Chapitre 2.2.6.

Transcription

Chapitre 2.2.6.

CHAPITRE 2.2.6.
PARATUBERCULOSE
(Maladie de Johne)
RÉSUMÉ
La paratuberculose (Maladie de Johne) est une entérite chronique des ruminants causée par
Mycobacterium avium subsp paratuberculosis (M. paratuberculosis) (34).
Identification de l’agent pathogène : Le diagnostic de la paratuberculose est divisé en deux
parties : le diagnostic de la maladie clinique et la détection de l’infection subclinique. La dernière
est essentielle pour le contrôle de la maladie sur le terrain, au niveau national ou international.
Le diagnostic de la paratuberculose repose sur les signes cliniques confirmés par la mise en
évidence de M. paratuberculosis dans les fèces par microscopie, par culture ou par l’utilisation de
sondes ADN et la réaction d’amplification en chaîne par polymérase (PCR). Le diagnostic est fait à
l’autopsie par la découverte de lésions pathognomoniques de la maladie dans les intestins, soit
macroscopiques avec la démonstration d’organismes acido-alcoolo-resistants typiques sur frottis
des lésions soit histologiquement et par isolement de M. paratuberculosis en culture.
La détection de l’infection subclinique repose sur la détection d’anticorps spécifiques par sérologie,
ou la culture de M. paratuberculosis à partir des fèces ou des tissus récoltés à l’autopsie, ou la
démonstration de la réponse à médiation cellulaire par l’utilisation de la recherche de l’interféron
gamma. Le choix de l’épreuve dépend des circonstances et du degré de sensibilité requis au
niveau individuel ou du troupeau.
La culture de M. paratuberculosis peut être obtenue à partir des fèces ou des tissus, après
traitement pour éliminer les contaminants, par inoculation sur des milieux artificiels avec et sans le
facteur de croissance spécifique, la mycobactine, qui est essentielle pour la croissance de
M. paratuberculosis.
Épreuves sérologiques : Le problème le plus important dans le contrôle de la paratuberculose est
la difficulté de détecter les ruminants ayant une infection subclinique. Les épreuves sérologiques
communément utilisées pour la paratuberculose chez les bovins sont la fixation du complément
(FC), la réaction immuno-enzymatique (ELISA) et l’immunodiffusion en gélose. La sensibilité et la
spécificité sont souvent déterminées par référence aux résultats de la culture des fèces, qui a une
sensibilité inconnue chez les bovins infectés subcliniquement. Quand elles sont utilisées pour
confirmer le diagnostic de la paratuberculose chez des vaches ayant des signes cliniques typiques,
certaines épreuves, par exemple le test de FC et l’ELISA absorbée, sont très performantes.
Spécifications applicables aux vaccins et aux produits biologiques à usage diagnostique :
Les vaccins contre la paratuberculose peuvent être des bactéries vivantes atténuées ou tuées. Soit
un adjuvant est incorporé dans les vaccins, soit ils sont lyophilisés et mis en présence d’un
adjuvant lors de la reconstitution. La numération des bactéries est difficile et le contenu bactérien
des vaccins peut être basé sur le poids, tandis que l’activité du vaccin peut être évaluée par
l’analyse des lots en sensibilisant des cobayes.
La sécurité des vaccins ou une toxicité anormale peuvent aussi être testées chez les cobayes.
Pour les épreuves cutanées, la tuberculine aviaire et la johnine sont des dérivés protéiques purifiés
(PPD pour Purified Protein Derivatives) d’une culture de M. paratuberculosis ou de M. avium traitée
par la chaleur, respectivement. Pour ce qui est du contenu en PPD, la johnine est standardisée par
essai chimique et son activité biologique est identifiée chez des cobayes sensibilisés avec
M. paratuberculosis. L’activité de la tuberculine aviaire est déterminée chez des cobayes
sensibilisés avec M. avium par comparaison avec une préparation de référence calibrée en unités
internationales.
390
Manuel terrestre de l’OIE 2005
Chapitre 2.2.6. — Paratuberculose (Maladie de Johne)
A. INTRODUCTION
Mycobacterium avium subspecies paratuberculosis (M. paratuberculosis) est un organisme d’abord observé par
Johne et Frothingham en 1895. M. paratuberculosis cause la paratuberculose ou maladie de Johne, une infection
intestinale granulomateuse. D’abord reconnue chez les bovins puis chez les moutons et plus tard chez les
chèvres, la paratuberculose est trouvée le plus souvent chez les ruminants domestiques et sauvages et sa
distribution est mondiale. La maladie a aussi été rapportée chez les chevaux, les porcs, les cerfs et les alpagas et
récemment chez les lapins, l’hermine, le renard et la belette (3, 10). Dans les conditions naturelles, la maladie
chez les bovins s’étend par ingestion de M. paratuberculosis à partir de l’environnement contaminé. La maladie
persiste après l’introduction d’animaux infectés. L’infection peut se propager verticalement au fœtus (16) et les
spermatozoïdes peuvent être infectés par l’organisme (31). La source primaire de l’infection chez les veaux est le
lait de vaches infectées ou le lait qui est contaminé par les fèces de bovins malades.
L’identification de M. paratuberculosis repose sur son besoin en mycobactine et sa pathogénicité chez l’hôte. La
dépendance en mycobactine a longtemps été utilisée comme un caractère taxonomique pour M. paratuberculosis
car la plupart des mycobactéries sont capables de fabriquer de la mycobactine par eux-mêmes. Cependant,
Mycobacterium paratuberculosis, M. silvaticum et certains isolements primaires de M. avium n’ont pas cette
capacité, et ils exigent de la mycobactine pour se développer au laboratoire. Aussi, l’exigence en mycobactine
n’est pas limitée à M. paratuberculosis ; cette caractéristique existe à différents degrés au sein du groupe M.
avium (33).
Les signes cliniques de la paratuberculose sont un amaigrissement lent et progressif et une diarrhée, qui est
d’abord intermittente, devenant progressivement plus sévère jusqu’à être constamment présente chez les
bovins (9). La diarrhée est moins commune chez les petits ruminants.
Les lésions précoces surviennent dans les parois de l’intestin grêle et les nœuds lymphatiques mésentériques
drainant, l’infection étant limitée à ces sites pendant cette phase. Comme la maladie progresse, des lésions
macroscopiques apparaissent dans l’iléon, le jéjunum, l’intestin grêle terminal, le caecum et le colon, et dans les
nœuds lymphatiques mésentériques. M. paratuberculosis est présent dans les lésions et dans tout le corps, à la
phase terminale. Les lésions intestinales sont responsables d’une perte de protéine et d’un syndrome de
malabsorption des protéines, qui conduit à une fonte musculaire. Les signes cliniques apparaissent
habituellement d’abord chez les jeunes adultes, mais la maladie peut apparaître chez l’animal à n’importe quel
âge pendant 1 à 2 ans.
Quelques semaines après l’infection, une phase de multiplication de M. paratuberculosis commence dans les
parois de l’intestin grêle. Suivant la résistance de l’individu, l’infection est éliminée ou l’animal reste infecté
comme porteur sain. La proportion des animaux dans cette catégorie est inconnue. Une phase plus tardive de
multiplication des organismes chez une partie des porteurs conduit à l’extension des lésions, à des troubles du
métabolisme de l’intestin et à des signes cliniques de la maladie. Les porteurs d’infection subclinique excrètent un
nombre variable de M. paratuberculosis dans les fèces. Dans la plupart des cas, un plus grand nombre
d’organismes est excrété du fait du développement de la maladie clinique.
L’hypersensibilité de type retardé (HSR) est détectable précocement au cours de l’infection et reste présente
dans une proportion de porteurs infectés subcliniquement, mais comme la maladie progresse, l’HSR diminue et
peut être absente dans les cas cliniques. Les anticorps sériques sont détectables plus longtemps que l’HSR. Ils
peuvent aussi être présents chez les porteurs guéris. Les anticorps sériques sont présents plus constamment et
ont des titres plus élevés quand les lésions deviennent plus étendues, reflétant la quantité d’antigène présente.
Chez les moutons, il peut y avoir une réponse sérologique détectable dans les cas cliniques.
D’autres maladies et infections mycobactériennes, incluant la tuberculose bovine et aviaire, provoque une HSR et
la présence d’anticorps sériques. Il s’ensuit donc que ces maladies ont besoin d’être différenciées de la
paratuberculose et de l’infection à M. paratuberculosis, cliniquement et par l’emploi d’épreuves de diagnostic
spécifiques. L’exposition aux mycobactéries saprophytes de l’environnement peut aussi sensibiliser le cheptel,
avec pour conséquence une réaction HSR non spécifique.
Les animaux vaccinés contre la paratuberculose développent une HSR et des anticorps sériques. La vaccination
est une aide à la prévention de la maladie clinique, mais ne prévient pas nécessairement l’infection. Elle interfère
aussi avec les programmes de diagnostic et de contrôle de la tuberculose bovine. Aussi, s’il est nécessaire de
faire un diagnostic de l’infection chez les animaux vaccinés, seules les épreuves pour détecter
M. paratuberculosis dans les fèces peuvent être utilisées (14).
Chez les animaux individuels, surtout dans une ferme dans laquelle la maladie n’a pas encore été diagnostiquée,
un essai de diagnostic clinique doit être confirmé par des épreuves de laboratoire. Cependant, un diagnostic
définitif ne peut être garanti sur des signes cliniques seuls que si ceux-ci sont typiques et s’il est établi que la
391
maladie est présente dans le troupeau. La confirmation de la paratuberculose dépend de la découverte soit de
lésions macroscopiques avec démonstration d’organismes acido-alcoolo-résistants typiques sur un frottis, soit
dans des lésions microscopiques pathognomoniques et l’isolement en culture de M. paratuberculosis.
B. TECHIQUES DE DIAGNOSTIC
Pour diagnostiquer la présence de paratuberculose chez un animal individuel cliniquement suspect, un certain
nombre d’épreuves de laboratoire peut être utilisé comprenant : des frottis sur fèces, la culture de tissu et de
fèces, les sondes ADN utilisant des fèces ou des tissus, la sérologie, l’autopsie et l’histologie.
Les tests sur troupeaux pour détecter l’infection subclinique sont effectués pour déterminer la prévalence de
l’infection, habituellement afin des mesures de contrôle soient instituées. Comme aucune épreuve n’est sensible
ou spécifique à 100 %, le contrôle de la maladie au moyen de réagissants positifs dépend de la répétition des
épreuves à 6 mois ou 1 an d’intervalle sur un certain nombre d’années et l’élimination des réagissants aux
épreuves sérologiques ou à l’excrétion fécale ; l’élimination de la descendance des femelles réagissantes est
aussi considérée comme très prudente. Toutefois, même ces procédés ne sont pas toujours couronnés de
succès sans changement dans l’hygiène et la conduite du troupeau afin de réduire la transmission de l’infection
au sein du troupeau (2).
1.
Identification de l’agent pathogène
a)
Autopsie
La paratuberculose ne peut pas être diagnostiquée sur un examen superficiel des intestins pour observer
des signes d’épaississement. Les intestins doivent être ouverts du duodénum au rectum pour exposer la
muqueuse. Il n’y a pas de corrélation étroite entre la sévérité des signes cliniques et l’étendue des lésions
intestinales. La muqueuse, surtout celle de l’iléon terminal, est inspectée pour la corrugation et
l’épaississement pathognomonique. Les lésions précoces sont observées en maintenant l’intestin à la
lumière, quand des plaques discrètes peuvent être visualisées. Les nœuds lymphatiques mésentériques
peuvent être hypertrophiés et oedémateux. Les frottis de la muqueuse affectée et les sections des nœuds
lymphatiques doivent être colorés par la méthode de Ziehl-Neelsen et examinés au microscope pour les
organismes acido-alcoolo-résistants, qui ont la morphologie caractéristique de M. paratuberculosis.
Cependant, les organismes acido-alcoolo-résistants ne sont pas présents dans tous les cas. Le diagnostic
est donc mieux confirmé par la récolte de multiples échantillons de paroi intestinale et de nœuds
lymphatiques mésentériques fixés (solution de formol à 10 %) pour l’histologie. Les sections colorées par
l’haematoxylin-éosine et les sections colorées par le Ziehl-Neelsen doivent être examinées. Les lésions
pathognomoniques consistent en l’infiltration de la lamina propria, les plaques de Peyer et le cortex des
nœuds lymphatiques mésentériques avec de nombreuses cellules épithélioïdes de coloration pâle et des
cellules géantes de Langhans multinuclées dans lesquelles des bacilles acido-alcoolo-résistants disposés
en amas ou isolés sont habituellement, mais pas toujours, trouvés. Les cellules géantes de Langhans ne
sont pas rares et contiennent quelques organismes.
Les lésions chez les moutons et les chèvres sont semblables à celles observées chez les bovins. Souvent, il
y a seulement un léger épaississement et une inflammation de la muqueuse, mais parfois des nodules de
caséification et de calcification se forment dans l’intestin et les nœuds lymphatiques associés.
L’hypertrophie des nœuds lymphatiques mésentériques est observée chez l’alpaca. Quelque fois la forme
pigmentée de la paratuberculose est observée chez le mouton.
b)
Bactériologie (microscopie)
Les frottis de fèces colorés par la coloration de Ziehl-Neelsen sont examinés au microscope. Un diagnostic
de paratuberculose peut être fait si des amas (3 organismes ou plus) de bacilles petits (0,5 à 1,5 µm)
fortement acido-alcoolo-resistants sont trouvés. La présence de bacilles acido-alcoolo-resistants isolés en
absence d’amas n’indique pas un diagnostic définitif. Les désavantages de cette épreuve sont que
seulement environ 1/3 des cas peuvent être confirmés sur l’examen microscopique d’un seul échantillon de
fèces.
c)
Bactériologie (culture)
L’infection à Mycobacterium paratuberculosis implique principalement la partie basse de l’intestin grêle et le
caecum adjacent. Les organismes Mycobacterium paratuberculosis sont beaucoup plus nombreux que les
autres bactéries dans les spécimens de fèces et de tissu intestinal.
392
Les colonies primaires de M. paratuberculosis peuvent apparaître n’importe quand de 5 à 14 semaines
1
après l’inoculation. Les colonies primaires sur le milieu de Herrold contenant de la mycobactine sont très
petites (1 mm de diamètre) incolores, translucides et hémisphériques. Leurs bords sont ronds et uniformes,
et leurs surfaces sont lisses et brillantes. Les colonies deviennent plus opaques et augmentent en taille
(4 ou 5 mm) quand l’incubation continue. La morphologie des colonies change avec l’âge de lisse à
rugueuse et d’hémisphérique à mamelonnée (32).
Rare, la souche de mouton pigmentée jaune brillant se développe difficilement sur milieu artificiel. Il a été
rapporté que les souches de mouton non pigmentées poussaient moins bien que les souches de bovin, et
aucune culture ne doit être éliminée comme négative sans une incubation prolongée.
Pour l’identification de M. paratuberculosis, un petit inoculum de colonies suspectes doit être repiqué sur le
même milieu avec et sans mycobactine, pour mettre en évidence la dépendance en mycobactine (l’épreuve
n’est pas valable si un grand nombre de bacilles est présent).
Deux méthodes basiques sont utilisées pour la culture de M. paratuberculosis à partir d’échantillons
cliniques : la méthode utilisant l’acide oxalique et la soude pour la décontamination et le milieu de
Lowenstein-Jensen pour la culture, et la méthode utilisant le CCP (chlorure de cétylpyridinium) pour la
décontamination en combinaison avec le milieu de Herrold pour la culture. Les deux milieux contiennent de
la mycobactine.
•
Milieux
Exemples de milieux appropriés :
i)
Milieu de Herrold au jaune d’œuf avec mycobactine (19)
Pour 1 litre de milieu : 9 g de peptone ; 4,5 g de chlorure de sodium ; 2,7 g d’extrait de bœuf ; 27 ml de
glycérine ; 4,1 g de pyruvate de sodium ; 15,3 g de gélose ; 2 mg de mycobactine ; 870 ml d’eau
distillée ; 6 jaunes d’œuf (120 ml) ; et 5,1 ml d’une solution aqueuse de vert malachite à 2 %. Mesurer
les 6 premiers ingrédients et les dissoudre par chauffage dans l’eau distillée. Ajuster le pH du milieu
liquide à 6,9-7,0 en utilisant de la soude à 4 % et tester pour s’assurer que le pH de la phase solide
soit de 7,2 à 7,3. Additionner la mycobactine dissoute dans 4 ml d’alcool éthylique. Autoclaver à
2
121°C pendant 25 min. Refroidir à 56°C et ajouter aseptiquement les 6 jaunes d’œuf stériles et la
solution de vert malachite stérile. Agiter doucement et distribuer dans des tubes stériles
Il est possible d’additionner 50 mg de chloramphénicol, 100 000 d’unités de pénicilline et 50 mg
d’amphotéricine B.
ii)
Milieu de Dubos modifié (28)
Pour 1 litre de milieu : 2,5 g d’acides casamine Difco ; 0,3 g d’asparagine ; 2,5 g de phosphate
disodique anhydre ; 1 g de phosphate monopotassique ; 1,5 g de citrate de sodium ; 0,6 g de sulfate
de magnésium cristallisé ; 25 ml glycérine ; 50 ml d’une solution à 1 % de Tween 80 ; et 15 g de
gélose. Dissoudre chaque sel dans l’eau distillée avec un minimum de chauffage et compléter à
800 ml. Ajouter la mycobactine en solution alcoolique à 0,05 % (2 mg dissout dans 4 ml d’alcool
éthylique) chauffer le milieu à 100°C à la vapeur, et ensuite stériliser par autoclavage à 115°C pendant
15 min. Refroidir à 56°C dans un bain d’eau, ajouter les antibiotiques (100 000 U de pénicilline ; 50 mg
de chloramphénicol ; et 50 mg d’amphotéricine B et le sérum (200 ml de sérum bovin stérilisé par
filtration à travers un filtre Seitz « EX » et inactivé par la chaleur à 56°C pendant 1 h). Le milieu est
conservé parfaitement mélangé et ensuite distribué dans des tubes stériles. Un avantage de ce milieu
est qu’il est transparent ce qui facilite la détection précoce des colonies
1
2
iii)
Milieux de Middlebrook 7H9, 7H10 et 7H11 (Difco) et milieu 7H12 Bactec enrichis avec de la
mycobactine dans la même proportion que pour le milieu de Herrold peuvent aussi être utilisés.
L’avantage de ces milieux est qu’ils sont transparents ce qui facilite la détection précoce des colonies.
iv)
Milieu de Löwenstein-Jensen avec ou sans mycobactine (13).
La mycobactine peut être obtenue commercialement (mycobactine J) auprès de Allied Monitor, P.O. Box 71, 201 Golden
Drive, Fayette, MO 65248, États-Unis d’Amériques, ou de la Société Synbiotics, 299 av. Jean Jaurès, 69007 Lyon,
France.
Utiliser des œufs frais de moins de 2 jours d’un élevage qui n’a pas reçu d’antibiotiques. Avec une brosse, frotter les œufs
avec de l’eau contenant un détergent. Rincer avec de l’eau et mettre les œufs dans de l’alcool à 70° pendant 30 min.
Sécher entre 2 serviettes stériles. Avec des pinces stériles, casser une extrémité de la coquille de l’œuf, faire un trou
d’environ 10 mm, et enlever le blanc d’œuf avec les pinces et par gravité. Agrandir le trou et casser le jaune. Mélanger les
jaunes d’œuf en faisant tournoyer les pinces et enlever le sac du jaune. Verser les jaunes d’œufs mélangés dans le
milieu.
393
•
Préparation de l’échantillon
Bien que la culture fécale soit techniquement difficile et longue à réaliser, c’est encore une bonne méthode
pour le diagnostic de la paratuberculose chez les animaux vivants. C’est la seule épreuve qui ne donne pas
de résultats faussement positifs (100 % de spécificité). Elle détectera des animaux infectés de 6 mois ou
plus avant qu’ils ne développent des signes cliniques, et pendant la phase clinique sa sensibilité approche
100 %.
•
Procédé pour les échantillons de tissu
Les conservateurs chimiques ne doivent pas être utilisés. Les tissus peuvent être congelés à –20°C.
Pour éviter les contaminations, les fèces doivent être rincés à partir des portions du tractus digestif
avant l’envoi au laboratoire.
i)
Digestion des tissus
Approximativement 4 g de muqueuse de la valvule iléo-cæcale ou 4 g de nœuds lymphatiques
mésentériques sont placés dans un mixeur stérile contenant 50 ml de trypsine (2,5 %). Le mélange est
ajusté à la neutralité en utilisant de la soude à 4 % et un papier pH, et agité pendant 30 min à la
température du laboratoire sur un agitateur magnétique. Le mélange digéré est filtré sur une gaze. Le
filtrat est centrifugé à approximativement 2 000 à 3 000 g pendant 30 min. Le surnageant liquide est
décanté et mis de côté.
ii)
Décontamination de l’inoculum
Le culot est remis en suspension dans 20 ml de CCP à 0,75 % et maintenu sans remuer pendant
18 h à la température du laboratoire. Les particules qui se déposent dans le fond du tube vont être
utilisées comme inoculum et prélevées à la pipette sans remuer le surnageant liquide. D’autres
méthodes de décontamination peuvent être utilisées, tel que le traitement avec l’acide oxalique à 5 %.
iii)
Inoculation des milieux de culture et incubation
Approximativement 0,1 ml d’inoculum est transféré sur chacune des 3 pentes du milieu de Herrold
contenant de la mycobactine et 1 pente de milieu de Herrold sans mycobactine. L’inoculum est
distribué uniformément sur la surface des pentes. Les tubes sont laissés dans une position inclinée à
37°C pendant environ 1 semaine avec les capsules à vis desserrées.
Les tubes sont remis dans une position verticale quand l’humidité des pentes s’est évaporée. Les
capsules sont resserrées et les tubes sont placés dans des paniers dans une étuve à 37°C.
Les œufs dans le milieu de Herrold contribuent, grâce à suffisamment de phospholipides, à neutraliser
l’activité bactéricide du CCP résiduel de l’inoculum. Les autres milieux (Dubos modifié et Middlebrook)
n’ont pas cette propriété. D’autres traitements peuvent être utilisés pour la décontamination des
échantillons, par exemple l’acide oxalique à 5 %.
Le CCP est relativement inefficace dans le contrôle du développement des contaminants fungiques.
Merkal & Richards ont montré que l’amphotéricine B (fungizone) (22) permet de contrôler efficacement
l’envahissement fungique des milieux inoculés. La fungizone peut être incorporée dans le milieu de
Herrold à une concentration finale de 50 µg par ml de milieu. En raison de la perte d’activité fungique,
le stockage des milieux de Herrold contenant de la fungizone doit être limité à 1 mois à 4°C.
Les pentes sont incubées pendant 15 à 20 semaines et observées toutes les semaines à partir de la
6e semaine.
•
Procédé pour les échantillons de fèces
Aucun réfrigérant ou conservateur chimique n’est utilisé. Les échantillons de fèces peuvent être
congelés à –70°C.
i)
Suspension et décontamination des fèces
1 g de fèces est transféré dans un tube de 50 ml contenant 20 ml d’eau distillée stérile. Le mélange est
agité pendant 30 min à la température du laboratoire. Les particules les plus grosses sont décantées
pendant 30 min 5 ml de la phase supérieure de la suspension de fèces sont transférés dans un tube
de 50 ml contenant 20 ml de HPC. Le tube est retourné plusieurs fois pour assurer une distribution
uniforme et maintenu sans remuer pendant 18 h à la température du laboratoire.
ii)
Inoculation des milieux de culture
0,1 ml de sédiment non agité est transféré sur chacune des 4 pentes de milieu de Herrold, 3 avec
mycobactine et 1 sans mycobactine. Un frottis peut être réalisé à partir du sédiment et coloré par la
méthode de Ziehl-Neelsen.
iii)
Incubation et observation des pentes
La même que pour les échantillons de tissus.
394
Des variations dans les méthodes ci-dessus ont été décrites (4, 15, 21, 24, 27, 38, 39). La sensibilité de la
culture peut être améliorée en utilisant des milieux liquides et la centrifugation plutôt que la sédimentation.
La méthode de double incubation aide à la décontamination de l’inoculum (30).
Une technique plus rapide pour l’isolement de M. paratuberculosis emploie un système de détection basé
sur la radiométrie, le Bactec 460. La culture des mycobactéries est mesurée par la libération au cours du
métabolisme bactérien du 14CO2 à partir du palmitate marqué. Cependant comme ce système est basé sur
la radioactivité, il n’est pas utilisable dans certains laboratoires et a été supprimé progressivement dans
d’autres. Récemment 3 autres méthodes rapides basées sur la fluorescence ont été introduites, le système
Bactec 960, le système MGIT (Mycobacterial Growth Indicator Tube) (Becton Dickinson) et le système
MBBact (Organon Technica). De sérieux problèmes ont été rencontrés, durant les expériences initiales au
cours desquelles ces méthodes étaient testées sur des échantillons de fèces, dus à l’envahissement par
d’autres bactéries (formes sporulées et champignons) ; cependant ces méthodes ont été mises au point et
sont maintenant utilisées avec succès dans beaucoup de laboratoires.
d)
Sondes ADN
Les sondes ADN sont développées ce qui permet de détecter M. paratuberculosis dans des échantillons et
d’identifier rapidement des isolats bactériens (8, 20). Elles ont été utilisées pour distinguer M.
paratuberculosis des autres mycobactéries, spécialement celles du groupe avium.
McFadden et al ont identifié une séquence (17, 18), nommé IS900, qui est une séquence d’insertion
spécifique pour M. paratuberculosis. Il a été rapporté qu’un petit nombre d’isolats autres que
M. paratuberculosis ont donné des produits amplifiés de même taille que ceux attendus pour
M. paratuberculosis. La digestion par une enzyme de restriction peut être appliquée à des produits
IS900 positifs pour confirmer que leur séquence est compatible avec M. paratuberculosis (5). L’utilisation de
l’IS900 comme sonde ADN pour l’identification de M. paratuberculosis dans les échantillons de fèces de
bovins par amplification enzymatique de l’ADN utilisant la réaction d’amplification en chaîne par polymérase
(PCR) a été décrite (36). Un test diagnostic commercialisé basé sur la détection des séquences
IS900 suivant l’isolement de mycobactérie à partir d’échantillons de fèces et l’enrichissement d’une fraction
d’ADN à partir des séquences IS900 par PCR a été développé. Le test est disponible sous la forme d’une
3
trousse de diagnostic appropriée pour l’utilisation dans les laboratoires. Il a une sensibilité diagnostic
médiocre comparé à la culture fécale. Une autre trousse de diagnostic, PCR Adiavet Paratb, est maintenant
3
disponible .
2.
Épreuves sérologiques
Les épreuves sérologiques communément utilisées pour la paratuberculose chez les bovins sont la fixation du
complément (FC), la réaction immuno-enzymatique (ELISA) et l’immunodiffusion en gélose (IDG) (29)
correspondant à l’immunité humorale, et l’interféron gamma correspondant à l’immunité cellulaire.
a)
Le test de fixation du complément
Le test de FC a été le test standard utilisé chez les bovins pendant de nombreuses années. Le test de FC
donne de bons résultats chez les animaux cliniquement suspects, mais il n’a pas une spécificité suffisante
pour permettre son utilisation sur l’ensemble du cheptel dans un but de contrôle. Néanmoins, il est souvent
demandé par les pays qui importent des bovins. Des techniques variées du test de FC sont
utilisées internationalement. Un exemple de microméthode pour réaliser la fixation du complément est
donné ci-dessous :
3
i)
L’antigène est un extrait aqueux de bactérie à partir duquel les lipides ont été éliminés (souche
M. paratuberculosis 316F). M. avium D9 peut aussi être utilisée.
ii)
Tous les sérums sont inactivés dans un bain-marie à 60°C pendant 30 min et dilués à 1/4, 1/8, et
1/16. Un sérum témoin positif et un sérum témoin négatif doivent être inclus dans chaque plaque. Les
témoins suivants sont aussi préparés : un témoin antigène, un témoin complément et un témoin du
système hémolytique.
iii)
Reconstitué, le complément lyophilisé est dilué pour contenir 6 fois H50 (50 % d’hémolyse) comme il
est calculé par titrage de l’antigène.
iv)
Les hématies de mouton ; 2,5 %, sont sensibilisées avec 2 unités de H100 d’hémolysine.
v)
Toutes les dilutions et réactifs sont préparés dans du tampon véronal calcium/magnésium ; un volume
de 25 µl de chaque réactif est utilisé dans des plaques de microtitration à fond rond de 96 puits.
Trousse de diagnostic Sonde ADN IDEXX pour la détection de M. paratuberculosis ou la trousse de diagnostic PCR
paratb. Adiavet.
395
b)
vi)
La première incubation est à 4°C pendant une nuit et la seconde incubation est à 37°C pendant
30 min.
vii)
Lecture et interprétation des résultats : les plaques peuvent être laissées pour sédimenter ou
centrifugées et lues comme suit : 4+ = 100 % de fixation, 3+ = 75 % de fixation, 2+ = 25 % de fixation
et 0 = hémolyse complète. Le titre du sérum testé est donné comme la réciproque de la dilution la plus
élevée du sérum donnant 50 % de fixation. Une réaction de 2+ à 1/8 est considérée comme positive.
Les résultats doivent être interprétés en relation avec les signes cliniques et autres observations du
laboratoire.
Méthode immuno-enzymatique
L’ELISA est, à présent, l’épreuve la plus sensible et la plus spécifique pour les anticorps sériques de
M. paratuberculosis. Sa sensibilité est comparable à celle de la fixation du complément dans les cas
cliniques, mais est plus grande que celle de la fixation du complément chez les porteurs infectés
subcliniquement. La spécificité de l’ELISA est augmentée par l’absorption des sérums par M. phlei.
L’ELISA absorbé, étudié par Yokomizo et al (43, 44) et modifié par Milner et al (23) a été développé dans
une trousse de diagnostic commercialisée par Cox et al (6). Cette trousse de diagnostic a été évaluée par
Ridge et al (25), qui ont trouvé, chez les bovins, une sensibilité de 88,3 % dans les cas cliniques et de
48,8 % dans les cas subcliniques, et une spécificité de 99,8 % et chez les moutons, une sensibilité de 35 à
54 % et une spécificité de 98,2 à 98,5 %. Cependant, d’autres auteurs ont trouvé une sensibilité et une
spécificité plus basses (40).
L’ELISA absorbé combine la sensibilité de l’ELISA avec la spécificité additionnelle d’une étape d’absorption.
Les sérums à être testés sont dilués avec du tampon contenant un antigène de M. phlei soluble avant d’être
testés dans un ELISA indirect. Ce procédé élimine les réactions croisées des anticorps non spécifiques.
Dans les premières versions, le sérum était absorbé avec M. phlei entier, qui était éliminé par centrifugation
préalablement à l’épreuve.
Une plaque de microtitration a été développée dans laquelle l’antigène de M. paratuberculosis est tapissé
dans les 96 puits de la plaque. Les échantillons sont dilués dans un diluant contenant M. phlei pour éliminer
les réactions croisées. Pendant l’incubation des échantillons dilués dans les puits sensibilisés, les anticorps
spécifiques de M. paratuberculosis forment un complexe avec les antigènes qui tapissent les parois. Après
lavage le matériel non fixé est éliminé des puits, l’immunoglobuline anti-bovin marquée à la peroxydase de
raifort (HPRO) est ajoutée. Les réactions avec les immunoglobulines lient l’antigène à la phase solide. Le
taux de conversion du substrat est proportionnel à la quantité d’immunoglobuline fixée. La couleur
consécutive, mesurée (à 450 nm) avec un spectrophotomètre est proportionnelle à la quantité d’anticorps
présent dans le sérum testé.
L’antigène utilisé pour sensibiliser les plaques ELISA est disponible commercialement
Une IgG anti-bovin marquée avec HRPO est utilisée comme conjugué. La solution chromogène du substrat
est la benzidine tétraméthyl peroxyde hydrogène. Une solution de 0,5 M H2SO4 est utilisée pour stopper la
réaction quand l’absorption du sérum témoin positif atteint un point prédéterminé.
Plusieurs trousses de diagnostic ELISA absorbé sont t disponibles dans le commerce. La méthode et les
matériels nécessaires, l’interprétation des résultats et des calculs sont entièrement décrits dans les
instructions accompagnant la trousse de diagnostic commercialisée. Le procédé est le même que pour
n’importe quel ELISA de routine. Les épreuves de dépistage sont habituellement réalisées dans un seul
puits par sérum, mais sont peu fidèles et les épreuves de diagnostic doivent être réalisées dans des puits en
double exemplaire.
c)
Épreuve d’immunodiffusion en gélose
L’épreuve d’immunodiffusion en gélose est utile pour la confirmation de la maladie chez des bovins
cliniquement suspects, des moutons et des chèvres (26). Plusieurs variations de la méthode sont utilisées.
L’antigène employé est un extrait protoplasmique brut d’une souche de laboratoire M. avium
18 (formellement M. paratuberculosis 18) préparé par destruction des cellules dans une presse hydraulique.
Les cellules brisées sont centrifugées à 40 000 g pendant 2 h pour éliminer les débris de parois cellulaire et
la fraction surnageante est conservée et lyophilisée. Cet antigène est remis en suspension dans l’eau à une
concentration de 10 mg/ml.
L’agarose est dissoute dans du tampon barbital, à pH 8,6, contenant de l’azide de sodium, pour donner une
concentration finale de l’agarose de 0,75 %. L’agarose peut être versée dans des boites de Petri ou sur des
lames de verre. Les puits sont découpés suivant un modèle hexagonal. Les puits ont 4 mm de diamètre,
396
séparés par 4 mm, et la gélose doit avoir 3 à 4 mm de profondeur. L’antigène est déposé au centre des
puits. Les sérums à tester, les sérums témoins négatif et positif sont déposés dans les puits périphériques
en alternance.
Les plaques sont incubées dans une chambre humide à température du laboratoire. Les gels sont examinés
pour les lignes de précipitation après 24 et 48 h d’incubation. L’apparition d’une ou plusieurs lignes de
précipitation clairement définies, montrant une identité avec celles du sérum témoin positif, avant ou à
48 h, constitue un résultat positif à l’épreuve. L’absence de ligne de précipitation est enregistrée comme un
résultat négatif à l’épreuve. Des lignes non spécifiques peuvent apparaître.
3.
Épreuves pour l’immunité cellulaire
a)
Recherche de l’interféron gamma
L’essai repose sur la libération de l’interféron gamma à partir de lymphocytes sensibilisés pendant une
période d’incubation de 18 à 36 h avec un antigène spécifique (tuberculine aviaire PPD [Purified Protein
Derivatives], tuberculine bovine PPD ou la johnine) (42). La détection quantitative de l’interféron gamma
bovin est effectuée avec un ELISA sandwich qui utilise 2 anticorps monoclonaux de l’interféron gamma
bovin. La sensibilité et la spécificité peuvent être comparables à celles de l’épreuve cutanée à la tuberculine.
Une épreuve de diagnostic commercialisée basée sur la détection de l’interféron gamma a été mise au
point. La méthode, les matériels nécessaires, l’interprétation des résultats et les calculs sont entièrement
4
décrits dans les instructions accompagnant la trousse de diagnostic commercialisée .
b)
L’hypersensibilité de type retardé
L’épreuve pour l’hypersensibilité de type retardé (HSR) est une mesure de l’immunité cellulaire, mais elle a
une valeur limitée. L’épreuve est effectuée par une injection intradermique de 0,1 ml de tuberculine PPD
5
aviaire ou de johnine (la tuberculine aviaire et la johnine sont de sensibilité et spécificité comparables) dans
un site tondu ou rasé, habituellement sur le côté du cou, au niveau du tiers moyen. L’épaississement de la
peau est mesuré avec un pied à coulisse avant et à 72 h après l’injection. Une augmentation de
l’épaississement de la peau de plus de 2 mm doit être considérée comme indiquant la présence de HSR. Il
faut noter que les réactions positives chez les cervidés peuvent prendre la forme de plaques diffuses plutôt
qu’une inflammation circonscrite et discrète, rendant ainsi la lecture de l’épreuve plus difficile. La présence
de n’importe quelle protubérance doit être considérée comme positive chez une espèce. Cependant, la
sensibilisation au complexe avium est répandue chez les animaux, et ni la tuberculine aviaire ni la johnine
ne sont hautement spécifiques (12). Une épreuve de troupeau donne seulement une indication sur le
nombre d’animaux sensibilisés et ne peut être utilisée que comme une épreuve préliminaire antérieure à
l’initiation d’un programme de contrôle.
C. SPÉCIFICATIONS APPLICABLES AUX VACCINS ET AUX PRODUITS
BIOLOGIQUES À USAGE DIAGNOSTIQUE
Vaccins : les vaccins utilisés contre la paratuberculose sont : vivants, atténués, incorporés à de l’huile et de la
pierre ponce ; lyophilisés, vivants, atténués, qui peuvent être associés à un adjuvant, par exemple, de l’huile
après reconstitution ; et des bactéries tuées par la chaleur. Les vaccins peuvent être préparés à partir d’une
souche de M. paratuberculosis 316F ou 2E (Weybridge) ou M. paratuberculosis 3 et 5 ou II (souches
canadiennes) ou les 3 souches peuvent être utilisées. L’information ci-dessous s’applique à un vaccin vivant
atténué avec de l’huile et de la pierre ponce comme adjuvant (7, 35, 41). La vaccination peut déterminer une
réaction au site de l’injection. La vaccination peut aussi interférer avec les programmes d’éradication basés sur
l’élimination des animaux infectés et avec l’interprétation des épreuves cutanées de l’HSR pour la tuberculose
bovine.
Produits de diagnostic : La johnine PPD est une préparation d’un produit de culture traitée par la chaleur et lysée
de M. paratuberculosis. La tuberculine aviaire PPD est une préparation d’un produit de culture traitée par la
chaleur et lysée de M. avium D4ER ou TB 56. Les détails sur la tuberculine aviaire PPD sont dans le Chapitre
2.7.8., « Tuberculose aviaire ». Les 2 préparations sont utilisées, par injection intradermique, pour révéler l’HSR
comme un moyen d’identifier les animaux infectés ou sensibilisés avec M. paratuberculosis.
Les lignes directrices pour la production des vaccins vétérinaires sont données dans le Chapitre
I.1.7., « Principes de fabrication des vaccins à usage vétérinaire ». Les lignes directrices données ici et dans le
4
5
Trousse de diagnostic interféron gamma M. paratuberculosis, CSL Limited (veterinary), 45 Poplar Road, Parkville, Victoria
3052, Australie.
La tuberculine aviaire peut être obtenue auprès de VLA Weybridge, New Haw, Addlestone, Surrey KT15 3NB,
Royaume-Uni, ou de la Société Synbiotics, 299 av. Jean Jaurès, 69007 Lyon, France.
397
Chapitre I.1.7. sont destinées à être générales dans la nature et peuvent être complétées par des exigences
nationales ou régionales.
1.
Gestion des semences bactériennes
a)
Caractéristiques de la semence bactérienne
Vaccin : les souches de la semence doivent être d’un type courant, qui peut être vérifié par analyse
génétique ou biotypage. Elles doivent avoir démontré leur innocuité quand elles sont administrées par la
voie recommandée pour la vaccination destinée aux espèces cibles.
Johnine : Les souches de M. paratuberculosis utilisées pour préparer la culture des germes doivent être
identifiées par des tests génétiques ou de biotypage. Elles doivent être exemptes d’organismes
contaminants.
b)
Méthode de culture
Vaccin : la culture de la semence peut être faite sur des pentes de pommes de terre partiellement
immergées dans un milieu approprié, tel que le milieu synthétique de Reid6 (37). Les cultures peuvent être
stockées lyophilisées. Les cultures actives sont normalement incubées à 37°C.
Johnine : Le substrat de la culture doit être capable de produire un produit exempt de substances connues
pour provoquer des réactions toxiques ou allergiques. Un milieu approprié pour la culture de la semence est
celui de Reid, solidifié avec 1,75 % de gélose, dans des tubes à vis. Les cultures peuvent aussi être
stockées lyophilisées.
c)
Validation de la semence candidate comme semence vaccinale
Vaccin : Des tests de pureté doivent être effectués sur les cultures de la semence et la récolte finale par des
frottis colorés.
Le vaccin doit être utilisé comme une partie d’un programme de contrôle et il ne permet pas à lui-même de
donner une protection complète contre la maladie causée par M. paratuberculosis (41). Il y a habituellement
un bon contrôle de la maladie clinique, mais l’infection subclinique persiste chez les troupeaux vaccinés,
quoique à un niveau réduit. Le vaccin doit être administré aux animaux seulement au début de leur vie, ex.
chez les veaux au cours du premier mois. Il doit être inoculé par voie sous-cutanée et il provoque un petit
œdème inflammatoire. Celui-ci est graduellement remplacé par un nodule froid, indolore, fibrocaséeux, qui
varie en taille et qui peut persister pendant des années. La vaccination a été utilisée pour contrôler la
maladie chez les moutons et les chèvres, y compris chez les plus vieux animaux. Pour obtenir les meilleurs
résultats d’une campagne de vaccination, des mesures coordonnées de contrôle de la maladie doivent
également être mises en place.
L’utilisation des vaccins peut interférer avec le résultat des épreuves cutanées pour la tuberculose et ceci
doit être rappelé quand un programme de contrôle est planifié (11).
Johnine : Les cultures doivent être vérifiées par des frottis colorés pour la présence d’organismes
contaminants.
Pour tester la non sensibilisation, 3 cobayes qui n’ont pas été préalablement traités avec un quelconque
produit pouvant interférer avec l’épreuve, sont injectés par voie intradermique à trois reprises à 5 jours
d’intervalle avec 0,01 mg de la préparation sous un volume de 0,1 ml. Chaque cobaye, de même que
chacun des 3 témoins qui n’ont pas été injectés antérieurement, est injecté par voie intradermique 15 à
e
21 jours après la 3 injection avec la même dose de la même johnine. Les réactions des 2 groupes de
cobayes ne doivent pas être significativement différentes quand elles sont mesurées 24 à 48 h plus tard.
6
398
L-Asparagine, 5,0 g
Phosphate monopotassique (KH2PO4, anhydre), 2,0 g
Sulfate de Magnésium (MgSO4-7H2O), 1,0 g
Citrate d’Ammonium ([NH4]3C6H5O7), 2,0 g
Chlorure de Sodium, 2,0 g
Citrate de fer ammoniacal, 0,075 g
Dextrose monohydraté B.P., 10 g
Glycérol B.P., (48 ml), 60 g
Eau distillée qsp 1000 ml
pH (non ajusté), 5,6-5,8
Quand c’est nécessaire, le milieu ci-dessus est solidifié par l’addition de 1,5 % d’agarose (Difco). Stérilisé à 121°C
pendant 15 min
2.
Méthode de fabrication
Vaccin : Pour les lots de vaccin, les organismes peuvent être cultivés sur un milieu synthétique liquide, tel que le
milieu synthétique de Reid. Les organismes poussent en formant une pellicule à la surface du liquide. Pour
garantir une bonne surface, il est pratique d’utiliser des récipients tels que des flacons coniques contenant un
tiers de leur volume nominal de milieu liquide. Ces flacons peuvent être ensemencés directement à partir des
milieux de culture à la pomme de terre, mais avec certaines souches, un ou plusieurs passages sur milieu liquide
peuvent être nécessaires pour assurer la culture d’une pellicule adéquate pour le passage final du lot de vaccin.
De tels passages doivent habituellement pendre place à 2 semaines d’intervalle car des périodes plus longues
peuvent aboutir à une sur-maturation et au coulage de la pellicule. L’incubation se fait à 37°C.
Pour préparer le vaccin, la croissance en pellicule à partir de cultures vieilles de 2 semaines de chaque souche
incluse peut être séparée du milieu liquide par décantation, filtration et pression entre des tampons de papier
filtre. La culture humide de M. paratuberculosis est mélangée à un adjuvant, tel que la paraffine liquide, l’huile
d’olive et la pierre ponce (7).
Johnine : La johnine pour l’épreuve de diagnostic cutanée est une PPD préparée à partir d’une ou plusieurs
souches de M. paratuberculosis (disponibles à Weybridge ou au CDI, Lelystad, Pays-Bas). Elle peut être
préparée par la méthode suivante.
Les souches de M. paratuberculosis sont cultivées en pellicule sur milieu liquide de Reid. Les cultures pour la
production sont habituellement inoculées à partir d’ensemencement sur culture liquide plutôt que directement à
partir d’ensemencement sur milieu solide (milieu synthétique de Reid). Les cultures pour la production sont
incubées à 37°C pendant 10 semaines.
A la fin de la période d’incubation, le milieu de culture a un pH d’environ 5 ; peu ou pas de johnine sera obtenu à
moins que le pH ne soit augmenté, à environ 7,3 avant chauffage à la vapeur, en utilisant de la soude. Après
mélange minutieux, les cultures sont chauffées à la vapeur pendant 3 h. Le volume des organismes tués est
enlevé par filtration grossière et le filtrat est clarifié par plus de filtration. La protéine dans le filtrat est précipitée
chimiquement avec de l’acide trichloracétique à 40 %, lavée, et redissoute (solvant alcalin). Le produit est stérilisé
par filtration. Un conservateur antibactérien qui ne donne pas lieu à des réactions faussement positives, tel que le
phénol (moins de 0,5 % [w/v]), peut être ajouté. De la glycérine (moins de 10 % [w/v]) peut être ajoutée comme
stabilisateur. Le produit est distribué aseptiquement dans des récipients en verre stérile, qui sont ensuite scellés.
3.
Contrôles en cours de fabrication
Vaccin : La croissance adéquate et la pureté de la culture doivent être vérifiées. La présence d’organismes
contaminants peut être détectée par les tests de stérilité conventionnels sur les récoltes. Les tests pour les
mycobactéries pathogènes sont effectués par injection de la culture humide, prise avant son mélange avec un
adjuvant et dilué 10 fois dans du sérum physiologique, à 2 cobayes, chacun recevant 1 ml. Ils sont observés
pendant 8 semaines, sacrifiés humainement et examinés pour des lésions anormales.
Johnine : Après la filtration finale la stérilité de chaque filtrat de la solution de PPD est contrôlée.
Les filtrats stériles sont analysés pour le contenu en protéine par la méthode de Kjeldahl (1). Le contenu en
protéine est ajusté pour donner entre 0,475 et 0,525 mg/ml de protéine dans le produit final. Le pH est ajusté
entre 6,5-7,5.
4.
Contrôle des lots
a)
Stérilité
Les tests de stérilité et d’absence de contamination peuvent être trouvés dans le Chapitre I.1.5., « Contrôle
de la stérilité ou de l’absence de contamination des matériels biologiques ». Les organismes du vaccin ne
poussent pas normalement à un niveau détectable dans les tests conventionnels de stérilité.
b)
Innocuité
Vaccin : Ces tests sont normalement réalisés chez des animaux de laboratoire, bien que les tests
multidoses chez les animaux cibles seraient aussi satisfaisants. Un test sur l’animal de laboratoire type
serait comme suit. Pour un lot acceptable de vaccin, deux cobayes sont inoculés, par voie sous-cutanée,
avec une fraction de la dose bovine prédéterminée pour donner un nodule mais pas de nécrose manifeste
au site d’injection. Les animaux sont observés pendant 8 semaines, sacrifiés humainement et examinés
pour les lésions anormales.
399
Johnine : 2 cobayes doivent être inoculés par voie sous-cutanée avec 0,5 ml de johnine à tester. Aucune
lésion systémique locale significative ne doit être observée pendant 7 jours (1).
Les tests sur la johnine pour les mycobactéries vivantes peuvent être réalisés soit sur du matériel
immédiatement avant qu’il soit distribué dans les derniers récipients, soit sur des échantillons pris à partir
des derniers récipients eux-mêmes. Un échantillon d’au moins 10 ml doit être prélevé, et doit être injecté par
voie intrapéritonéale ou sous-cutanée à au moins 2 cobayes, en divisant le volume à tester à parties égales
entre les cobayes. Il est souhaitable de prendre un échantillon plus important, à savoir 50 ml, et de
concentrer les mycobactéries résiduelles par centrifugation ou par filtration sur membrane. Les cobayes sont
observés pendant au moins 42 jours et des examens post mortem sont effectués. Les lésions
macroscopiques sont examinées au microscope et par culture.
c)
Activité
Vaccin : Comme les tests de protection apparaissent peu réalistes, un test de capacité sensibilisante peut
être utilisé. Il peut être comparé au contenu bactérien basé sur le poids. Un test type doit être comme suit :
les cobayes sont sensibilisés par injection intramusculaire de 0,5 ml d’une solution au 1/100 du vaccin à
tester dans de la paraffine liquide. Les épreuves cutanées sont réalisées 6 semaines après la sensibilisation
en utilisant des inoculations intradermiques de 0,2 ml d’aux moins 3 séries de dilutions d’un antigène
M. paratuberculosis, tel que la johnine PPD, les dilutions étant choisies pour donner des réactions de 8 mm
à 25 mm de diamètre. Chaque cobaye reçoit plusieurs dilutions sur les flancs, leur distribution étant choisie
suivant un carré latin. Après 24 à 48 h, les réactions cutanées sont mesurées. Une préparation de référence
pour les épreuves de ce type n’a pas encore été totalement établie. La tuberculine aviaire PPD, d’unités
internationales connues, peut être utilisée comme antigène cutané dans les épreuves de ce type pour
s’assurer que le vaccin est capable de produire une sensibilisation adéquate (correspondant à la
vaccination).
Johnine : L’activité de la johnine est actuellement déterminée par essai chimique pour les protéines en
utilisant la méthode de Kjeldahl. Il est recommandé qu’une PPD contienne de 0,5 ± 0,025 mg/ml du produit
final (1).
L’identité du matériel doit être confirmée par injection intradermique chez les cobayes sensibilisés par
injection de M. paratuberculosis tués (100 mg de poudre de mycobactérie + 25 ml de vaseline + 100 mg de
pierre ponce) 6 semaines avant.
Il est possible de réaliser un test d’activité en utilisant des dilutions de johnine chez les cobayes sensibilisés
avec M. paratuberculosis, semblable aux tests pour l’activité des tuberculines bovine et aviaire, mais une
préparation standard pour ce type de test n’a pas encore été totalement établie.
d)
Durée de l’immunité
Vaccin : Après vaccination à l’âge de 14-30 jours, les effets de la vaccination sont exprimés comme la
réduction du taux d’animaux excréteurs parmi les animaux vaccinés comparée aux bovins non vaccinés
(14).
Il y a normalement un bon contrôle de la maladie clinique, mais l’infection subclinique persiste à un niveau
réduit. Les résultats favorables reflètent probablement une diminution de l’exposition à l’infection résultant
d’une réduction du nombre des excréteurs lourds dans le troupeau.
e)
Stabilité
Vaccin : Le vaccin peut être stocké entre 2 et 8°C pendant 9 à 12 mois sans perte d’activité. Il ne peut pas
être congelé.
Johnine : La johnine doit être protégée de la lumière et stockée entre 2 et 8°C. Dans ces conditions, elle
conserve son activité pendant au moins 5 ans.
f)
Agents de conservation
Un agent de conservation est normalement inclus pour les vaccins dans des récipients multidoses. Pour la
johnine, la concentration du phénol utilisé est inférieure à 0,5 % (w/v). La concentration des agents de
conservation dans le produit final et leur persistance pendant les étapes de la vie doivent être contrôlées.
g)
Précautions d'emploi et mise en garde
Vaccin : Le vaccin provoque des effets secondaires, la formation d’un nodule et une sensibilisation des
animaux à l’épreuve à la tuberculine (11). Chez l’homme, des injections accidentelles de vaccin ont
provoqué des réactions inflammatoires chroniques nécessitant un traitement chirurgical (14).
400
5.
Contrôles du produit fini
a)
Innocuité
Voir section C.4.b.
b)
Activité
Voir section C.4.c.
RÉFÉRENCES BIBLIOGRAPHIQUES
1.
ANON (1985). Johnin purified protein derivative. British Pharmacopoeia (Veterinary), 184–185.
2.
ARGENTE G. (1988). Utilisation de la culture fécale dans un plan de prevention de la paratuberculose dans
500 troupeaux; justifications techniques et économiques. In: Second International Colloquium on
Paratuberculosis. Laboratoire Central de Recherches Vétérinaires, 94703 Maisons-Alfort Cedex, France,
30–35.
3.
BEARD P.M., HENDERSON D., DANIELS M.J., PIRIE A., BUXTON D., GREIG A., HUTCHINGS M.R., MCKENDRICK I.,
RHIND S., STEVENSON K. & SHARP J.M. (1999). Evidence of paratuberculosis in fox (Vulpes vulpes) and stoat
(Mustela erminea). Vet. Rec., 145, 612–613.
4.
COLLINS M.T., KENEFICK K.B., SOCKETT D.C., LAMBRECHT R.S., MCDONALD J. & JORGENSEN J.B. (1990).
Enhanced radiometric detection of Mycobacterium paratuberculosis by using filter-concentrated bovine fecal
specimens. J. Clin. Microbiol., 28, 2514–2519.
5.
COUSINS D., WHITTINGTON R., MASTERS A., EVANS R. & KLUVER P. (1999). Investigation of false positives in the
IS900 PCR for identification of M. paratuberculosis. Proceedings of the Sixth International Colloquium on
Paratuberculosis, Melbourne, Australia. International Association for Paratuberculosis, 259–264 and Mol.
Cell. Probes, 14, 431–442.
6.
COX J.C., DRANE D.P., JONES S.L., RIDGE R. & MILNER A.R. (1991). Development and evaluation of a rapid
absorbed enzyme immunoassay test for the diagnosis of Johne’s disease in cattle. Aust. Vet. J., 68, 157–
160.
7.
DOYLE T.M. (1945). Vaccination against Johne’s disease. Vet. Rec., 57, 385–387.
8.
ELLINGSON J.L.E., BOLIN C.A. & STABEL J.R. (1998). Identification of a gene unique to Mycobacterium avium
subspecies paratuberculosis and application to diagnosis of paratuberculosis. Mol. Cell. Probes, 12, 133–
142.
9.
GILMOUR N.J.L. (1954). Mycobacterium paratuberculosis. In: Handbuch der Bakteriellen Infektionen bei
Tieren, Blobel H. & Schliesser T., eds. Gustav Fischer Verlag, Jena, Germany, 281–313.
10. GREIG A., STEVENSON K., HENDERSON D., PEREZ V., HUGUES V., PAVLIK I., HINES M.E. 2ND, MCKENDRICK I. &
SHARP J.M. (1999). Epidemiological study of paratuberculosis in wild rabbits in Scotland. J. Clin. Microbiol.,
37, 1746–1751.
11. HALGAARD C. (1984). Adverse effects of vaccination against paratuberculosis: tuberculin sensitization and
nodule formation. In: Paratuberculosis: Diagnostic Methods, Their Practical Application and Experience with
Vaccination. Commission of the European Communities Agriculture Publication, Luxembourg, 145–153.
12. INDERLIED C.B., KEMPER C.A. & BERMUDES L.E.M. (1993). The Mycobacterium avium complex. Clin. Microbiol.
Rev., 6, 266–310.
13. JORGENSEN J.B. (1982). An improved medium for the culture of Mycobacterium paratuberculosis from faeces.
Acta Vet. Scand., 23, 325–335.
14. JORGENSEN J.B. (1984). The effect of vaccination on the excretion of Mycobacterium paratuberculosis. In:
Paratuberculosis: Diagnostic Methods, Their Practical Application and Experience with Vaccination.
Commission of the European Communities Agriculture Publication, Luxembourg, 131–136.
401
15. LAGADIC M., LE MENEC M. & ARGENTE G. (1983). Techniques de culture de Mycobacterium paratuberculosis :
leur utilisation en routine dans un laboratoire de diagnostic. Recueil Med. Vet., 159, 801–807.
16. LARSON A.B. & KOPECKY K.E. (1970). Mycobacterium paratuberculosis in reproductive organs and semen of
bulls. Am. J. Vet. Res., 31, 255–258.
17. MCFADDEN J.J., BUTCHER P.D., CHIODINI R. & HERMON-TAYLOR J. (1987). Crohn’s disease – isolated
mycobacteria are identical to Mycobacterium paratuberculosis, as determined by DNA probes that
distinguish between mycobacterial species. J. Clin. Microbiol., 25, 796–801.
18. MCFADDEN J.J., BUTCHER P.D., THOMPSON J., CHIODINI R. & HERMON-TAYLOR J. (1987). The use of DNA probes
identifying restriction fragment length polymorphisms to examine the Mycobacterium avium complex. Mol.
Microbiol., 1, 283–291.
19. MERKAL R.S. (1970). Diagnostic methods for the detection of paratuberculosis (Johne’s disease). In:
Proceedings of the 74th Annual Meeting of the US Animal Health Association, 620–623.
20. MERKAL R.S. (1984). Paratuberculosis. In: The Mycobacteria: A Sourcebook, Kubica G.P. & Wayne L.G.,
eds. Marcel Dekker, New York, USA, 1237–1249.
21. MERKAL R.S., LARSEN A.B., KOPECKY K.E. & NESS R.D. (1968). Comparison of examination and test methods
for early detection of paratuberculosis in cattle. Am. J. Vet. Res., 29, 1533–1538.
22. MERKAL R.S. & RICHARDS W.D. (1972). Inhibition of fungal growth in the cultural isolation of mycobacteria.
Appl. Microbiol., 24, 205–207.
23. MILNER A.R., MACK W.N., COATES K., WOOD P.R., SHELDRICK P., HILL J. & GILL I. (1988). The absorbed ELISA
for the diagnosis of Johne’s disease in cattle. In: Johne’s Disease, Milner A. & Wood P., eds. CSIRO
Publications, Melbourne, Australia, 158–163.
24. RIDGE S.E. (1993). Cultivation of Mycobacterium paratuberculosis from bovine fecal samples by using
elements of the Roche MB Check system. J. Clin. Microbiol., 31, 400–405.
25. RIDGE S.E., MORGAN I.R., SOCKETT D.C., COLLINS M.T., CONDRON R.J., SKILBECK N.W. & WEBBER J.J. (1991).
Comparison of the Johne’s absorbed EIA and the complement fixation test for the diagnosis of Johne’s
disease in cattle. Aust. Vet. J., 68, 253–257.
26. SHERMANN D.M., MARKHAM R.J.F. & BATES F. (1984). Agar gel immunodiffusion test for the diagnosis of
clinical paratuberculosis in cattle. J. Am. Vet. Med. Assoc., 185, 179–182.
27. SINGH S.N., MADDUX R.L. & KADEL W.L. (1991). Comparative evaluation of conventional sedimentation versus
new double incubation culture method for the isolation of Mycobacterium paratuberculosis from bovine fecal
samples. In: Proceedings of the Third International Colloquium on Paratuberculosis. International
Association for Paratuberculosis, Providence, USA, 84–93.
28. SMITH H.W. (1953). Modification of Dubos’s media for the cultivation of Mycobacterium johnei. J. Pathol.
Bacteriol., 66, 375–381.
29. SOCKETT D.C., CONRAD T.A., THOMAS C.D. & COLLINS M.T. (1992). Evaluation of four serological tests for
bovine paratuberculosis. J. Clin. Microbiol., 30, 1134–1139.
30. STABEL J.R. (1997). An improved method for the cultivation of Mycobacterium paratuberculosis from bovine
fecal samples and comparison to three other methods. J. Vet. Diagn. Invest., 9, 357–380.
31. SWEENEY R.W., WHITLOCK R.H., BUCKLEY C.L & SPENCER P.A. (1995). Evaluation of a commercial enzymelinked immunosorbent assay for the diagnosis of paratuberculosis in dairy cattle. J. Vet. Diagn. Invest., 7,
488–493.
32. THOREL M.F. (1984). Identification of Mycobacterium paratuberculosis. In: Paratuberculosis: Diagnostic
Methods, Their Practical Application and Experience with Vaccination. Commission of the European
Communities Agriculture Publication, Luxembourg, 61–64.
402
33. THOREL M.F. (1991). Taxonomic and genomic research on mycobactin-dependent mycobacteria. In:
Paratuberculosis: Diagnostic Methods, Their Practical Application and Experience with Vaccination.
Proceedings of the Third International Colloquium on Paratuberculosis. International Association for
Paratuberculosis, Orlando, Florida, USA, 222–235.
34. THOREL M.F, KRICHEVSKY M. & VINCENT LEVY-FREBAULT V. (1990). Numerical taxonomy of mycobactindependent mycobacteria, emended description of Mycobacterium avium subsp. avium subsp. nov.,
Mycobacterium avium subsp. paratuberculosis subsp. nov., and Mycobacterium avium subsp. silvaticum
subsp. nov. Int. J. Syst. Bacteriol., 40, 254–260.
35. VALLEE H., RINJARD P. & VALLEE M. (1941). Sur la prémunition de l’entérite paratuberculeuse due au bacille
de Johne. Bull. Acad. Méd., 125, 195–198.
36. VARY C.P.H., ANDERSON P.R., GREEN E., HERMON-TAYLOR J. & MCFADDEN J.J. (1990). Use of highly specific
DNA probes and the polymerase chain reaction to detect Mycobacterium paratuberculosis in Johne’s
disease. J. Clin. Microbiol., 28, 268–275.
37. WATSON E.A. (1935). Tuberculin, johnin and mallein derived from non-protein media. Can. J. Public Health,
26, 268–275.
38. WHIPPLE D.L., CALLIHAN D.R. & JARNAGIN J.L. (1991). Cultivation of Mycobacterium paratuberculosis from
bovine fecal specimens and a suggested standardised procedure. J. Vet. Diagn. Invest., 3, 368–373.
39. WHITLOCK R.H., ROSENBERGER A.E., SWEENEY R.W., HUTCHINSON L.J. (1991). Culture techniques and media
constituents for the isolation of Mycobacterium paratuberculosis from bovine fecal samples. Proceedings of
the Third International Colloquium on Paratuberculosis. International Association for Paratuberculosis,
Providence, USA, 94–111.
40. WHITLOCK R.H., WELLS S.J., SWEENEY R.W. & TIEM J. VAN (2000). ELISA and fecal culture for
paratuberculosis (Johne’s disease): sensitivity and specificity of each method. Vet. Microbiol., 77, 387–398.
41. WILESMITH J.W. (1982). Johne’s disease: A retrospective study of vaccinated herds in Great Britain. Br. Vet.
J., 138, 321–331.
42. WOOD P.R., BILLMAN-JACOBE H., MILNER A.R. & CARRIGAN M. (1990). Serology and cellular assays for the
diagnosis of mycobacterial infections in cattle. Proceedings of the Third international Colloquium on
paratuberculosis. International Association for Paratuberculosis, Providence, USA, 12–19.
43. YOKOMIZO Y., MERKAL R.S. & LYLE P.A.S. (1983). Enzyme-linked immunosorbent assay for detection of
bovine immunoglobulin G antibody to a protoplasmic antigen of Mycobacterium paratuberculosis. Am. J. Vet.
Res., 44, 2205–2207.
44. YOKOMIZO Y., YUGI H. & MERKAL R.S. (1985). A method for avoiding false-positive reactions in an enzymelinked immunosorbent assay (ELISA) for the diagnosis of bovine paratuberculosis. Jpn J. Vet. Sci., 47, 111–
119.
*
* *
NB : Il existe des Laboratoires de référence de l’OIE pour la paratuberculose (se reporter à la liste de la partie
3 de ce Manuel terrestre ou consulter le site internet de l’OIE pour une liste actualisée : www.oie.int).
403

Chapitre 2.2.6.

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