Guide d`information, complexe des toxines lipophiles - envlit

environnement
Centre de Nantes
Direction des Opérations
Département Environnement, Microbiologie et Phycotoxines
Laboratoire Phycotoxines
Guide d’information
J-B. Bérard
Complexe des toxines lipophiles :
diarrhéiques (DSP) et associées
Guide d’information. Complexe des toxines lipophiles : diarrhéiques (DSP) et associées
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Sommaire
1. Acide okadaïque et dérivés lipophiles
1.1. Historique
1.2. Données physico-chimiques
1.3. Origine et répartition
1.4. Activité toxique
1.5. Mécanismes d'action
2. Autres toxines
2.1. Les pecténotoxines (PTXs)
2.2. Les yessotoxines (YTXs)
2.3. Les azaspiracides (AZAs)
2.4. Les neurotoxines à action rapide (FATs)
Les spirolides
Les gymnodimines
3. Réglementation
4. Situation en France
Références bibliographiques
1er février 2006
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1. Acide okadaïque et dérivés lipophiles
1.1. Historique
Les premiers cas d’intoxications gastro-intestinales liés à la consommation des coquillages
contaminés par des dinoflagellés ont été observés aux Pays-Bas dans les années 60 (Kat,
1979). Le même phénomène s’est produit au Japon dans les années 70. Les premiers
travaux réalisés par les équipes japonaises ont permis d’établir une liaison entre la
contamination des coquillages et la présence du dinoflagellé Dinophysis fortii dans l’eau de
mer. La toxine responsable, isolée à partir des coquillages, a été baptisée Dinophysistoxine-1
(DTX1) (Yasumoto et al., 1978 ; 1980). Ce syndrome est connu sous la dénomination anglosaxonne de Diarrheic Shellfish Poisoning (DSP). Un nom et une abréviation française ont été
également donnés : Intoxication Diarrhéique par les Fruits de Mer (IDFM).
1.2. Données physico-chimiques
La structure chimique de la DTX1 a été déterminée à la suite de la purification et de
l’élucidation structurale d’une autre toxine, l’acide okadaïque (AO) isolé à partir des éponges
Halichondria okadaï (dont il a gardé le nom), provenant de la côte Pacifique du Japon, et
l’espèce H. melanodocia de la côte de Floride (Tachibana et al.,1981). La DTX1 est en effet
un dérivé méthylé de l’acide okadaïque (35-méthyl AO) (Murata et al., 1982). Différents
travaux ont montré que l’acide okadaïque était synthétisé également par plusieurs espèces
de dinoflagellés des genres Dinophysis spp. et Prorocentrum spp. et il a été identifié comme
étant la toxine de base des phycotoxines diarrhéiques. Un troisième dérivé, la DTX2 (isomère
de l’AO) a été isolé à partir des coquillages contaminés par Dinophysis acuta en Irlande (Hu
et al., 1992a ; James et al., 1998). La figure 1 regroupe les structures de l'acide okadaïque et
de ses dérivés.
Les composés (AO, DTX1, DTX2) peuvent faire l’objet d’une acylation au niveau de
l’hydroxyle du carbone 7 de la molécule (7-O-AO/DTXs) qui se traduit par la fixation de
chaînes d’acides gras saturés ou insaturés (acyles) conduisant à la formation d’un groupe de
dérivés toxiques appelés les acyles-esters (DTX3) (fig. 1). La toxicité de ces derniers dépend
du degré de saturation de l’acide gras impliqué dans l’acylation. Ces dérivés ont été isolés
uniquement à partir des glandes digestives de coquillages contaminés et n’ont pas été
détectés dans le phytoplancton. Il semble qu’ils se forment dans les coquillages (Yasumoto
et al., 1985, 1989 ; Kat 1983 ; Marr et al., 1992 ; Fernandez et al., 1996 ; Suzuki et al., 1999).
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CH3
O
OH
2
R4
CH3
O
OH
H
CH2 R1
O
O
O R3
O
CH3
O
O
H
OH
CH3 R2
OSO3H
-
X=R5
O
Z= O
-
SO3H
OH
OH
O
O
OH
SO3H
O
R1
R2
R3
H
H
Acide okadaique (AO)
CH3
H
Dinophysistoxine1 (DTX1)
CH3
CH3
H
H
Dinophysistoxine2 (DTX2)
CH3
Dinophysistoxine3 (DTX3) (CH3 ou H) (CH3 ou H) Acyle
H
H
Diol-ester d'AO
CH3
H
H
Dinophysistoxine4 (DTX4)
CH3
R4
OH
OH
OH
OH
X
X
R5 Poids moléculaire
804,5
818,5
804,5
1014 - 1082
928,5
OH
Z
1472,6
Acyles typiques de la DTX3
O
O
O
O
Figure 1 : Structures de l'acide okadaïque et de ses dérivés.
1.3. Origine et répartition
Que ce soit dans l’océan Pacifique, dans l’océan Indien ou dans l’océan Atlantique, des
relations ont été établies entre la présence des dinoflagellés producteurs de toxines
diarrhéiques (Dinophysis spp., Prorocentrum spp.) et la contamination des coquillages par
ces toxines (Yasumoto et al., 1978, 1985 ; Murakami et al., 1982 ; Lassus et al., 1985 ; Hu et
al., 1992b ; Aune et Yndestad, 1993 ; Quilliam et al., 1993 ; Yasumoto et Murata 1993 ;
Barbier et al., 1999).
Contrairement aux espèces du genre Dinophysis spp., non cultivables au laboratoire, la
maîtrise de la culture des espèces de Prorocentrum spp. a permis de mener des recherches
sur la cinétique de production des toxines diarrhéiques. En utilisant les outils analytiques
performants développés récemment, Il s’est avéré que les produits synthétisés par les
cellules de Prorocentrum sont des composés sulfatés hydrosolubles (DTX4) (Hu et al.,
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1995a,b ; Wright et al., 1996). En fait, lors des procédures d’extraction, il se produit une
hydrolyse rapide de la DTX4 en dérivés diol esters qui sont à leur tour hydrolysés plus
lentement en acide okadaïque (fig. 1). Il semblerait que cette hydrolyse se fasse par voie
enzymatique impliquant une estérase à la suite de la lyse des cellules algales (Hu et al.,
1995b). Contrairement à l’acide okadaïque, la DTX4 et les diols esters ne sont pas des
inhibiteurs des protéines phosphatases. En fait, la présence de l’acide okadaïque séquestré
dans les cellules sous des formes sulfatées inactives de type DTX4 est un moyen de
protection pour les dinoflagellés producteurs de toxines DSP (Windust et al., 1997 ; Barbier
et al., 1999).
1.4. Activité toxique
Les intoxications diarrhéiques peuvent être dues à la présence d’au moins une de ces
toxines (fig. 1). Par exemple, en France, la principale toxine est l’AO, en Irlande la DTX2,
alors qu’au Japon et en Amérique du Nord c’est la DTX1. Cependant, des variations
saisonnières et régionales de la toxicité, et donc du profil toxinique, peuvent être observées
(Yasumoto et al., 1980 ; Masselin et al., 1992 ; Amzil, 1993 ; Wright et Cembella, 1998).
Les symptômes d’intoxication apparaissent au bout de 30 minutes à 12 heures après
consommation des coquillages contaminés (en moins de 4 heures dans 70 % des cas). Les
douleurs durent environ trois jours. Les toxines modifient la perméabilité des vaisseaux du
tube digestif et provoquent ainsi des gastro-entérites qui se traduisent par des diarrhées, des
vomissements et des douleurs abdominales. Aucune mortalité humaine n’a été rapportée
pour le moment.
1.5. Mécanismes d'action
Les Dinophysistoxines (AO, DTX1, DTX2) sont des inhibiteurs des protéines phosphatases
(PP1 et PP2A), enzymes provoquant la déphosphorylation des protéines phosphorylées par
les protéines kinases (Bialojan et Takai, 1988) (fig. 2). Il se produit une accumulation des
protéines phosphorylées qui se traduit par un effet biologique : activité promotrice tumorale,
effet contracturant des muscles lisses. Ce dernier effet semble être à l’origine des diarrhées
et des douleurs abdominales (Cohen et al., 1990). En fait, il semble que c'est la fonction
carboxylique qui est impliquée dans l'activité des dinophysistoxines puisque son acétylation
se traduit par une perte de l'effet inhibiteur.
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ATP
Kinases
ADP
Mg2+
Protéines phosphorylées
Protéines déphosphorylées
5/16
Pi
Phosphatase
Effets biologiques :
<=> Contraction des
muscles lisses,
activité promotrice
tumorale...
H2O
AO
Figure 2 : Mécanisme d’action de l’acide okadaïque (AO) et ses dérivés au niveau
moléculaire : inhibition des protéines phosphatases.
2. Autres toxines
Les toxines lipophiles sont composées de toxines classées diarrhéiques et de neurotoxines à
action rapide. Les toxines classées diarrhéiques comprenant quatre familles : les
dinophysistoxines (DTXs) (acide okadaïque et dérivés DTXs), les pecténotoxines (PTXs), les
yessotoxines (YTXs) et les azaspiracides (AZAs).
Les neurotoxines à action rapide forment un groupe comprenant les spirolides, les
gymnodimines, les pinnatoxines, les pteriatoxines et les prorocentrolides. L’ensemble de ces
toxines est soluble dans l’acétone, le dichlorométhane, le chloroforme et le méthanol. C’est
pourquoi elles ont été regroupées dans une même catégorie car elles possédaient des
propriétés physico-chimiques voisines.
2.1. Les pecténotoxines (PTXs)
Les pecténotoxines (PTXs) sont, comme les DTXs, des polyéthers. Elles sont chimiquement
neutres et ont un squelette de base commun (fig. 3 - A). Elles ont été isolées à partir de
coquillages japonais (palourdes, pétoncles) : PTX1, PTX2, PTX3 et PTX6 de poids
moléculaire 874, 858, 872 et 888 respectivement (Murata et al., 1986 ; Yasumoto et al.,
1989).
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A
CH3
O
CH3
O
O
1
O
OH
O
O
O
OH
CH3 O
OH
CH3
6/16
O
R
O
CH3
O
CH3
R
Pecténotoxine-1 (PTX1) CH2OH
Pecténotoxine-2 (PTX2)
CH3
Pecténotoxine-3 (PTX3)
CHO
Pecténotoxine-6 (PTX6)
COOH
B
O
CH3
CH3
O
O
7
OH
OH
O
OH
O
O
OH
CH3
CH3O
OH
CH3
O
CH3
O
O
CH3
Acide séco-pecténotoxine 2 (PTX2SA)
Acide 7 -épi-séco-pecténotoxine 2 (7-épi-PTX2SA)
Configuration du carbone 7
R
S
Figure 3 : Structures des pecténotoxines (A) et des acides séco-pecténotoxines-2 (B).
La PTX2 est la seule toxine, de la famille des PTXs, détectée chez l’espèce japonaise
Dinophysis fortii, en plus de la DTX1, au Japon (Lee et al., 1989) puis récemment en Italie
(Draisci et al., 1996). D’après Yasumoto et al. (1989) et Suzuki et al. (1998), il semblerait que
le groupe méthyle du carbone 43 de la PTX2 subisse une série d’oxydation dans
l’hépatopancréas des coquillages, donnant les autres pecténotoxines. Elles sont néanmoins
produites en faible quantité et sont essentiellement hépatotoxiques.
Récemment, de nouveaux homologues de la PTX2 (fig. 3 - B) –acide séco-pecténotoxine-2
(PTX2SA) et son épimère : acide 7-épi-séco-pecténotoxine-2 (7-épi-PTX2SA)- ont été isolés
à partir des moules de Nouvelle-Zélande. L'identification de ces composés a été liée à des
efflorescences de D. acuta. En fait, dans les coquillages, c'est l'acide séco-PTX2 et son
épimère qui dominent alors que, dans le phytoplancton (D. acuta), c'est la PTX2 qui est
majoritaire. Il semble qu'il s'agisse d'une bioconversion de la PTX2 en acide séco-PTX2 dans
les coquillages (Suzuki et al., 2001).
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2.2. Les yessotoxines (YTXs)
Les yessotoxines (YTXs) ont été isolées à partir d’une coquille Saint-Jacques Patinopecten
yessoensis au Japon. Ce groupe de polyéthers sulfatés, comprend la yessotoxine, YTX,
(C55H80O21S2Na2, poids moléculaire 1186) et la 45-hydroxy-YTX (C55H80O22S2Na2, poids
moléculaire 1202). Ces dernières ont été retrouvées dans des moules de Norvège, dans la
région de Sogndal (Murata et al., 1987 ; Lee et al., 1989).
La présence de la YTX a été mise en évidence plus tard dans les bivalves et le
phytoplancton au Chili, en Nouvelle Zélande et en Italie, indiquant l’extension de ce type de
contamination. La YTX a été identifiée comme étant la toxine majeure dans les coquillages
de la mer Adriatique, qui contiennent également deux nouveaux homologues de la YTX :
l’homoYTX, la 45-hydroxyhomoYTX, la carboxyYTX et l'adriatoxine (ATX) (Ciminiello et al.,
1997, 1998, 2000 ; Satake et al., 1997 ; Tubaro et al., 1998 ; Yasumoto et Satake, 1998). La
figure 4 regroupe les structures de la yessotoxine et de ses dérivés.
R
n
55
Yessotoxine (YTX)
44
45
47
45-hydroxyYessotoxine (45-OH-YTX)
47
OH
1
1
43
CH
1
45, 46, 47-trinor-Yessotoxine (45, 46, 47-trinorYTX)
44
H
R
OH 42
3
53
HomoYessotoxine (HomoYTX)
45
47
O
2
O
45-hydroxy-HomoYessotoxine (45-OH-homoYTX)
2
CH
47
OH
3
O
OH
O
Carboxy-Yessotoxine (COOH-YTX)
45
O
CH
3
O
CH
O
CH
HO
3
OSO Na
3
3
H
O
CH
3
O
O
O
O
(n)
NaO SO
CH
O
3
1
A) Yessotoxine et ses dérivés
3
OH
NaO SO
3
O
O
CH
3
OH
O
CH
(n)
NaO SO
3
3
O
O
O
O
CH
1
NaO SO
3
O
O
O
CH
CH
3
3
3
B) Adriatoxine (ATX)
Figure 4 : Structures de la yessotoxine et ses dérivés (A) et de l'adriatoxine (B).
L’origine phytoplanctonique des YTXs n’a été prouvée que récemment. Différents travaux
conduits séparément ont montré que c’est le dinoflagellé Protoceratium reticulatum (=
Gonyaulax grindleyi) qui est responsable de la contamination des coquillages par les YTXs
(Satake et al., 1997 ) en Nouvelle-Zélande, tandis que Lingulodinium polyedra (= Gonyaulax
polyedra) produirait de l'homoYTX en Italie.
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Bien que généralement classées dans le groupe des toxines diarrhéiques, les yessotoxines
ne provoquent pas de diarrhées et ne sont pas des inhibiteurs des protéines phosphatases,
leur toxicité pour l’homme n’a jamais été démontrée (Yasumoto et Satake, 1998 ; Tubaro et
al., 1998).
2.3. Les azaspiracides (AZAs)
En 1994, des intoxications humaines inexpliquées avec des symptômes de type diarrhéique
ont été signalées à la suite de la consommation de coquillages à Killary en Irlande. La
recherche de toxines diarrhéiques par les méthodes physico-chimiques a révélé des traces
d’acide okadaïque et de son dérivé la DTX-2 qui n’expliquaient pas la forte toxicité des
extraits de coquillages sur souris. Des travaux de purification entrepris à partir des
coquillages ont abouti à l’isolement de la famille des azaspiracides qui est composée de trois
toxines. Ce sont des polyéthers présentant une fonction acide carboxylique et une fonction
imine cyclique. La figure 5 donne la structure des azaspiracides majoritaires. Il s'agit de
l'azaspiracide-1 (AZA-1, C47H71NO12 de poids moléculaire PM 841) et de ses dérivés (AZA-2,
C48H73NO12 , PM 855 et AZA-3, C46H69NO12 , PM 827) correspondant respectivement aux
analogues de l'AZA-1 méthylé et déméthylé (substitution d'un hydrogène par un méthyle et
inversement (Satake et al., 1998, Ofuji et al; 1999).
R1
O
1
A
B
O
O
HO
H
H
O
D
C
NH
I
H
H
O
H
H3C
G
O
OH
O
H HO
O
H3C
H3C
H
E
R2
CH3
O
F
H
CH3
R1
R2
Azaspiracide 1
H
CH3
Azaspiracide 2
CH3
H
CH3
H
Azaspiracide 3
Figure 5 : Structures des azaspiracides majoritaires (AZA1-3)
Le tableau ci-dessous donne la dose létale par voie intrapéritonéale (i.p.) de chacune des
toxines chez la souris (Ofuji et al., 1999 ; 2001).
Toxine
Azspiracide (AZA)
Azaspiracide-2 (AZA-2)
Azaspiracide-3 (AZA-3)
Dose létale (i.p.) en µg / kg
200
110
140
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L'origine des azaspiracides n'est toujours pas confirmée. Cependant, ces toxines étant des
polyéthers, leur origine pourrait être des dinoflagellés comme c'est le cas pour les autres
polyéthers toxiques (toxines diarrhéiques, pectenotoxines, yessotoxines…). En effet, le
dinoflagellé Protopéridinium crassipes pourrait être à l'origine des azaspiracides (James et
al., 2003).
Comme les azaspiracides sont des toxines diarrhéiques récemment identifiées, il est difficile
d'évaluer leur répartition au niveau mondial. Néanmoins, depuis 1996, plusieurs cas
d'intoxication liées à cette famille de toxines ont été signalés, non seulement en Irlande mais
aussi dans d'autres pays (Norvège, Royaume Uni, Italie, France…) le plus souvent à partir de
moules d'origine irlandaise (Ofuji et al., 2001). C’est pourquoi, au niveau européen, tous les
pays membres sont incités à prendre en compte également les azaspiracides lors des
contrôles de la salubrité des coquillages.
La dose létale par voie orale chez la souris varie de 250 à 500 µg d'AZA / kg, selon la
variation de réponse individuelle des souris. On peut noter que la dose 250 µg est proche de
celle obtenue par voie intrapéritonéale (200 µg/kg). De plus, les examens histopathologiques
ont montré que les dommages causés par un extrait brut contenant la même dose de toxine
sont plus sévères que ceux provoqués par la toxine pure. Ceci est probablement dû à une
réaction de synergie avec une autre substance présente dans la matrice de l'extrait brut. Ce
phénomène a déjà été observé avec l'acide domoïque (toxine amnésiante).
D'après les données épidémiologiques, la dose d’azaspiracides susceptible de provoquer
une intoxication humaine est comprise entre 23 et 86 µg d'AZA. En terme de protection des
consommateurs, le seuil de sécurité sanitaire est de 160 µg d'AZA / Kg de chair de
coquillages si la méthode de dépistage utilisée est une technique physico-chimique (liée à la
disponibilité de standards). Cependant, dans le cas de test biologique sur souris, c’est le testsouris DSP 24 heures qui est appliqué.
Les AZAs provoquent un effet neurotoxique chez la souris suivi d’une mort qui peut être
rapide (20-60 min) pour les fortes doses ou lente (2 à 3 jours) pour les faibles doses. Ce
grand écart dans la relation dose/effet reste inexpliqué puisque le mécanisme d’action est
encore mal connu. Par contre, les organes cibles de ces toxines ont été identifiés : le tractus
digestif, le foie, thymus, la rate (Ito et al., 1998 ; 2000).
Contrairement aux autres phycotoxines : 1) le degré de contamination des moules et des
huîtres est équivalent ; 2) le processus de décontamination est très long puisqu’il peut
atteindre 8 mois ; 3) les AZAs s’accumulent également dans la chair ; 4) La distribution des
différentes toxines dans les coquillages est hétérogène.
2.4. Les neurotoxines à action rapide (FATs)
Les neurotoxines à action rapide, connues sous le nom anglo-saxon de « FAT : Fast Acting
Toxins », ont une activité sur souris que se traduit par des symptômes de type neurologique
suivis d’une mort rapide (en quelques minutes). Elles sont connues depuis le milieu des
années 90 et forment un groupe comprenant les spirolides, les gymnodimines, les
pinnatoxines, les pteriatoxines, les prorocentrolides et spiro-prorocentrimines. Actuellement,
ce sont principalement les spirolides et les gymnodimines, bio-accumulables dans les
coquillages, qui posent problème puisqu’elles touchent de plus en plus de pays (Canada,
Norvège, France, Nouvelle Zélande, Tunisie…).
La procédure de préparation des extraits de coquillages pour la détection des toxines
lipophiles selon le test sur souris DSP officiel permet de récupérer les toxines diarrhéiques et
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d’autres toxines liposolubles lorsqu’elles sont présentes, c’est le cas par exemple des
neurotoxines à action rapide.
Les spirolides
Les spirolides sont des neurotoxines macrocycliques mises en évidence en 1991 dans les
coquillages (moules, coquilles Saint-Jacques) en Nouvelle Ecosse (Canada) lors des
contrôles de routine pour le dépistage des toxines diarrhéiques. Les structures des formes
actives A,B,C,D et inactives E,F n’ont été identifiées qu’en 1995 (fig. 6). La structure de base
des formes actives est C42H63NO7 (PM 693,5), chaque forme diffère des autres par la
substitution d’un hydrogène par un méthyle (Hu et al., 1995 ; 1996). Comme les spirolides
inactifs E,F ont été extraits uniquement à partir des coquillages, ils pourraient être des
produits de dégradations formés lors du métabolisme des formes actives dans les
coquillages. Il semblerait que l’activité des spirolides soit due à présence du cycle imine
puisqu’il est absent dans les formes inactives.
Figure 6 : Structure des spirolides
La répartition spatio-temporelle de ces toxines coïncide avec les proliférations
phytoplanctoniques estivales (mai à juillet) mais leur origine exacte n’a été élucidée qu’en
1998. Elles ont été attribuées au dinoflagellé Alexandrium ostenfeldii producteur également
de toxines paralysantes. D’ailleurs, des traces de ces dernières ont été trouvées en même
temps que les spirolides dans les extraits de coquillages (Cembella et al., 1998 ; 2000).
Au niveau international, nous ne disposons pas d’éléments sur la toxicité des spirolides pour
l’homme, car elles ont été identifiées suite à la surveillance, et non-suite à des intoxications
humaines en dehors d’un fait mentionné au Canada : quelques individus ont manifesté des
symptômes non spécifiques (troubles gastriques et tachycardie) durant des périodes où des
spirolides étaient détectées dans les coquillages. Cependant, aucun lien direct n’a été établi
prouvant la toxicité des spirolides dans ces cas là.
En Norvège, les spirolides ont été détectées lors de la surveillance en 2002 et 2003. Les
deux épisodes en Norvège se sont produits quand les zones étaient déjà fermées pour la
présence de PSP et DSP.
En France, en 2005, les spirolides ont été détectées dans les huîtres et les moules du bassin
d’Arcachon. La détection de ces neurotoxines était liée à la présence de l’espèce
phytoplanctonique Alexandrium ostenfeldii, productrice de spirolides. Il s’agit de la première
observation en France de ces toxines. Ainsi, les autorités sanitaires à interdire la
commercialisation des coquillages du bassin d’Arcachon durant l’épisode toxique (avril-juin).
Des toxines diarrhéiques liées à la présence de Dinophysis, étaient également présentes
dans les coquillages en plus des spirolides, mais l’effet sur les souris des toxines
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diarrhéiques (léthargie, diarrhée), assez lent, a été masqué par l’effet neurotoxique rapide
des spirolides. Ce sont les analyses chimiques par spectrométrie de masse qui ont permis
d’identifier individuellement ces différentes toxines. Les toxines diarrhéiques DSP (acide
okadaïque et dérivés) ont été détectées en plus des spirolides (maximum de 47 µg / kg de
chair).
L’espèce phytoplanctonique Alexandrium ostenfeldii ne doit pas être confondue avec deux
autres espèces d’Alexandrium, qui sont associées en France à des épisodes de toxicité
PSP : Alexandrium minutum et Alexandrium catenella / tamarense, responsables de
plusieurs épisodes toxiques, en Bretagne depuis 1988 pour la première, dans l’étang de
Thau depuis 1998 pour la seconde. A la différence d’Alexandrium ostenfeldii, ces deux
dernières espèces ne produisent pas de spirolides.
Les gymnodimines
En 1993, des extraits d’huîtres de Nouvelle Zélande testés dans le cadre du contrôle de la
salubrité des coquillages, ont présenté une forte toxicité sur souris avec des symptômes
neurologiques, sans qu’aucune intoxication humaine ne soit signalée. Les travaux
d’isolement du principe actif à partir des huîtres collectées ont conduit à l’identification d’une
nouvelle neurotoxine marine baptisée « gymnodimine » de structure C32H45NO4 (PM 507)
(fig. 7) (Seki et al., 1995). L’origine de cette toxine a été attribuée au dinoflagellé
Gymnodinium cf. mikimotoi (Karenia selliformis) puisque, d’une part, une efflorescence de ce
dernier a été observée à la même période et, d’autre part, la gymnodimine a été également
isolée à partir de cette souche, en culture.
Une évaluation du risque lié à la gynodimine a été menée en Nouvelle-Zélande. Ce pays a
décidé que la gymnodimine ne représentait pas un danger pour le consommateur, elle n’est
donc pas réglementée pour le marché intérieur. En Tunisie, toujours pour la Gymnodimine,
des exportations de palourdes vers la France, l’Italie et l’Espagne ont été interdites par
l’Europe. La Tunisie a fermé définitivement des zones à Gymnodimines et a renforcé la
surveillance.
Figure 7 : structure de la gymnodimine
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3. Réglementation
Le dépistage sur souris des toxines liposolubles à partir des glandes digestives de
coquillages doit s’effectuer selon la méthode d’analyse dite de Yasumoto et al. 1984
modifiée. Les coquillages sont considérés contaminés si on observe la mort d'au moins deux
souris sur trois, suite à l’injection par voie intrapéritonéale d’extraits de glandes digestives
des échantillons à tester sur une période de 24 heures.
4. Situation en France
En France, ce n’est qu’en 1983 que les intoxications diarrhéiques ont été liées aux
efflorescences de dinoflagellés toxiques du genre Dinophysis. Elles ont provoqué, la même
année, jusqu’à 3 300 cas de gastro-entérites en Bretagne sud. Depuis, un réseau de
surveillance de phytoplancton et de phycotoxines (REPHY) a été mis en place en 1984 par
l’Ifremer chargé du contrôle de la salubrité des coquillages en vue de protéger les
consommateurs.
Une partie importante du littoral français est régulièrement affectée, à des périodes variables
selon la latitude, par des proliférations de Dinophysis, généralement associées à une
contamination DSP des coquillages (Belin et Raffin, 1998). L’espèce incriminée ayant été
identifiée comme étant Dinophysis cf. acuminata productrice de l’acide okadaïque (Lassus et
al., 1985, 1988 ; Sournia et al., 1991 ; Masselin et al., 1992 ; Amzil, 1993). Les régions les
plus fréquemment touchées sont la Bretagne, la Normandie, le Languedoc-Roussillon et la
Corse. Les concentrations cellulaires sont le plus souvent faibles, d’une centaine à quelques
milliers de cellules par litre (Belin et Raffin, 1998). Les épisodes toxiques sont généralement
observés au printemps et en été en Atlantique, en été en Manche, pratiquement toute l'année
en Méditerranée. Les coquillages concernés sont surtout les moules, mais aussi d'autres
coquillages tels que huîtres, coquilles Saint-Jacques, palourdes ….. .
L’ensemble des résultats des analyses physico-chimiques par chromatographie liquide
couplée à la Spectrométrie de Masse (CL/SM-SM), réalisées sur les échantillons de
coquillages positifs et douteux selon le test-souris DSP, a mis en évidence, en plus de l’acide
okadaïque et dérivés DTX-3, la présence de : i) DTX-2 en 2002 (isomère de l’acide
okadaïque) et dérivés DTX-3 liée à la présence de D. acuta en baie de Vilaine (Morbihan), au
Croisic (Loire Atlantique) et en Bretagne ; ii) pectenotoxines en 2004 (PTX-2 et PTX-2-Séco
acide et son épimère) dans les échantillons de coquillages de Salses Leucate et de Corse ;
iii) de spirolides en 2005 dans les moules et les huîtres du bassin d’Arcachon.
Pour en savoir plus, se référer à l'ouvrage édité par Ifremer :
Toxines d'algues dans l'alimentation, 2001, Frémy J.-M. et Lassus P. (coordinateurs),
560 p.
1er février 2006
Guide d’information. Complexe des toxines lipophiles : diarrhéiques (DSP) et associées
13/16
Références bibliographiques
Amzil Z., 1993. Phycotoxines des efflorescences algales, l’acide okadaïque : optimisation de la
purification - nouvelle méthode de détection biologique. Thèse de Doctorat de l’Université de Nantes,
école doctorale Chimie-Biologie.
Aune T., Yndestad M., 1993. Diarrhetic shellfish poisoning. In: Algal Toxins in Seafood and Drinking
Water. Falconer I.R. (ed). Academic Press, San Diego, 87-104.
Barbier M., Amzil Z., Mondeguer F., Bhaud Y., Soyer-Gobillard M.O., Lassus P., 1999. Okadaic acid
and PP2A cellular immunolocalization in Prorocentrum lima (Dinophyceae). Phycologia, 38(1), 41-46.
Belin C., Raffin B., 1998. Les espèces phytoplanctoniques toxiques et nuisibles sur le littoral français
de 1984 à 1995, résultats du REPHY (réseau de surveillance du phytoplancton et des phycotoxines).
Rapport Ifremer-Del/MP-AO, 98-16, tome 1, 1-125.
Bialogan C., Takai A., 1988. Inhibitory effect of a marine sponge toxin, okadaic acid, on protein
phosphatases. Specificity and kinetics. J. Biochem., 256(1), 283-290.
Cembella A.D., Quilliam M.A., Lewis N.I., Bauder A.G., Wright J.L.C., 1998. Identifying the plankton
origin and distribution of spirolides in coastal nova scotian waters. In Harmful Algae. Reguera B.,
Blanco J., Fernandez M.L., Wyatt T. (Eds). Xunta de Galicia and Intergovernmental Oceanographic
Commission of UNESCO, 481-484.
Cembella A.D., Lewis N.I., Quilliam M.A., 2000. The marine dinoflagellate Alexandrium ostenfeldii
(Dinophyceae) as the causative organism of spirolide shellfish toxins. Phycologia, 39(1), 67-74.
Ciminiello p., Fattorusso e., Forino m., magno s., poletti r., satake M., Viviani R., Yasumoto T., 1997.
Yessotoxin in mussels of the northern Adriatic sea. Toxicon, 35(2), 177-183.
Ciminiello p., Fattorusso e., Forino m., magno s., poletti r., 1998. Isolation of adriatoxin a new
analogue of yessotoxin from mussels of Adriatic Sea. Tetrahedron Lett., 39, 8897-8900.
Ciminiello p., Fattorusso e., Forino m., poletti r., satake M., Viviani R., 2000. A new analogue of
yessotoxin, carboxy yessotoxin, isolated from Adriatic Sea mussels. Eur. J. Org. Chem., 291-295.
Cohen P., Holmes C.F.B., TsukitanI Y., 1990. Okadaic acid: a new probe for the study of cellular
regulation. Trends Biochem. Sci., 15, 98-102.
Draisci R., Lucentini L., Gianntti L., Boria P., Poletti R., 1996. First report of pectenoroxin-2 (PTX2) in
algae (Dinophysis fortii) related to seafood poisoning in Europe. Toxicon, 34(8), 923-935.
Fernandez M.L., Miguez A., Cacho E., Martnez A., 1996. Detection of okadaic acid esters in the
hexane extracts of Spanish mussels. Toxicon, 34(3), 381-387.
Hu T., Doyle J., Jackson D., Marr J., Nixon E., Pleasance S., Quilliam M.A., Walter J.A., Writh J.L.C.,
1992a. Isolation of a new diarrhetic shellfish poison from Irish mussels. Chem. Commun., 39-41.
Hu T., Marr J., Defreitas A.S.W., Quilliam M.A., Walter J.A., Wright J.L.C, Pleasance S., 1992b. New
diol esters isolated from cultures of the dinoflagellates Prorocentrum lima and Prorocentrum
concavum. J. Natural Products, 55(11), 1631-1637.
Hu T., Curtis J.M., Walter J.A., Writh J.L.C., 1995a. Identification of DTX4, a new water-soluble
phosphatase inhibitor from the toxic dinoflagellate Prorocentrum lima. J. Chem. Sci. Chem. Commun.,
597-599.
Hu T., Curtis J.M., Walter J.A., Mclachlan J.L., Wright J.L.C., 1995b. Two new water-soluble DSP
Toxin derivatives from the Dinoflagellate Prorocentrum maculosum : possible storage and excretion
products. Tetraheadron Letters, 36(51), 9273-9276.
Hu T., Curtis J.M., Oshima Y., Quilliam M.A., Walter J.A., Watson-Wright W.M., Wright J.L.C., 1995c.
Spirolides B and D, two novel macrocycles isolated from the digestive glands of shellfish. J. Chem .
Soc., Chem. Commun., 1995, 2159-2161.
Hu T., Curtis J.M., Walter J.A., Wright J.L.C., 1996. Characterization of biologically inactive spirolides
E and F : identification of the spirolides pharmacophore. Tetrahedron Letters, 37(43), 7671-7674.
1er février 2006
Guide d’information. Complexe des toxines lipophiles : diarrhéiques (DSP) et associées
14/16
Kat M., 1979. The occurrence of Prorocentrum species and coincidental gastrointestinal illness of
mussel consumers. In: Toxic Dinoflagellates Blooms. Taylor D.L. & Seliger H.H. (eds). Elsevier
Amsterdam. 215-220.
Kat M., 1983. Diarrhoeic mussel poisoning in the Netherlands related to the occurence to
dinoflagellate Dinophysis acuminata. Antonie Van Leeuwenhoek, 49, 417-427.
Ito E., Terao K., McMahon T., Silke J., Yasumoto T. (1998). Acute pathological changes in mice
caused by crude extracts of novel toxins isolated from Irish mussels. In : Harmful Algae. Reguera B.,
Blanco J., Fernandez M.L., Wyatt T. (Eds.). IOC of UNESCO and Xunta de Galicia, santiago de
compostela, Spain, pp. 588-589.
Ito E., Satake M., Ofuji K., Kurita N., McMahon T., James K.J., Yasumoto T. (2000).Multiple organ
damage caused by new toxin azaspiracid, isolated from mussels produced in Ireland. Toxicon, 38, pp.
917-930.
James K.J., Bishop A.G., Gillman M., Kelly S.S., Roden C., Draisci R., Lucentini L., Giannetti L., 1998.
The diarrhoeic shellfish poisoning toxins of Dinophysis acuta : identification and isolation of
Dinophysistoxin-2 (DTX-2). In: Harmful Algae. Reguera B., Blanco J., Fernandez M.L. & Wyatt T.
(eds). Xunta de Galicia and IOC of UNESCO, 489-492.
James K., Moroney C., Roden C., Satake M., Yasumoto T., Lehane M., Furey A. (2003). Ubiquitous
‘benign’ alga emerges as the cause of shellfish contamination responsible for the human toxic
syndrome, azaspiracid poisoning. Toxicon 41, 145-151.
Lassus P., Bardouil M., Truquet I., Truquet P., Marcaillou-Le Baut C., Masselin P., 1985. Dinophysis
acuminata distribution and toxicity along the south britanny coast (France) : correlation with
hydrological parameters. In: Toxic Dinoflagellates. Anderson D.M., White A.M. & Baden D.G. (eds).
Elsevier, New York, 159-164.
Lassus P., Bardouil M., Berthomé J.P., Maggi P., Truquet P., Le Dean L., 1988. Seasonal occurrence
of Dinophysis sp. along the French coast between 1983 and 1987. Aquat. Living Ressour., 1, 155-164.
Lee J.S., Igarashi T. Fraga S, Dahl E., Hovgaard P., Yasumoto T., 1989. Determination of diarrhoeic
shellfish toxins in various dinoflagellate species. Journal of Applied Phycology, 1, 147-152.
McMahon T., Slike J. (1996). Winter toxicity of unknown aetiology in mussels. Harmful Algae News,
14, p. 2.
Marr J.C., Hu T., Pleasance S., Quilliam M.A., Wright J.L.C., 1992. Detection of new 7-O-acyl
derivatives of diarrhetic shellfish poisoning toxins by liquid chromatography-mass spectrometry.
Toxicon, 30(12), 1621-1630.
Masselin P., Lassus P., Bardouil M., 1992. High performance liquid chromatography analysis of
diarrhoeic toxins in Dinophysis spp. from the French coast. Journal of Applied Phycol. 4, 385-389.
Murakami Y., Oshima Y., Yasumoto T., 1982. Identification of okadaic acid as a toxic componend of a
marine dinoflagellate Protocentrum lima. Bull. Jap. Soc. Fish., 48(1), 69-72.
Murata M., Shimatani M., Sugitani H., Oshima Y., Yasumoto T., 1982. Isolation and structural
elucidation of the causative toxin of diarrhoeic shellfish poisoning. Bull. Jap. Soc., Fish., 48(4), 549552.
Murata M., Sano M., Iwashita T., Naoki H., Yasumoto T., 1986. The structure of pectenotoxin-3, a new
constituent of diarrhetic shellfish toxins. Agric. Biol. Chem., 50, 2693-2695.
Murata M., Kumagai M., Lee J.S., Yasumoto T., 1987. Isolation and structure of yessotoxin, a nouvel
polyether compound implicated in diarrhetic shellfish poisoning. Tetrahedron Lett., 28, 5869-5872.
Quilliam M.A., Gilgan M.W., Pleasance S., Defreitas A.S.W., Douglas D., Fritz L., Hu T., Marr J.C.,
Smith C., Wright J.L.C., 1993. Confirmation of an incident of diarrhetic poisoning in Eastern Canada.
In: Toxic Phytoplankton Blooms in the Sea. Smayda T.J. & Shimizu Y. (eds). Elsevier, Amsterdam, 3,
547-552.
Ofuji K., Satake M., McMahon T., James K.J., Naoki H., Oshima Y., Yasumoto T. (1999). Two analogs
of azaspiracids isolated from mussels, Mytilus edulis, involved in human intoxication in Ireland. Natural
Toxins, 7, pp. 99 - 102.
1er février 2006
Guide d’information. Complexe des toxines lipophiles : diarrhéiques (DSP) et associées
15/16
Ofuji K., Satake M., Oshima Y., McMahon T., James K.J., Yasumoto T. (1999). A sensitive and
specific determination method for azaspiracids, principal toxins of azaspiracid poisoning, by liquid
chromatography mass spectrometry. Natural Toxins, 7 pp. 247-250.
Ofuji K., Satake M., McMahon T., James K.J., Naoki H., Oshima Y., Yasumoto T. (2001). Structures of
azaspiracid analogs, azaspiracid-4 and azaspiracid-5, causative toxins of azaspiracids poisoning in
Europe. Biosci. Biotechnol. Biochem., 65, pp. 740-742..
Satake M., Mackenzie L., Yasumoto T., 1997. Identification of Protoceratium reticulatum as the
biogenetic origin of yessotoxin. Natural Toxins, 5, 164-167.
Satake M., Ofuji K., Naoki H., James K.J., Furey A., McMahon T., Silke J., Yasumoto T. (1998).
Azaspiracid, a new marine toxin having unique spiro ring assemblies, isolated from Irish mussels. J.
Am. Chem. Soc., 120, pp. 9967-9968.
Seki T., Satake M., Macckenzie L., Kaspar H.F., Yasumoto T., 1995. Gymnodimine, a new marine
toxin of unprecedented structure isolated from New Zealand oysters and the dinoflagellate,
Gymnodinium spp.. tetrahedron Letters, 36 (39), 7093-7096.
Sournia A., Belin C., Berland B., Erard-Le Denn E., Gentien P., Grzebyk D., Marcaillou-Le Baut C.,
Lassus P., Parensky F., 1991. Le phytoplancton nuisible des côtes de Fance. Ed. Ifremer, 154 p.
Suzuki T., Mitsuya T., Matsubara H., Yamasaki M., 1998. Determination of pectenotoxin-2 after solid
phase extraction from seawater and from the dinoflagellate Dinophysis fortii by liquid chromatography
with electrospray mass spectrometry and ultraviolet detection: evidence of oxidation of pectenotoxin-2
to pectenotoxin-b in acallops. J. Chromatogr. A, 815, 155-160.
Suzuki T., Ota H., Yamasaki M., 1999. Direct evidence of tranformation of dinophysistoxin-1 to 7-Oacyl-dinophysistoxin-1 (dinophysistoxin-3) in the scallop Patinopecten yessoensis. Toxicon, 37(1),
187-198.
Suzuki T., Mackenzie L., Stirling D., Adamson J., 2001. Pectenotoxin-2 seco acid: a toxin converted
from pectenotoxin-2 by the New Zealand Greenshell mussel, Perna canaliculus. Toxicon, 39, 507-514.
Tachibana V., Scheuner P.J., Tsukitani Y., Kikuchi H., Vanenden D., Clardy J., Gopichand Y., Schmitz
F.J., 1981. Okadaic acid, a cytotoxic polyether from two sponges of the genus Halichondria. J. Am.
Chem. Soc., 103, 2469-2471.
Tubaro A., Sidari L., Della Loggia R., Yasumoto T., 1998. Occurrence of yessotoxin-like toxins in
phytoplankton and mussels from northern Adriatic sea. In: Harmful Algae. Reguera B., Blanco J.,
Fernandez M.L. & Wyatt T. (eds). Xunta de Galicia and IOC of UNESCO, 470-472.
Windust A.J., Quilliam M.A., Wright J.L.C., McLachlan J.L., 1997. Comparative toxicity of the diarrhetic
shellfish poisons, okadaic acid, okadaic acid diol-ester and dinophysistoxin-4, to the diatom
Thalassiosira weissflogii. Toxicon, 35(11), 1591-1603.
Wright J.L.C., Hu T., McLachlan J.L., Needham J., Walter J.A., 1996. Biosynthesis of DTX-4 :
confirmation of polyketide pathway, proof of a baeyer-villiger oxidation step, and evidence for an
unusual carbon deletion process. J. Am. Chem. Soc., 118(36), 8757-8758.
Wright J.L.C., Cembella A.D., 1998. Ecophysiology and Biosyhthesis of polyether marine biotoxins.
Nato AS1 Series, vol. G 41, 427-451.
Yasumoto T., Oshima Y., Yamaguchi M., 1978. Occurrence of a new type of shellfish poisoning in the
Tohoku. District. Bull. Jpn. Soc. Sci. Fish., 44(11), 1249-1255.
Yasumoto T., Oshima Y., Sugawara W., Fukuyo Y., Oguri H., Igarashi T., Fujita N., 1980. Identification
of Dinophysis fortii as the causative organism of diarrhoeic shellfish poisoning. Bull. Jap. Soc. Sci
Fish., 46, 1405-1411.
Yasumoto T., Murata M., Oshima Y., Matsumoto G.K., Clardy J., 1984. Diarrhetic Shellfish Poisoning.
In: Sea Food Toxins, Ragelis E.P. (ed). ACS symposium series, n° 262, 208-214.
Yasumoto T., Murata M., Oshima Y., Sano M., Matsumoto G.K., Clardy J., 1985. Diarrhetic shellfish
toxins. Tetrahedron, 41, 1019-1025.
1er février 2006
Guide d’information. Complexe des toxines lipophiles : diarrhéiques (DSP) et associées
16/16
Yasumoto T., Murata M., Lee J.S., Torigoe K., 1989. Polyether toxins produced by dinoflagellates. In:
Mycotoxins and Phycotoxins 88. Natori S., Hashimoto K. & Veno T. (eds), Elsevier, Amsterdam, 375382.
Yasumoto T., Murata M., 1993. Marine toxins. Chem. Rev. 93, 1897–1909.
Yasumoto T., Satake M., 1998. New toxins and their toxicological evaluations. In: Harmful Algae.
Reguera B., Blanco J., Fernandez M.L. & Wyatt T. (eds) Xunta de Galicia and Intergovernmental
Oceanographic Commission of UNESCO, 461-464.
1er février 2006