Fiche Prestation - IPAM

Fiche Prestation
Imagerie intravitale
macro-micro
Référence : PRE-E-03
Version n°03
Mise à jour le 20/05/2016
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POSSIBILITÉS D'UTILISATION
 Prestation en accès libre
 Prestation de service
 Collaboration
L’utilisateur après avoir reçu une
formation par la plateforme est
autonome.
La plateforme réalise le projet
demandé par l’utilisateur du début
jusqu’à la fin.
La plateforme et l'utilisateur réalisent
un projet en commun.
1. ÉQUIPEMENT CONCERNÉ

Stéréomicroscope M2 Discovery V12 (Zeiss)
Motorisation Z
Zoom optique 10x
Objectifs : 1x/FWD 69mm
20x/NA 0,42/WD 20mm
20x/NA 0,6/WD 12mm
Filtres : DAPI
GFP
Rhodamine
Cy5

Accessoires, modules complémentaires:
Camera sCmos Orca Flash4 (Hamamatsu)
Camera EM-CCD C9100 (Hamamatsu)
Lampe xénon 300W couplée à une roue de filtre motorisée et rapide (Lambda LS + Lambda 10B,
sutter instrument)
Couverture chauffante (Harvard apparatus)
Respirateur et système d’anesthésie isoflurane (TEM)
Electrocardiogramme (Bio Amp et Powerlab, ADInstruments)
Micromanipulateur motorisé (Sutter instrument)
Appareil à iontophorèse, Amplificateur (Sutter instrument)
Appareil de mesure de la tension en oxygène dans les tissus (oxymeter, Unisense)
Système d’acquisition : PC 64-bits windows 7 (Dell)
Logiciels d’acquisition : Metamorph et Metafluor 7.8.9 (Universal imaging, Roper scientific)
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Imagerie intravitale
macro-micro
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2. PRINCIPE ET APPLICATIONS
2.1. Principe général de l’imagerie intravitale macro-micro
Ce stéréomicroscope de fluorescence modifié permet de faire une dissection sous anesthésie gazeuse
puis de faire une imagerie de fluorescence en macroscopie et en microscopie.
Ce système permet une imagerie intégrative à résolution cellulaire (jusqu'à 1µm) chez le petit animal
anesthésié. L’utilisation d’objectifs à très grande distance de travail permet une imagerie en profondeur dans
l’animal mais également la mise en place d’un système de perfusion indispensable au maintien de l’intégrité des
tissus et de micromanipulateurs (injections, mesures d’activités électriques,…) à la surface du tissu d'intérêt (image
à épi-fluorescence).
L’utilisation d’une caméra refroidie EM-CCD permet de faire une imagerie rapide à haute résolution.
Avantages :
Pluridisciplinarité
Dissection et imagerie sur le même système
Imag
Imagerie rapide (caméra EMCCD)
2.2. Domaines d'applications

Imagerie dynamique in vivo en macroscopie (+/- fluorescence)
Imagerie de fluorescence dynamique in vivo en microscopie à résolution subcellulaire (flux sanguin,
cinétiques de diffusion, tracking de molécules)

Imagerie calcique

Enregistrements électro physiologiques

Enregistrements PO2

…
Ces systèmes d’imagerie sont également adaptés à l’imagerie in vitro (cuve thermostatée) sur tranches de
tissu frais.

3. GESTION DU PROJET
3.1. Prérequis
1. L’ensemble des protocoles d’expérimentation in vivo doit avoir été déclaré et justifié avant leur mise en
œuvre auprès du préfet par l'expérimentateur titulaire d'une attestation de formation à l’expérimentation
animale. Il faut donc fournir les autorisations relatives à l’étude au responsable de l’animalerie où est réalisée
l’expérimentation : l'hébergement des souris a lieu au sein de l'animalerie de l'IGF.
2. Les consommables de bases nécessaires à la mise en œuvre de la prestation (anesthésique, sérum
physiologique, EPI...) sont fournis par la plateforme et sont inclus dans le coût de la prestation.
Les consommables et produits biologiques spécifiques à un projet particulier devront être fournis par
l'utilisateur. La qualité des produits fournis sont de la responsabilité de l'utilisateur. Dans le cas contraire, la
plateforme ne saurait être tenue responsable de résultats non-conformes. Le mode d'administration et les
éventuelles informations spécifiques associées à ces produits (toxicité, ...) devront être indiqués au personnel de la
plateforme.
3. L’utilisateur peut faire signer un accord de confidentialité au personnel IPAM s’il le souhaite.
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3.2. Descriptif des étapes du projet
Vous pourrez suivre l’avancement du traitement de vos échantillons auprès du responsable technique du
plateau concerné. Tout au long de la prestation, les différentes étapes seront validées au fur et à mesure par
l’opérateur correspondant.
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3.3. Restitution des résultats
Les résultats sont disponibles sous forme de fichiers aux formats: ".tiff", ".stk", ".txt", ".xls", via un serveur sftp
protégé par mot de passe (modalités d’accès communiquées par mail une fois les résultats disponibles).
3.4. Condition et durée de conservation des résultats
Afin d’éviter tout risque de perte des données brutes, dès leur acquisition et avant tout traitement
informatique, ces dernières sont conservées sur un serveur de stockage. L’accès au serveur de stockage est
protégé par un mot de passe et limité au personnel de la plateforme.
La plateforme s’engage à sauvegarder les résultats, images et données obtenus sur la plateforme pendant
1 an après la fin du projet. Passé ce délai, toutes ces informations seront supprimées.
4. CONDITIONS AMBIANTES
L'enregistrement des signaux fluorescents se réalise en semi-obscurité.
5. CONTROLES QUALITÉS
5.1. Contrôles qualité des équipements
- Les filtres à charbon de l’appareil d'anesthésie sont pesés tous les 2 mois et changés si nécessaire par le
responsable du système.
- La lampe Xénon est changée par le responsable technique au bout de 1000h d'utilisation.
- Le système d'anesthésie est contrôlé et l'évaporateur d'isoflurane est calibré une fois par an par la société
Anesteo.
- La linéarité du gain et le temps d’acquisition de la caméra EMCCD sont contrôlés tous les 6 mois.
- Un contrôle général du stéréomicroscope (zoom optique,…) est réalisé 1 fois par an.
5.2. Contrôles qualité de la prestation
Tout au long de la prestation, des contrôles sont réalisés par le personnel habilité pour vérifier le bon
déroulement des différentes étapes en imagerie :
- Selon le protocole défini par l’utilisateur, l’état général des animaux est contrôlé et les traitements éventuels
des animaux sont suivis et appliqués sur des animaux randomisés.
- L'anesthésie est vérifiée par pincement de la patte et réajustée en fonction d'une éventuelle réaction de
l'animal et/ou en fonction des données du monitoring.
- Les constantes vitales de l'animal sont mesurées et/ou contrôlées tout au long de l'expérimentation in vivo.
Seuls les animaux présentant des valeurs correctes de fréquence respiratoire, de fréquence cardiaque, de
température corporelle et de saturation des gaz du sang sont utilisés.
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- Le logiciel d'acquisition permet de sauvegarder et de réutiliser des paramètres spécifiques pour vérifier les
niveaux des signaux fluorescents d'un animal à l'autre.
- Pour vérifier l'intégrité d'un tissu après dissection et la stabilité du niveau de perfusion, des données
spécifiques sont vérifiées lors d'une imagerie et/ou d'une analyse rapide (par exemple mesures de flux,…) en
début et en fin d'expérimentation.
6. HYGIÈNE ET SÉCURITÉ
Règles Hygiène et Sécurité du laboratoire d’accueil du plateau technique
La plateforme informe ses utilisateurs lors de la 1 ère formation des règles Hygiène et Sécurité à respecter en
vigueur du laboratoire d’accueil. Les documents s’y rapportant sont accessibles sur demande auprès du personnel
de la plateforme.
Fiches Hygiène et Sécurité propres à l’équipement
Des fiches Hygiène et Sécurité afférentes à chaque équipement sont affichées à côté de l’équipement
concerné.
7. PRESTATIONS COMPLÉMENTAIRES DISPONIBLES
Pour faire suite à cette prestation, la plateforme peut vous proposer des prestations et des
développements complémentaires dans les domaines suivants :

Imagerie optique de fluorescence intravitale mono et biphotonique (IGF)

Bioluminescence (IRCM)

SPECT/CT (IRCM)

Echographie haute résolution (ADV)

Analyse d’images (IGF)
Pour plus de renseignements, veuillez consulter notre site internet : www.ipam.cnrs.fr