optimale.
Les spirulines récoltées doivent être concentrées avant d’être filtrées et lavées.
L’opération de concentration consiste à envoyer la suspension de spiruline s sur un filtre plan
incliné et de recueillir une suspension très concentrée à la base. La filtration proprement dite
est ensuite effectuée soit avec un filtre conventionnel ou avec un filtre horizontal muni d’un
vide partiel. Les spirulines sont lavées sur le filtre afin d’éliminer les sels minéraux du milieu
de culture. Le séchage est effectué de manière classique par des rouleaux chauffants, par
atomisation ou tout simplement par un séchage solaire.
Dans des conditions favorables, la production moyenne d’une culture en milieu
synthétique sur une année complète est d’environ 12 grammes / m2 / jours d’algues sèches,
c’est à dire environ 40 tonnes / ha / an d’algues sèches ou encore 28 tonnes / ha / an de
protéines, à raison de 70 % de protéines / spirulines sèches.
6. Importance de la spiruline pour le Burkina Faso
Le Burkina Faso est un pays enclavé avec une population de onze millions d’habitants,
et un taux de croissance démographique annuel de 2,4 %. Il compte parmi les pays les plus
pauvres du monde. L’indice de développement humain durable estimé à 0,304 en 1997, se
situait en dessous de la moyenne des pays d’Afrique au sud du Sahara.
L’économie du pays est essentiellement basée sur l’agriculture. La production agricole
est très conditionnée par la pluviométrie avec une courte saison de pluies allant de juin à
septembre et une longue période de soudure.
Les céréales constituent l’aliment de base ainsi qu’en témoigne la place qu’elles ont
dans l’apport énergétique et protéique du régime alimentaire. Le groupe des légumineuses (
noix et oléagineux ) est le second par ordre d’importance ( 13% de l’apport énergétique et
22% de l’apport protéique ). Les protéines du régime alimentaire ne proviennent qu’à raison
d’un peu plus de 10% des produits animaux.
De plus, les résultats de diverses enquêtes menées dans le pays montrent que la
malnutrition dans toutes ses formes ( chronique et aiguë ) et à tous les stades de gravité est
omniprésente au Burkina Faso avec cependant une fréquence et une gravité
particulièrement au sein de la tranche d’age préscolaire. 30,9 % accusent un retard de
croissance, 17,7 % sont émaciés et 36,3 % présentent une insuffisance pondérale ( PNAN,
1999 ).
Cette situation précaire est accentuée par la pandémie du VIH / SIDA qui sévit parmi
les adultes et les jeunes. Au Burkina Faso, une séro prévalence de 40,5 % a été reconnue
parmi les enfants malnutris des centres d’éducation et de réhabilitation nutritionnelle de la
ville de Ouagadougou ( SOME, 1999 ).
31
C’est au vue de ce tableau peu reluisant que s’inscrit l’importance de la production et de
l’utilisation de la micro algue spiruline dans l’alimentation infantile et dans les régimes de
récupération nutritionnelle au Burkina Faso.
De plus, plusieurs aspects de la production de la spiruline sont particulièrement bien
adaptés aux réalités agricoles des pays chauds, voire désertiques tel le Burkina Faso. En
choisissant un microorganisme photosynthétique se développant dans un milieu aquatique,
on évite les problèmes de qualité des sols, aussi bien que les problèmes de parasites ou de
maladies des plantes. Du fait de son excellente productivité et des faibles quantités de
spirulines nécessaires par personne, les surfaces utilisées pour la production peuvent être
également très réduites. Enfin, bien des climats permettent une production de spiruline
continue, tout le long de l’année.
Tous ces facteurs vont dans le sens d’une valorisation des petites surfaces, des sols
dégradés ou infertiles. La faible consommation d’eau ainsi que la possibilité de faire appel à
des eaux saumâtres ( salines ou natronées ) inutiles à l’agriculture classique, augmente
encore l’intérêt de la production de spiruline dans les régions arides.
Dans le cas des installations artisanales à petites et moyennes échelles; de 50 à 3000
grammes de spirulines sèches produites chaque jour, tous les matériaux et la plupart des
équipements nécessaires sont généralement disponibles localement. Les intrants sont
essentiellement des engrais agricoles classiques, de l’eau et facultativement de l’électricité (
FALQUET, 2000 ).
32
Chapitre ΙΙΙ :
Matériel et méthodes
33
1 MÉTHODOLOGIE GÉNÉRALE DU TRAVAIL.
•
Le développement de la culture de la spiruline ainsi que sa valorisation ont été effectué
suivant sept étapes :
Première étape :
Elle a consisté à une description des bassins de culture et la méthodologie pour le
démarrage de la culture de spiruline.
•
•
•
Deuxième étape :
C’est l étape de la conduite proprement dite de la culture ainsi que de son entretien.
Troisième étape :
Il s’agit de l’étude de quelques paramètres liés à la production et à la croissance de la
spiruline.
Quatrième étape :
C’est l’étude physico-chimique de la spiruline produite; afin de déterminer la valeur nutritive
de celle-ci et l’étude comparative de sa stabilité en fonction du temps.
•
•
•
Cinquième étape :
Il s’agit ici d’une brève étude micro biologique; afin de s’assurer de l’innocuité du produit.
Sixième étape :
Cette étape a permis d’avoir une idée de la rentabilité de la production de la spiruline.
Septième étape :
Cette dernière étape a consisté à énumérer les pistes possibles de valorisation de la
spiruline au Burkina Faso.
2 LES BASSINS DE CULTURE.
2.1 Description des bassins.
L’unité de production du Centre Médical Saint Camille de Ouagadougou dispose de quatre
bassins de culture (B1 à B4) d’une dizaine de mètres carrés; précisément 10,73 m2 de surface
pour chaque bassin.
Les bassins rectangulaires 5,5 m * 1,95 m, à angles arrondis, sont construits entièrement
en ‘’dur’’ c’est-à-dire en briques cimentées et ont une profondeur de 0,45m, comme l’illustre la
figure 4.
34
195cm
45cm
550cm
Figure 4: Schéma d’un bassin de culture.
Chaque bassin est équipé de deux roues à aubes réalisées en plâtre et comportant
chacune une dizaine de palettes de brassage. La roue à aubes est disposée sur la largeur du
bassin comme le montre la figure 5.
Palette de
brassage
Manivelle
Roulement
Bassin
190cm
Figure 5: Schéma d’une roue à aube
35
Les quatre bassins de culture sont disposés sous un hangar de protection pris comme
serre, d’une superficie de 96 m2 . La figure 6 donne le plan du lieu de production.
Le hangar, construit à mi-hauteur, possède des bouches d’aérations, le tout étant garni de
panneaux moustiquaires (grillages fins ). Le hauteur restante est composée uniquement de
panneaux moustiquaires. Le toit du hangar est fait de tôles translucides en polyester-fibre de verre.
52cm
580cm
720
cm
52cm
30 225
95
225
150
225
( centimètres )
95
225 30
1336cm
Serre de culture
Bassins de culture
Robinet d’eau potable
Magasin de stockage
Portes
Figure 6: Plan de l’unité de production du CMSC
36
2.2 Préparation du milieu de culture.
La hauteur du milieu de culture dans le bassin est en moyenne de 20cm.
Il s’agit d’une solution de sels minéraux dans de l’eau. Nous disposons donc de l’eau
potable provenant d’un forage, dans laquelle sont ajoutés des intrants qui assurent un pH
convenable basique mais inférieur à 11 et alimentent la spiruline.
La préparation du milieu de culture est réalisée selon la formule utilisée par JOURDAN (
1993 ). Les intrants utilisés et leur quantité en gramme pour un litre d’eau sont donnés par le
tableau VII.
Tableau VII. Composition d un milieu neuf de culture de la spiruline.
Concentration
INTRANTS
(g/l)
Bicarbonate de sodium
NaHCO3
8
Sel marin ( non purifié )
NaCl
5
Nitrate de potassium
KNO3
2
Sulfate de magnésium
MgSO4, 7 H2O
0,16
Phosphate
NH4PO4, 12
monoammonique
H2O
Urée
CO(NH2)2
0,015
Sulfate de fer
FeSO4, 7H2O
0,005
0,08
37
2.3 Ensemencement du bassin.
Le démarrage de la culture a été suivi dans le bassin B4 après que celui-ci ait été purgé.
L’ensemencement a donc été réalisé à partir d’un bassin voisin ayant un Secchi inférieur
à 3.
•
•
•
•
La procédure suivie est la suivante :
La purge du bassin, qui consiste à le vidanger entièrement après avoir sauvegarder
la couche flottante de spiruline et à le nettoyer proprement au moyen d’un tuyau d’arrosage.
A l’aide d’un récipient, on remplit à une hauteur de 10 cm environ le bassin avec du
milieu de culture provenant du bassin voisin et contenant des spirulines à une concentration en
Secchi inférieure ou égale à 3.
Du milieu de culture neuf préparé selon la formule du tableau VII pour un volume
total de 1000 litres correspondant aux 10 cm de hauteur d’eau restante.
Les intrants, une fois solubilisés entièrement dans 20 à 50 litres d’eau, sont rajoutés
en même temps que l’eau restante dans le bassin en homogénéisant avec un balai.
On obtient ainsi un bassin de 20 cm de hauteur d’eau et ayant une concentration en
Secchi d’environ 5 à 6. L’opération se déroule le soir afin de permettre à la spiruline de
s’adapter tranquillement à son nouveau milieu toute la nuit.
3 CONDUITE ET ENTRETIEN DE LA CULTURE.
3.1 Matériel utilisé.
Pour la conduite et l’entretien de la culture de spiruline, le matériel utilisé se compose
comme suit :
Un disque de Secchi pour la mesure de la concentration;
Une règle graduée de 30 cm pour la vérification du niveau d’eau;
Un pH mètre de type Digital-pH-meter Knick;
Une balance;
Une toile de filtration en polyester de 30 microns de mailles;
Un tamis métallique de 0,2 mm de mailles;
Un pistolet manuel à extruder de capacité 500 ml, modèle SIKA;
Des récipients en plastique pour la récolte de la spiruline;
Une pelle en plastique;
Des claies en grilles de plastique de 5 mm de mailles pour le séchage;
Un broyeur type moulinex;
Des sachets plastiques pour le conditionnement.
3.2 Procédure employée.
La récolte et l’entretien du bassin de spiruline commence dès 6 heures du matin car c’est
le moment où presque la totalité de la spiruline surnage.
La veille de la récolte, on a vérifié que le Secchi obtenu sur le dit bassin est égal ou inférieur à
3.
La récolte consiste à filtrer une partie de la culture ( surtout la couche flottante ) sur la toile de
filtration, en recyclant le filtrat dans le bassin. La culture est envoyée sur la toile à travers le
tamis de 0,2 mm de mailles, destiné à intercepter les corps étrangers tels insectes, larves,
feuilles, boues ou grumeaux de spirulines.
38
Des mouvements imprimés avec la pelle en plastique à la biomasse et à la toile pour
décolmater cette dernière, permettent d’accentuer la vitesse de filtration.
La biomasse est ensuite essorée par pressage manuel après transfert sur une autre toile puis
elle est pesée et le poids est noté dans un cahier.
La biomasse de spiruline est alors étalée en ‘’spaghetti’’ à l’aide du pistolet extrudeur à silicone
SIKA sur les grilles de séchage pour un séchage solaire indirect sous la serre à un température
moyenne de 35 à 40°C.
La spiruline sèche est récupérée dans l’après midi par simple grattage elle est alors pesée,
réduite en poudre puis conditionnée dans des sachets plastiques
L’entretien du bassin se poursuit par l’agitation de ce dernier suivi de la mesure des
paramètres de croissance tels que la concentration, le pH, le niveau d’eau dans le bassin et si
nécessaire, ce niveau d’eau est rajusté. Des intrants sont apportés au bassin après qu’ un
kilogramme de spirulines sèches ait été récolté par bassin. Ainsi pour le renouvellement du
milieu de culture, les intrants sont fournis selon le tableau VIII.
Tableau VIII. Intrants pour le renouvellement du milieu de culture de la spiruline.
Intrants
Quantité en gramme
Urée
350
Phosphate d’ammonium
50
Sulfate de magnésium
40
Sulfate dipotassique
30
Sulfate de fer
4
Enfin l’entretien se termine par le nettoyage des alentours du bassin.
4 ETUDE DE QUELQUES PARAMÈTRES DE PRODUCTION ET DE CROISSANCE.
Il s’agit pour nous de suivre l’évolution des paramètre qui permettent d’apprécier une
bonne croissance de la spiruline.
4.1 Mesure de la concentration en spiruline.
La détermination de la concentration en spiruline a été faite grâce au disque de Secchi (
instrument constitué d’une règle graduée de 30 cm de long, portant à son extrémité inférieur un
disque blanc ). Cette règle permet une mesure approximative, assez subjective de la
concentration.
Avant de mesurer la concentration, le milieu a été agité puis laissé quelques minutes
pour décanter les boues. Le disque Secchi a été ensuite introduit verticalement dans le milieu
de culture puis la profondeur a été notée en centimètre juste où il devient impossible de
distinguer le disque blanc.
39
•
•
La mesure de la concentration en spiruline a deux objectifs :
Elle permet de savoir le moment idéal pour la récolte de la spiruline ;
Elle permet aussi d’avoir une idée sur la vitesse de croissance de la spiruline dans
un bassin, cette vitesse pourra s’exprimer en cm par jour par mètre carré de bassin ou en
grammes par jour par mètre carré de bassin.
4.2 Mesure du pH du milieu de culture.
Le pH du milieu de culture a été mesuré directement à l’aide d’un pH-mètre de type
digital pH-meter Knick.
Du milieu de culture a été prélevé dans un Becher. Le pH est lu après un étalonnage
préalable avec une solution de référence pH 7.
La mesure du pH du milieu permet de suivre l’évolution de la culture de la spiruline et
ainsi on règle éventuellement la marche de la culture tout près du pH maximum autorisé qui est
de 11,2 d’après JOURDAN en 1999.
4.3 Mesure du niveau d eau dans le bassin de culture.
Le niveau du milieu de culture dans le bassin a été mesuré à l’aide une règle graduée de
30 cm.
Cette mesure nous a permis d’une part, d’apprécier la vitesse d’évaporation de l’eau du
bassin, d’autre part, de savoir la quantité d’eau à ajouter au milieu.
4.4 test de filtrabilité.
Ce test permet de caractériser la vitesse de filtration d’une culture de spiruline.
La méthode utilisée est celle décrite par JOURDAN (1999).
Mode opératoire
400 ml de culture ( Secchi <3 ) ont été versés en 5 secondes dans un filtre à café garni
d’un papier filtre Whatman. Le volume filtré est noté en un minute.
4.5 Mesure de l aptitude au lavage de la biomasse.
Ce test décrit par JOURDAN (1999 ) permet de caractériser une biomasse de type
‘’lavable’’.
Le test a été réalisé avec la biomasse filtrée lors du test de filtrabilité.
Mode opératoire
On rajoute 400ml d’eau distillée sur la biomasse précédente, puis on note le volume filtré
en une minute ,suivi d’un examen microscopique de la biomasse lavée.
5 Analyses physico-chimiques de la spiruline.
40
Ces analyses ont porté sur 6 échantillons de spirulines. Ces échantillons se répartissent
en 1 échantillon de spirulines fraîches et 4 échantillons de spirulines sèches correspondant à
quatre périodes différentes. Les spirulines sèches permettent de voir l’impacte du temps de
stockage sur les paramètres physico-chimiques du produit.
Le tableau IX donne la synthèse des analyses physico-chimiques effectuées sur les 6
échantillons de spirulines.
Tableau IX. Synthèse des analyses physico-chimiques effectuées.
Ech
SF0
SS0
SS1
SS2
SS3
SS4
pH
+
+
+
+
+
+
Acidité grasse
+
+
+
+
+
+
Phycocyanine
+
+
+
+
+
+
Humidité
-
+
+
+
+
+
Cendres
-
+
+
+
+
+
Matières grasses
+
+
+
+
+
+
Protéines totales
+
+
+
+
+
+
Indice de formol
+
+
+
+
+
+
Sucres totaux
+
+
+
+
+
+
Sucres réducteurs
+
+
+
+
+
+
Fibres brutes
+
+
-
-
-
-
Analyses
( + ) : effectuées
( - ) : Non effectuées
SF0 : spiruline fraîche
SS0 : spiruline sèche récoltée au temps t=o
SS1 : spiruline sèche récoltée un mois de cela
SS2 : spiruline sèche récoltée 2 mois de cela
5.1 Détermination du potentiel d hydrogène (pH) de la spiruline.
41
Le pH des échantillons de spiruline a été mesuré avec un pH mètre de type Multical pH
526 sur une suspension à 4% de spiruline fraîche ou sèche dans l’eau distillée.
Mode opératoire
4 grammes de spiruline ont été mis en suspension dans 100 ml d’eau distillée. Le pH a
été lu après homogénéisation de la solution et un étalonnage préalable de l’appareil.
5.2 Dosage de l acidité grasse.
L’acidité a été titré par alcalimétrie. Cette méthode fait l’objet d’une norme AFNOR
adaptée aux oléagineux ( NF V-03-906 ).
Les acides gras libres provenant de l’hydrolyse des triglycérides sont des composés
polaires par leur fonction carboxylique. Ils sont alors solubles dans des solvants polaires tels
que les alcools. L’extraction à l’alcool puis le titrage par une base telle que la soude permettent
de mesurer l’acidité des produits.
Mode opératoire
0,5 grammes de spiruline ont été prélevé et mis dans un tubes à centrifuger où 30 ml (
V1 ) d’éthanol chaud ont été ajouté. Les tubes refermés sont agités pendant 1 heure puis
centrifugés à 3500 trs/min pendant 5 minutes. 20 ml de surnageant ( V2 ) sont prélevés et 6
gouttes de phénol phtaléine sont ajoutées. Le mélange est titré à la soude 0,1N jusqu'à
l’obtention d’une coloration violacée persistante. Un blanc a aussi été préparé.
Expression des résultats
VE–V0
Acidité =
PE
V1
* PM * —— * 0,5 (en mg de soude / g de spiruline)
V2
PE : Prise d’essai (0,5 g)
V0 : Volume de soude utilisé pour titrer le blanc (ml)
VE : Volume de soude utilisé pour titrer la prise d’essai (ml)
PM : Poids moléculaire de la soude (40 g/mol)
N : Titre de la soude (0,1N)
V1/V2 : Facteur de correction
5.3 Dosage de la phycocyanine.
La phycocyanine a été mesurée par la méthode colorimétrique ou spectrophotométrique.
Mode opératoire
20 millilitres d’une solution décantée de suspension de spiruline à 4 % dans l’eau ont été
prélevés puis centrifugés à 3500 trs/min pendant 5 minutes. 1 ml de surnageant a été prélevé et
dilué 100 fois (D).
42
La densité optique a été lue à 615 nm puis à 652 nm.
1,873*( DO615 – 0,474DO652 )*D
% de phycocyanine = —————————————————
C
C : Concentration en spiruline (0,04 g/ml)
D : Facteur de dilution
5.4 Détermination du taux d humidité.
Le taux d’humidité est déterminé par dessiccation à l’étuve à 103 °c selon la méthode
officielle AOCS (American Oil Chemist’s Society ) en 1990.
Mode opératoire
2 grammes de l’échantillon ont été introduits dans un creuset en aluminium préalablement
pesé. L’ensemble a été placé à l’étuve à 103 °c jusqu'à l’obtention d’un poids constant.
La teneur en eau a été déterminée par la formule suivante :
PE–( PF–PO )
Taux d’humidité(%) = –––––––––––––– *100
PE
PE : Prise d’essai (2g)
PO : Poids du creuset à vide
PF : Poids du creuset contenant l’échantillon sec
5.5 Détermination du taux de cendres.
La teneur en cendres (minéraux) a été estimée par incinération au four à 550 °c de façon à
obtenir la totalité des cations sous forme de carbonate et autres sels minéraux anhydres ( AOCS,
1990 ).
Mode opératoire
2 grammes de l’échantillon ont été introduits dans un creuset en porcelaine préalablement
taré. L’ensemble est placé dans un four à mufle à 550 °c pendant 3 heures. Après refroidissement
au dessiccateur pendant 30 minutes, on pèse à nouveau (PF).
La teneur en cendres est donnée par la formule suivante :
PF–PO
Taux de cendres (%) = ––––––––– *100
43
PE
PO : Poids du creuset à vide
PF : Poids total en fin d’incinération
5.6 Détermination du taux de matières grasses.
La détermination des matières grasses a été faite selon la méthode d’extraction au soxhlet
en utilisant l’hexane comme solvant à reflux ( AOCS, 1990 ).
Mode opératoire
2,5 grammes d’échantillon ont été introduits dans une cartouche d’extraction. La cartouche
est bouchée avec du coton et placée dans le soxhlet. 300 millilitres d’hexane sont introduits dans
un ballon d’ébullition contenant des pierres ponces et préalablement pesé. Le soxhlet est monté et
le ballon chauffé à ébullition du solvant. Un système de réfrigération permet de condenser les
vapeurs du solvant destinées à entraîner les lipides. Les matières grasses sont extraites pendant 4
heures et recueillies dans le solvant qui est ensuite évaporé au Rotavapor puis à l’étuve.
Le ballon contenant la matière grasse est refroidi 30 minutes au dessiccateur et pesé.
PF–PO
Taux de matières grasses (%) = –––––––––– *100
PE
PE : Prise d’essai (2,5)
PO : Poids du ballon vide
PF : Poids du ballon contenant les matière grasses
5.7 Détermination du taux de protéines totales.
Les protéines totales ont été dosées par la méthode de KJEDAHL (AOCS, 1990). L’action
oxydante de l’acide sulfurique concentré bouillant transforme l’azote organique en azote minéral
sous forme de sulfate d’ammonium (NH4)2SO4. Après déplacement par la soude , l’ammoniac est
distillé et recueilli dans une solution d’acide borique qui le piège. Cette solution colorée est ensuite
titrée par acidimétrie.
Mode opératoire
0,2 grammes d’échantillon ont été introduits dans un matras ainsi qu’un comprimé de
digestion (Kjeltabs ck : 3,5g de sulfate de potassium K2SO4 et 0,4g de sulfate de cuivre
CuSO4,5H2O) et 10 millilitres d’acide sulfurique H2SO4 concentré (36N). Le mélange a été soumis
à une minéralisation pendant 4 heures à 550 °c puis le volume du minéralisât complété après
refroidissement à 50 ml avec de l’eau distillée. Une solution de soude 10N a été ajouté au
44
minéralisât en présence de phénolphtaléïne jusqu’à l’obtention d’une coloration rose. Cette
solution a été distillée et le distillat a été piégé dans 20 ml d’acide borique contenu dans un
erlenmeyer de 250 ml. La distillation a été arrêtée lorsque le volume final atteint 150 ml. Le distillat
fut alors titré par l’ acide sulfurique 0,1N. La fin de la réaction est marquée par le virage de couleur
de l’indicateur coloré (bleu →jaune).
Un blanc a été réalisé selon la même procédure mais sans l’échantillon.
VE–VB
Taux de protéines totales (%) = –––––– * N*0,014*6,25*100
PE
PE : Prise d’essai (0,2g)
VE : Volume d’acide sulfurique nécessaire pour titrer l’échantillon
VB : Volume d’acide sulfurique nécessaire pour titrer le blanc
N : Titre de l’acide sulfurique (0,1N)
6,25 : Facteur de conversion
5.8 Détermination de l indice de formol.
L’indice de formol ( formol number ) a permis d’évaluer le taux d’acides aminés libres dans
notre échantillon.
La neutralisation d’un échantillon jusqu’à pH 8,5 par une solution d’hydroxyde de sodium et
l’addition de formaldéhyde à pH 8,5, libère un ion H+ par groupement NH2 libre. Un titrage
potentiométrique a permis le dosage des ions H+ libres à l’aide d’une solution d’hydroxyde de
sodium 0,1N.
Mode opératoire
Un mélange ‘’A’’ a été préparé à partir de 10 grammes d’échantillon et 20 ml d’eau distillée
puis 0,4 ml d’acide chlorhydrique 8N ont été ajoutés à ce mélange avant homogénéisation ; Un
mélange ‘’B’’ a été préparé avec 2 g du mélange ‘’A’’ et 10 ml d’eau distillée. Le pH du mélange
‘’B’’ fut ajusté à 8,5 avec une solution de soude 0,1N puis 5 ml de formaldéhyde à 37% sont
ajoutés. Ce mélange est agité et le pH ajusté de nouveau à 8,5. Le volume de soude a été noté(V).
Une fraction du mélange ‘’A’’ a été prélevée puis séchée à l’étuve pendant 12 heures. Le
taux d’azote (N) a été déterminé par la méthode de KJELDAHL sur 0,2 g d’homogénat ‘’A’’ séché.
V*100
Indice de formol = ––––––––
M*N*6,25
( ml de soude à 0,1N pour 100g de
protéines )
V : Volume de soude 0,1N nécessaire pour ramener le pH à 8,5 (ml)
M : Quantité de mélange ‘’A’’ requise pour préparer le mélange ‘’B’’ (2g)
N : Pourcentage d’azote
45
5.9 Détermination du taux de sucres totaux.
Le taux de glucide a été déterminé par la méthode de dosage non enzymatique à l’orcinol
sulfurique ( MONTREUIL et al., 1991 ).
Les polymères glucidiques chauffés en milieu acide concentré subissent une hydrolyse qui
conduit à la libération d’oses libres. Ces oses se condensent en présence d’orcinol ( 3,5 dihydroxy
-toluène ) et donnent un composé brun orangé qui a un maximum d’absorption à 510 nm.
Mode opératoire
4 grammes d’échantillon ont été mis en solution dans 100 millilitres d’eau distillé (V). Après
homogénéisation et dilution appropriée, 1 ml d’homogénat a été prélevé pour dosage dans un tube
à essai contenant 2 ml d’orcinol 1,5% et 7 ml d’acide sulfurique 60%. Un double a été fait. Les
tubes ont été portés au bain marie bouillant pendant 20 minutes. Les tubes ont été ensuite refroidis
et placés à l’obscurité pendant 45 minutes. L’absorbance a été lu contre témoin après
homogénéisation.
La concentration (C) de sucre est déterminée grâce à une courbe étalon. Celle -ci a été
obtenue en établissant une gamme de concentration selon le tableau X à partir d’une solution de
D-glucose à 0,5 g/l.
Tableau X. Gamme de concentration donnant la courbe étalon pour le dosage des sucres
totaux.
N ° de tube Témoin
1
2
3
4
5
6
7
8
9
0
0,1
0,2
0,3
0,4
0,5
0,6
0,8
0,9
1
Eau distillée (ml) 1
0,9
0,8
0,7
0,6
0,5
0,4
0,2
0,1
0
Orcinol 1,5% (ml) 2
2
2
2
2
2
2
2
2
2
H2SO4 60% (ml)
7
7
7
7
7
7
7
7
7
-glucose (ml)
7
La courbe étalon est présentée en annexe.
C * FD * V
Taux de sucres totaux (%) = ––––––––––––– *100
PE
C : Concentration en g/l déterminée sur la courbe étalon
FD : Facteur de dilution
V : Volume exprimé en litre (100*10-3)
46
5.10 Détermination du taux de sucres réducteurs.
La méthode au DNS (3,5 dinitrosalicylate) a été utilisée
En milieu fortement basique, les sucres réducteurs réduisent le 3,5-dinitrosalicylate de
sodium en un composé chromogène qui développe une absorption maximale à 546 nm.
Mode opératoire
1 gramme de l’échantillon a été mis en solution dans 25 millilitres d’eau distillée chaude (60
°c). L’homogénat a été recueilli dans un tube à centrifuger et après agitation vigoureuse, le tube
est centrifugé à 3500 trs/min. Le surnageant est recueilli et complété à 50 ml. 0,2 ml d’extrait ont
été prélevés et mis dans un tube à essai où 0,5 ml d’eau distillée et 2 ml de réactif au DNS ont été
ajouté. Le tube est porté au bain marie bouillant pendant 15 minutes. Après refroidissement et
homogénéisation, la densité optique a été lue contre témoin à 546 nm.
La concentration de sucre a été déterminée grâce à une courbe étalon obtenue à partir
d’une gamme de concentration. La gamme de concentration a été préparée avec une solution de
D-glucose à 0,5 g/l selon le tableau XI.
Tableau XI. Gamme de concentration donnant la courbe étalon pour le dosage des sucres
réducteurs.
N ° de tube Témoin
1
2
3
4
5
6
7
0
0,1
0,2
0,4
0,5
0,6
0,8
1
Eau distillée (ml) 1
0,9
0,8
0,6
0,5
0,4
0,2
0
Réactif DNS (ml) 2
2
2
2
2
2
2
2
-glucose (ml)
La courbe étalon est présentée en annexe.
C * FD * V
Taux de sucres réducteurs (%) = ––––––––––––– *100
PE
C : Concentration en g/l déterminée sur la courbe étalon
FD : Facteur de dilution (30)
V : Volume exprimé en litre du surnageant (50*10-3)
5.11 Détermination du taux de fibres brutes.
La teneur en fibres a été déterminée par la méthode de l’insoluble formique.
L’insoluble formique désigne le taux de cellulose et de lignigne dont l’estimation est basée
sur leur insolubilité dans l’acide formique à 80% (DEYIMIE et al., 1981).
Mode opératoire
2,5 grammes d’échantillon ont été mis dans une fiole contenant 100 millilitres d’acide
formique 80% (v/v). La fiole a été ensuite placée au bain marie bouillant pendant 75 minutes.
47
Après refroidissement sous un courant d’eau, le produit de la digestion a été filtré sur un Büchner
et la phase insoluble e été récupérée dans un creuset en porcelaine préalablement pesé. Après 3
heures à l’étuve 103 °c, le creuset a été refroidi 30 minutes au dessiccateur puis pesé (PS).
L’incinération dans un four à mufle (550 °c) pendant 3 heures, permis de déterminer la masse de
cendre (PF).
PS–PF
Taux de fibres brutes (%) = —————— *100
PE
PE : Prise d’essai (2,5g)
PS : Poids du creuset après séchage à l’étuve
PF : Poids du creuset après incinération
5.12 Calcul de la valeur énergétique de la spiruline.
La valeur énergétique théorique de notre échantillon a été calculée à partir des valeurs
analytiques pour les protéines totales, les matières grasses et les hydrates de carbone.
En utilisant les valeurs d’énergie physiologique moyenne, la valeur énergétique théorique de
la spiruline a été déterminée selon la formule :
E (kJ) = 17(kJ/g) * % protéines totales + 38(kJ/g) * % matières grasses + 17(kJ/g) * %
glucides totaux
6 Analyses micro biologiques de la spiruline.
6.1 Examen microscopique direct de la spiruline.
L’examen direct au microscope à l’objectif *10 puis à *40 a été effectué sur une échantillon
de culture de spiruline. Il nous permis de nous rendre compte de la morphologie des spirulines et
de l’état de contamination de la culture par d’organismes.
6.2 Numération de la microflore des spirulines.
Elle a consisté à dénombrer la flore mésophile aérobie totale, la flore de levures et
moisissures, la flore des streptocoques fécaux ainsi que la flore des coliformes totaux des
échantillons de spirulines. Elle permet d’en apprécier la qualité hygiénique. Ces analyses utilisent
la méthode de comptage des colonies sur boîte de Pétri.
Mode opératoire
Des dilutions en cascade ont été réalisées. A 10 grammes de spiruline, 90g de diluant
stérile sont ajoutés. Ce mélange constitue la dilution 10-1. après homogénéisation, les dilutions
48
successives sont obtenues en prélevant 1 ml de la dilution précédente qu’on ajoute à 9 ml de
diluant stérile.
•
Flore mésophile aérobie totale : le milieu Plate Count Agar (PCA) a été utilisé. 1ml
d’une dilution est prélevé et ensemencé dans la gélose en surfusion. Les incubations sont faites à
30 ºc et les lectures après 24 et 48 heures.
•
Levures et moisissures : le milieu Sabouraud a été utilisé. 1ml d’inoculum est
ensemencé dans la gélose en surfusion. Les boîtes sont incubées à 30 ºc et les lectures après 3 à
4 jours.
•
Streptocoques fécaux : le milieu Litsky a été utilisé. 0,1 ml d’inoculum sont
ensemencés et l’incubation est faite à 37 ºc. La lecture est faite après 24 et 48 heures.
•
Coliformes totaux : le milieu Désoxycholate lactose Agar (1%) a été utilisé. 1ml d’une
dilution est prélevé et ensemencé dans la gélose en surfusion. Les incubations sont faites à 30 ºc
et les lectures après 24 et 48 heures.
Le nombre total de germes a été déterminé selon la relation suivante (AFNOR, 1996).
∑C
N = ——————————
( n1 + 0,1n2 )*d
N : Nombre total de germes exprimé en unité formant des colonies.
∑ C : Somme de colonies des boîtes des deux dilutions retenues.
n1 : Nombre de boîtes de la plus faible dilution.
n2 : Nombre de boîtes de la seconde dilution.
d : Facteur de dilution correspondant à la plus faible dilution.
7 Détermination du rendement de production.
7.1 Productivité.
La productivité a été déterminée en prenant comme hypothèse que la récolte de spiruline
débute uniquement avec un bassin ayant un Secchi de l’ordre de 2 et que l’on récolte jusqu’à ce
que le Secchi passe à 4.
On a déterminé la productivité théorique sachant qu’un Secchi de 2 correspond à une
concentration en spirulines sèches de 0,9 g/l et un Secchi de 4 à environ 0,626 g/l. ( FOX, 1976 )
La productivité effective a été déterminée en période d’harmattan en fonction de la quantité
de matière sèche de spiruline récoltée sur une période déterminée.
7.2 Coût d investissement.
La détermination de ce coût permet d’avoir une idée précise du coût de l’implantation d’une
unité de production du même type que celui du CMCS de Ouagadougou dans d’autres sites
principalement en milieu rural.
Le coût d’acquisition du terrain étant exclut, on a estimé le coût des bassins de culture, du
matériel de travail, des matières premières et des charges d’amortissement.
Les détails sont donnés en annexe.
7.3 Rentabilité.
49
Il s’agit pour nous d’estimer le prix de revient de la spiruline produite qui est fonction des
charges de production.
8 Etude de quelques pistes de valorisation .
8.1 Coût de la récupération nutritionnelle d enfants malnutris.
La récupération des enfants malnutris au niveau du CREN du Centre Médical Saint Camille
se fait dans une durée moyenne de 28 à 35 jours suivant les cas à raison de 10 grammes de
spirulines sèches par jours.
Nous avons comparés le coût de la récupération nutritionnelle d’un enfant avec de la
spiruline produite en culture semi-artisanale, par rapport à un traitement avec des gélules de
spiruline vendues en pharmacie.
8.2 La spiruline en tant qu aliment de complément.
Cette étude vise à l’introduction de la spiruline dans divers aliments couramment consommés à
Ouagadougou en vue de pallier à certaines insuffisances en éléments vitaux pour la santé des
consommateurs.
Cette étude a été faite au travers de l’analyse de diagrammes de préparation de quelques
aliments pouvant être complémenté par la spiruline.
Ce chapitre présente les résultats du suivie de la production semi-artisanale de la
spiruline, ainsi que l’importance de certains paramètres culturaux puis l’analyse
nutritionnelle et économique de la spiruline et enfin la recherche de quelques pistes de
valorisation.
1. Diagramme de production de la spiruline.
Le résultat de la description de la conduite de la production semi-artisanale de la spiruline est
donné par la figure 7.
Ce diagramme qui présente les différentes étapes de la production de spiruline au Centre
Médical Saint Camille, peut être tout à fait reproductible à toute unité de production semiindustrielle ou même familiale de spiruline. Il présente toutefois quelques points de
différences si on compare les étapes à celles proposées par Fox en 1976 dans son
diagramme des flux ( Figure 3 ) ou même à celles proposées par CLEMENT en 1975. La
différence primordiale réside dans le fait que ces auteurs préconisent une étape de lavage
de la biomasse avant le pressage manuel. Ce lavage de la biomasse permettrait
certainement de débarrasser la biomasse de spiruline de son milieu de culture et même de
réduire le taux de cendre. Mais on court le risque de perdre une partie de la production. En
effet d’après JOURDAN (1999), si certaines spirulines supportent le lavage à l’eau douce,
d’autres se décolorent ou éclatent à son contact et ne peuvent être lavées qu’à l’eau salée
ou avec une eau de même force ionique que celle du bassin récolté. Les spirulines mises
en contact avec un milieu de salinité différente de leur milieu d’origine réagissent quasi
instantanément en absorbant ou en perdant de l’eau pour se mettre en équilibre
osmotique avec le milieu , ce qui peut faire éclater leurs cellules.
C’est aussi pour cette question d’équilibre osmotique que le niveau d’eau du bassin est
maintenu constant pour éviter les trop grandes variation de salinité. JOURDAN (1999)
préconise de ne pas ajouter plus de 10% du volume d’eau du bassin par jour. A cet effet, le
niveau d’eau des bassins est mesuré chaque jour ainsi l’évaporation d’eau ne va jamais au
dessus des 2 cm pour les bassins de l’unité de production.
50
Bassin de culture
( Secchi < 3)
Prélèvement du milieu
( seau plastique )
Echantillon de culture
Filtration
corps étrangers
(insectes, feuilles mortes,
boues, grumeaux)
( tamis 0,5 mm de mailles )
Filtrat
Filtration
(toile 30µm de mailles)
milieu nutritif usé
Concentré de spiruline
pressage manuel
eau, milieu usé
Pâte de spiruline fraîche
Pesée
Etalement
Séchage solaire
( balance ordinaire )
( sur claie de séchage à l aide du
pistolet extrudeur )
( sous la serre Tº≈38ºc )
eau
Spiruline sèche
Broyage
Conditionnement
Stockage
( sachets 40g )
( Tº moyenne du
magasin ≈30ºc)
Consommation
Figure 7 : Diagramme de production semi-artisanale de la spiruline.
Une autre étape tout aussi importante de la culture de la spiruline mais qui n’entre
pas dans le diagramme de production est l’agitation du milieu de culture. C’est une étape
qui fait partie de l’entretien de la culture et qui contribue largement de la croissance optimal
de la spiruline. L’agitation manuelle se fait à l’aide d’un balai trois fois par jour. Or des
auteurs préconisent que cette agitation se fasse au moins quatre fois par jour afin d’obtenir
51
un rendement optimum (FOX, 1986; JOURDAN, 1999). Cette agitation permet ainsi de
faire alterner rapidement l’ombre et la lumière sur les filaments de spirulines et aussi pour
assurer une bonne répartition des éléments nutritifs.
Les bassins de culture du CMSC, bien que disposant de roues à aube pour l’agitation ces
dernières ne sont pas d’utilisation fréquente. En effet, mal utilisées les roues à aube
pourraient contribuer à la fragmentation des filaments de spiruline et par conséquent à
l’obtention d’un mauvais rendement à la récolte.
L’intensité lumineuse est aussi un paramètre important pour la bonne croissance de
la spiruline tout comme l’agitation. En effet une forte intensité lumineuse sans agitation de
l’eau provoque une photolyse ou photo destruction due à l’effet photoélectrique. Une forte
intensité lumineuse jointe à une bonne agitation donne une meilleure croissance, tous les
filaments reçoivent de fréquentes charges de lumière, mais sont aussi rapidement occultes
par d’autres filaments qui les protègent contre une surexposition à la lumière. Une faible
intensité lumineuse avec une faible agitation produit une croissance lente (FOX, 1986).
La serre de l’unité de production du CMSC, avec son toit en tôles translucides en polyester
fibre de verre, assure non seulement une luminosité adéquate en protégeant la spiruline
l’excès de rayons lumineux mais elle maintient également la température maximale de
37ºc en période d’harmattan. La serre permet aussi de freiner une évaporation trop
importante de l’eau des bassins en saison chaude.
Pour des bassins ne disposant pas d’une serre, nous préconisons l’utilisation de
couvertures mobiles (bâches, feuilles de palmier ou tiges de mil tressées), afin d’éviter de
gros coups de soleil à la spiruline.
D’autres étapes importantes dans le processus de production semi-artisanale de la
spiruline sont :
L’étape de filtration; elle se fait en deux parties. La première utilise un tamis en acier
inoxydable de 500 µm de mailles; elle vise l’élimination de larves, grumeaux de spiruline,
feuilles mortes et des quelques insectes qui ont pu pénétrer dans le hangar lors de
l’ouverture de la porte ou par des fissures présentes aux niveau des panneaux
moustiquaires. La deuxième partie, qui constitue l’étape de concentration proprement dite
permet de séparer les filaments de spiruline de leur milieu de culture, au travers une toile
de filtration en polyester de 30 µm de mailles. C’est une étape à risque, car elle sépare la
spiruline de son milieu protecteur la laissant ainsi à la merci de toutes contaminations
microbiennes. En effet cette étape de filtration constitue un point critique car une
contamination de la biomasse de spiruline peut se faire à ce niveau. Tout d’abord par le
biais du matériel utilisé (ici la pelle en plastique) pour imprimer un mouvement à la
biomasse et pour le décolmatage de la toile. Une contamination peut se produire aussi par
le biais du manipulateur, qui ne porte ni gants, ni blouse, ni coiffe, ni de protège nez. Ces
risques de contamination peuvent aussi être relevés à d’autres étapes clés comme le
pressage manuel, l’étalement de la biomasse et le conditionnement.
L’étape de pressage manuel est une étape primordiale, car elle influe énormément
sur l’efficacité de l’extrusion en spaghetti de la biomasse et sur l’aptitude de la spiruline à
sécher rapidement.
Le séchage de la spiruline a lieu sous le hangar ce qui évite à la biomasse d’être
directement exposée au rayons ultraviolet du soleil. En effet le toit qui laisse passer une
partie des rayons lumineux permet un séchage assez correct, bien que l’on note quelques
fois un léger bleuissement de la spiruline en surface, causé par la destruction de la
chlorophylle.
Le résultat obtenu en fin de chaîne de production après le broyage, est une poudre plus ou
moins fine d’un vert rappelant celui des sauces d’épinards, de gombo ou de feuilles de baobab. La
poudre de spiruline dégage tout de même une odeur assez forte, rappelant celle du soumbala, du
poisson séché ou du foin.
2. Les paramètres de culture et de croissance de la spiruline.
52
2.1 Résultats du suivie de la croissance.
Paramètres clés du suivie de la cinétique de croissance de la spiruline, la mesure de
la concentration et celle du pH du milieu de culture sont présentées sur le graphique de la
figure 8.
L’évolution de la concentration en spiruline permet de déduire la vitesse de
croissance durant la période d’harmattan. Elle est de 0,36 cm / jour.
5
1 0 ,3
1 0 ,1
pH
Secchi (cm)
1 0 ,2
4
3
10
y = -0 ,3 6 x + 4 ,4 4
2
R = 0 ,9 7 3
2
9 ,9
0
1
2
3
4
Te m ps (jours)
Secchi
pH
Linéaire (Secchi)
Figure 8 : Cinétique de croissance de la spiruline
La mesure de la concentration, effectuée à l’aide d’un disque de Secchi est donnée en
centimètre. Bien qu’assez subjective comme mesure, elle permet grâce au disque de Secchi de
suivre l’évolution de la concentration en spiruline et de savoir exactement quand peut avoir lieu
une récolte. En effet cette mesure, réalisée à l’aide d’une règle graduée de 30 cm de long et
portant à son extrémité un disque blanc, dépend de l’acuité visuelle de l’opérateur, de l’éclairage,
de l’angle de vue, de la dimension du disque et de la turbidité du milieu de culture. Ainsi le moment
de récolte survient toujours pour un Secchi inférieur à 3cm.
Le pH du milieu, paramètre de croissance plus subtil car sujette à des variations le long de
la journée, permet tout de même de savoir s’il y a croissance ou pas de la spiruline. Pour ce faire,
cette mesure est prise au même moment de la matinée tout comme la concentration. Dans la
journée, le pH croit car dans la photosynthèse le CO2 est absorbé par la spiruline alors que dans
la nuit, la respiration plus intense libère du CO2 dans le milieu, abaissant par conséquent le pH
-(FOX, 1986). De même en consommant les carbonates (CO3H ) et bicarbonates (CO3 ) de son
milieu, les spirulines tendent à augmenter encore l’alcalinité du liquide. Ainsi une augmentation du
pH sous entend une nutrition carbonée et par conséquent un accroissement de population de
spiruline.
A part le CO2, la spiruline consomme aussi de l’eau. La courbe du niveau d’eau
représentée par la figure 9, donne la consommation journalière en eau de la culture. Elle permet
de déterminer une consommation moyenne de 0,28 cm d’eau par jour pour un bassin de 10 m2, ce
qui représente 2,8 l / jour / m2 de bassin.
53
21,5
Hauteur d'eau (cm)
y = -0 ,2 8 x + 2 1 ,3
R 2 = 0 ,9 6 5 5
21
20,5
20
0
0,5
1
1,5
2
2 ,5
3
3,5
4
Te m ps (jours )
Niveau
Linéaire (Niveau)
Figure 9 : Evolution du niveau d’eau dans les bassins
La diminution du niveau d’eau dans les bassins est essentiellement due à deux
phénomènes.
L’évaporation de l’eau qui est intense aux heures chaudes de la journée et qui
permet un refroidissement du milieu (FALQUET,1999). Pour un bassin non couvert, cet
évaporation atteindrait les 15 litres d’eau par mètre carre par jour selon FOX en 1986.
La consommation propre de la spiruline à travers la photosynthèse et la photolyse
de l’eau pour la production de matières organiques et oxygène.
La consommation spécifique est très faible ( 2,8 l / jour / m2 ). Il ne s’agit que de
compenser l’évaporation et de renouveler périodiquement le milieu de culture pour en
réduire la turbidité.
La quantité d’eau nécessaire à la production d’un kilogramme de protéines est de
loin très négligeable dans le cas de la culture de la spiruline avec 2500 litres par
kilogramme de protéines en comparaison avec d’autres sources de protéines comme
l’illustre le tableau XII.
Tableau XII. : Quantité d’eau nécessaire à la production d’1 kg de protéine
( Compagnie Tournesol ).
Source de protéine
ufs (élevage intensif)
Quantité d’eau en litre
102000
Maïs
12400
Soja
8800
Spiruline
2500
54
2.2 Autres paramètres de culture.
Le test de filtrabilité a permis d’avoir une moyenne de volume filtré de 173 ± 2,65 ml
en une minute.
Ce resultat est insatisfaisant comparé aux 300 ml par minute préconisé par
JOURDAN en 199, qui correspondrait à une filtration de type très facile.
La fitrabilité de notre milieu de culture avec un Secchi inférieur à 3 cm est donc de
type moyen. Mais cette efficacité de filtration peut être fonction de la taille des filaments de
spiruline, de l’état de fragmentation des filaments ou même de la morphologie ces
filaments ( spiralée, ondulée ou droite ).
Mis à part ce test de filtrabilité qui permet de caractériser la vitesse de filtration
d’une culture de spiruline, d’autres facteurs vont influer sur l’étape de filtration proprement
dite ; il s’agit du type de toile de filtration employé dont les mailles peuvent varier de 25 à
60 µm, de la concentration de la culture et des mouvements imprimés à la toile ou à la
biomasse pour décolmater.
Le test de l’aptitude au lavage de la biomasse a donné un volume d’eau filtré de
125,7 ± 5,13 ml en une minute. ce résultat est de loin inférieur au 400 ml trouvés par
JOURDAN (1999) et qui correspond à une biomasse de type ‘’lavable’’. Notre biomasse
n’a donc pas une bonne aptitude au lavage. En effet l’examen microscopique de la
spiruline lavée à l’objectif 40 montre des cellules de filaments éclatées. Cette lyse cellulaire
a donc été à l’origine de la mauvaise filtration occasionnée par un colmatage du filtre par
des fragments cellulaires de spiruline.
3 Composition nutritionnelle de spiruline.
3.1 Résultats des analyses physico-chimiques.
La composition physico-chimique de la spiruline à l’état frais (SF) et celle séchée
puis broyée est représentée dans le tableau XIII.
Tableau XIII : Composition physico-chimique de la spiruline*.
Echantillons
Spiruline fraîche
Spiruline sèche
Protéines totales (%)
35,23 ± 5,80
57,10 ± 0,30
Indice de formol (ml NaOH)
7,17
4,35
Sucres totaux (%)
7,75 ± 0,07
12,77 ± 0,14
Sucres réducteurs (%)
0,43 ± 0,04
1,07 ± 0,09
Matières grasses (%)
6,38 ± 2,30
6,00 ± 0,9
Acidité grasse (%)
8,1 ± 1,27
6,6 ± 2,50
Fibres brutes (%)
3,30 ± 1,15
7,81 ± 0,99
Humidité (%)
—
4,87 ± 0,02
Cendres (%)
—
10,76 ± 0,1
Phycocyanine (%)
7,02 ± 1,77
9,76 ± 2,92
Valeur énergétique (kcal/g)
2,33
3,38
Analyses
55
• Moyenne ± écart type de 2 ou 3 déterminations.
Il ressort de ces résultats que la spiruline est bien l’aliment le plus riche en protéine
que l’on connaisse avec une moyenne de 57,10 % de protéines totales dans l’échantillon
produite au Centre Médical Saint Camille.
Le pourcentage en protéines particulièrement élevé de la matière sèche constitue
une véritable révélation. Ces chiffres acquièrent une plus grande valeur encore si on les
compare avec les teneurs moyennes en protéines de certaines graines de légumineuses.
Ces dernières, comme les cyanophycées, sont des fixatrices d’azote : haricot (22%), pois
(22%) et même le soja (38%) pourtant réputé pour sa richesse en protéines. Spirulina
platensis apparaît donc comme une des espèces végétales les plus riches en protéines
(LEONARD et al, 1967).
La spiruline sèche avec ces 12,77% de glucides totaux, 6% de lipides totaux,
10,76% de cendres et 4,87% d’humidité, a une composition chimique moyenne très proche
de celle trouvée par des travaux précédents (SOEDER et al, 1970 ; CLEMENT, 1975 ;
CIFFERI et al, 1985 ; CORNET, 1992 ; FALQUET, 1996 ; JOURDAN, 1999 ; KABORE,
2001).
La composition de la spiruline étant sujette à des variations en fonction des
conditions de culture et des techniques de production, certains écarts ont pu être observés.
Le taux de cendre par exemple de la spiruline produite au CMSC est très élevé
(10,76%) comparativement à celui noté par CLEMENT (1975) qui est de 4,7% ou par
CIFFERI et collaborateurs (1985) avec 6% de cendres. Cette énorme différence observée
est peut être due au lavage de la biomasse de spiruline au cour de la récolte. En effet
certains auteurs préconisent ce lavage de biomasse afin de la débarrasser des sels
minéraux du milieu de culture. Cette technique a tendance à améliorer aussi la teneur en
protéines de la spiruline (CLEMENT, 1975).
La teneur en eau (4,87%0 de notre échantillon est tout à fait normale pour ce genre
de produit séché. Le séchage de la spiruline est donc correct même si le mode de séchage
solaire utilisé gagnerait à être amélioré afin de préserver au maximum les constituants
sensibles de la spiruline.
Avec un taux de matières grasses de 6% de poids sec, la spiruline peut se vanter de
faire partie des sources de protéines les moins grasses. Cette caractéristique lui donne
l’avantage de se conserver assez aisément en étant à l’abris des phénomènes d’oxydation
des lipides et de rancissement.
Bien que le pouvoir calorifique de la spiruline ne soit pas très élevé (3,38 kcal/g), la
spiruline se rattrape aisément par sa valeur protéique et vitaminique, en
complémentarisation à d’autres aliments énergétiques tels les céréales.
3.2
Evolution
des
caractéristiques
biochimiques de la spiruline.
physico-chimiques
et
Certains paramètres physico-chimiques rendent compte des altérations chimiques
donc la perte de la valeur nutritionnelle des produits séchés tels la spiruline. L’examen de
certains d’entre eux ( teneur en eau, pH, acidité grasse, indice de formol, sucres
réducteurs, phycocyanine) donne les résultats suivants :
3.2.1 Teneur en eau.
De manière générale on observe une légère baisse de la teneur en eau dans nos
échantillons de spiruline au cours des différentes durées de stockage. Comme l’illustre la
figure 10, cette teneur passe de 4,87% à 4,42%.
56
Humidite (%poids sec)
5,5
5
4 ,5
4
3 ,5
0
2
4
6
8
10
12
Te m ps (m ois )
Figure 10 : Evolution de la teneur en eau au cours du stockage.
La teneur en eau est étroitement liée à l’efficacité du séchage et du mode de
conditionnement. La teneur en eau de la spiruline produite au CMSC est malheureusement
sujette à des variations au cours de l’année, car le mode de séchage est lié à la
température de la serre. C’est donc une étape qui n’est pas parfaitement maîtrisée.
3.2.2 Le pH, l’acidité grasse et les matières grasses.
Le pH de nos échantillons sont quasiment constants durant le stockage, les valeurs
sont comprises entre 6,36 et 7,33 comme le montre la figure 11.
7,5
pH
7
6,5
6
5,5
0
2
4
6
8
10
12
Tem ps (mois)
57
Figure 11 : Evolution du pH au cours du stockage.
On note tout de même une valeur élevée du pH au niveau de l’échantillon SS4,
produit 10 mois auparavant.
En général on peut dire qu’il n’y a pas d’équivalent OH ou H + libérés dans la
spiruline.
De même les figures 12 et 13 montrent une certaine stabilité de la teneur en
matières grasses et de l’acidité avec des moyennes respectives de 6,61% et 7.44 mg de
NaOH par gramme.
Acidite grasse (mg de NaOH)
10
8
6
4
2
0
2
4
6
8
10
12
Temps (mois)
Figure 12 : Evolution de l’acidité au cours du stockage.
8
Matiere grasse (%poids sec)
7
6
5
4
0
2
4
6
8
10
12
Temps (mois)
Figure 13 : Evolution du taux de matières grasses au cours du stockage.
58
La spiruline ayant un taux de matières grasses
très faible (6,61%), les hydrolyses de triglycérides
pouvant survenir sont imperceptibles. De plus, le
faible taux d’humidité (<5%) de nos échantillons
constitue un frein à l’activité des lipases.
L’évolution du taux d’acidité au cours du temps (figure 12) concorde avec celle du
pH ; dans les deux cas, on observe pas de variations significatives.
3.2.3 L’indice de formol.
L’indice de formol permet d’apprécier conventionnellement la quantité d’acides
aminés libres dans un échantillon. Il a été déterminé dans cette étude pour évaluer les
variations du taux d’acides aminés libres au cours du stockage.
L’indice de formol comme l’illustre la figure 14, montre une certaine croissance au
troisième mois de stockage.
6
Indice formol (ml NaOH)
5,5
5
4,5
4
3,5
3
0
2
4
6
8
10
12
Temps (mois)
Figure 14 : Evolution de l’indice de formol au cours du stockage.
Mais la valeur moyenne d’indice de formol (4,6 ± 0,4) présente un écart type assez
faible. On peut donc se permettre de dire que le nombre d’acides aminés libres est
constant. Cela serait normal puisque la spiruline stockée ne contient pas d’eau solvante
avec une teneur moyenne d’humidité de 4,8%. L’activité protéolytique des protéases et
peptidases est donc quelque peu inhibée.
59
3.2.4 Les sucres réducteurs.
La figure 15 présente les résultats de l’évolution des sucres réducteurs au cours du
stockage.
Sucres reducteurs (%poids sec)
3
2,5
2
1,5
1
0,5
0
0
2
4
6
8
10
12
Temps (mois)
Figure 15 : Evolution du taux de sucres réducteurs au cours du stockage.
Avec des taux assez faibles comprise entre 1,07% et 2,52%, et une moyenne de
1,79% ± 0.6, on peut dire que l’hydrolyse des polymères glucidiques est insignifiante.
Après un dédoublement du taux de sucres réducteurs de la spiruline un mois après sa
production, on assiste à une stabilisation de cette valeur. Ce phénomène concorde
parfaitement avec l’évolution de la teneur en eau.
3.2.5 La phycocyanine.
La spiruline présente une couleur bleu-vert sombre parce qu’elle est riche en un
polypeptide bleu vif appelé phycocyanine.
Le dosage de ce pigment nous donne un taux de 9,76% avec l’échantillon SS0. Ce
taux est très inférieur au 15% mentionné par JOURDAN (1999) et FOX (1986). Cette
phycocyanine est malheureusement sensible à la lumière et au stockage, puisque sa
teneur diminue comme le montre la figure 16. Sa valeur passe de 9,76% à 4,46% au
dixième mois.
60
Phycocyanine (%poids sec)
10
8
6
4
2
0
2
4
6
8
10
12
Temps (mois)
Figure 16 : Evolution de la teneur en phycocyanine.
La phycocyanine est surtout sensible à la lumière et faute d’un conditionnement
adéquat (Boîtes métalliques étanches, sachets plastiques aluminisés et thermosoudables), ce pigment est très vite détruit. Or la phycocyanine, comme bien d’autres
substances intéressantes de la spiruline, a des effets thérapeutiques extraordinaires.
Notamment la stimulation de l’hématopoïèse et la régulation de la production des cellules
de l’immunité (KOZLENKO et HENSON, 1996).
4. Evolution de la flore microbienne de la spiruline.
4.1 Résultats de l’examen direct.
Avant l’examen microscopique direct d’un échantillon de culture de spiruline, une
rapide analyse visuelle a permis d’apprécier l’état général de contamination. Il en ressort
que le milieu de culture, en dehors de la couche verdâtre de spirulines, contient quelques
rares araignées, petits lézards morts, insectes divers non identifiés et des feuilles mortes.
Tous ces contaminants sont heureusement éliminés quotidiennement à l’aide du tamis de
500 µm de mailles.
L’examen microscopique direct à l’objectif 40 entre lame et lamelle de notre
échantillon de culture de spiruline révéla la coexistence de deux types de morphologie de
spiruline. Une forme spiralée plus nombreuses avec des spires plus ou moins serrées et
une forme droite qui ne présente pas de spires.
La prédominance d’une forme par rapport à l’autre est surtout fonction de l’agitation
du bassin. Un bassin bien agité régulièrement va favoriser une spiruline spiralée et par
conséquent un bon rendement de filtration (JOURDAN, 1999).
61
4.2 Résultats de la numération de la microflore.
Le dénombrement de la flore microbienne dans les échantillons de spiruline donne
les résultats mentionnés dans le tableau XIV.
Tableau XIV : Résultats du dénombrement de la microflore de la spiruline
Echantillons
SF
Flore microbienne (UFC/g)
SS0
SS1
SS2
SS3
SS4
Flore aérobie mésophile
85*104
160*106 30*106
9*106
11*106
18*106
Coliformes totaux
23*103
67*103
5*103
23*103
3*103
Streptocoques fécaux
<10
150*104 <10
<10
<10
225*104
Levures et moisissures
<10
2*103
<10
2*103
<10
8*103
103
Le dénombrement de la flore de nos échantillons présente des résultats assez
mitigés.
La flore mésophile de nos échantillons séchés est très élevée avec une valeur de
160*106 ufc/g pour SS0. Bien que cette valeur tend en général à diminuer au cours du
stockage, elle demeure tout de même élevée pour un produit séché à teneur d’eau
inférieur à 5%. Une contamination exogène lors du traitement de la spiruline séchée
expliquerai cet écart constaté. JACQUET en 1976 notait une valeur de 170*103 ufc/g pour
la spiruline issus d’un préparation en bassin originaire d’Algérie et 700 ufc/g pour une
culture synthétique industrielle (100 à 700 m2 de superficie de bassin).
L’échantillon de spiruline fraîche (SF) donne des résultats assez intéressants, avec
des valeurs de streptocoques fécaux et de levures et moisissures inférieures à 10 ufc/g.
Bien que SF contient un taux élevé d’humidité, sa stabilité micro biologique est bonne. SF
contient en effet encore du milieu de culture qui inhibe toute croissance avec son pH
sélectif.
De manière générale, l’évolution de cette de contamination tend à se stabiliser au
cours du temps. En effet, avec un taux d’humidité comprise entre 4,87% et 4,42%, très peu
de micro organismes réussissent à se développer dans de telles conditions.
Les échantillons séchés ont probablement été contaminés au cours du séchage à
l’air libre et lors de l’étape de broyage et de conditionnement. Ces étapes de la chaîne de
production constituent comme mentionné précédemment, des points critiques qu’il faudra
absolument contrôler et maîtriser, afin d’avoir une spiruline de bonne qualité micro
biologique.
5. Evaluation de la rentabilité de production.
5.1 Résultats de productivité.
Les résultats de productivité sont exprimé par rapport à la matière sèche de
spiruline. La productivité qui est fonction du taux de récolte donne une valeur théorique de
548 grammes par bassin récolté.
L’unité de production du CMSC disposant de quatre bassins de culture avec une
superficie totale de 40 m2 , nous pouvons faire l’hypothèse de deux productivités
théoriques.
62
Si un bassin seulement sur les quatre est récolté par jour, nous aurons une
productivité théorique minimale de 548 g / jour. Cette valeur ramenée à la superficie totale
de l’unité de production nous donne 13,7 g / jour / m2.
Par contre, si les quatre bassins sont récoltés par jour (conditions optimales de
croissance), nous aurons une productivité maximale de 2192 g / jour c’est à dire 54,8 g /
jour / m2.
La quantité de matières sèches de spiruline réellement récolté au cours de notre
stage (période d’harmattan) et cela sur une période déterminée prise au hasard, a permis
de déterminer la productivité effective de cette période, qui est de 253 g / jour c’est à dire
6,33 g / jour / m2. Cette productivité correspond à une productivité minimale étant donné
qu’en période d’harmattan les conditions climatiques notamment de températures ne
permettent pas une croissance optimale de la spiruline.
On estime alors un rendement de production pour cette période de 46,2%. Ce faible
rendement pourrait s’expliquer par une pénurie de toiles de filtration au niveau de l’unité du
CMSC. La toile de filtration usée utilisée ne permettait malheureusement pas une filtration
rentable.
Bien que le rendement de productivité obtenu soit très faible, la valeur de 6.33 g /
jour / m2 de productivité est tout à fait dans les limites énoncées par FALQUET en 2000,
qui donne une productivité de comprise entre 5 et 10 grammes de spiruline (poids sec) par
jour et par mètre carré. Ainsi on peut dire qu’on obtient par an un minimum de 22,8 tonnes
de spiruline à l’hectare, ce qui correspond à environ 13 tonnes de protéines par
hectare.
Pour prendre tout son sens, cette productivité doit être ramenée aux doses
quotidiennes utilisées en alimentation humaine ; à peine quelques grammes de spiruline
suffisent à améliorer radicalement l’apport nutritionnel quotidien d’un enfant en bas age.
Cela signifie que chaque mètre carré de production de spiruline peut suffire à l’aide
nutritionnelle de 2 à 3 enfants cela d’une manière continue (FALQUET, 2000).
5.2 Le coût d’investissement et rentabilité.
Les besoins de financement pour la mise en place d’une unité de production du
même type que celui du CMSC s’estiment à 2 016 344 Fcfa.
Cet investissement exclut l’acquisition du terrain, le coût de formation, la main
d’ uvre et les frais d’analyse. Cela pour la simple raison que cet activité peut aisément
s’adapter aux réalités agricoles des paysans en milieu rural.
Les investissements se répartissent comme mentionné dans le tableau XV.
Tableau XV : Récapitulatif des coûts d’acquisition des équipements, des
charges de fonctionnement durant une année (première année).
Désignation
Bassins de culture
Matériel de travail
Matières premières
Matières premières d’entretien
1er TOTAL
Imprévus (10%)
TOTAL
Montant (Fcfa)
1 440 000,00
141 985, 00
231 418, 80
19 636, 54
1 833 040, 34
183 304, 03
2 016 344, 37
Le coût de l’investissement est il est vrai quelque peu élevé pour un simple paysan.
Il faut dire bien évidemment qu’il s’agit là d’une unité de production semi-artisanale de
grand standing avec ses 40 m2 de surface de bassin. Il est bien sûr possible avec un
63
investissement minimum de 200 000 Fcfa, de mettre en place une installation artisanale à
petite ou à moyenne échelle (FALQUET, 2000).
Ainsi on pourrait avoir des constructions de bassins en argile avec un revêtement par film
plastique, ou des bassins à armatures en bois soutenant une bâche plastique (FALQUET,
1999).
L’établissement d’un bilan prévisionnel permet de noter des charges de production
de 19 636,54 qui correspond en fait à la matière première d’entretien. Les charges
d’amortissement sont données dans le tableau XVI.
Tableau XVI : Charges d’amortissement.
Désignation
Bassins
Abris
Panneaux (grille)
Matériel de travail
TOTAL
Montant
(Fcfa)
800 000
400 000
240 000
141 985

d’acquisition Durée de vie
(année)
10
10
05
05

Montant d’annuité
(Fcfa)
80 000
40 000
48 000
28 397
196 397
Ainsi les charges totales par année s’élèvent à 216033,54 Fcfa. La détermination de
ces charges permet d’évaluer le prix de revient de la spiruline produite (6.33 g / jour / m2).
La production minimale annuelle équivaut à 91152 grammes de spirulines sèches.
Après calcul le prix de revient est de 2370 Fcfa le kilogramme de spirulines sèches.
Il est indispensable de souligner le fait que la rentabilité des installations de
production de spiruline dépendra, au moins dans un premier temps, de la création d’un
marché local, régional ou national, pour ce nouveau produit. Il est donc essentiel que le
transfert des technologies et des connaissances nécessaires à la création de nouvelles
unités de production soit accompagné, ou même précédé d’une large diffusion
d’informations nutritionnelles. La production locale de spiruline n’a de sens que là où sa
valeur est reconnue (FALQUET, 2000).
C’est ce vaste travail d’informations qui se fait dans les centres de récupération
nutritionnel infantile (CREN), afin d’augmenter le taux de récupération et de réduire le taux
de mortalité des enfants atteints de malnutrition protéino-énergétique.
6. Valorisation de la spiruline.
6.1 Valorisation dans l’intérêt de la récupération
nutritionnelle d’enfants malnutris.
La spiruline vendue au niveau du CREN du CMSC est conditionnée dans de
sachets de 40 grammes à raison de 100 Fcfa le sachet. Ce prix est tout à fait raisonnable
au vu du coût de revient déterminé précédemment (2370 Fcfa / kg).
Ainsi, le coût de la récupération nutritionnelle d’un enfant malnutris en 28 jours de
traitement va coûter seulement 700 Fcfa à raison de 10 g de spiruline par jour. Avec une
somme de 350000 Fcfa (à peine le prix d’une mobylette), on récupère nutritionnellement
environ 500 enfants du Burkina Faso.
La spiruline se retrouve aussi sous forme de gélules dans les pharmacies. La boîte
de 84 gélules (35,2 g de spiruline) coûte environ 7000 Fcfa or il faut à peu près 280
grammes de spiruline pour la récupération en 28 jours d’un enfant malnutris. Le traitement
coûterait alors environ 55667 Fcfa.
En définitif, le traitement par la culture semi-artisanale pour la récupération d’un
enfant coûte 80 fois moins chère que par la spiruline importée.
64
Voici donc une raison de plus pour valoriser et vulgariser la culture de la spiruline au
Burkina faso. On contribue non seulement à l’éradication de la malnutrition protéinoénergétique dans nos pays en voie de développement mais aussi à soulager le sort des
enfants VIH positifs.
En effet, on a remarqué que dans les CREN, plus de 20% des enfants sont VIH
positifs. Par la spiruline, on construit en amont et les maladies opportunistes (anémies,
diarrhées…) détruisent en aval. Mais sans cette complémentation alimentaire par la
spiruline, l’enfant VIH positif mourait.
6.2 La spiruline utilisée comme complément alimentaire.
Lorsque la malnutrition est moins aiguë ou ne constitue qu’un risque à prévenir,
l’acceptation d’une nouvelle denrée dépend presque autant de sa présentation que de
l’information qui l’accompagne (FALQUET, 2000)
Dans le cas de la spiruline, on distingue le produit frais du sec.
A l’état frais, la spiruline se présente comme une pâte ferme d’un vert épinard ou
vert des feuilles de baobab (Adamsonia digitata), sans goût particulier, ni odeur. Elle est
facilement consommée comme une pâte à tartiner que l’on peut épicer ou mélanger à
d’autres ingrédients. Elle peut servir à garnir des beignets de mil (Penisetum spp), de maïs
(Zea mays), de blé (Triticum aestivum) ou de riz (Orysea sativa), qui sont très prisés par
les enfants. On peut aussi la délayer très facilement dans des potages, des sauces, des
bouillies. Mais il faudra tenir compte de son pouvoir colorant extrême. La spiruline fraîche
se conserve juste quelques jours (2 à 5 jours) au réfrigérateur en lui ajoutant 5 à10% de
sel de cuisine et en la recouvrant d’huile.
C’est à l’état sec que le spiruline se conserve le plus longtemps possible. Sous cette
forme, elle peut être mélangée en fin de cuisson à des potages, des sauces, ou des
bouillies. La poudre de spiruline peut être aussi délayée dans des jus de fruits et boissons,
ou entrer dans la préparation de biscuits secs (salés ou sucrés).
Bien que la cuisson ne détruit pas toutes les qualités nutritionnelles de la spiruline,
elle en altère un certains nombres ( BUCAILLE, 1990). Pour cette raison, l’utilisation de la
spiruline en complémentation doit se faire uniquement pour des préparations n’utilisant pas
de cuisson ou des temps brefs de cuisson (10 minutes à ébullition) (JOURDAN, 1999).
La complémentation des farines infantiles par la spiruline demeure l’un des objectifs
primordiaux pour la lutte contre la malnutrition protéino-énergétique. Pour ce faire, la
spiruline peut être ajoutée aux bouillies des enfants suivant la posologie du traitement, ou
encore entrer directement dans l’enrichissement des farines traditionnelles comme celles à
base de mil, La figure 17 présente le diagramme de fabrication d’une telle farine.
65
Mil
Triage / Vannage / Lavage
Impuretés
Séchage
Torréfaction
Mouture
Tamisage
Farine
Sucre, sel
Spiruline
Mélange
Conditionnement
Farine enrichie
Figure17 : Diagramme de préparation d’une farine enrichie en spiruline
En dehors des bouillies, les biscuits et beignets sont aussi très consommés par la
tranche de jeunes et enfants . ces amuses gueules peuvent comme les crêpes, pâtisseries
et autres friandises êtres complémentés en spiruline. La figure 18 illustre un exemple
simple de préparation de biscuits secs (salés et sucré).
Biscuit
(à base de mil, mais ou blé)
Broyage
Biscuit en poudre
Pain sec (récupéré)
Broyage
Chapelure
66
Lait
frais
Spiruline
sel, épice,
lait frais
Mélange
Malaxage
Pâte
Façonnage / découpage
Séchage
Biscuit sec à la spiruline
Figure 18 : Diagramme de préparation de biscuits secs enrichis en spiruline
Les produits laitiers sont d’assez bonnes sources de protéines de haute qualité. La
complémentation en spiruline peu néanmoins la qualité organoleptique de certains
fromages à l’instar des fromages à pâte persillée avec leur couleur caractéristique due aux
spores bleues de diverses variétés de Penicillium.
Le yaourt, produits laitiers le plus consommé dans le ville de Ouagadougou (ITSIEMBOU,
2003), peut être aussi enrichi par la spiruline comme le montre la figure 19.
Lait cru
Filtration
(Tamis de très petites mailles)
Lait filtré
Pasteurisation
(30 mn / 50ºc)
Refroidissement
Lait en poudre
(facultatif)
Mélange
(à la température ambiante)
Spiruline
Ensemencement
(avec un yaourt nature)
67
Fermentation
(5 à 6 heures)
Sucres
Brassage
Conditionnement / refroidissement
Yaourt enrichi
Figure 19 : Diagramme de préparation du yaourt enrichi.
Le Burkina Faso, pays agropastoral, possède une richesse et une diversité de fruits
provenant des arbres domestiques et des arbres sauvages. Les jus locaux issus de ces
fruits sont d’une importance capitale dans l’apport vitaminique quotidien. Ces jus, obtenus
à partir de calices d’oseilles (Hibiscus sabdarifa), de rhizomes de gingembres (Zingiber
officinale), de fruits de liane goïne (Saba senegalensis) ou de baobab (pain de singe ),
peuvent être complémentés à la spiruline à afin d’obtenir des boissons riches en protéines.
La figure 20 donne l’exemple du ‘’Tédo’’ dont la couleur jaune fera place à une belle
coloration verdâtre rappelant une boisson de menthe au lait.
Pain de singe
Décorticage
Pilage
Tamisage
Poudre
Eau
Spiruline
Malaxage
Filtration
Sucre, arômes
Mélange
Conditionnement / Refroidissement
68
Tedo enrichi
Figure 20 : Diagramme de préparation du ‘’Tédo’’ enrichi.
En dehors de ces quelques aliments couramment consommés par les Ouagalais,
les assaisonnements peuvent aussi être complémentés par la spiruline. C’est ainsi que
pour l’accompagnement des salades et des grillades, on peut s’offrir le luxe d’utiliser de la
vinaigrette à la spiruline ou de la mayonnaise d’un vert de spiruline.
La spiruline peut se valoriser dans la complémentation de l’alimentation animale.
Incorporée jusqu'à 10% dans la ration des poules, la spiruline améliore fortement la qualité
des ufs comme le démontre plusieurs études (JOURDAN, 1999 ; ROSS et al, 1990).
Il faut souligner que les doses de spiruline nécessaire pour ces complémentations
reste à définir, ces doses sont évidemment fonctions du but recherché. FALQUET (2000)
souligne qu’on ne connaît pas d’effets secondaires sérieux aux surdoses (même massive)
en spiruline, seul une accumulation bénigne de caroténoïdes dans la peau peut apparaître
dans certains cas extrêmes.
En tenant compte de son fort pouvoir colorant de la spiruline, on peut, après une
extraction appropriée et une stabilisation éventuelle, obtenir des colorants vert
(chlorophylle) et bleu (phycocyanine). L’industrie des colorants alimentaires naturels
pourrait trouver en la spiruline une source non négligeable de chlorophylle avec 11 g / kg
de spiruline poids sec (FLAMANT VERT, 1988).
La chlorophylle est un pigment très utilisé comme colorant dans l’industrie
alimentaire , pharmaceutique et cosmétique (DANESI et al,2002). Il en est de même pour
la phycocyanine avec 150 g / kg de spiruline.
CONCLUSION ET RECOMMANDATIONS
La lutte contre la malnutrition protéino-énergétique et les carences alimentaires en
général, fait partie des objectifs primordiaux de santé publique au Burkina Faso. Cet état
de fait peut donc être désormais résolu par l’introduction dans nos habitudes alimentaires
de la culture de Spirulina platensis ainsi que sa consommation.
Ce travail de recherche sur le développement de la culture de la spiruline ainsi que
sa valorisation pour la récupération des enfants malnutris du Burkina Faso, nous a permis
de poser les bases pour que l’auto production de cette micro algue soit une réalité en tant
que nouvelle production agricole.
En effet, il ressort de notre étude que :
℘ La technique de production semi-artisanale de la spiruline est très simple et
fiable. Elle peut ainsi être aisément vulgarisée d’autant plus que tous les matériaux et la
plupart des équipements tout comme les intrants sont disponibles.
℘ Les conditions culturales sont tout à fait idéales pour permettre une croissance
optimale de spirulina platensis avec une consommation spécifique d’eau adaptée aux
réalités climatiques du Burkina Faso.
℘ La composition chimique et nutritionnelle de la spiruline produite au CMSCest
non seulement intéressante pour le traitement de la malnutrition, mais elle est aussi stable
pour permettre le stockage et une plus large diffusion.
℘ Certaines règles d’hygiène font défauts le long de la chaîne de production de
spiruline au CMSC, mais elles pourraient très facilement être maîtrisées afin de garantir
l’innocuité de la spiruline produite.
69
℘ l’auto production de la spiruline est une activité très vite rentabilisée, surtout si
elle augmente le taux de récupération nutritionnelle des enfants malnutris comme l’a
démontré KABORE en 2001.
℘ L’incorporation de la poudre de spiruline dans certains nos aliments quotidiens,
pour en augmenter la valeur nutritive est l’une des meilleures pistes de valorisation de la
spiruline pour éradiquer la malnutrition au Burkina Faso.
Ces travaux gagneraient à être poursuivis pour une meilleure valorisation de cet
aliment renfermant plus de 50% de protéines. En effet il serait intéressant de comparer le
profil en acides aminés, en acides gras essentiels, en sels minéraux et en vitamines de la
spiruline produite au niveau du Burkina Faso avec celui déjà mentionné par la littérature.
De même, des recherches pourraient être menées sur l’apport nutritionnelle des aliments
complémentés par la spiruline.
Au vu des multiples avantages d’une production locale et économique d’une denrée
capable d’améliorer l’apport nutritionnel quotidien de nos population, nous suggérons que
l’auto production de spiruline devienne une priorité pour nos dirigeants.
Le stage que nous avons effectué a été très riche d’expériences en matière
d’algoculture. Aussi, pour l’accroissement de la productivité des bassins de spiruline d’une
part, et pour garantir la qualité de la spiruline produite, nous recommandons ce qui suit :
e L’agitation des bassins devrait se faire chaque deux heures à défaut d’une
agitation continue. Elle permettrait d’optimaliser la croissance des spirulines et aussi
d’éviter la contamination par des ‘’spirulines droites’’.
e En cas d’un pourcentage de ‘’spirulines droites’’ trop important, il faudrait
réinitialiser la culture à partir de la sélection de souches de spirulines spiralées. On
obtiendrait ainsi une culture de spirulines monoclonale.
e Le nettoyage de la toiture de la serre doit se faire périodiquement pour que les
spirulines reçoivent la luminosité nécessaire à la croissance optimale.
e Le recyclage du milieu de culture lors de l’étape de filtration devrait se faire dans
un des bassins voisins non récoltés . on évite ainsi que le bassin récolté ne se trouble et
que trop de boues ne se retrouvent dans la biomasse de spirulines.
e L’introduction d’une étape de lavage de la biomasse à l’eau salée dans le
diagramme de production.
e L’utilisation d’un densimètre afin de suivre l’évolution de la nutrition minérale des
spirulines.
e L’utilisation d’une technique de séchage plus appropriée pour la stabilité
chimique et micro biologique de la spiruline. Un séchoir coquillage améliorerait le qualité
de la spiruline produite.
e Le respect des règles d’hygiène notamment par le port de blouse, de gants et de
protège nez lors de la manipulation de la spiruline, le matériel de récolte doit être
parfaitement propre.
e Le recyclage des sels minéraux des boues déversées lors de la purge des
bassins.
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mémoire de fin d`études

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