Recherche fondamentale à l`usage des cliniciens Rôle
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Recherche fondamentale à l`usage des cliniciens Rôle
Page 99 Recherche fondamentale à l’usage des cliniciens Rôle nouvellement identifié joué par les cellules calcifiantes circulantes dans l’axe ostéo-vasculaire Gian Paolo Fadini, MD ; Marcello Rattazzi, MD, PhD ; Tomoyuki Matsumoto, MD, PhD ; Takayuki Asahara, MD, PhD ; Sundeep Khosla, MD e vieillissement est tout à la fois générateur d’ostéoporose et de troubles vasculaires et un nombre de plus en plus grand de données suggère qu’il existe un lien entre le métabolisme osseux et l’appareil vasculaire.1 Diverses études transversales et longitudinales ont mis en évidence, entre la densité minérale osseuse et le processus de calcification vasculaire, des corrélations inverses et indépendantes2–5 qui semblent prédictives de la survenue d’une athérosclérose et du risque cardiovasculaire qui en découle.6 Des études prospectives ont, en outre, rattaché l’existence d’une faible densité minérale osseuse à l’augmentation du risque d’événements cardiovasculaires.3 Plus encore, un haut degré de remodelage osseux est lui-même corrélé avec l’augmentation de la mortalité de cause cardiovasculaire chez le sujet âgé, indépendamment de l’âge, du sexe, de l’état de santé général, du taux sérique de parathormone et du statut en matière de fracture de hanche.7 Ces observations conduisent à se poser la question aussi intéressante qu’importante de savoir s’il n’existe pas des mécanismes susceptibles de promouvoir à la fois la déminéralisation osseuse, l’atteinte des vaisseaux et/ou leur calcification. L’inflammation et le stress oxydatif forment un socle commun à l’ostéoporose et à l’athérosclérose et pourraient expliquer la coexistence de ces troubles.8,9 Les scientifiques s’emploient également à rechercher un éventuel lien de causalité entre le métabolisme osseux et les pathologies vasculaires. Leurs travaux ont principalement pour cibles la triade formée par l’ostéoprotégérine, le récepteur activateur du facteur nucléaire κB (RANK) et le ligand de ce dernier, les particules plasmatiques nommées calciprotéines qui sont des complexes composés de fétuine A et de sels minéraux, l’axe constitué par le facteur de croissance fibroblastique 23 et la protéine Klotho ainsi que les cellules calcifiantes circulantes (Tableau 1). Chez la souris, le déficit en ostéoprotégérine, qui est un inhibiteur de la maturation des ostéoclastes, provoque une ostéoporose et l’apparition de calcifications vasculaires.10 A l’origine, cette observation avait conduit à attribuer à la dysfonction de la triade ostéoprotégérine-RANK-ligand de RANK une responsabilité dans les troubles de l’axe ostéovasculaire. Toutefois, bien que plusieurs travaux aient montré que l’ostéoprotégérine exerce des effets biologiques directs sur les cellules vasculaires, aucun élément ne permet d’affirmer de façon absolue que l’effet inhibiteur exercé par cette protéine à l’égard du processus de calcification artérielle est indépendant de ses actions sur la résorption osseuse. De fait, plusieurs études ont objectivé une diminution des dépôts calciques vasculaires chez l’animal traité par des agents antiostéoporotiques,11 alors que les statines, qui s’opposent à l’athérosclérose, paraissent améliorer la densité minérale osseuse.12 Le facteur de croissance fibroblastique 23 est une hormone osseuse qui favorise l’élimination des phosphates et inhibe la biosynthèse rénale de la vitamine D. C’est Klotho, qui se comporte à la fois comme une protéine membranaire et comme un médiateur sécrété, qui détermine l’action spécifiquement rénale du facteur de croissance fibroblastique 23.13 Chez la souris, la délétion de Klotho se traduit par une accélération du vieillissement, une ostéopénie et des calcifications vasculaires massives.14 Bien qu’une hyperphosphatémie soit en cause dans la plupart des altérations vasculaires observées chez la souris déficiente en protéine Klotho et en facteur de croissance fibroblastique 23,15 des études plus approfondies devront être menées pour faire la part de ce qui revient à chacun des deux dans la régulation de l’axe ostéo-vasculaire. Les particules circulantes de calciprotéines constituent également un lien intéressant entre le métabolisme osseux et le processus de calcification artérielle.16 La fétuine A, une protéine plasmatique synthétisée par le foie, assure non seulement la solubilisation des sels minéraux circulants, empêchant ainsi leur accumulation ectopique, mais joue, de plus, un rôle majeur dans la calcification du collagène de type I d’origine sérique.17 Il importe de noter ici que, dans les modèles animaux d’insuffisance rénale, il existe une élévation du taux sérique de calciprotéines, qu’il est possible de réduire par l’administration de bisphosphonates.18 Toutefois, on ne sait pas très bien par quel mécanisme ces particules sont affectées par le remodelage osseux ni quel est leur mode d’élimination du courant sanguin. Enfin, après découverte des cellules calcifiantes circulantes,19 des études cliniques ont été entreprises pour explorer la contribution de ces dernières au lien unissant l’ostéoporose L Service de Médecine, Université de Padoue, Padoue, Italie (G.P.F., M.R.) ; Institut Vénitien de Médecine Moléculaire, Padoue, Italie (G.P.F.) ; Service de Chirurgie Orthopédique, Faculté de Médecine de l’Université de Kobe, Kobe, Japon (T.M.) ; Unité de Recherche Translationnelle sur les Cellules Souches, Institut de Recherche et d’Innovation Biomédicales de Kobe, Kobe, Japon (T.M., T.A.) ; Unité de Recherche en Médecine Régénérative, Faculté de Médecine de l’Université de Tokai, Tokyo, Japon (T.A.) ; et Collège de Médecine, Mayo Clinic, Minnesota, Etats-Unis (S.K.). Correspondance : Gian Paolo Fadini, MD, ou Marcello Rattazzi, MD, PhD, Dipartimento di Medicina, Policlinico Universitario, Via Giustiniani, Giustiniani, 2, 35100 Padova, Italie. E-mail : [email protected], [email protected], ou [email protected] (Traduit de l’anglais : Emerging Role of Circulating Calcifying Cells in the Bone-Vascular Axis. Circulation. 2012;125:2772–2781.) © 2012 American Heart Association, Inc. Circulation est disponible sur le site http://circ.ahajournals.org 99 14:46:11:02:13 Page 99 Page 100 100 Circulation Mars 2013 Tableau 1. Domaines dans lesquels les recherches sur l’axe ostéo-vasculaire sont les plus intenses : quelques voies biologiques importantes sous-tendant un lien de causalité entre le métabolisme osseux et les pathologies vasculaires à la calcification des vaisseaux.20 Il a ainsi été constaté que, chez la souris ostéoporotique dépourvue d’ostéoprotégérine, le nombre de ces cellules ostéogéniques circulantes est augmenté et en corrélation avec l’importance des dépôts calciques présents dans la paroi des vaisseaux.21 Un faisceau croissant de données montre que ces cellules calcifiantes circulantes sont impliquées dans la survenue de troubles aussi bien osseux que vasculaires, plusieurs phénotypes, vraisemblablement liés entre eux, ayant, par ailleurs, été identifiés. Dans le présent article, nous décrivons les caractéristiques phénotypiques et biologiques des sous-populations de cellules calcifiantes circulantes identifiées à ce jour. En préalable à cette analyse, nous examinerons les éléments de raisonnement et les données ayant conduit à penser que des cellules autres que celles constituant la paroi des vaisseaux peuvent contribuer de façon active à la calcification de ces derniers. Pour finir, nous nous intéresserons aux données en faveur de l’implication des cellules calcifiantes circulantes dans l’axe ostéo-vasculaire qui ont conduit à employer ces cellules à des fins de génie tissulaire et de réparation osseuse. Rôle des cellules extrapariétales dans la calcification des vaisseaux Pendant des décennies, la calcification des vaisseaux a été considérée comme un phénomène passif et inexorable, intimement lié au vieillissement et à la dégénérescence vasculaire induite par l’athérosclérose. Cette conception est aujourd’hui battue en brèche par les nouvelles connaissances acquises quant aux mécanismes et aux conséquences cliniques de l’accumulation de calcium au niveau de l’appareil vasculaire. Alors que l’influence exercée par la calcification massive des plaques coronaires sur leur stabilité continue à faire débat, il est quasiment acquis que les calcifications néo-intimales ponctuelles augmentent la vulnérabilité de ces plaques et leur probabilité de rupture.22,23 De même, l’accumulation de calcium au sein des valves cardiaques et 14:46:11:02:13 Page 100 des grosses artères est reconnue comme étant source d’événements défavorables.24–26 La calcification des artères provoque notamment une diminution progressive de la résilience et de la compliance de ces dernières, laquelle s’accompagne d’une augmentation de leur rigidité qui est l’un des principaux facteurs à l’origine de l’élévation de la pression artérielle systolique, de l’abaissement de la diastolique et de l’accélération de la vitesse de l’onde de pouls.27,28 Ces perturbations hémodynamiques ont pour effet d’accroître la charge ventriculaire gauche et la prédisposition à l’ischémie myocardique.29,30 Diverses études cliniques et fondamentales menées ces dernières années ont mis en lumière la complexité des processus biologiques sous-tendant la minéralisation de foyers ectopiques.31 Les cellules vasculaires résidentes produisent des médiateurs locaux (dont le pyrophosphate et la Gla-protéine matricielle) qui, en conjonction avec des facteurs circulants (tels que la fétuine A), prémunissent les artères contre la fixation d’éléments minéraux et leur accumulation progressive.16,32,33 A l’opposé, les mécanismes de mort cellulaire et l’activité pseudo-ossifiante des cellules vasculaires favorisent les calcifications ectopiques.34,35 Le fait que des marqueurs osseux et des facteurs de transcription soient exprimés au sein des plaques d’athérosclérose calcifiées porte à penser que certains programmes ostéogéniques sont déclenchés au cours du processus de minéralisation vasculaire. De plus, des cellules présentant des caractéristiques morphologiques et biologiques proches de celles des chondrocytes et des ostéoblastes ont été mises en évidence tant dans des modèles murins d’athérosclérose que dans des tissus athéroscléreux humains.36,37 Ces cellules pourraient être issues de progéniteurs mésenchymateux présents dans les parois vasculaires, de la transdifférenciation de cellules musculaires lisses (CML) vasculaires matures ou de cellules circulantes dotées de propriétés calcifiantes. Plusieurs études ont montré que, sous l’effet de certains stimuli (tels que l’hyperphosphatémie, l’inflammation ou le stress oxydatif), les CML Page 101 Fadini et al se différencient en cellules ayant des propriétés semblables à celles des ostéoblastes et des chondrocytes.31,38 D’autres travaux ont mis en évidence la présence, dans les parois vasculaires, de progéniteurs d’origine mésenchymateuse, dont des péricytes microvasculaires, qui sont dotés d’un pouvoir ostéochondrogénique.39,40 La récente découverte des cellules calcifiantes circulantes soulève la question intéressante de savoir s’il y a lieu d’ajouter ces types cellulaires à la liste des promoteurs de calcification vasculaire. Chez la souris, les lésions d’athérosclérose sont généralement caractérisées par la présence d’une métaplasie cartilagineuse avec dépôt actif de calcium par des pseudochondrocytes dans les plaques évoluées.36 Speer et al41 ont cherché à établir l’origine de ces cellules en employant une technique de traçage génétique chez la souris ne possédant pas de Gla-protéine matricielle, un modèle de calcification de la média artérielle. Ces auteurs ont élégamment démontré que les pseudo-chondrocytes présents dans les vaisseaux calcifiés découlent de la transdifférenciation des CML résidentes et non des cellules prenant la coloration par la protéine fluorescente verte (GFP+) utilisées pour reconstituer la moelle osseuse (MO) de ces souris. Plus récemment, Doehring et al42 ont toutefois montré que des cellules myéloïdes CD34+ et CD13+ d’origine médullaire pourvoient notablement à la population de pseudo-chondrocytes observée dans les lésions intimales chez la souris déficiente en lipoprotéines de faible densité. Ces investigateurs ont constaté qu’un nombre important de cellules d’origine médullaire présentes dans les plaques exprimaient le collagène de type II, qui est un marqueur chondrogénique. En outre, ces cellules étaient majoritairement de type CD34+ et plus de 50 % d’entre elles exprimaient le marqueur myéloïde CD13.42 Bien que le pouvoir calcifiant de ces cellules issues de la MO n’ait pas été clairement établi, les données de ces deux études portent à penser que les processus de calcification de l’intima et de la média font intervenir des cellules chondrogéniques différentes : les cellules présentes dans la média semblent essentiellement provenir de la transdifférenciation de CML, alors que les pseudo-chondrocytes recrutés au sein des plaques d’athérosclérose intimales découleraient plutôt de cellules d’origine médullaire. Comme celles identifiées dans les artères, les cellules interstitielles présentes au niveau de l’appareil valvulaire aortique se caractérisent par l’hétérogénéité de leurs phénotypes en termes de pouvoir calcifiant.43,44 Détail intéressant, des études de greffe de MO ont montré que des cellules d’origine médullaire contribuent activement à l’homéostasie valvulaire normale. Visconti et al45 ont notamment établi que de telles cellules pouvaient migrer dans la valve native et se différencier en éléments semblables aux cellules interstitielles résidentes. Par la suite, cette même équipe a montré que les cellules d’origine médullaire mises en évidence après la naissance dans des valves cardiaques normales présentaient les caractéristiques de cellules myéloïdes (CD45+CD11c+MHCII+F4/80−) ou de pseudo-progéniteurs (CD45+CD133+Hsp47+).46 Pour l’heure, on ignore toutefois par quel mécanisme ces cellules interviennent dans le remodelage des appareils valvulaires pathologiques. Il est à noter que, dans une étude de greffe médullaire menée chez la souris sénile dépourvue 14:46:11:02:13 Page 101 Cellules calcifiantes circulantes 101 d’apolipoprotéine E et présentant un rétrécissement aortique calcifié, il a été identifié, à proximité du foyer de calcification ectopique, des cellules issues de la MO qui exprimaient des protéines ostéoblastiques (à savoir l’ostéopontine et l’ostéocalcine [OC]).47 Cette observation est en accord avec la récente mise en évidence de cellules CD45+OC+Col1+ au sein de feuillets valvulaires calcifiés humains.48 Alors qu’aucune cellule médullaire CD31+ n’a été décelée dans l’endocarde de valves saines,46 il a été objectivé un grand nombre de cellules GFP+CD31+ au sein des valves rétrécies de souris transplantées n’exprimant pas l’apolipoprotéine E.47 De ce fait, même si les cellules endothéliales d’origine médullaire ne semblent pas intervenir dans l’homéostasie valvulaire normale, on ne peut pour autant exclure l’éventualité que des progéniteurs endothéliaux circulants migrent vers la valve lésée et, là, se différencient en cellules ayant les caractéristiques de chondroblastes et d’ostéoblastes. Une récente étude menées sur des valves mitrales a révélé qu’une sous-population particulière de cellules endothéliales valvulaires conservent la capacité de se différencier en chondroblastes et en ostéoblastes et pourraient, à ce titre, constituer un réservoir local de progéniteurs interstitiels valvulaires.49 Un intéressant domaine de recherche est celui visant à établir quelles sont les contributions respectives des progéniteurs endothéliaux (PE) résidents et de ceux circulants d’origine sanguine au processus de calcification valvulaire. Au total, à l’examen d’un nombre croissant de données recueillies à partir de modèles animaux de lésions vasculaires ou valvulaires, et qui ont été confirmées par des études histopathologiques menées sur des échantillons humains, il apparaît que des cellules d’origine médullaire ont la capacité de venir se greffer dans les tissus malades et de contribuer au processus de calcification. Nous procédons ci-après à un examen détaillé des phénotypes cellulaires circulants susceptibles d’intervenir dans la calcification des vaisseaux et/ou la régulation de l’axe ostéo-vasculaire. Ostéoprogéniteurs circulants d’origine mésenchymateuse Il est classique de considérer que les précurseurs des ostéoblastes siègent dans le compartiment médullaire des cellules souches mésenchymateuses (CSM). Un faisceau croissant de données suggère l’existence de cellules ostéoblastiques désignées sous le nom d’ostéoprogéniteurs circulants,19,50,51 qui semblent se répartir en deux populations : l’une dérivées des cellules souches et des PE du compartiment hématopoïétique et l’autre ayant pour origine les cellules stromales médullaires et les CSM adhérentes au plastique. La méthode habituellement utilisée pour isoler les CSM des cellules mononucléées de faible densité dans les cultures ex vivo de MO consiste à les faire se fixer sur des surfaces en plastique.52 En ayant recours à cette approche, plusieurs équipes ont découvert l’existence, dans le sang périphérique, de cellules ayant l’apparence de CSM et qui étaient dotées d’un pouvoir ostéogénique.53–56 C’est notamment ainsi que Kuznetsov et al55 ont pu identifier dans le sang de quatre espèces de mammifères (la souris, le lapin, le cobaye et l’Homme) des cellules adhérentes, à potentiel clonogénique et semblables à des fibroblastes qui Page 102 102 Circulation Mars 2013 manifestaient des propriétés ostéogéniques et adipogènes. Ces cellules étaient positives à l’égard de l’ostéonectine, de l’ostéopontine, du collagène 1 et de l’actine α de muscle lisse, mais n’exprimaient aucun des marqueurs hématopoïétiques ou endothéliaux. Elément intéressant à souligner, les cellules adhérentes isolées à partir de sang humain étaient toutefois négatives vis-à-vis de Stro-1, de l’endogline et de Muc-18, qui sont tous trois exprimés par les CSM médullaires humaines, ce qui tendrait à indiquer que les pseudo-CSM de la MO et celles du sang périphérique diffèrent fortement. De plus, le nombre de ces cellules s’est révélé extrêmement faible, en particulier chez l’Homme (moins de 1.106). Pour autant, les CSM issues du sang périphérique se sont montrées capables de former des nodules minéralisés in vitro et du tissu osseux dans un modèle de greffe in vivo. En accord avec les observations de Kuznetsov,55 Zvaifler et al54 ont pu isoler des cellules ayant l’aspect de CSM dans le sang périphérique humain en ayant recours à une technique d’élutriation. Après 7 à 14 jours, les cultures réalisées à partir de ces cellules contenaient des éléments d’apparence fibroblastique ainsi qu’une petite population de volumineuses cellules rondes. Les cellules en culture étaient négatives à l’égard des marqueurs hématopoïétiques et endothéliaux CD45, CD14 et CD34, mais positives pour SH2 (CD105, endogline), la vimentine, le collagène 1 et les récepteurs 1A et II aux protéines morphogénétiques osseuses (BMP). Il est intéressant de noter que les grosses cellules exprimaient Stro-1. Plusieurs investigateurs ont cherché à déterminer dans quelles circonstances les CSM pouvaient être mobilisées dans le sang périphérique, vraisemblablement à partir de la MO. Fernandez et al53 ont observé que, chez l’Homme, l’administration de facteur de croissance des colonies granulocytaires ou de facteur de croissance granulomacrophagique (généralement dans le but de mobiliser les cellules souches hématopoïétiques) induit également le recrutement de CSM. En employant le rat comme modèle d’étude, Rochefort et al57 ont, par ailleurs, constaté que l’exposition de l’animal à une hypoxie prolongée avait eu pour effet d’augmenter considérablement le taux de CSM circulantes (de l’ordre de 15 fois). Toutefois, contrairement à ce qui avait été décrit chez l’Homme après administration de facteur de croissance des colonies granulocytaires ou de facteur de croissance granulo-macrophagique, la mobilisation induite par l’hypoxie a paru être limitée aux seules CSM, car le nombre total de progéniteurs hématopoïétiques circulants n’a pas augmenté de façon sensible. Lors de travaux ultérieurs, Otsuru et al58 ont utilisé un modèle de formation d’os ectopique induite par les BMP pour étudier comment ces cellules circulantes ayant l’aspect de CSM contribuaient à l’ostéogenèse. Après avoir soumis des souris à une irradiation à dose létale suivie d’une greffe de cellules médullaires GFP+, les auteurs ont implanté un pellet de collagène contenant de la BMP-2 dans le tissu musculaire des animaux. Trois semaines plus tard, ces investigateurs ont observé un nombre élevé de cellules ostéoblastiques GFP+ dans le tissu osseux ectopique nouvellement formé, ce qui permet de supposer que la BMP-2 pourrait être un autre facteur contribuant au recrutement des CSM à partir de la MO. Dans un travail ultérieur, la même équipe a montré que 14:46:11:02:13 Page 102 les CSM circulantes mobilisées par la BMP-2 n’expriment aucun des marqueurs hématopoïétiques (CD34, Flk-1, CD31) ou endothéliaux (CD45, CD11b et Gr-1), mais expriment, en revanche, le marqueur mésenchymateux CD44 ainsi que CXCR4, le récepteur de la chimiokine appelée facteur 1 dérivé des cellules stromales, qui régule les mouvements de cellules souches.59 Fait intéressant, le facteur 1 dérivé des cellules stromales était exprimé beaucoup plus fortement par les cellules vasculaires et ostéoblastiques présentes à l’intérieur et autour de l’implant de BMP-2, ce qui tendrait à indiquer que l’expression de ce facteur sous l’action de la BMP-2 avait contribué, au moins partiellement, à la mobilisation des CSM dans le sang périphérique. Dans une étude plus récente, Alm et al60 ont recherché la présence de CSM circulantes chez des patients victimes de fractures. Cette équipe a étudié trois groupes de patients : des femmes âgées ayant présenté une fracture du col du fémur traitée par hémiarthroplastie de hanche cimentée, un groupe de femmes appariées pour l’âge ayant fait l’objet d’une arthroplastie totale de hanche cimentée pour traiter une coxarthrose et une cohorte de jeunes adultes chez lesquels une fracture d’un membre inférieur avait été traitée chirurgicalement. Les critères d’identification des CSM circulantes comprenaient la mise en évidence des marqueurs de surface cellulaires (CD105+, CD73+, CD90+, CD45− et CD14−), la prolifération des cultures après plusieurs passages et la différenciation ostéogénique, chondrogénique et adipogène des cellules. Les investigateurs ont identifié la présence de CSM adhérentes au plastique dans le sang périphérique de 22 % des patientes traitées pour une fracture de hanche et de 46 % des jeunes adultes opérés d’une fracture, alors qu’ils n’ont décelé aucune cellule de ce type chez les femmes qui présentaient une gonarthrose, ce qui porte à considérer que la mobilisation des CSM circulantes surviendrait en réponse à une fracture, y compris chez le sujet âgé. Ces observations corroborent les données d’une précédente étude menée par Eghbali-Fatourechi et al,19 lesquels avaient montré que le taux de cellules circulantes exprimant l’ostéocalcine (OC) augmente fortement après une fracture, cela bien que les ostéoprogéniteurs circulants mis en évidence par les auteurs aient très vraisemblablement été des cellules d’origine aussi bien hématopoïétique que mésenchymateuse. Progéniteurs calcifiants CD34+ et PE libérés dans le sang Le système hématopoïétique est hiérarchiquement composé de cellules souches multipotentes qui sont des progéniteurs dont les potentialités sont restreintes et uniquement axées sur une lignée cellulaire précise, donnant naissance à des cellules complètement différenciées.61 Initialement, les progéniteurs endothéliaux (PE) ont été considérés comme étant des cellules souches d’origine médullaire commises à produire la lignée cellulaire endothéliale (sans que leurs potentialités soient toutefois limitées à cela) et à même d’intervenir dans la réparation de l’endothélium et dans la néoangiogenèse.62 Une somme considérable de données a été rassemblée sur l’identité et la fonction de ces PE dans l’optique de leur utilisation à des fins diagnostiques, pronostiques et thérapeutiques (pour plus Page 103 Fadini et al de détail se reporter à l’étude d’Alm et al60). Les recherches sont toutefois rendues malaisées par le caractère relativement insaisissable du phénotype et par l’ambiguïté de la définition de PE.63,64 Certains auteurs ont remis en question le rôle réel joué par les PE endogènes65,66 et il est aujourd’hui admis qu’il pourrait exister plusieurs phénotypes de PE différant par la lignée cellulaire dont ils sont issus ainsi que par leur fonction.63,64 Les PE vrais sont supposés provenir d’hémangioblastes récapitulant les différentes étapes de la différenciation développementale. Si tant est que l’hémangioblaste embryonnaire ait un correspondant chez l’individu adulte, les PE issus de cette lignée devraient exprimer les marqueurs des cellules souches hématopoïétiques (dont CD34 et CD133) et ceux des cellules endothéliales (tels que le récepteur 2 au facteur de croissance de l’endothélium vasculaire [KDR]). Lorsque, après avoir été isolés des cellules mononucléées circulantes, des PE sont mis en culture sur une courte période, ils se transforment en PE monocytaires précoces, alors que, s’ils sont cultivés plus longuement, ils donnent naissance à des PE tardifs qu’il est quasiment impossible de distinguer des cellules endothéliales matures en voie de prolifération.64 Il semblerait que les cellules positives pour c-Kit et Sca-l mais n’exprimant pas le marqueur de lignée (KSL) qui sont présentes dans la MO de souris67 soient une source de PE, lesquels se différencient secondairement en cellules endothéliales et participent à la vasculogenèse.68–70 Une population équivalente chez l’Homme est composée de cellules CD34+ du sang périphérique, dont on suppose qu’elles comprennent des PE et des cellules souches hématopoïétiques71 et qui, elles aussi, interviennent dans la vasculogenèse.62,71 Plusieurs travaux ont montré que les cellules CD34+ sont non seulement pourvoyeuses de cellules endothéliales mais aussi de cellules périvasculaires pariétales (péricytes et cellules musculaires lisses).72–74 Zengin et al75 ont ainsi mis en évidence, chez l’individu adulte, l’existence de progéniteurs et de cellules souches dans une zone s’étendant entre l’assise musculaire lisse et l’adventice des parois vasculaires, qui ont la capacité de se différencier en cellules endothéliales matures ainsi qu’en cellules hématopoïétiques et en cellules immunitaires locales. Ces observations montrent que les progéniteurs issus de la MO forment des populations hétérogènes susceptibles de donner naissance à de multiples lignées en sus des cellules hématopoïétiques. Plusieurs séries de données font apparaître que le nombre des cellules CD34+ et des PE, tant dans le sang qu’en culture, est diminué chez les patients exposés à développer une maladie cardiovasculaire ou qui en présentent déjà une,63,76 ce qui est présumé favoriser l’apparition ou l’aggravation du trouble. Chez les patients atteints d’une affection cardiovasculaire, les progéniteurs circulants sont non seulement moins nombreux, mais, de plus, leur profil de différenciation est altéré, cela se traduisant par une réduction du nombre de cellules endothéliales générées et par une augmentation de la production de cellules inflammatoires et de pseudo-cellules musculaires lisses.77,78 Dans ce même cadre de recherche, de récentes données ont démontré que les progéniteurs CD34+ et les PE CD34+KDR+ présents dans le courant sanguin peuvent également exprimer des protéines intervenant dans le métabolisme osseux, notamment l’OC et/ou la phosphatase alcaline osseuse (PAO).79,80 L’OC est une 14:46:11:02:13 Page 103 Cellules calcifiantes circulantes 103 protéine osseuse non apparentée au collagène qui intervient dans la minéralisation osseuse et dans l’homéostasie du calcium ; la PAO est une glycoprotéine siégeant à la surface des ostéoblastes et qui joue un rôle majeur dans le processus de minéralisation. De même, de précédents travaux avaient montré que les cellules CD34+ et CD133+ sont à même de se différencier in vitro en ostéoblastes et en cellules hématopoïétiques et endothéliales.81,82 Sachant combien il est important pour la consolidation d’une fracture que le foyer lésionnel soit correctement irrigué, un nouvel axe de recherche en médecine régénérative porte sur la stimulation des progéniteurs en vue de favoriser à la fois la néoangiogenèse et la formation du cal osseux. Les PE constituent en cela des cibles particulièrement séduisantes dans la mesure où des travaux menés pour rechercher le lien unissant angiogenèse et croissance osseuse ont révélé l’existence d’un chevauchement entre le développement in vitro des cellules endothéliales et celui des ostéoblastes. Cela a conduit à entreprendre une série d’études pour évaluer l’utilisation de cellules CD34+ ou de PE issus du sang périphérique en vue de la consolidation des fractures.83–86 Les recherches menées sur un modèle de fracture chez la souris ont confirmé que la survenue d’une fracture déclenche la mobilisation et la migration des PE au sein du foyer fracturaire.83 Le chevauchement décrit dans le développement des marqueurs endothéliaux et ostéogéniques a été corroboré par Matsumoto et al,84 qui ont montré que quelque 20 % des cellules CD34+ présentes dans le sang circulant chez l’Homme expriment l’ARNm de l’OC. Lors de leur tentative pour déterminer si les cellules CD34+ du sang périphérique pouvaient être utilisées en clinique pour les réparations osseuses, ces auteurs ont démontré que, lorsque ces cellules migrent dans le foyer fracturaire après leur inoculation systémique, elles créent un environnement favorable à la consolidation de la fracture en stimulant la vasculoangiogenèse et l’ostéogenèse, ce qui, à terme, assure la restauration de l’os lésé.84 De plus, l’ensemencement, chez le rat immunodéprimé, du foyer d’une pseudarthrose fémorale par des cellules CD34+ humaines mobilisées a permis d’obtenir la réparation complète de l’os.85 Elément important, les cellules CD34+ se sont révélées plus efficaces que les cellules mononucléées pour promouvoir la consolidation des fractures, ce qui est en faveur d’une mise en jeu des propriétés des cellules souches et des progéniteurs.86 Après cette série d’études, des chercheurs ont montré que la survenue d’une fracture déclenche la mobilisation des PE aux fins de réparation osseuse chez la souris, chez le rat et chez l’Homme.87–89 Il a également été établi que les PE participent à la réparation osseuse dans un modèle de perte osseuse segmentaire chez le rat et dans un contexte de perte osseuse majeure chez le mouton.90–92 Bien que les cellules CD34+ et CD133+ aient la capacité à se différencier en cellules pseudo-ostéoblastiques, on pense que les PE contribuent à la réparation osseuse principalement en améliorant la vascularisation, même s’il est établi qu’ils sont à même de se différencier en des cellules dotées de propriétés ostéogéniques. Dans une perspective physiopathologique, le double tropisme, vasculaire et osseux, dont font preuve les PE pourrait jouer un rôle important dans l’axe ostéo-vasculaire. En effet, les observations recueillies dans le Page 104 104 Circulation Mars 2013 cadre de plusieurs travaux précliniques et études cliniques préliminaires montrent que les PE migrent vers les foyers lésionnels vasculaires.93,94 Il se pourrait donc qu’une différenciation ostéogénique de ces cellules participe au processus de calcification vasculaire. Dans un travail ayant porté sur une cohorte de 72 patients ayant fait l’objet d’une exploration coronaire invasive, Gossl et al80 ont mis en évidence un lien significatif entre l’expression de l’OC par les PE circulants et la présence d’une maladie coronaire. Le degré d’expression de l’OC au niveau des PE CD34+KDR+ est apparu inversement corrélé avec la concentration sérique en Gla-protéine matricielle, qui est un inhibiteur de la calcification. Ces investigateurs ont également observé que la culture de cellules CD34+ (au titre de leur capacité à donner naissance à des PE) dans un environnement ostéogénique donne lieu à la formation de structures minéralisées et à l’activation des gènes impliqués dans le métabolisme osseux. Dans un travail ultérieur fondé sur le prélèvement d’échantillons sanguins au niveau du segment aortique proximal et du sinus coronaire chez des patients ayant fait l’objet d’un cathétérisme, cette même équipe a démontré que des PE exprimant l’OC sont retenus dans la circulation coronaire des individus présentant une dysfonction endothéliale à ce niveau, ce qui constitue une preuve indirecte de la migration de ces cellules ostéogéniques vers les foyers lésionnels vasculaires.79 On ignore toutefois le lien existant entre les programmes conduisant à la différenciation des PE en éléments respectivement ostéogéniques et endothéliaux. Il a récemment été publié que, chez les patients atteints de diabète de type 2 et de maladie coronaire, les cellules CD34+ circulantes tendent plutôt à se différencier en des cellules dotées d’un pouvoir ostéogénique qu’en des cellules endothéliales, comme l’atteste l’augmentation du rapport de l’expression de l’OC sur celle de KDR.95 L’expression accrue, au sein des cellules CD34+, des antigènes qui, telles l’OC et la PAO, sont impliqués dans le métabolisme osseux a été rattachée à la survenue aussi bien d’une ostéoporose20 que d’un trouble vasculaire.96 De fait, le taux de cellules CD34+OC+ s’est montré corrélé avec la densité minérale osseuse et avec la vitesse de l’onde de pouls au niveau de l’aorte, qui est un témoin de la rigidité vasculaire.20,96 La présence d’une dysfonction érectile, qui constitue un autre marqueur d’atteinte vasculaire, va également de pair avec l’augmentation de l’expression de l’OC par les PE circulants.97 Les PE exprimant l’OC semblent, par ailleurs, être régulés par le statut hormonal,98,99 observation qui, là encore, confirme l’implication de ces cellules dans l’axe ostéo-vasculaire. On ne sait pas très bien pourquoi le phénotype des PE est altéré chez les patients qui présentent un risque d’affection cardiovasculaire ou sont d’ores et déjà atteints d’un tel trouble, mais l’inflammation pourrait toutefois jouer un rôle, comme certains l’ont suggéré s’agissant du diabète.77 In vitro, la calcification des PE peut être induite en stimulant les récepteurs impliqués dans l’immunité naturelle (dont CD14 et les toll-like receptors) par un lipopolysaccharide95 ou en exposant ces cellules aux lipoprotéines de faible densité oxydées.100 Il y a toutefois lieu de noter que la plupart des cultures de PE employées dans ce type d’étude conservent leurs caractéristiques monocytaires. C’est pourquoi l’acquisition d’un phénotype ostéogénique par ces cellules en culture 14:46:11:02:13 Page 104 doit être interprétée à la lumière de la plasticité propre aux monocytes, de même qu’elle signe l’existence de cellules myéloïdes calcifiantes (CMC). Les CMC circulantes Les cellules de la lignée myéloïde, en particulier les monocytes et macrophages, font preuve d’une extrême plasticité phénotypique. C’est ainsi que les macrophages tissulaires et, à un moindre degré, les monocytes circulants peuvent présenter des profils d’activation différents dans le sens où ces cellules peuvent promouvoir l’inflammation (macrophages M1) ou, au contraire, la combattre (macrophages M2, dits « activés par la voie alterne »).101 Ces phénotypes exercent des effets différents, parfois même opposés, non seulement sur l’inflammation mais aussi sur le remodelage tissulaire et l’angiogenèse.102,103 De plus, les monocytes peuvent prendre l’apparence de PE in vitro et faire montre d’une puissante activité proangiogénique in vivo,104,105 tout comme ils ont la capacité de se différencier en éléments ayant les caractéristiques des cellules musculaires lisses.106 Il a récemment été établi qu’une fraction des monocytes circulants (de l’ordre de 1 % chez l’adulte sain) exprime la PAO (clone B4–78) ainsi que l’OC.107 Des cellules humaines OC+PAO+ fraîchement isolées induisent la formation de calcifications ponctiformes lorsqu’elles sont incorporées à des éponges de Matrigel et implantées par voie sous-cutanée chez la souris nude.107 L’origine myéloïde de ces cellules a été confirmée par l’immunophénotype de surface (CD45+CD14+CD68+CD34− CD7−) et l’expression du transcrit BCR-ABL chez des patients atteints de leucémie myéloïde chronique n’ayant encore reçu aucun traitement.107 Ces cellules qui n’expriment aucun des marqueurs, CD90, CD44 ou CD29, des cellules souches mésenchymateuses (CSM) ont été qualifiées de CMC.107 La mise en culture de monocytes dans du Matrigel bidimensionnel a permis de générer des CMC qui exprimaient l’OC, la PAO et d’autres protéines impliquées dans le métabolisme osseux tout en conservant les caractères myéloïdes CD45, CD14 et CD68.107 Elément intéressant, l’expression de l’OC et de la PAO à la surface des monocytes circulants semble être régie par Runx2, un gène jouant un rôle majeur dans la régulation de l’ostéogenèse. Les CMC issues de culture font preuve d’une puissante activité pro-calcifiante lorsqu’elles sont implantées par voie sous-cutanée ou intramusculaire chez la souris immunodéprimée.107 Certaines des conséquences physiopathologiques de l’existence et de l’activité des CMC ont été mises en évidence dans le cadre de l’angiopathie diabétique. Les patients atteints de diabète de type 2 présentent un taux de CMC circulantes deux ou trois fois supérieur, surtout s’ils cumulent un trouble cardiovasculaire lié à l’athérosclérose et ce, même en l’absence d’altération des marqueurs du métabolisme osseux.107 Le diabète s’accompagne classiquement d’un processus de calcification vasculaire entraînant la formation de dépôts calciques dans la média des artères des membres inférieurs108 et de calcifications intimales ponctiformes au niveau des lésions d’athérosclérose.109,110 Alors que la calcification des médias artérielles semble surtout découler de la transdifférenciation ostéogénique des CML résidentes,41 les cellules calcifiantes circulantes (dont les CMC) pourraient préférentiellement Page 105 Fadini et al contribuer à la calcification de l’intima. Il a couramment été constaté que, dans les lésions d’athérosclérose carotidienne des patients diabétiques, le taux de cellules exprimant la PAO et l’OC est de 40 à 50 % plus élevé dans les zones néointimales que dans les plaques chez les non diabétiques ; il existe, en outre, une corrélation directe entre le nombre de cellules OC+PAO+ et le degré de calcification.107 On ne connaît pas parfaitement les mécanismes qui provoquent l’activation des CMC dans le diabète ; il est toutefois possible que l’hyperglycémie suffise à elle seule à promouvoir l’évolution des monocytes circulants vers un phénotype pro-calcifiant en stimulant l’expression de Runx2, de la BMP-2 et du collagène de type 1a. Les CMC pourraient également être générées localement du fait de l’hypoxie qui caractérise la néo-intima, car cette hypoxie est à même de stimuler Osterix, qui est un autre gène ostéogénique important, tout comme elle favorise la formation de dépôts calciques par les CMC en culture. Dans le cadre thérapeutique, il apparaît que l’optimisation de l’équilibre glycémique permet de corriger le taux élevé de CMC circulantes associé au diabète, observation qui corrobore le lien direct unissant l’hyperglycémie à la formation et à la différenciation des CMC. On ignore encore à ce jour dans quelle mesure le phénotype des CMC chevauche ceux des autres cellules pro-calcifiantes. Ainsi, l’exposition d’une culture de monocytes au peptide LL-37 dérivé de la cathélicidine provoque la différenciation de ces derniers en de volumineuses cellules adhérentes qui, lorsqu’elles sont implantées chez la souris immunodéprimée, induisent la formation de structures pseudo-osseuses ayant l’apparence de l’os endochondral.111 L’analyse immunophénotypique détaillée montre que ces cellules, auxquelles a été donné le nom de monocytes ostéophiles, expriment l’OC ainsi que d’autres protéines impliquées dans le métabolisme osseux (à l’exclusion de la PAO) et ont des caractéristiques qui les distinguent des ostéoclastes, des macrophages, des cellules dendritiques et des CSM. Bien que les travaux menés à ce jour n’aient pas confirmé l’existence de monocytes ostéophiles circulants, les CMC issues de culture présentent certaines similitudes avec ces cellules tant sur le plan morphologique qu’antigénique.107 Une étude d’Egan et al48 suggère toutefois que parmi la population des cellules exprimant l’antigène leucocytaire commun CD45+ figureraient des ostéoprogéniteurs circulants : les cellules CD45+OC+ présentes dans le sang (soit environ 1 % des cellules mononucléées circulantes) expriment le collagène de type 1 avec une fréquence élevée ainsi que le récepteur de domiciliation CXCR4, tout comme les CMC,107 et induisent la formation de calcifications in vitro. L’analyse immunohistochimique d’échantillons de valves aortiques lésées a révélé la présence de telles cellules au sein des foyers d’ossification hétérotopique. Cela peut signifier que les ostéoprogéniteurs circulants issus de la moelle osseuse migrent vers les feuillets valvulaires par activation de la voie de signalisation de CXCR4, contribuant ainsi à la calcification de ces structures anatomiques. Compte tenu de leur fréquence dans le courant sanguin, de leur profil antigénique et de leur activité tissulaire locale, il est hautement probable que ces cellules correspondent à des CMC. Alors qu’il est établi que les monocytes peuvent donner naissance à des ostéoclastes, on ignore si les CMC et les 14:46:11:02:13 Page 105 Cellules calcifiantes circulantes 105 cellules impliquées dans la résorption osseuse ont ou non un précurseur commun. Les opinions divergent, en outre, quant à la réalité de la présence d’ostéoclastes totalement différenciés au sein des plaques d’athérosclérose et à la participation effective de ces cellules au processus de calcification. Fait intéressant, il a été démontré que l’expression du ligand de RANK n’est pas indispensable à la formation de dépôts calciques au sein des CML vasculaires mais qu’elle pourrait promouvoir la migration des macrophages d’origine médullaire et favoriser leur différenciation en ostéoclastes.112 On ignore si cet effet se manifeste in vivo ; néanmoins, le fait que, chez la souris atteinte d’athérosclérose, l’absence d’ostéoprotégérine ait pour conséquence une majoration du processus de calcification113 pourrait signifier que ces cellules pseudo-ostéoclastiques exercent paradoxalement une action pro-calcifiante.112,114 Il est possible que ces cellules interagissent avec les cellules calcifiantes présentes dans la paroi des vaisseaux par l’intermédiaire de signaux similaires à ceux qui régissent l’activité des unités multicellulaires de base dans les tissus osseux, cela ayant pour conséquence une accumulation de calcium. Le mécanisme par lequel les CMC pourraient participer à cette calcification ectopique demeure encore méconnu et constitue une intéressante voie de recherche. Conséquences physiopathologiques et cliniques La mise en évidence de cellules circulantes dotées d’un pouvoir ostéogénique conduit à se poser plusieurs questions importantes quant à leur rôle physiopathologique dans l’axe ostéo-vasculaire, leur signification clinique et leur potentiel thérapeutique (Figure 1). Les troubles touchant l’axe ostéovasculaire (à savoir l’ostéoporose et la calcification vasculaire) sont classiquement liés au vieillissement et pourraient être exacerbés par certaines pathologies telles que l’insuffisance rénale chronique, le diabète et la bronchopneumopathie chronique obstructive.1,115,116 Ces entités cliniques ont un substrat commun qui est l’inflammation systémique, laquelle favorise la déminéralisation osseuse et l’atteinte vasculaire.1 L’existence de mécanismes pathogéniques communs permet d’envisager le recours à des approches thérapeutiques également communes telles que des traitements hypolipémiants.12,117 Les cellules d’origine médullaire participent avec les progéniteurs pariétaux à l’homéostasie normale des tissus vasculaires et valvulaires. Pour autant, la survenue d’un dommage vasculaire semble susceptible d’induire le recrutement et la greffe de ces cellules provenant de la moelle osseuse en réponse à la lésion créée. Il est à noter que les études de suivi cellulaire n’ont pas permis d’objectiver d’éventuelle participation des cellules calcifiantes circulantes au processus de calcification des médias artérielles.41 Il a, en revanche, été établi que ces cellules contribuent notablement à l’accumulation de calcium au sein des lésions intimales et valvulaires.42,47 Contrairement aux calcifications intéressant la média, celles qui affectent l’appareil valvulaire aortique répondent aux mêmes mécanismes inflammatoires que l’athérosclérose en termes de progression des lésions. En conjonction avec les cellules résidentes, les cellules calcifiantes circulantes pourraient être recrutées et déposer du calcium dans les tissus Page 106 106 Circulation Mars 2013 Figure 1. Rôle joué par les cellules calcifiantes circulantes dans l’axe ostéo-vasculaire. Les compartiments mésenchymateux et hématopoïétique de la moelle peuvent donner naissance à des cellules ostéogéniques qui viennent alimenter le pool de cellules calcifiantes circulantes. La survenue d’une fracture osseuse déclenche la mobilisation des cellules calcifiantes de la moelle osseuse et leur migration vers le courant sanguin. Les processus d’ostéogenèse et d’angiogenèse assurés par les cellules calcifiantes et/ou les progéniteurs endothéliaux (PE) conduisent ensuite à la formation du cal osseux. Au niveau vasculaire, les cellules calcifiantes circulantes peuvent migrer vers les lésions d’athérosclérose et induire la calcification de l’intima artérielle, une calcification de la média pouvant, quant à elle, résulter de la transdifférenciation des cellules musculaires lisses vasculaires (CMLV). Des cellules d’origine mésenchymateuse (ostéoblastes et ostéocytes) ou hématopoïétique (ostéoclastes et monocytes ostéophiles) participent au remodelage osseux. Le rôle joué par les ostéoclastes dans la pathologie vasculaire demeure sujet à controverses. Des données épidémiologiques établissent un lien entre le remodelage osseux et le phénomène de calcification vasculaire, des études chez l’animal ayant, par ailleurs, montré que ces deux processus partagent des cibles thérapeutiques communes et sont soumis aux mêmes effets médicamenteux. CSH : cellule souche hématopoïétique ; CSM : cellule souche mésenchymateuse ; CMC : cellule myéloïde calcifiante. dans une tentative de l’organisme pour juguler l’inflammation de la paroi vasculaire ou de la valve lésée. De ce point de vue, il n’y a rien d’étonnant à ce que des phénotypes à la fois mésenchymateux et hématopoïétiques aient été imputés à ces cellules circulantes110 (Tableau 2 et Figure 2), sachant qu’aussi bien les cellules immunitaires que celles d’origine mésenchymateuse (dont les fibroblastes) sont activement impliquées dans les réactions inflammatoires. L’apparition de PE dotés de propriétés calcifiantes peut être assimilée à une sorte de phénomène de passage du statut endothélial au statut mésenchymateux, sous-tendu par des mécanismes inflammatoires et profibrotiques.80,118 Il est, dès lors, tentant d’imaginer que l’inflammation pourrait constituer un trait d’union essentiel entre les pathologies osseuses, les cellules calcifiantes circulantes et les affections vasculaires. Contrairement à la calcification d’un rétrécissement valvulaire aortique, qui est invariablement associée à un pronostic clinique péjoratif, le retentissement de l’accumulation de calcium dans l’intima des artères continue à faire l’objet d’un débat. Alors que les microcalcifications peuvent aggraver l’inflammation et déstabiliser les plaques d’athérosclérose, il semblerait que l’accumulation massive de calcium confère à ces dernières un phénotype de stabilité.23 Il apparaît donc impératif de clarifier le rôle joué par les cellules calcifiantes circulantes au cours des différentes phases de l’athérogenèse afin de déterminer si elles peuvent éventuellement être prises comme cibles d’interventions thérapeutiques. Des études devront, en outre, être entreprises pour évaluer 14:46:11:02:13 Page 106 l’intérêt clinique de ces cellules en tant qu’élément prédictif du risque d’événement cardiovasculaire, car on ne dispose, pour l’heure, d’aucune donnée prospective. Tous ces aspects s’avèrent d’une grande importance pour déterminer s’il est possible d’employer sans risque les cellules calcifiantes circulantes dans les interventions de réparation osseuse. Kuroda et al119 ont obtenu de bons résultats en utilisant des cellules CD34+ et des PE pour traiter des fractures. Forts des données précliniques recueillies, ces auteurs ont entrepris une étude clinique de phase I-IIa fondée sur la greffe autologue locale de cellules CD34+ mobilisées par le facteur de croissance des colonies granulocytaires chez des patients présentant une pseudarthrose du tibia ou du fémur. Le premier cas ainsi traité a donné lieu à un résultat prometteur, mais l’efficacité de cette thérapie cellulaire demande à être confirmée par une étude clinique randomisée et contrôlée. Conclusions Face au vieillissement inévitable de la population générale, il apparaît extrêmement important d’identifier les mécanismes qui relient entre eux les dommages causés aux divers organes cibles par le processus de sénescence. Un faisceau croissant de données permet de conclure à l’existence de cellules calcifiantes circulantes d’origine mésenchymateuse et hématopoïétique. Du fait de leur aptitude à circuler dans le courant sanguin, ces cellules dotées d’un pouvoir ostéogénique font figure de principales candidates en tant qu’éléments de régulation de l’axe ostéo-vasculaire et Page 107 Fadini et al Cellules calcifiantes circulantes 107 Figure 2. Fréquence des phénotypes de cellules calcifiantes circulantes et leurs interrelations. Le diamètre de chaque cercle est grossièrement proportionnel à la fréquence avec laquelle le type cellulaire concerné est observé dans le courant sanguin. Les fréquences exactes sont, de plus, figurées par la courbe en fonction de l’échelle logarithmique de l’axe des ordonnées. Il existe un net chevauchement entre les cellules CD34+, les progéniteurs endothéliaux (PE) et les cellules myéloïdes calcifiantes. Pour la caractérisation phénotypique, se reporter au Tableau 2. SP : sang périphérique. Tableau 2. Caractéristiques des différentes populations de cellules calcifiantes circulantes pourraient, à ce titre, jouer un rôle dans le remodelage osseux et dans le processus de calcification vasculaire. Alors que la capacité de ces cellules à promouvoir l’accumulation de calcium est vérifiée in vitro, on ne connaît pas parfaitement leur activité in vivo, notamment en ce qui concerne la biologie vasculaire. Les données recueillies à ce jour tracent la voie de futures avancées dans ce domaine de recherche, lesquelles permettront peut-être d’identifier un nouveau lien physiopathologique entre le métabolisme osseux et la pathologie vasculaire et, éventuellement, de découvrir une nouvelle cible thérapeutique. Sources de financement Ce travail a été financé par des dotations respectivement accordées au Dr Asahara par le Riken Center for Developmental Biology Collaborative Research Fund de Kobe (08001475), au Dr Khosla par les National Institutes of Health des Etats-Unis (AG004875, AG031750) et au Dr Rattazzi par l’Université de Padoue (CPDA083710/08) ainsi que par un Prix de Jeune Investigateur décerné au Dr Fadini par la Fondation européenne pour l’étude du diabète (EFSD) avec le concours d’AstraZeneca et par une bourse accordée à cet auteur par l’EFSD et Lilly. Déclarations Néant. 14:46:11:02:13 Page 107 Références 1. Khosla S. A shift in calcium. Nat Med. 2011;17:430–431. 2. Tanko LB, Bagger YZ, Christiansen C. Low bone mineral density in the hip as a marker of advanced atherosclerosis in elderly women. Calcif Tissue Int. 2003;73:15–20. 3. Tanko LB, Christiansen C, Cox CA, Geiger MJ, McNabb MA, Cummings SR. Relationship between osteoporosis and cardiovascular disease in post-menopausalwomen. J Bone Miner Res. 2005;20: 1912–1920. 4. Hyder JA, Allison MA, Wong N, Papa A, Lang TF, Sirlin C, Gapstur SM, Ouyang P, Carr JJ, Criqui MH. Association of coronary artery and aortic calcium with lumbar bone density: the MESA abdominal aortic calcium study. Am J Epidemiol. 2009;169:186–194. 5. Kovacic JC, Lee P, Baber U, Karajgikar R, Evrard SM, Moreno P, Mehran R, Fuster V, Dangas G, Sharma SK, Kini AS. Inverse relationship between body mass index and coronary artery calcification in patients with clinically significant coronary lesions. Atherosclerosis. 2012;221:176–182. 6. Sangiorgi G, Rumberger JA, Severson A, Edwards WD, Gregoire J, Fitzpatrick LA, Schwartz RS. Arterial calcification and not lumen stenosis is highly correlated with atherosclerotic plaque burden in humans: a histologic study of 723 coronary artery segments using nondecalcifying methodology. J Am Coll Cardiol. 1998;31:126–133. 7. Sambrook PN, Chen CJS, March LM, Cameron ID, Cumming RG, Lord SR, Simpson JM, Seibel MJ. High bone turnover is an independent predictor of mortality in the frail elderly. J Bone Miner Res. 2006;21: 549–555. 8. Hjortnaes J, Butcher J, Figueiredo JL, Riccio M, Kohler RH, Kozloff KM, Weissleder R, Aikawa E. Arterial and aortic valve calcification inversely correlates with osteoporotic bone remodelling: a role for inflammation. Eur Heart J. 2010;31:1975–1984. Page 108 108 Circulation Mars 2013 9. New SE, Aikawa E. Molecular imaging insights into early inflammatory stages of arterial and aortic valve calcification. Circ Res. 2011;108:1381–1391. 10. Bucay N, Sarosi I, Dunstan CR, Morony S, Tarpley J, Capparelli C, Scully S, Tan HL, Xu W, Lacey DL, Boyle WJ, Simonet WS. Osteoprotegerin-deficient mice develop early onset osteoporosis and arterial calcification. Genes Dev. 1998;12:1260–1268. 11. Price PA, Faus SA, Williamson MK. Bisphosphonates alendronate and ibandronate inhibit artery calcification at doses comparable to those that inhibit bone resorption. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2001;21:817–824. 12. Uzzan B, Cohen R, Nicolas P, Cucherat M, Perret GY. Effects of statins on bone mineral density: a meta-analysis of clinical studies. Bone. 2007;40:1581–1587. 13. Razzaque MS. FGF23-mediated regulation of systemic phosphate homeostasis: is Klotho an essential player? Am J Physiol Renal Physiol. 2009;296:F470–F476. 14. Kuro-o M, Matsumura Y, Aizawa H, Kawaguchi H, Suga T, Utsugi T, Ohyama Y, Kurabayashi M, Kaname T, Kume E, Iwasaki H, Iida A, Shiraki-Iida T, Nishikawa S, Nagai R, Nabeshima YI. Mutation of the mouse klotho gene leads to a syndrome resembling ageing. Nature. 1997;390:45–51. 15. Zoppellaro G, Faggin E, Puato M, Pauletto P, Rattazzi M. Fibroblast growth factor 23 and the bone-vascular axis: lessons learned from animal studies. Am J Kidney Dis. 2012;59:135–144. 16. Jahnen-Dechent W, Heiss A, Schafer C, Ketteler M. Fetuin-a regulation of calcified matrix metabolism. Circ Res. 2011;108:1494–1509. 17. Price PA, Toroian D, Lim JE. Mineralization by inhibitor exclusion: the calcification of collagen with fetuin. J Biol Chem. 2009;284: 17092–17101. 18. Matsui I, Hamano T, Mikami S, Fujii N, Takabatake Y, Nagasawa Y, Kawada N, Ito T, Rakugi H, Imai E, Isaka Y. Fully phosphorylated fetuin-a forms a mineral complex in the serum of rats with adenineinduced renal failure. Kidney Int. 2009;75:915–928. 19. Eghbali-Fatourechi GZ, Lamsam J, Fraser D, Nagel DA, Riggs BL, Khosla S. Circulating osteoblast-lineage cells in humans. N Engl J Med. 2005;352:1959–1966. 20. Pirro M, Leli C, Fabbriciani G, Manfredelli MR, Callarelli L, Bagaglia F, Scarponi AM, Mannarino E. Association between circulating osteoprogenitor cell numbers and bone mineral density in postmenopausal osteoporosis. Osteoporos Int. 2010;21:297–306. 21. Pal SN, Rush C, Parr A, Van Campenhout A, Golledge J. Osteocalcin positive mononuclear cells are associated with the severity of aortic calcification. Atherosclerosis. 2010;210:88–93. 22. Hellings WE, Peeters W, Moll FL, Piers SR, van Setten J, Van der Spek PJ, de Vries JP, Seldenrijk KA, De Bruin PC, Vink A, Velema E, de Kleijn DP, Pasterkamp G. Composition of carotid atherosclerotic plaque is associated with cardiovascular outcome: a prognostic study. Circulation. 2010;121:1941–1950. 23. Ehara S, Kobayashi Y, Yoshiyama M, Shimada K, Shimada Y, Fukuda D, Nakamura Y, Yamashita H, Yamagishi H, Takeuchi K, Naruko T, Haze K, Becker AE, Yoshikawa J, Ueda M. Spotty calcification typifies the culprit plaque in patients with acute myocardial infarction: an intravascular ultrasound study. Circulation. 2004;110:3424–3429. 24. Carabello BA, Paulus WJ. Aortic stenosis. Lancet. 2009;373:956–966. 25. Eisen A, Tenenbaum A, Koren-Morag N, Tanne D, Shemesh J, Imazio M, Fisman EZ, Motro M, Schwammenthal E, Adler Y. Calcification of the thoracic aorta as detected by spiral computed tomography among stable angina pectoris patients: association with cardiovascular events and death. Circulation. 2008;118:1328–1334. 26. Allison MA, Hsi S, Wassel CL, Morgan C, Ix JH, Wright CM, Criqui MH. Calcified atherosclerosis in different vascular beds and the risk of mortality. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2012;32:140–146. 27. Atkinson J. Age-related medial elastocalcinosis in arteries: mechanisms, animal models, and physiological consequences. J Appl Physiol. 2008;105: 1643–1651. 28. Raggi P, Bellasi A, Ferramosca E, Islam T, Muntner P, Block GA. Association of pulse wave velocity with vascular and valvular calcification in hemodialysis patients. Kidney Int. 2007;71:802–807. 29. Dao HH, Essalihi R, Bouvet C, Moreau P. Evolution and modulation of age-related medial elastocalcinosis: impact on large artery stiffness and isolated systolic hypertension. Cardiovasc Res. 2005;66:307–317. 30. O’Rourke MF, Hashimoto J. Mechanical factors in arterial aging: a clinical perspective. J Am Coll Cardiol. 2007;50:1–13. 14:46:11:02:13 Page 108 31. Sage AP, Tintut Y, Demer LL. Regulatory mechanisms in vascular calcification. Nat Rev Cardiol. 2010;7:528–536. 32. Luo G, Ducy P, McKee MD, Pinero GJ, Loyer E, Behringer RR, Karsenty G. Spontaneous calcification of arteries and cartilage in mice lacking matrix GLA protein. Nature. 1997;386:78–81. 33. Harmey D, Hessle L, Narisawa S, Johnson KA, Terkeltaub R, Millan JL. Concerted regulation of inorganic pyrophosphate and osteopontin by AKP2, ENPP1, and ANK: an integrated model of the pathogenesis of mineralization disorders. Am J Pathol. 2004;164:1199–1209. 34. Bostrom KI, Rajamannan NM, Towler DA. The regulation of valvular and vascular sclerosis by osteogenic morphogens. Circ Res. 2011;109: 564–577. 35. Shroff RC, McNair R, Figg N, Skepper JN, Schurgers L, Gupta A, Hiorns M, Donald AE, Deanfield J, Rees L, Shanahan CM. Dialysis accelerates medial vascular calcification in part by triggering smooth muscle cell apoptosis. Circulation. 2008;118:1748–1757. 36. Rattazzi M, Bennett BJ, Bea F, Kirk EA, Ricks JL, Speer M, Schwartz SM, Giachelli CM, Rosenfeld ME. Calcification of advanced atherosclerotic lesions in the innominate arteries of apoE-deficient mice: potential role of chondrocyte-like cells. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2005;25:1420–1425. 37. Bobryshev YV. Transdifferentiation of smooth muscle cells into chondrocytes in atherosclerotic arteries in situ: implications for diffuse intimal calcification. J Pathol. 2005;205:641–650. 38. Steitz SA, Speer MY, Curinga G, Yang HY, Haynes P, Aebersold R, Schinke T, Karsenty G, Giachelli CM. Smooth muscle cell phenotypic transition associated with calcification: upregulation of cbfa1 and downregulation of smooth muscle lineage markers. Circ Res. 2001;89: 1147–1154. 39. Tintut Y, Alfonso Z, Saini T, Radcliff K, Watson K, Bostrom K, Demer LL. Multilineage potential of cells from the artery wall. Circulation. 2003;108:2505–2510. 40. Farrington-Rock C, Crofts NJ, Doherty MJ, Ashton BA, Griffin-Jones C, Canfield AE. Chondrogenic and adipogenic potential of microvascular pericytes. Circulation. 2004;110:2226–2232. 41. Speer MY, Yang HY, Brabb T, Leaf E, Look A, Lin WL, Frutkin A, Dichek D, Giachelli CM. Smooth muscle cells give rise to osteochondrogenic precursors and chondrocytes in calcifying arteries. Circ Res. 2009;104:733–741. 42. Doehring LC, Heeger C, Aherrahrou Z, Kaczmarek PM, Erdmann J, Schunkert H, Ehlers EM. Myeloid CD34+CD13+ precursor cells transdifferentiate into chondrocyte-like cells in atherosclerotic intimal calcification. Am J Pathol. 2010;177:473–480. 43. Rattazzi M, Iop L, Faggin E, Bertacco E, Zoppellaro G, Baesso I, Puato M, Torregrossa G, Fadini GP, Agostini C, Gerosa G, Sartore S, Pauletto P. Clones of interstitial cells from bovine aortic valve exhibit different calcifying potential when exposed to endotoxin and phosphate. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2008;28:2165–2172. 44. Chen JH, Yip CY, Sone ED, Simmons CA. Identification and characterization of aortic valve mesenchymal progenitor cells with robust osteogenic calcification potential. Am J Pathol. 2009;174:1109–1119. 45. Visconti RP, Ebihara Y, LaRue AC, Fleming PA, McQuinn TC, Masuya M, Minamiguchi H, Markwald RR, Ogawa M, Drake CJ. An in vivo analysis of hematopoietic stem cell potential: hematopoietic origin of cardiac valve interstitial cells. Circ Res. 2006;98:690–696. 46. Hajdu Z, Romeo SJ, Fleming PA, Markwald RR, Visconti RP, Drake CJ. Recruitment of bone marrow-derived valve interstitial cells is a normal homeostatic process. J Mol Cell Cardiol. 2011;51:955–965. 47. Tanaka K, Sata M, Fukuda D, Suematsu Y, Motomura N, Takamoto S, Hirata Y, Nagai R. Age-associated aortic stenosis in apolipoprotein E-deficient mice. J Am Coll Cardiol. 2005;46:134–141. 48. Egan KP, Kim JH, Mohler ER 3rd, Pignolo RJ. Role for circulating osteogenic precursor cells in aortic valvular disease. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2011;31:2965–2971. 49. Wylie-Sears J, Aikawa E, Levine RA, Yang JH, Bischoff J. Mitral valve endothelial cells with osteogenic differentiation potential. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2011;31:598–607. 50. Pignolo RJ, Kassem M. Circulating osteogenic cells: implications for injury, repair, and regeneration. J Bone Miner Res. 2011;26:1685–1693. 51. Eghbali-Fatourechi GZ, Moedder UI, Charatcharoenwitthaya N, Sanyal A, Undale AH, Clowes JA, Tarara JE, Khosla S. Characterization of circulating osteoblast linage cells in humans. Bone. 2007;40:1370–1377. 52. Friedenstein AJ, Petrakova KV, Kurolesova AI, Frolova GP. Heterotopic Page 109 Fadini et al 53. 54. 55. 56. 57. 58. 59. 60. 61. 62. 63. 64. 65. 66. 67. 68. 69. 70. 71. 72. 73. 14:46:11:02:13 of bone marrow: analysis of precursor cells for osteogenic and hematopoietic tissues. Transplantation. 1968;6:230–247. Fernandez M, Simon V, Herrera G, Cao C, Del Favero H, Minguell JJ. Detection of stomal cells in peripheral blood progenitor cell collections from breast cancer patients. Bone Marrow Transplant. 1997;20:265–271. Zvaifler NJ, Marinova-Mutafchieva L, Adams G, Edwards CJ, Moss J, Burger JA, Maini RN. Mesenchymal precursor cells in the blood of normal individuals. Arthritis Res. 2000;2:477–488. Kuznetsov SA, Mankani MH, Gronthos S, Satomura K, Bianco P, Gehron Robey P. Circulating skeletal stem cells. J Cell Biol. 2001;153: 1133–1139. Huss R, Lange C, Weissinger EM, Kolb HJ, Thalmeier K. Evidence of peripheral blood-derived, plastic-adherent CD24-/low hematopoietic stem cell clones with mesenchymal stem cell characteristics. Stem Cells. 2000;18:252–260. Rochefort GY, Delorme B, Lopez A, Herault O, Bonnet P, Charbord P, Eder V, Domenech J. Multipotential mesenchymal stem cells are mobilized into peripheral blood by hypoxia. Stem Cells. 2006;24: 2202–2208. Otsuru S, Tamai K, Yamazaki T, Yoshikawa H, Kaneda Y. Bone marrow-derived osteoblast progenitor cells in circulating blood contribute to ectopic bone formation in mice. Biochem Biophys Res Commun. 2007;354:453–458. Otsuru S, Tamai K, Yamazaki T, Yoshikawa H, Kaneda Y. Circulating bone marrow-derived osteoblast progenitor cells are recruited to the bone-forming site by CXCR4/stromal cell-derived factor-1 pathway. Stem Cells. 2008;26:223–234. Alm JJ, Koivu HMA, Heino TJ, Hentunen TA, Laitinen S, Aro HT. Circulating plastic adherent mesenchymal stem cells in aged hip fracture patients. J Orthop Res. 2010;28:1634–1642. Weissman IL. Stem cells: units of development, units of regeneration, and units in evolution. Cell. 2000;100:157–168. Asahara T, Masuda H, Takahashi T, Kalka C, Pastore C, Silver M, Kearne M, Magner M, Isner JM. Bone marrow origin of endothelial progenitor cells responsible for postnatal vasculogenesis in physiological and pathological neovascularization. Circ Res. 1999;85:221–228. Fadini GP, Losordo D, Dimmeler S. Critical re-evaluation of endothelial progenitor cell phenotypes for therapeutic and diagnostic use. Circ Res. 2012;110:624–637. Fadini GP, Baesso I, Albiero M, Sartore S, Agostini C, Avogaro A. Technical notes on endothelial progenitor cells: ways to escape from the knowledge plateau. Atherosclerosis. 2008;197:496–503. Hagensen MK, Raarup MK, Mortensen MB, Thim T, Nyengaard JR, Falk E, Bentzon JF. Circulating endothelial progenitor cells do not contribute to regeneration of endothelium after murine arterial injury. Cardiovasc Res. 2012;93:223–231. Hagensen MK, Shim J, Thim T, Falk E, Bentzon JF. Circulating endothelial progenitor cells do not contribute to plaque endothelium in murine atherosclerosis. Circulation. 2010;121:898–905. Okada S, Nakauchi H, Nagayoshi K, Nishikawa S, Miura Y, Suda T. In vivo and in vitro stem cell function of c-kit- and Sca-1-positive murine hematopoietic cells. Blood. 1992;80:3044–3050. Sata M, Saiura A, Kunisato A, Tojo A, Okada S, Tokuhisa T, Hirai H, Makuuchi M, Hirata Y, Nagai R. Hematopoietic stem cells differentiate into vascular cells that participate in the pathogenesis of atherosclerosis. Nat Med. 2002;8:403–409. Bailey AS, Jiang S, Afentoulis M, Baumann CI, Schroeder DA, Olson SB, Wong MH, Fleming WH. Transplanted adult hematopoietic stems cells differentiate into functional endothelial cells. Blood. 2004;103:13–19. Sahara M, Sata M, Matsuzaki Y, Tanaka K, Morita T, Hirata Y, Okano H, Nagai R. Comparison of various bone marrow fractions in the ability to participate in vascular remodeling after mechanical injury. Stem Cells. 2005;23:874–878. Asahara T, Murohara T, Sullivan A, Silver M, van der Zee R, Li T, Witzenbichler B, Schatteman G, Isner JM. Isolation of putative progenitor endothelial cells for angiogenesis. Science. 1997;275:964–967. Yeh ET, Zhang S, Wu HD, Korbling M, Willerson JT, Estrov Z. Transdifferentiation of human peripheral blood CD34+-enriched cell population into cardiomyocytes, endothelial cells, and smooth muscle cells in vivo. Circulation. 2003;108:2070–2073. Iwasaki H, Kawamoto A, Ishikawa M, Oyamada A, Nakamori S, Nishimura H, Sadamoto K, Horii M, Matsumoto T, Murasawa S, Shibata T, Suehiro S, Asahara T. Dose-dependent contribution of Page 109 74. 75. 76. 77. 78. 79. 80. 81. 82. 83. 84. 85. 86. 87. 88. 89. 90. Cellules calcifiantes circulantes 109 CD34-positive cell transplantation to concurrent vasculogenesis and cardiomyogenesis for functional regenerative recovery after myocardial infarction. Circulation. 2006;113:1311–1325. Howson KM, Aplin AC, Gelati M, Alessandri G, Parati EA, Nicosia RF. The postnatal rat aorta contains pericyte progenitor cells that form spheroidal colonies in suspension culture. Am J Physiol Cell Physiol. 2005;289:C1396–C1407. Zengin E, Chalajour F, Gehling UM, Ito WD, Treede H, Lauke H, Weil J, Reichenspurner H, Kilic N, Ergun S. Vascular wall resident progenitor cells: a source for postnatal vasculogenesis. Development. 2006;133: 1543–1551. Fadini GP, Agostini C, Sartore S, Avogaro A. Endothelial progenitor cells in the natural history of atherosclerosis. Atherosclerosis. 2007; 194:46–54. Loomans CJ, van Haperen R, Duijs JM, Verseyden C, de Crom R, Leenen PJ, Drexhage HA, de Boer HC, de Koning EJ, Rabelink TJ, Staal FJ, van Zonneveld AJ. Differentiation of bone marrow-derived endothelial progenitor cells is shifted into a proinflammatory phenotype by hyperglycemia. Mol Med. 2009;15:152–159. Fadini GP, Tjwa M. A role for TGF-beta in transforming endothelial progenitor cells into neointimal smooth muscle cells. Atherosclerosis. 2010;211:32–35. Gossl M, Modder UI, Gulati R, Rihal CS, Prasad A, Loeffler D, Lerman LO, Khosla S, Lerman A. Coronary endothelial dysfunction in humans is associated with coronary retention of osteogenic endothelial progenitor cells. Eur Heart J. 2010;31:2909–2914. Gossl M, Modder UI, Atkinson EJ, Lerman A, Khosla S. Osteocalcin expression by circulating endothelial progenitor cells in patients with coronary atherosclerosis. J Am Coll Cardiol. 2008;52:1314–1325. Tondreau T, Meuleman N, Delforge A, Dejeneffe M, Leroy R, Massy M, Mortier C, Bron D, Lagneaux L. Mesenchymal stem cells derived from CD133-positive cells in mobilized peripheral blood and cord blood: Proliferation, Oct4 expression, and plasticity. Stem Cells. 2005;23: 1105–1112. Chen JL, Hunt P, McElvain M, Black T, Kaufman S, Choi ES. Osteoblast precursor cells are found in CD34+ cells from human bone marrow. Stem Cells. 1997;15:368–377. Matsumoto T, Mifune Y, Kawamoto A, Kuroda R, Shoji T, Iwasaki H, Suzuki T, Oyamada A, Horii M, Yokoyama A, Nishimura H, Lee SY, Miwa M, Doita M, Kurosaka M, Asahara T. Fracture induced mobilization and incorporation of bone marrow-derived endothelial progenitor cells for bone healing. J Cell Physiol. 2008;215:234–242. Matsumoto T, Kawamoto A, Kuroda R, Ishikawa M, Mifune Y, Iwasaki H, Miwa M, Horii M, Hayashi S, Oyamada A, Nishimura H, Murasawa S, Doita M, Kurosaka M, Asahara T. Therapeutic potential of vasculogenesis and osteogenesis promoted by peripheral blood CD34-positive cells for functional bone healing. Am J Pathol. 2006;169: 1440–1457. Mifune Y, Matsumoto T, Kawamoto A, Kuroda R, Shoji T, Iwasaki H, Kwon SM, Miwa M, Kurosaka M, Asahara T. Local delivery of granulocyte colony stimulating factor-mobilized CD34-positive progenitor cells using bioscaffold for modality of unhealing bone fracture. Stem Cells. 2008;26:1395–1405. Fukui T, Matsumoto T, Mifune Y, Shoji T, Kuroda T, Kawakami Y, Kawamoto A, Ii M, Kawamata S, Kurosaka M, Asahara T, Kuroda R. Local transplantation of granulocyte colony stimulating factormobilized human peripheral blood mononuclear cells for unhealing bone fractures [published online ahead of print September 16, 2011]. Cell Transplant. doi:10.3727/096368911X582769. Lee DY, Cho TJ, Kim JA, Lee HR, Yoo WJ, Chung CY, Choi IH. Mobilization of endothelial progenitor cells in fracture healing and distraction osteogenesis. Bone. 2008;42:932–941. Laing AJ, Dillon JP, Condon ET, Coffey JC, Street JT, Wang JH, McGuinness AJ, Redmond HP. A systemic provascular response in bone marrow to musculoskeletal trauma in mice. J Bone Joint Surg Br. 2007;89:116–120. Laing AJ, Dillon JP, Condon ET, Street JT, Wang JH, McGuinness AJ, Redmond HP. Mobilization of endothelial precursor cells: systemic vascular response to musculoskeletal trauma. J Orthop Res. 2007;25: 44–50. Li G, Peng H, Corsi K, Usas A, Olshanski A, Huard J. Differential effect of BMP4 on NIH/3T3 and C2C12 cells: implications for endochondral bone formation. J Bone Miner Res. 2005;20:1611–1623. Page 110 110 Circulation Mars 2013 91. Atesok K, Li R, Stewart DJ, Schemitsch EH. Endothelial progenitor cells promote fracture healing in a segmental bone defect model. J Orthop Res. 2010;28:1007–1014. 92. Rozen N, Bick T, Bajayo A, Shamian B, Schrift-Tzadok M, Gabet Y, Yayon A, Bab I, Soudry M, Lewinson D. Transplanted blood-derived endothelial progenitor cells (EPC) enhance bridging of sheep tibia critical size defects. Bone. 2009;45:918–924. 93. Chavakis E, Aicher A, Heeschen C, Sasaki K, Kaiser R, El Makhfi N, Urbich C, Peters T, Scharffetter-Kochanek K, Zeiher AM, Chavakis T, Dimmeler S. Role of beta2-integrins for homing and neovascularization capacity of endothelial progenitor cells. J Exp Med. 2005;201:63–72. 94. Aicher A, Brenner W, Zuhayra M, Badorff C, Massoudi S, Assmus B, Eckey T, Henze E, Zeiher AM, Dimmeler S. Assessment of the tissue distribution of transplanted human endothelial progenitor cells by radioactive labeling. Circulation. 2003;107:2134–2139. 95. Fadini GP, Albiero M, Menegazzo L, Boscaro E, Agostini C, Vigili de Kreutzenberg S, Rattazzi M, Avogaro A. Procalcific phenotypic drift of circulating progenitor cells in type 2 diabetes with coronary artery disease. Exp Diabetes Res. 2012;2012:921685–921692. 96. Pirro M, Schillaci G, Mannarino MR, Scarponi AM, Manfredelli MR, Callarelli L, Leli C, Fabbriciani G, Helou RS, Bagaglia F, Mannarino E. Circulating immature osteoprogenitor cells and arterial stiffening in postmenopausal osteoporosis. Nutr Metab Cardiovasc Dis. 2011;21: 636–642. 97. Foresta C, De Toni L, Biagioli A, Ganz F, Magagna S, Caretta N. Increased levels of osteocalcin-positive endothelial progenitor cells in patients affected by erectile dysfunction and cavernous atherosclerosis. J Sex Med. 2010;7:751–757. 98. Pirro M, Manfredelli MR, Scarponi AM, Lupattelli G, Bagaglia F, Melis F, Mannarino E. Association between thyroid hormone levels, the number of circulating osteoprogenitor cells, and bone mineral density in euthyroid postmenopausal women. Metabolism. 2012;61:569–576. 99. Foresta C, De Toni L, Selice R, Garolla A, Di Mambro A. Increased osteocalcin-positive endothelial progenitor cells in hypogonadal male patients. J Endocrinol Invest. 2010;33:439–442. 100. Liu L, Liu ZZ, Chen H, Zhang GJ, Kong YH, Kang XX. Oxidized low-density lipoprotein and beta-glycerophosphate synergistically induce endothelial progenitor cell ossification. Acta Pharmacol Sin. 2011;32:1491–1497. 101. Mantovani A, Garlanda C, Locati M. Macrophage diversity and polarizationin atherosclerosis: a question of balance. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2009;29:1419–1423. 102. Medina RJ, O’Neill CL, O’Doherty TM, Knott H, Guduric-Fuchs J, Gardiner TA, Stitt AW. Myeloid angiogenic cells act as alternative m2 macrophages and modulate angiogenesis through interleukin-8. Mol Med. 2011;17:1045–1055. 103. Martinez FO, Sica A, Mantovani A, Locati M. Macrophage activation and polarization. Front Biosci. 2008;13:453–461. 104. Rohde E, Malischnik C, Thaler D, Maierhofer T, Linkesch W, Lanzer G, Guelly C, Strunk D. Blood monocytes mimic endothelial progenitor cells. Stem Cells. 2006;24:357–367. 105. Kim SJ, Kim JS, Papadopoulos J, Wook Kim S, Maya M, Zhang F, He J, Fan D, Langley R, Fidler IJ. Circulating monocytes expressing CD31: implications for acute and chronic angiogenesis. Am J Pathol. 2009;174:1972–1980. 106. Albiero M, Menegazzo L, Fadini GP. Circulating smooth muscle progenitors and atherosclerosis. Trends Cardiovasc Med. 2010;20: 133–140. 14:46:11:02:13 Page 110 107. Fadini GP, Albiero M, Menegazzo L, Boscaro E, Vigili de Kreutzenberg S, Agostini C, Cabrelle A, Binotto G, Rattazzi M, Bertacco E, Bertorelle R, Biasini L, Mion M, Plebani M, Ceolotto G, Angelini A, Castellani C, Menegolo M, Grego F, Dimmeler S, Seeger F, Zeiher A, Tiengo A, Avogaro A. Widespread increase in myeloid calcifying cells contributes to ectopic vascular calcification in type 2 diabetes. Circ Res. 2011;108:1112–1121. 108. Jeffcoate WJ, Rasmussen LM, Hofbauer LC, Game FL. Medial arterial calcification in diabetes and its relationship to neuropathy. Diabetologia. 2009;52:2478–2488. 109. Reaven PD, Sacks J. Coronary artery and abdominal aortic calcification are associated with cardiovascular disease in type 2 diabetes. Diabetologia. 2005;48:379–385. 110. Niskanen LK, Suhonen M, Siitonen O, Lehtinen JM, Uusitupa MI. Aortic and lower limb artery calcification in type 2 (non-insulindependent) diabetic patients and non-diabetic control subjects: a five year follow-up study. Atherosclerosis. 1990;84:61–71. 111. Zhang Z, Shively JE. Generation of novel bone forming cells (monoosteophils) from the cathelicidin-derived peptide LL-37 treated monocytes. PLoS One. 2010;5:e13985. 112. Byon CH, Sun Y, Chen J, Yuan K, Mao X, Heath JM, Anderson PG, Tintut Y, Demer LL, Wang D, Chen Y. Runx2-upregulated receptor activator of nuclear factor kappab ligand in calcifying smooth muscle cells promotes migration and osteoclastic differentiation of macrophages. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2011;31:1387–1396. 113. Bennett BJ, Scatena M, Kirk EA, Rattazzi M, Varon RM, Averill M, Schwartz SM, Giachelli CM, Rosenfeld ME. Osteoprotegerin inactivation accelerates advanced atherosclerotic lesion progression and calcification in older apoE-/-mice. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2006;26:2117–2124. 114. Kovacic JC, Randolph GJ. Vascular calcification: harder than it looks. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2011;31:1249–1250. 115. Sabit R, Bolton CE, Edwards PH, Pettit RJ, Evans WD, McEniery CM, Wilkinson IB, Cockcroft JR, Shale DJ. Arterial stiffness and osteoporosis in chronic obstructive pulmonary disease. Am J Respir Crit Care Med. 2007;175:1259–1265. 116. Demer L, Tintut Y. The bone-vascular axis in chronic kidney disease. Curr Opin Nephrol Hypertens. 2010;19:349–353. 117. Son BK, Kozaki K, Iijima K, Eto M, Kojima T, Ota H, Senda Y, Maemura K, Nakano T, Akishita M, Ouchi Y. Statins protect human aortic smooth muscle cells from inorganic phosphate-induced calcification by restoring Gas6-Axl survival pathway. Circ Res. 2006;98: 1024–1031. 118. Diez M, Musri MM, Ferrer E, Barbera JA, Peinado VI. Endothelial progenitor cells undergo an endothelial-to-mesenchymal transition-like process mediated by TGFbetaRI. Cardiovasc Res. 2010;88:502–511. 119. Kuroda R, Matsumoto T, Miwa M, Kawamoto A, Mifune Y, Fukui T, Kawakami Y, Niikura T, Lee SY, Oe K, Shoji T, Kuroda T, Horii M, Yokoyama A, Ono T, Koibuchi Y, Kawamata S, Fukushima M, Kurosaka M, Asahara T. Local transplantation of G-CSF-mobilized CD34+ cells in a patient with tibial nonunion: a case report. Cell Transplant. 2010;20:1491–1496. MOTS CLES : athérosclérose 䊏 calcification 䊏 cellules endothéliales 䊏 cellules souches 䊏 calcification vasculaire