Etude comparative CopiOs vs autres

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IMP_SPE_P033_043_ART:IMPLANT 16/05/12 11:39 Page S33
RECHERCHE
scientifique
Biodégradation de
membranes de collagène de
structure croisée différente
Une étude expérimentale chez le rat
D. ROTHAMEL
F. SCHWARZ
M. SAGER
M. HERTEN
A. SCULEAN
J. BECKER
RÉSUMÉ Le but de cette étude est de comparer la biodégradation de différentes membranes
de collagène croisé chez le rat. Cinq membranes du commerce et trois membranes expérimentales
(VN) ont été sélectionnées pour l’étude : () Bio-Gide® (BG) (collagènes de type I et III non croisés d’origine porcine), () BioMend® (BM), () BioMendExtend® (BME) (collagène bovin de
type I croisé au glutaraldéhyde d’origine bovine), () Ossix® (OS) (collagène bovin de type I croisé
par procédé enzymatique), () TutoDent® (TD) (collagène bovin de type I non croisé) et (-)
VN(-) (collagènes de types I et III d’origine porcine croisés par procédé chimique). Les échantillons sont attribués au hasard dans des poches sous-cutanées non connectées et préparées
chirurgicalement sur le dos de  rats wistar, divisés en  groupes (, , ,  et  semaines),
incluant  animaux chacun. Après , , ,  et  semaines de cicatrisation, les rats sont sacrifiés et les échantillons explantés sont préparés pour l’analyse histologique et histométrique.
Les paramètres suivants ont été évalués : la biodégradation dans le temps, la vascularisation,
l’intégration tissulaire et la réaction à un corps étranger. La vascularisation et l’intégration tissulaire les plus importantes sont observées pour BG, puis pour BM, BME et VN() ; pour TD,
VN() et VN(), la vascularisation est prolongée, alors qu’OS ne montre aucune vascularisation.
Par la suite, la biodégradation de BG, BM, BME et VN() a été plus rapide que pour TD, VN()
et VN(). OS a présenté seulement une quantité minime de dégradation superficielle  semaines
après l’implantation. La biodégradation de TD, BM, BME, VN() et VN() est associée à la présence de cellules inflammatoires. Dans les limites de la présente étude, nous avons conclu que
le cross-linking des collagènes de types I et III d’origine bovine et porcine est associé à : (i) une
biodégradation prolongée, (ii) une intégration tissulaire et une vascularisation diminuées, et
(iii), dans le cas de TD, BM, BME, VN() et VN(), à des réactions à un corps étranger.
MOTS CLÉS : 1 Étude animale 1 Biodégradation 1 Membrane collagène 1 Cross-linking 1 ROG 1 RTG
SUMMARY Biodegradation of differently crosslinked collagen membranes: an experimental study in the
rat. The aim of the present study was to compare the biodegradation of differently cross-linked collagen membranes in rats. Five commercially available and three experimental membranes (VN) were included: (1) BioGides®
(BG) (non-cross-linked porcine type I and III collagens), (2) BioMends® (BM), (3) BioMendExtends® (BME) (glutaraldehyde cross-linked bovine type I collagen), (4) Ossixs® (OS) (enzymatic-cross-linked bovine type I collagen), (5) TutoDents® (TD) (non-cross-linked bovine type I collagen, and (6-8) VN (1-3) (chemical cross-linked
porcine type I and III collagens). Specimens were randomly allocated in unconnected subcutaneous pouches
separated surgically on the back of 40 wistar rats, which were divided into five groups (2, 4, 8, 16, and 24 weeks),
including eight animals each. After 2, 4, 8, 16, and 24 weeks of healing, the rats were sacrificed and explanted
specimens were prepared for histologic and histometric analysis. The following parameters were evaluated: biodegradation over time, vascularization, tissue integration, and foreign body reaction. Highest vascularization
and tissue integration was noted for BG followed by BM, BME, and VN(1); TD, VN(2), and VN(3) showed prolongated, while OS exhibited no vascularization. Subsequently, biodegradation of BG, BM, BME and VN(1) was
faster than TD, VN(2), and VN(3). OS showed only a minute amount of superficial biodegradation 24 weeks following implantation. Biodegradation of TD, BM, BME, VN(2), and VN(3) was associated with the presence of
inflammatory cells. Within the limits of the present study, it was concluded that cross-linking of bovine and porcine-derived collagen types I and III was associated with (i) prolonged biodegradation, (ii) decreased tissue integration and vascularization, and (iii) in case of TD, BM, BME, VN(2), and VN(3) foreign body reactions.
KEYWORDS : 1 Animal study 1 Biodegradation 1 Collagen membrane 1 Cross-linking 1 GBR 1 GTR
3
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Biodégradation de membranes de collagène de structure croisée différente. Une étude expérimentale chez le rat D. ROTHAMEL, F. SCHWARZ, M. SAGER, M. HERTEN, A. SCULEAN, J. BECKER
es techniques de régénération osseuse guidée (ROG) et de régénération tissulaire guidée (RTG) sont fondées sur le concept qui
vise à empêcher la migration apicale de l’épithélium gingival à l’intérieur de l’espace de cicatrisation à l’aide de membranes et à favoriser la prolifération
de cellules potentiellement régénératrices pour obtenir une cicatrisation par le type de tissu souhaité [1-5].
Le matériau utilisé comme barrière dans les techniques de ROG/RTG doit répondre à un certain
nombre de critères en termes de biocompatibilité,
d’intégration tissulaire, d’occlusion cellulaire, de transfert nutritif, de capacité à maintenir l’espace et, également, de facilité d’utilisation clinique [6]. Plusieurs
inconvénients ont été associés aux membranes de
première génération composées essentiellement de
matériaux non résorbables tel que le polytétrafluoroéthylène expansé : la nécessité d’une seconde chirurgie pour déposer la membrane à la fin de la période
de cicatrisation et son exposition précoce à l’environnement buccal entraînant une colonisation
bactérienne pouvant conduire à une dépose prématurée [6-8]. Toute une variété de membranes composées
de dure-mère, d’acide polylactique et de polyuréthane a été introduite pour contrer ces problèmes [9-12].
Récemment, de nombreuses recherches ont été
publiées sur l’utilisation de produits dérivés de collagènes de types I et III d’origine porcine ou bovine
(pour une revue, voir [13]). Il a été rapporté que le collagène était supérieur aux autres matériaux, étant
donné qu’il joue un rôle actif dans la formation du
caillot, qu’il est chimiotactique pour les fibroblastes
du ligament parodontal et des fibroblastes gingivaux
et que c’est un composant majeur du tissu conjonctif parodontal [11, 14-16]. Récemment, différentes études
animales et cliniques ont prouvé que les membranes
de collagène favorisaient de façon significative la régénération parodontale et osseuse [17-22].
Cependant, le collagène natif présente un inconvénient
majeur : c’est sa biodégradation par l’activité des
macrophages et des leucocytes polymorphonucléaires,
conférant à la membrane une faible résistance à l’effondrement et permettant ainsi l’entrée de types cellulaires indésirables dans l’espace de cicatrisation
isolé [23]. Cet effondrement peut être évité par des
comblements à l’aide de greffes osseuses ou de subs-
L
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tituts d’os à l’intérieur du défaut pour maintenir la
membrane dans sa position d’origine. Pour prolonger la biodégradation, plusieurs techniques de crosslinking telles que la lumière ultra-violette, le
glutaraldéhyde, le diphénylphosphorilazide ou l’hexaméthylène diisocyanate ont été utilisés [13, 24-28]. Des résultats récents provenant d’études animales ont démontré
que la dégradation des membranes de collagène croisé
était significativement plus lente par rapport à celle des
membranes non croisées (sans liaisons croisées) [17, 29].
Cependant, une étude in vitro récente a souligné que
les membranes natives comme les membranes à liaisons croisées dérivant de collagènes de types I et III
limitaient la fixation et la prolifération des fibroblastes
du ligament parodontal humain et des ostéoblastes
SaOs-2 humains par rapport aux cellules cultivées
sur boîtes de culture. De plus, le cross-linking au glutaraldéhyde peut même inhiber la fixation et la prolifération des deux types cellulaires [30]. Bien que le
cross-linking chimique du collagène semble être une
technique de routine de nos jours, on ne sait toujours
pas dans quelle mesure les propriétés de la membrane sont altérées. Par conséquent, le but de cette étude
était d’examiner la biodégradation dans le temps, la
réaction à un corps étranger, l’intégration tissulaire et
la vascularisation des différentes membranes de collagène disponibles dans le commerce et aussi de
membranes de collagène expérimentales après leur
implantation sous-cutanée chez le rat.
MATÉRIELS ET MÉTHODES
ANIMAUX
Quarante rats albinos de la souche wistar (âgés de
3 ± 0,5 mois et pesant 350 ± 20 g) ont été utilisés
pour l’étude. La sélection animale, la gestion et le protocole chirurgical ont été approuvés par le Comité de
soins et d’utilisation des animaux de l’université
Heinrich Heine (Düsseldorf, Allemagne). Les animaux ont été divisés en 5 groupes (2, 4, 8, 16, et
24 semaines) comprenant 8 rats chacun.
MEMBRANES EXAMINÉES
Cinq membranes disponibles dans le commerce et
3 membranes expérimentales (VN) indiquées pour
les techniques de ROG/RTG ont été sélectionnées :
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RECHERCHE
– (1) Bio-Gide® (BG) (Geistlich Biomaterials, Wolhusen, Suisse) (collagènes de types I et III non croisés d’origine porcine double couche) ;
– (2) BioMend® (BM) (Sulzer Medica, Colla-Tec
Inc., Plainsboro, États-Unis) (collagène bovin de
type I croisé au glutaraldéhyde) ;
– (3) BioMendExtend® (BME) (Sulzer Medica,
Colla-Tec Inc.) (collagène bovin de type I croisé au
glutaraldéhyde ;
– (4) Ossix® (OS) (Colbar R & D Ltd, Ramat Husharon, Israël) (collagène bovin de type I croisé de façon
enzymatique) ;
– (5) TutoDent® (TD) (Tutogen, Carlsbad, ÉtatsUnis) (collagène bovin de type I non croisé, double
couche) ;
– (6) VN(1), (7) VN(2) et (8) VN(3) (Geistlich Biomaterials) (1, 3, 4 × collagènes d’origine porcine de
types I et III croisés chimiquement, double couche
respectivement).
De façon à exposer uniquement la face occlusive
pour les cellules des membranes double couche,
chaque échantillon a été plié, découpé pour obtenir
une taille uniforme (des échantillons de forme octogonale de 1,7 cm2) et séparé par un mainteneur d’espace non résorbable en polycarbonate (Isopore®,
Millipore Corporae, Billerica, États-Unis) placé au
milieu. De plus, toutes les membranes ont été sutu-
FIG. 1 / Pour exposer la face occlusive envers les cellules des
membranes doubles couches, chaque échantillon a été plié,
découpé pour obtenir une taille uniforme (échantillons de
forme octonale d’environ 1,7 cm2) puis séparé au milieu par un
espaceur en polycarbonate non résorbable et suturé de façon
circonférentielle pour éviter une invagination du tissu
environnant.
scientifique
rées de façon circonférentielle à l’aide de sutures non
résorbables pour éviter l’invagination du tissu environnant (Polyester®, Resorba, Nümberg, Allemagne)
(F IG . 1) . Dix minutes avant l’implantation, chaque
membrane a été réhydratée dans du sérum physiologique stérile à 0,9 % (Braun, Melsungen, Allemagne).
TECHNIQUE CHIRURGICALE
Les animaux sont anesthésiés par une injection intrapéritonéale de 9 mg/kg de kétamine à 10 % par doses
(Ketanest®, Pfizer GmbH, Karslrube, Allemagne)
et de 5 mg/kg de xylazine à 2 % par doses (Sedaxylan®, Pfizer GmbH). Une zone d’environ 8 cm de long
et 4 cm de large est rasée sur le dos de chaque rat à
l’aide d’un rasoir électrique et d’une lame de rasoir.
Après la désinfection à l’aide de polyvidone iodée
(Betaisodona®, Mundipharma, Limburg/Lahn, Allemagne), on pratique une incision cutanée paramédiane le long de la colonne vertébrale suivie de la
préparation de 4 poches sous-cutanées non connectées. Les membranes sont placées au hasard dans les
160 poches ainsi réalisées (FIG. 2). La fermeture primaire
de la plaie est obtenue à l’aide de sutures matelassées
horizontales en Polyester® 3/0 (Resorba). Durant
l’expérimentation, les animaux sont nourris ad libitum avec des graines alimentaires pour animaux. Ils
FIG. 2 / Les membranes de collagène ont été attribuées au
hasard dans des poches sous-cutanées non connectées
préparées chirurgicalement sur le dos des rats.
3
S35
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sont sacrifiés par euthanasie dans une chambre au
dioxide de carbone au bout de 2, 4, 8, 16 et
24 semaines. Les résidus de membranes sont récupérés avec le tissu conjonctif environnant et fixés
dans du formol à 10 %.
HISTOMORPHOMÉTRIE
Tous les échantillons sont inclus dans de la paraffine.
On réalise des coupes sériées de 4 µm d’épaisseur qui
sont colorées avec un trichrome de Goldner. À partir de chaque échantillon, trois coupes sont systématiquement et uniformément prises au hasard et
échantillonnées pour être analysées. Pour l’acquisition des images, un appareil photo numérique (Nikon
D100, Nikon GmbH, Düsseldorf, Allemagne) est
monté sur un microscope optique binoculaire (Olymus BX50, Olympus, Hambourg, Allemagne). Les
images numériques (grossissement d’origine × 40) sont
évaluées à l’aide d’un programme logiciel (ImageJ®,
Scion Corp., Fredrik MD, États-Unis). L’épaisseur
du corps de la membrane est mesuré linéairement sur
18 champs sélectionnés au hasard. Toutes les mesures
sont prises par un examinateur en aveugle et calibrées.
De plus, les paramètres suivants sont évalués de
façon descriptive : vascularisation du corps de la
membrane, intégration tissulaire et réaction à un
corps étranger (c’est-à-dire présence de cellules
géantes multinucléées).
ANALYSE STATISTIQUE
Un logiciel (SPSS 11,0, SPSS Inc., Chicago, États-Unis)
est utilisé pour l’analyse statistique. Les valeurs
moyennes et les écarts-types sont calculés pour
évaluer l’épaisseur de la membrane dans chaque
groupe. L’analyse de variance (ANOVA) et le test post
hoc à l’aide de la correction de Bonferroni pour obtenir des comparaisons multiples ont été utilisés pour
les comparaisons intra-groupes. Les résultats sont
considérés comme statistiquement significatifs à
p < 0,05.
RÉSULTATS
CICATRISATION POSTOPÉRATOIRE
Trois rats wistar ont du être euthanasiés prématurément en raison d’une infection importante de leur plaie
S36
(groupes 2, 8 et 24 semaines). Dans tous les autres
cas, la cicatrisation postopératoire s’est déroulée sans
problème (c’est-à-dire sans abcès ni réactions allergiques)
ANALYSE HISTOMÉTRIQUE
L’épaisseur du corps de la membrane pour chaque
groupe à des étapes chronologiques différentes est
présentée dans les FIGURES 3 à 10. L’analyse histométrique révèle que l’épaisseur de la membrane BG
s’est significativement réduite entre la deuxième et
la quatrième semaine ayant suivi l’implantation
(p < 0,001) (FIG. 3). Lorsque l’on compare les scores à
2 semaines, on ne note aucun changement significatif
durant le reste de la période d’observation (p > 0,05).
Les membranes BM, BME, TD, VN(1) et VN(2)
montrent des changements significatifs dans l’épaisseur de la membrane 8 semaines après l’implantation (respectivement p < 0,01, p < 0,001, p < 0,001
et p < 0,05). Pour le reste de la période d’expérimentation, on n’a observé aucun changement statistiquement significatif pour BM, BME, et VN(1) (FIG. 4,
5 et 8). En revanche, 8 semaines après l’implantation,
TD et VN(2) présentent environ 60 % de l’épaisseur
de la membrane mesurée au bout de 2 semaines.
On observe une réduction significative de l’épaisseur de la membrane au bout de 16 et 24 semaines
(p < 0,001 respectivement) (FIG. 7 et 9). L’analyse histométrique de VN(3) montre que l’épaisseur de la
membrane a diminué 16 et 24 semaines après l’implantation (FIG. 10). Cependant, lorsque l’on compare
avec les scores à 2 semaines, ces valeurs sont statistiquement insignifiantes (p > 0,05 respectivement).
L’analyse histométrique n’a pas réussi à démontrer
une diminution de l’épaisseur de la membrane OS
durant toute la période d’observation de 24 semaines
de l’étude (p > 0,05, respectivement) (FIG. 6).
ANALYSE HISTOLOGIQUE
Échantillons à 2 semaines
L’analyse histologique révèle des différences évidentes dans la structure de chaque membrane examinée. Le corps des membranes BG, TD et VN(1-3)
semble être structuré comme un système poreux
interconnecté (FIG. 11) ; cependant, TD semble être plus
compacte (FIG. 14). En revanche, BM et BME présentent
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1 200
1 000
800
600
400
200
0
***
***
***
***
2 semaines 4 semaines 8 semaines 12 semaines 24 semaines
Temps
1 200
1 000
800
600
400
200
0
***
***
***
Temps
Épaisseur de la membrane (µm)
BioMend ®
1 400
1 200
1 000
800
600
400
200
0
***
***
***
Temps
1 400
Ossix®
1 200
1 000
800
600
400
200
0
Temps
6
Tutodent ®
1 400
1 200
1 000
800
600
***
400
***
200
0
Temps
1 400
VN(1)
1 200
1 000
800
600
400
200
0
***
***
***
Temps
8
7
BioMendExtend ®
1 400
5
9
scientifique
4
3
BioGide®
1 400
1 400
VN(2)
1 200
1 000
800
600
400
200
0
*
***
***
Temps
RECHERCHE
1 400
VN(3)
1 200
1 000
800
600
400
200
0
Temps
10
FIG. 3 à 10 / L’épaisseur de la membrane (µm) + l’écart type, évalués 2, 4, 8, 16 et 24 semaines après l’implantation. Les étoiles
indiquent des différences statistiquement significatives à l’intérieur des groupes à chaque période par rapport à la situation
initiale (scores à 2 semaines) (ANOVA ; * p < 0,05, ** p < 0,01, *** p < 0,001).
3
S37
> OS X Couleur
un aspect plus stratifié (FIG. 12) avec de larges interstices,
alors que la membrane OS montre un corps de membrane exempt de la présence de tout interstice visible (FIG. 13). L’analyse histologique 2 semaines après
l’implantation montre une vascularisation presque
complète du corps de BG (FIG. 11), étant donné que des
vaisseaux sanguins ont également atteint la surface non
exposée de la membrane. Durant le même laps de
temps, près de la moitié du corps de la membrane TD
et VN(1-3) s’est vascularisée. Les membranes BM et
BME ne montrent qu’une faible vascularisation superficielle de la portion exposée de la membrane (FIG. 12).
Cependant, il n’y a aucun signe de vascularisation au
niveau de la membrane OS (FIG. 13). L’intégration tissulaire la plus évidente se voit au niveau de BG, TD,
VN(1) et VN(2). Par contre, BM, BME et OS ont
nettement été séparées du tissu conjonctif adjacent
par une fente qui, dans le cas de BM et de BME, était
envahie par quelques vaisseaux sanguins (FIG. 12 et 13).
FIG. 11 / Vascularisation complète de la membrane Bio-Gide® au
bout de 2 semaines. Noter la structure de type système poreux
interconnecté (grossissement d’origine × 40). Coloration au
trichrome de Goldner.
On note une infiltration de cellules inflammatoires dans
le tissu adjacent à la surface externe de TD, BM,
BME, VN(2) et VN(3).
Au bout de 4 semaines, la vascularisation a envahi
presque tout le corps des membranes BM, BME,
TD, VN(1) et VN(2) (FIG. 14). L’analyse histologique
montre une organisation complète de BG résultant
en une biodégradation presque totale de cette membrane (FIG. 15). Durant ce même laps de temps, la moitié du corps de la membrane VN(3) semble être
vascularisée (FIG. 16). Aucun signe de vascularisation
n’est observé pour la membrane OS. Pour OS, on note
encore la présence d’une fente séparant la membrane du tissu environnant. Cependant, on n’observe pas la formation d’une capsule de tissu conjonctif
autour de la membrane. Des cellules inflammatoires
sont encore visibles dans le tissu adjacent à la surface
FIG. 12 / Aspect stratifié de la membrane BioMend® avec de
larges interstices. Deux semaines après l’implantation,
quelques vaisseaux sanguins ont commencé à envahir la fente
séparant la membrane du tissu conjonctif adjacent
(grossissement d’origine × 40).
FIG. 13 / Deux semaines après l’implantation, la membrane
Ossix® est nettement séparée du tissu conjonctif adjacent par
une fente (grossissement d’origine × 40).
AT : tissu adjacent ; BV : vaisseaux sanguins ; SU : suture ; IC :
cellules inflammatoires ; MB : corps de la membrane ; PS :
espaceur en polycarbonate ; S : fente.
S38
> OS X Couleur
RECHERCHE
externe de TD, BM, BME, VN(2) et VN(3) (FIG. 16).
Quelques cellules géantes multinucléées isolées peuvent également être identifiées dans le corps des
membranes TD, VN(2) et VN(3).
Au bout de 8 semaines, toute l’organisation BM,
BME et VN(1) a conduit à une biodégradation presque
totale du corps de la membrane (FIG. 17). L’analyse histologique montre une vascularisation d’environ 75 %
du corps de la membrane VN(3) (FIG. 18). Il n’y a toujours aucun signe de vascularisation ou de biodégradation visible pour la membrane OS. Cependant,
quelques vaisseaux sanguins ont commencé à envahir la fente séparant la membrane OS du tissu adjacent (FIG. 19). L’infiltration de cellules inflammatoires
observée 2 et 4 semaines après implantation dans le
tissu adjacent à la surface externe de TD, BM, BME,
VN(2) et VN(3) est nettement réduite. Cependant,
FIG. 14 / Vascularisation presque totale
de la membrane TutoDent® au bout
de 4 semaines. Noter la structure de
type système poreux interconnecté
FIG. 17 / Organisation et biodégradation
complètes de la membrane
BioMendExtend® 8 semaines après
l’implantation (grossissement
d’origine × 40).
scientifique
quelques cellules géantes multinucléées peuvent être
identifiées dans le corps de la membrane TD, VN(2)
et VN(3).
Au bout de 16 semaines, la vascularisation a atteint
la plupart des zones du corps de la membrane VN(3).
Cependant, contrairement à TD et VN(2), qui sont
presque totalement organisées et remplacées par du
tissu conjonctif nouvellement formé (FIG. 20), la structure collagénique de VN(3) est encore identifiable.
Aucun signe de vascularisation ou de résorption n’a
pu être observé pour la membrane OS, alors que
des vaisseaux sanguins ont complètement rempli la
fente séparant la membrane du tissu conjonctif environnant. Quelques cellules géantes multinucléées
sont encore impliquées dans le processus de dégradation de TD, VN(2) et VN(3) (FIG. 20).
FIG. 15 / Organisation et biodégradation
complètes de la membrane Bio-Gide®
4 semaines après l’implantation
FIG. 18 / Vascularisation d’environ 75 %
du corps de la membrane VN(3)
8 semaines après l’implantation
FIG. 16 / On observe une infiltration des
cellules inflammatoires à l’intérieur
du tissu conjonctif adjacent à la
surface externe de la membrane VN(3)
au bout de 4 semaines (grossissement
d’origine × 200).
FIG. 19 / Huit semaines après
l’implantation, quelques vaisseaux
sanguins ont commencé à envahir la
fente séparant la membrane Ossix® du
tissu conjonctif environnant
3
S39
> OS X Couleur
L’analyse histologique au bout de 24 semaines montre une biodégradation presque totale et le remplacement des membranes TD et VN(2) par un tissu
conjonctif nouvellement formé (FIG. 21). Bien que
VN(3) soit totalement vascularisée, la structure collagénique de cette membrane est encore distincte
du tissu environnant. La membrane OS montre une
légère vascularisation superficielle de la portion exposée (FIG. 22). Quelques cellules géantes multinucléées
peuvent encore être identifiées dans le corps de la
membrane VN(3).
Les résultats des analyses histologiques et histomorphométriques sont résumés dans la FIGURE 23.
DISCUSSION
FIG. 20 / Des cellules inflammatoires peuvent également être
identifiées sur le corps de la membrane VN(2), qui est presque
entièrement organisée 16 semaines après l’implantation
FIG. 21 / L’analyse histologique à 24 semaines révèle une
biodégradation presque totale de la membrane TD
Cette étude animale a été conçue pour évaluer
l’influence de différentes techniques de cross-linking
sur la biodégradation, la vascularisation, l’intégration tissulaire et la réaction à un corps étranger de membranes de collagène utilisées pour les techniques de
ROG/RTG, disponibles dans le commerce et expérimentales. En tenant compte de leurs limites, les
résultats montrent que les collagènes porcins de
types I et II sans liaisons croisées présentent une parfaite intégration tissulaire et, de ce fait, une vascularisation rapide, conduisant à une biodégradation
quasi totale 4 semaines après leur implantation, sans
réactions visibles envers un corps étranger. Cela est
Intégration tissulaire,
Vascularisation
Biodégradation
Foreign Body
Réaction à un corps
étranger*
FIG. 22 / Vingt quatre semaines après l’implantation, la
membrane Ossix® montre une légère vascularisation
superficielle de la portion exposée de la membrane
S40
BioGide®*
~2–4
semaines
BioMend®*
BioMendExtent®*
~4–8
semaines
VN(1)
~4–8
semaines
Tutodent®*
~ 8 – 16
semaines
VN(2)*
~ 8 – 16
semaines
VN(3)*
~ 16 – 24 semaines
Ossix®*
> 24
semaines
FIG. 23 / La biodégradation prolongée semble être associée à
une intégration tissulaire et une vascularisation diminuées
ainsi qu’à des réactions à un corps étranger.
> OS X Couleur
RECHERCHE
en accord avec les résultats d’une précédente étude
qui a évalué la résorption de BG insérée au hasard et
fixée à l’intérieur de poches créées chirurgicalement
sur des chiens bâtards. Ils montrent une dégradation modérée à sévère de cette membrane de collagène 4 à 8 semaines après son implantation [31]. La
vascularisation rapide et la résorption qui s’ensuit
peuvent s’expliquer par les propriétés d’une membrane poreuse observées pour BG. Cependant, lorsque
l’on utilise cette membrane dans des techniques de
ROG/RTG, cette structure spécifique peut également permettre un transfert de nutriments à travers
la membrane ce qui, derechef, peut améliorer l’environnement pour une régénération osseuse [32]. En
effet, plusieurs études histologiques ont montré que
l’utilisation de la membrane BG en association avec
une matrice d’os minéral poreux avait la capacité de
stimuler une formation importante de nouvel os et
de nouveau cément avec la fixation de fibres de
Sharpey [33-35]. En revanche, la vascularisation et la
biodégradation de collagène bovin de type I sans
liaisons croisées semblent être prolongées. Cela peut
s’expliquer par la structure compacte de TD, offrant
plus de résistance à l’invasion des vaisseaux sanguins. Cependant, une étude précédente évaluant la
résorption d’un collagène bovin de type I sans liaisons croisées après implantation sous-cutanée chez
le rat rapporte que ce matériau est également remplacé
par un tissu conjonctif normal en 42 jours [36]. De
plus, Paul et al. [29] ont démontré que chez l’homme,
on n’observe aucun résidu de collagène bovin de
type I sans liaison croisée exposé intentionellement
après 1 semaine d’implantation. Dans ce contexte,
il faudrait savoir si les données obtenues à partir
d’une étude in vivo menée en sous-cutané peuvent
être transposées à la cavité buccale, sachant qu’il a été
rapporté que plusieurs pathogènes parodontaux tels
que Porphyromonas gingivalis et Treponema denticola
sont capables de produire de la collagénase, favorisant ainsi une résorption prématurée de la membrane [37]. Nos résultats démontrent également que la
vascularisation et la biodégradation de membranes
de collagène à liaisons croisées de façon chimique ou
enzymatique sont nettement plus lentes comparées
aux membranes sans liaisons croisées. Cela est en
accord avec de précédents résultats provenant d’études
scientifique
animales montrant que la dégradation de membranes
de collagène à liaisons croisées est significativement
plus lente par rapport à celle du collagène natif [17, 29].
Cependant, dans le cas des membranes BM, BME
et de la membrane OS, cela s’est accompagné d’une
intégration tissulaire limitée qui se traduit par une
fente séparant la membrane du tissu conjonctif adjacent. Dans l’interprétation de nos résultats, il faut
également signaler que la technique histologique utilisée peut avoir favorisé la séparation du tissu conjonctif en raison de la faible fixation à la structure occlusive.
D’un autre côté, les résultats provenant d’une récente
étude in vitro ont montré que la membrane BM semble être incompatible avec la fixation et la prolifération des fibroblastes du ligament parodontal humain
et des ostéoblastes SaOs-2 humains [30]. Cela est également en accord avec de précédentes études qui ont
souligné que le cross-linking au glutaraldéhyde entraînait une diminution de la biocompatibilité de la
membrane en raison des effets cytotoxiques [38, 39].
Cependant, les résultats provenant d’une étude histologique récente, évaluant BG et BME pour le traitement de déhiscences osseuses péri-implantaires
chez le chien, montrent que les deux membranes de
collagène favorisent la régénération osseuse de façon
significative [40]. En ce qui concerne le cross-linking enzymatique, les résultats obtenus dans une récente étude
in vitro montrent que la membrane OS présente une
fixation et une prolifération cellulaires comparables
à celles de BG et TD [30]. Cependant, l’analyse histologique de l’étude présentée ici révèle une intégration tissulaire limitée de la membrane OS,
soulignant que la fixation cellulaire semble être diminuée dans des conditions in vivo. L’observation selon
laquelle une légère vascularisation superficielle de la
partie exposée de la membrane OS n’est visible qu’au
bout de 24 semaines soulève la question de la biodégradation de cette membrane de collagène. Dans
ce contexte, il est important de souligner les résultats
d’une récente étude clinique et histologique chez
l’homme qui a évalué la membrane OS pour les techniques de ROG en association avec de l’os minéral
bovin déprotéinisé [41]. Ils rapportent que les couches
de collagène de la membrane étaient encore identifiables 7 mois après la cicatrisation. Cependant, l’observation histologique révèle une apposition directe
3
S41
> OS X Couleur
de tissus fibreux et osseux à la surface de la membrane.
Ces résultats sont en accord avec notre observation
montrant que l’intégration tissulaire de la membrane
OS est nettement meilleure 24 semaines après l’implantation. De plus, il est important de souligner que
l’exposition de la membrane a été suivie d’une épithélialisation secondaire totale [41, 42]. Toutes ces données réunies semblent indiquer que d’un point de vue
clinique, la membrane OS pourrait être une membrane de collagène valable pour les techniques de
ROG. En l’état actuel des connaissances les plus
récentes, ce sont les premières données évaluant le
mode de dégradation de collagène porcin de types I
et II croisés chimiquement. Nous avons observé que
le taux de résorption était directement lié au degré de
cross-linking (c’est-à-dire que plus ce degré est élevé,
plus le taux de résorption est lent). En effet, par rapport à la membrane BG sans liaisons croisées, le
cross-linking chimique de VN(1-3) entraîne un temps
de dégradation prolongé. Cependant, dans les cas de
VN(2) et VN(3), les cellules inflammatoires semblent être impliquées dans le processus de biodégradation. Néanmoins, les réactions à un corps
étranger sont aussi observées pour les membranes BM,
BME et TD. Dans ce contexte, il faut souligner qu’une
réaction prononcée à un corps étranger peut empêcher ou compromettre l’intégration du tissu conjonctif, étant donné que la fixation et la prolifération de
fibroblastes ont été rapportées comme étant des précurseurs nécessaires au dépôt de collagène, puis d’intégration tissulaire [43]. En interprétant nos résultats,
il faut également noter que la durée du maintien de
l’espace a été rapportée comme étant un autre facteur
important qui influence fortement le résultat des
techniques de ROG/RTG [6]. D’autres études utilisant des modèles expérimentaux contrôlés in vivo sont
nécessaires pour évaluer l’influence des différentes
propriétés requises pour les membranes telles que
la biocompatibilité, le rôle de barrière, la vascularisation (transfert nutritif), la réaction à un corps étranger, l’intégration tissulaire et la capacité à maintenir
l’espace sur le résultat de la cicatrisation après l’utilisation des techniques de ROG/RTG.
Dans les limites de la présente étude, il a été conclu
que le cross-linking des collagènes de types I et III croisés d’origine bovine et porcine est associé à :
S42
– une biodégradation prolongée ;
– une intégration tissulaire et une vascularisation
diminuées ;
– et, dans le cas des membranes TD, BM, BME,
VN(2) et VN(3), des réactions à un corps étranger. !
Titre original :
Biodegradation of differently cross-linked collagen membranes:
an experimental study in the rat. Clin. Oral Impl. Res.
2005;16:369-378.
Traduit et reproduit avec l’aimable autorisation de Blackwell
Munksgaard.
Merci de ne pas reproduire cet article, quel qu’en soit le motif,
sans l’autorisation de l’éditeur.
REMERCIEMENTS
Nous avons vivement apprécié les talents et la participation de Mme Brigitte Beck pour la préparation des échantillons histologiques. Les
matériaux utilisés pour cette étude ont été gracieusement fournis par
Geistlich Biomaterials, Sulzer Medica, Colla-Tec, Inc ; 3i, Colbar R & D
Ltd., États-Unis.
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Daniel Rothamel, Frank Schwarz, Monika Herten, Jürgen Becker
Département de chirurgie buccale
Westdeutsche Kierferklinik
Université Heinrich Heine
D. 40225 Düsseldorf,
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Martin Sager
Institut de recherche animale
Université Heinrich Heine
Düsseldorf, Allemagne
Anton Sculean
Département de dentisterie opératoire et de parodontologie
Université Johannes-Gutenberg
Mayence, Allemagne
Référencement bibliographique
Cet article peut être recherché ou cité sous la référence suivante :
Rothamel D, Schwarz F, Sager M, Monika M, Sculean A, Becker J.
Biodégradation de membranes de collagène de structure croisée
différente. Une étude expérimentale chez le rat. IMPLANT
2012;N° SPÉCIAL:S33-S43.
S43

Etude comparative CopiOs vs autres

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