Chapitre 2.3.6.

CHAPITRE 2.3.6.
TRICHOMONOSE
1
RÉSUMÉ
La trichomonose génitale bovine est due à Tritrichomonas fœtus, un protozoaire flagellé. Elle est
connue dans le monde entier et a présenté, autrefois, une importance économique majeure comme
cause d’avortement et d’infertilité, en particulier en élevage bovin laitier. Dans les régions du
monde où l’usage de l’insémination artificielle est très répandu, la prévalence est plus réduite,
cependant elle est encore élevée dans les troupeaux à viande ou dans les autres circonstances où
l’insémination artificielle n’est pas utilisée.
La transmission de la maladie a lieu essentiellement lors du coït, mais une transmission mécanique
par les instruments d’insémination ou au cours de l’examen gynécologique peut avoir lieu. Le
parasite peut survivre dans le sperme total ou dilué, conservé à + 5°C. Les taureaux sont les
réservoirs principaux de la maladie dans le sens où ils tendent à être porteurs à long terme, alors
que beaucoup de vaches éliminent l’infection spontanément. Pour ces raisons, les prélèvements
sur taureaux sont utilisés de préférence pour le diagnostic et le contrôle de la maladie.
Identification de l’agent pathogène : Tritrichomonas fœtus est un flagellé, protozoaire eucaryote
piriforme, de 8 à 18 µm de longueur et 4 à 9 µm de largeur approximativement, avec 3 flagelles
antérieurs et un flagelle postérieur, bordant une membrane ondulante. Les organismes se
déplacent avec un mouvement saccadé et onduleux. Ils sont visibles dans des épreuves sur culture
d’échantillon préputial de taureau infecté et dans les lavages vaginaux ou le mucus cervico-vaginal
de vache infectée, ou parfois dans les fœtus avortés. Les organismes peuvent être cultivés in vitro,
et peuvent être vus sur une lame sertie humide ou colorée. La méthode de diagnostic standard
pour les taureaux associe la récolte, l’examen et la mise en culture de smegma du prépuce et du
pénis. Le smegma peut être prélevé par des méthodes variées incluant le lavage préputial ou le
raclage de la cavité préputiale et du gland du pénis au niveau du fornix avec une pipette à
insémination sèche. Un certain nombre de milieux de culture in vitro existent, mais plus récemment
2
une épreuve commerciale de culture sur le terrain a été présentée comme permettant la
croissance des trichomonas et l’examen microscopique direct.
Épreuves alternatives : l’infection peut aussi être détectée par amplification par réaction
d’amplification en chaîne par polymérase (PCR). Dans le passé, une épreuve d’agglutination
utilisant du mucus prélevé au niveau du col utérin et un antigène préparé à partir d’organismes de
culture ont été utilisés comme épreuve sur troupeau. De même, une épreuve intradermique utilisant
un précipité d’acide trichloracétique du parasite a été utilisée dans les troupeaux.
Spécifications applicables aux vaccins et aux produits biologiques à usage diagnostique :
un vaccin à partir de cellules entières tuées partiellement efficace est disponible commercialement
soit sous forme monovalente, soit faisant partie d’un vaccin polyvalent contenant Campylobacter et
3
Leptospira .
1
2
3
Nomenclature des maladies parasitaires: voir la note dans le chapitre 2.3.15. Trypanosomose (transmise par la mouche
tsé tsé).
lnPouch™ TF Test, BioMed Diagnostics, San José, California, États-Unis d’Amérique.
Trich Guard ou Trich Guard V5-L, Fort Dodge Laboratories, Fort Dodge, Iowa, États-Unis d’Amérique.
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Chapitre 2.3.6. — Trichomonose
A. INTRODUCTION
La trichomonose génitale bovine est causées par un protozoaire flagellé, Tritrichomonas fœtus. Les hôtes
naturels de T. fœtus sont les bovidés (Bos taurus, B. indicus). Des espèces non pathogènes de trichomonas se
rencontrent dans l’intestin des bovins ; T. suis du porc est morphologiquement, sérologiquement et
génétiquement similaire à T. fœtus.
Tritrichomonas fœtus est pyriforme, de 8 à 18 µm de longueur et de 4 à 9 µm de largeur, avec 3 flagelles
antérieurs et un postérieur, ainsi qu’une membrane ondulante. Les parasites vivants se déplacent avec un
mouvement saccadé, ondulant, et peuvent être détectés au microscope optique. La microscopie en contraste de
phase en lumière noire ou d’autres méthodes doit être utilisée pour observer les détails nécessaires à son
identification. Des descriptions morphologiques détaillées, incluant des études en microscopie électronique, ont
été publiées par Warton et Honigberg (47). Il est important de différencier T. fœtus des autres protozoaires
flagellés contaminants qui pourraient être présents dans l’appareil reproducteur des bovins (3, 6, 33, 45). En
phase éclairée, le nombre de flagelles observés est une caractéristique importante qui peut aider à différencier
T. fœtus de certains flagellés de bovins qui peuvent apparaître semblables. Une technique par coloration qui peut
être utilisée pour observer plus clairement la morphologie a été décrite (25).
L’organisme se multiplie par division binaire longitudinale ; c’est une multiplication non sexuée et des stades
résistants du parasite dans l’environnement n’ont pas été observés.
Dans quelques études anciennes, 3 sérotypes ont été reconnus, basés sur l’agglutination (42) : la souche
« belfast » serait prédominante en Europe, en Afrique et aux USA (23) ; la souche « brisbane » en Australie (12) ;
et la souche « manley », qui a été rapportée seulement dans quelques foyers (42). Seule une petite étude
supplémentaire a été faite dans cette zone. Des travaux complémentaires doivent être réalisés dans le domaine
de la comparaison des caractéristiques de croissance, de la variation génétique et antigénique d’isolats de
T. fœtus issus de différentes zones avant que les termes de « souches » et de « sérotype » puissent être utilisés
avec sûreté.
Les organismes peuvent être cultivés in vitro, de préférence en milieu de Diamond (10), de Clausen (28) ou en
milieu Trichomonas, qui est disponible commercialement (40). Une épreuve commerciale de terrain qui tient
compte de la croissance des trichomonas et de l’examen microscopique direct sans aspiration de l’inoculum a été
TM
développé aux USA (41, 46) (InPouch TF, voir note de bas de page n°2).
La transmission de l’infection en conditions naturelles se fait par le coït, par insémination artificielle, ou par
examen gynécologique des vaches. Le site d’infection des taureaux est primitivement la cavité préputiale (1, 35),
et les manifestations cliniques qui en découlent sont faibles ou absentes. Pour les taureaux âgés de plus de
3 à 4 ans, la guérison spontanée a rarement lieu et ils deviennent une source permanente d’infection. Chez les
taureaux de moins de 3 à 4 ans, l’infection peut être transitoire.
Les organismes sont présents en faible nombre dans la cavité préputiale des taureaux, avec une certaine
concentration dans le fornix et autour du gland du pénis (20). Le taureau infecté de façon chronique ne présente
pas de lésion macroscopique. Chez la vache, la lésion initiale est une vaginite, qui peut être suivie chez un
animal qui devient gestant par une invasion du col utérin et de l’utérus. Diverses séquelles peuvent en résulter,
incluant une inflammation du placenta qui peut conduire à un avortement précoce (1 à 16 semaines), un
écoulement utérin et un pyomètre. Dans certains cas, malgré l’infection, la gestation ne se termine pas par un
avortement et un veau normal naît à terme. À l’échelle d’un troupeau, les vaches peuvent présenter des cycles
oestriens irréguliers, des écoulements utérins, des pyomètres et des avortements précoces (1, 15, 42). Une
vache récupère habituellement et devient généralement immune, au moins pour la saison de reproduction suivant
l’infection et l’avortement (1, 15, 44).
B. TECHNIQUES DE DIAGNOSTIC
1.
Identification de l’agent pathogène
a)
Identification de l’agent par examen direct ou culture (épreuve prescrite pour les échanges
internationaux)
Un diagnostic provisoire de la trichomonose est basé sur l’histoire clinique, les signes d’avortement précoce,
les retours répétés en chaleur, ou les cycles oestriens irréguliers. La confirmation dépend de la mise en
évidence des parasites dans les fluides placentaires, les contenus stomacaux du fœtus avorté, les lavages
utérins, les écoulements de pyomètres ou le mucus vaginal. Dans les troupeaux infectés, les matériaux les
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Chapitre 2.3.6. — Trichomonose
plus fiables pour le diagnostic sont les produits soit de lavages soit de raclage préputial ou
vaginal (24, 29, 31, 41). En Europe de l’Ouest, les Directives de l’Union Européenne (UE) exigent la collecte
des lavages préputiaux, ou dans le cas de femelles, une épreuve d’agglutination sur mucus vaginal (13).
Le nombre d’organismes varie dans différentes situations. Ils sont nombreux dans le fœtus avorté, dans
l’utérus plusieurs jours après l’avortement, et chez les vaches infestées récemment, ils sont abondants dans
le mucus vaginal 12 à 20 jours après infection. Après cela, le nombre d’organismes varie en relation avec la
phase du cycle oestrien, restant élevé 3 à 7 jours après l’ovulation. Chez les taureaux infectés, T. fœtus est
présent en grand nombre sur la muqueuse du prépuce et du pénis, apparemment sans envahir les tissus
sous muqueux. Il est généralement recommandé de laisser passer une semaine après la dernière saillie
avant de prélever un échantillon préputial.
•
Collecte d’échantillon
Un certain nombre de techniques de collecte d’échantillons préputiaux chez les taureaux ou d’échantillons
vaginaux chez les vaches ont été décrits. Il est important d’éviter la contamination fécale, car celle-ci peut
introduire des protozoaires intestinaux qui pourraient être confondus avec T. fœtus (45). La contamination
des échantillons devrait être minimisée par le retrait de matériel accessoire et des poils souillés du pourtour
de l’orifice préputial ou de la vulve ; cependant, un décapage de la zone, en particulier avec des
désinfectants, est à éviter, car il peut réduire la sensibilité du diagnostic. Les échantillons peuvent être
collectés chez les taureaux par raclage de la muqueuse préputiale ou pénienne avec une pipette à
insémination artificielle (31, 41) ou une brosse métallique (30, 31), par lavage préputial (41) ou par lavage
du vagin artificiel après collecte de sperme (19). La dernière technique n’est pas recommandée car sa
sensibilité peut être plus faible (19). Les échantillons chez les vaches sont collectés par lavage du vagin, ou
par raclage du col avec une pipette pour insémination artificielle ou une brosse métallique (24, 27).
Si les échantillons doivent être soumis à un laboratoire et ne peuvent pas être délivrés dans les 24 h, un
milieu de transport doit être utilisé (par exemple le milieu de Winter, une solution saline tamponnée avec du
sérum de bovin fœtal à 5 %, ou du lait écrémé, avec ou sans antibiotiques [37] ou dans du tioglycollate
[5]), ou la poche plastique pour culture de terrain (5, 46). Durant le transport, les organismes devraient être
protégés contre l’exposition à la lumière et les températures extrêmes, température qui devrait rester
supérieure à 5°C et inférieure à 38°C.
•
Culture
Des cultures peuvent être réalisées lorsque les parasites sont trop peu nombreux pour permettre une
détection directe et une identification précise. La culture des organismes est habituellement nécessaire
parce que, dans la plupart des cas, le nombre de parasites n’est pas assez grand pour faire un diagnostic
positif par examen direct. Plusieurs milieux peuvent être utilisés. Le milieu CPLM
(Cysteine/Peptone/Liver-infusion Maltose), le milieu BGPS (Beef-exctract. Glucose/Peptone Serum), le
milieu de Clausen (Neopeptone-Lemco-liver extract glucose), le milieu pour trichomonas de Diamond, le
milieu Trichomonas d’Oxoid et la trousse de diagnostic commerciale de culture sont les milieux de choix
(11, 28, 32, 40). L’inoculation des échantillons dans le milieu de culture devrait être faite le plus tôt possible
après la collecte. Pour les échantillons récoltés par lavage préputial, il est nécessaire de traiter l’échantillon
par centrifugation. Le culot est alors examiné et inoculé dans le milieu de culture. Il est aussi important de
s’assurer que les milieux de culture sont utilisés avant leur date d’expiration, car de nombreux milieux ne
sont pas stables. La qualité de l’eau utilisée est importante et un antifongique peut être ajouté dans les
milieux pour contrôler la croissance des levures.
La détection initiale des organismes peut être faite par microscopie optique, sur une lame sertie humide
préparée directement à partir de l’échantillon ou de la culture, ou grâce aux cupules plastiques du système
TM
TM
InPouch (système InPouch , voir note de bas de page n°2) en utilisant le clip plastique spécialement
fourni. Les organismes peuvent être regardés au microscope à lumière standard en utilisant un
grossissement de 100 ou plus. Un microscope inversé peut être utilisé pour examiner des tubes contenant
un milieu de culture (de Diamond). Les milieux de culture devraient être examinés au microscope
périodiquement du jour 1 au jour 7 après inoculation (26). Les organismes peuvent être identifiés sur la base
de traits morphologiques caractéristiques. Les organismes en forme de poire ont 3 flagelles antérieurs et un
flagelle postérieur et une membrane ondulante qui s’étend presque jusqu’à l’extrémité postérieure de la
cellule. Ils ont aussi un axostyle qui s’étend habituellement au-delà de l’extrémité postérieure de la cellule.
Pour révéler ces caractères, la microscopie en contraste de phase est très précieuse, ainsi qu’une
procédure récemment développée de coloration rapide (25). Ces 2 techniques sont plus efficaces quand un
nombre relativement grand d’organismes est présent, spécialement dans la technique par coloration.
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Chapitre 2.3.6. — Trichomonose
•
Moyens de culture
•
Milieu de Diamond modifié
La verrerie utilisée pour les cultures devrait être lavée avec de l’eau distillée (en évitant l’usage de
détergents). Le milieu de Diamond modifié consiste en : 2 g de trypticase peptone, 1 g d’extrait de
levures, 0,5 g de maltose, 0,1 g de chlorhydrate de L-cystéine et 0,02 g d’acide L-ascorbique, complété
avec 90 ml d’eau distillée contenant 0,08 g de K2HPO4 et 0,08 g de KH2PO4. Il est ajusté à un pH
compris entre 7,2 et 7,4 avec de l’hydroxyde de sodium ou de l’acide hypochlorique. Après l’ajout de
0,05 g de gélose, le milieu est autoclavé pendant 10 min à 121°C, refroidi à 49°C, puis 10 ml de sérum
de bovin inactivé (inactivé par chauffage à 56°C pendant 30 min), 100 000 unités de pénicilline
C cristalline et 0,1 g de sulfate de streptomycine sont ajoutés de façon aseptique. Le milieu est
stérilement distribué en fractions aliquotes de 10 ml dans des flacons à bouchon à vis stériles de
16 x 124 mm et réfrigérés à 4°C jusqu’à utilisation. Le milieu devrait être cultivé jusqu’à 7 jours, les
échantillons étant examinés tous les jours (1, 26). L’incorporation de gélose dans le milieu limite
largement les organismes contaminants dans la partie supérieure du tube test, tandis que des
conditions micro-aérophiles sont maintenues dans le fond du tube où les trichomonas se développent
en plus grand nombre.
•
Épreuve de culture sur le terrain (lnPouchTM TF)
Lorsque l’aspect pratique et la sensibilité doivent être combinés, une épreuve de culture sur le terrain
(système InPouchTM TF) peut être utilisée (1, 4, 32, 41, 46). Elle consiste en une poche plastique
transparente souple avec 2 parties. La chambre supérieure contient un milieu spécial dans lequel
l’échantillon est introduit. Les échantillons de terrain pour inoculation directe dans la poche de culture
devraient normalement être collectés par la technique de raclage préputial (1, 41). Les échantillons
collectés par lavage préputial nécessitent une centrifugation avec introduction du culot dans la
chambre supérieure. Après mélange, le milieu est introduit de force dans la chambre inférieure et la
poche est alors scellée et incubée à 37°C. Un examen direct pour rechercher les trichomonas peut être
fait directement à travers la poche plastique (4). Les résultats diagnostiques avec les échantillons issus
TM
de taureaux utilisant soit le milieu de Diamond soit le système InPouch TF ont montré que les
2 méthodes donnent des résultats comparables ou qu’il y a certains avantages (dans l’aspect pratique
TM
et dans les résultats de l’épreuve) avec le système InPouch TF (4, 5, 24, 32, 41).
•
Sensibilité et spécificité globales des épreuves de culture et d’identification
Toute estimation de la sensibilité et de la spécificité diagnostiques d’une épreuve de culture et
d’identification sera dépendante de l’efficacité de la collecte de l’échantillon, de sa manipulation et de son
traitement, aussi bien que de la composition et de la qualité du milieu de culture. Chez les taureaux, la
TM
sensibilité de la trousse de diagnostic InPouch TF a été estimée à 92 % (avec un intervalle de confiance à
95 % de 84 à 96 %) (31). Les estimations pour les milieux de Diamond et apparentés ont été variables,
éventuellement à cause de variations dans la composition et la préparation, mais s’étendent de 78 à
99 %. Jusqu’à récemment, il a été considéré que la spécificité d’une épreuve de culture est de 100 %, mais
il est probable que c’est une surestimation.
Tout échantillon prélevé sur un taureau connu comme infecté ne donnera pas nécessairement un résultat
de culture positif. Même dans les conditions optimales d’échantillonnage, de transport, de culture et
d’identification, plus d’un échantillon négatif devrait être obtenu avant qu’il soit raisonnable de considérer
l’animal comme non infecté. Pour estimer la probabilité qu’un animal n’est pas infecté, la valeur prédictive
négative devrait être calculée en utilisant une estimation de la sensibilité de l’épreuve de diagnostic et la
probabilité pré-évaluée d’infection de l’animal (31). Avec les échantillons prélevés sur femelles, il y a peu
d’estimation de la sensibilité diagnostique d’échantillon standard et de méthode de culture.
L’infection des femelles est habituellement éliminée en 90 à 95 jours ; il peut donc être difficile d’isoler les
parasites à partir d’animaux à des stades tardifs de leur infection. Chez des jeunes vaches infestées
TM
expérimentalement, en utilisant la méthode de culture InPouch TF, une sensibilité apparente de 88 % est
atteinte au cours d’une période de 10 semaines post-infection (24).
Le diagnostic d’avortement induit par T. fœtus peut être relativement facile quand le fœtus avorté est
retrouvé, grâce au grand nombre de parasites mis en évidence dans le contenu abomasal du fœtus ou dans
les fluides placentaires. De plus, des techniques immunohistochimiques peuvent être utilisées pour
démontrer l’envahissement tissulaire de T. fœtus dans l’avorton.
b)
Réaction d’amplification en chaîne par polymérase
Les techniques de biologie moléculaire qui utilisent la technologie de réaction d’amplification en chaîne par
polymérase (PCR) ont été exploitées pour l’identification de T. fœtus (14, 21). Le développement d’une
épreuve de diagnostic par PCR offre un certain nombre d’avantages potentiels, incluant une augmentation
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Chapitre 2.3.6. — Trichomonose
de la sensibilité d’analyse, un délai plus court d’obtention des résultats diagnostiques, et le fait que les
organismes dans l’échantillon collecté ne sont pas nécessairement vivants. La recherche initiale (14, 21) a
démontré que les amorces ADN sont capables de détecter un très petit nombre de parasites issus de
culture de laboratoire en l’absence de matériel préputial. Cependant, dans les échantillons préputiaux, un
nombre élevé de parasites est nécessaire pour donner un résultat PCR positif, cela étant probablement dû à
l’inhibition par les composants du smegma préputial. Plusieurs techniques d’extraction de l’ADN ont été
décrites (14, 21, 34) et il est probable que la sensibilité de l’épreuve de diagnostic sera influencée par
l’efficacité de la méthode d’extraction et les procédures utilisées pour vaincre les inhibiteurs contaminants.
La sensibilité diagnostique des épreuves par PCR a été estimée comme similaire à celle de la trousse de
TM
diagnostic de culture InPouch TF (14, 21). Cependant, trop peu d’échantillons issus seulement d’une
petite population de taureaux infectés ont été analysés pour déterminer une estimation solide de la
sensibilité.
La spécificité diagnostique de l’épreuve par PCR dépend de la spécificité des amorces. Un jeu d’amorces
(21) a donné des produits non spécifiques de taille similaire dans approximativement un tiers des
échantillons témoins négatifs. Un jeu d’amorces basé sur la séquence 5,8 de l’ARN ribosomal a démontré
une bonne spécificité diagnostique dans les échantillons issus d’animaux négatifs (14), mais des travaux
supplémentaires avec ces amorces en utilisant différentes populations animales sont nécessaires. Ces
amorces produisent des produits d’amplification à partir de certains autres flagellés étroitement apparentés
(Tritrichomonas suis, T. mobilensis et un trichomonas du chat) qui sont indistincts de ceux de T. fœtus
(14, 18). Il est possible que certaines de ces espèces soient synonymes de T. fœtus. Un travail récent a
démontré que ces amorces peuvent être utilisées pour faire la différence entre T. fœtus et des trichomonas
autres que T. fœtus parfois trouvés dans les échantillons préputiaux (3, 6, 33). Les techniques basées sur
l’ADN ont de l’avenir comme épreuves auxiliaires ou primaires (3, 6, 14, 29, 34). Bien que cette technologie
soit prometteuse en recherche, des travaux supplémentaires évaluant et validant son application dans le
diagnostic clinique des infections par T. fœtus sont nécessaires avant de remplacer la méthode par culture
dans l’épreuve de diagnostic de routine.
2.
Les épreuves alternatives
Dans les années 1940, des épreuves d’agglutination sur mucus et des épreuves de diagnostic intradermique ont
été développées et sont encore en usage limité, mais des problèmes de sensibilité et de spécificité restreignent
leur utilité. D’autres épreuves immunologiques basées sur une méthode immuno-enzymatique de capture
d’antigène sont maintenant en cours de développement (1, 17). Les techniques immunohistochimiques utilisant
des anticorps monoclonaux ont été indiquées pour révéler les protozoaires T. fœtus dans des tissus fixés dans du
formol (38).
a)
Épreuve d’agglutination sur mucus
Une épreuve d’agglutination sur mucus qui détecte environ 60 % des vaches infestées naturellement, avec
des niveaux d’anticorps variant en relation avec le stade de l’oestrus, a été développée dans les années
1940 (23, 26). Les échantillons de mucus sont récoltés dans la région cervicale du vagin, de préférence peu
de jours après l’oestrus. Les anticorps apparaissent dans le mucus cervical environ 6 semaines après
l’infection, et persistent pendant plusieurs mois. Les anticorps peuvent aussi être trouvés dans les
sécrétions préputiales (39, 43). L’épreuve d’agglutination sur mucus est plus utile comme épreuve de
troupeau, étant capable de détecter des infections latentes ou récemment éliminée. Elle est spécifique et ne
donne pas de réaction croisée avec Campylobacter fœtus ou Brucella abortus mais manque de sensibilité.
Un tube en verre stérile, de 30 cm de longueur, 9 mm de diamètre, et courbé à un angle de
150° approximativement à 9 cm de l’extrémité, ou une pipette pour insémination artificielle devrait être
employé pour prélever l’échantillon cervical. Du mucus contenant du sang ne devrait pas être utilisé et
l’animal devrait être ré-échantillonné. Le sérum contenant des anticorps non spécifiques permettra à
e
l’agglutination d’avoir lieu. Le mucus est dilué au 1/5 avec du soluté physiologique et émulsifié dans un tube
e
e
de Griffith. Des échantillons en double, dilués au 1/10 et 1/20 , sont préparés en pipetant 2 ml de mucus et
2 ml de gélose fondue (à 56°C au bain-marie) dans les tubes pour la dilution au 1/10e, et 1 ml de mucus,
e
1 ml de soluté physiologique et 2 ml de gélose fondue pour la dilution au 1/20 . Des témoins en double
contenant 2 ml de soluté physiologique et 2 ml de gélose fondue sont aussi préparés. Tous les tubes sont
gardés au bain-marie à 56°C pendant le mélange puis coulés individuellement dans des boîtes de Petri de
5 cm et mis à refroidir. L’antigène de l’épreuve est préparé en ajoutant lentement une culture de
trichomonas à un mélange 2/1 de soluté physiologique et de bouillon glucosé à 1 % pour atteindre une
concentration approximative de 100 000 organismes/ml (approximativement 6 trichomonas/champ de
microscope au grossissement 400). Ensuite, 1,5 ml d’antigène est ajouté dans chaque boîte de Petri ; les
boîtes sont incubées pendant 1,5 h à 37°C puis laissées à température ambiante pendant 1,5 h
e
supplémentaire. L’observation d’une agglutination à la dilution de 1/10 est considérée comme positive.
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Chapitre 2.3.6. — Trichomonose
b)
Épreuve intradermique « Tricin »
Une intradermoréaction pour le diagnostic de la trichomonose bovine a été décrite (22). Le site d’injection
est la peau de l’encolure, semblable au site utilisé pour l’épreuve de tuberculination. Une dose de 0,1 ml
d’antigène « Tricin » est injectée par voie intradermique et la réaction est mesurée 30 à 60 min plus tard. La
réaction consiste en une plaque superficielle observée à l’œil nu et montrant une augmentation de plus de
2 mm de l’épaisseur de la peau.
c)
Immunohistochimie sur tissus
Il existe des lésions macroscopiques ou microscopiques sur les fœtus avortés et l’identification des
parasites est nécessaire pour le diagnostic. Une technique immunohistochimique utilisant un anticorps
monoclonal (AcM) pour détecter T. fœtus dans le placenta et les poumons de fœtus issus d’avortement de
bovins, fixés dans du formol et inclus dans de la paraffine, a été rapportée (38). La coloration
4
immunohistochimique est faite en utilisant un système streptavidine/biotine marqué disponible
commercialement et un AcM (34.7C4.4) pour T. fœtus. Dans la procédure, des coupes déparaffinées de
4 µm sont incubées avec l’AcM puis bloquées avec du sérum de chèvre non immun. Après 3 rinçages dans
un tampon, les coupes sont incubées avec une immunoglobuline biotinylée de chèvre anti-souris et
anti-lapin pendant 30 min à 37°C. À la suite de 3 rinçages supplémentaires dans un tampon, la streptavidine
marquée à la peroxydase est appliquée pendant 30 min à 37°C, et l’enzyme active est diluée avec l’AEC à
3 % (3-amino-9-ethylcarbazole) dans du N,N dimethylformamide. Les coupes passent dans une coloration
de contraste avec de l’hématoxyline Gill II pendant 3 min, sont rincées et colorées en bleu dans un tampon
pendant 1 min. Cette méthode a été utilisée pour diagnostiquer les avortements causés par T. fœtus.
C. SPÉCIFICATIONS APPLICABLES AUX VACCINS ET AUX PRODUITS
BIOLOGIQUES À USAGE DIAGNOSTIQUE
Les vaccins cellulaires entiers pour les vaches ont été présentés comme offrant une protection et sont disponibles
commercialement (9) soit comme vaccin « bactérien inactivé » monovalent, soit comme vaccin polyvalent
contenant aussi Campylobacter et Leptospira spp. (Vaccin CL) (Voir note de bas de page n°3). Ces produits se
sont montrés efficaces chez les femelles mais pas chez les taureaux (2). Cela est en contradiction avec des
études plus anciennes en Australie dans lesquelles la protection ou même l’élimination est possible pour les
taureaux recevant des fractions membranaires ou glycoprotéiques de T. fœtus (7, 8). Des anticorps spécifiques
ont été mis en évidence dans du sérum et du mucus vaginal de jeunes vaches inoculées avec un vaccin
contenant T. fœtus (17). Dans cette étude, un vaccin cellulaire entier tué partiellement efficace ne prévient pas
l’infection, mais semble permettre la clearance de l’infection chez les femelles vaccinées avant la période de
gestation où le fœtus présente le plus de risque d’avortement. Des vaccins plus efficaces qui se servent
d’antigènes membranaires de surface issus de T. fœtus ont été recherchés et offrent des perspectives pour un
vaccin recombinant (9, 16).
Un vaccin cellulaire entier est produit par croissance de T. fœtus (culture VMC-84) dans le milieu de
Diamond modifié (9) et congélation de la culture à –20°C pendant 60 min. Après décongélation, une suspension
7
de 5 x 10 organismes/ml dans une solution physiologique tamponnée au phosphate est ajoutée au vaccin-CL.
RÉFÉRENCES BIBLIOGRAPHIQUES
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North Am. Food Anim. Pract., 13, 345–361.
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4
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