sommaire - gdr-Miv

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sommaire - gdr-Miv

SOMMAIRE
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Ecole thèmatique interdisciplinaire du CNRS : Microscopie Fonctionnelle en Biologie
MiFoBio, Seignosse, 30 sept – 6 oct 2016
SOMMAIRE
2
SOMMAIRE
SOMMAIRE
SOMMAIRE ............................................................................................................................ 1
Remerciements ...................................................................................................................... 4
Il était une fois MiFoBio..... .................................................................................................... 6
COMITES D’ORGANISATION .................................................................................................. 7
PRE-MODULES ....................................................................................................................... 8
PLANNING DES COURS......................................................................................................... 11
MODULES............................................................................................................................. 18
MODULE 1 : Organisation de la cellule a l'échelle moléculaire / nanoscopie –
microscopies correlatives .......................................................................................... 18
MODULE 2 : Mécanobiologie cellulaire et tissulaire : expérimentation et
modélisation .............................................................................................................. 23
MODULE 3 : Imagerie en neuroscience de la synapse au cerveau : un enjeu
interdisciplinaire ........................................................................................................ 27
MODULE 4 : Photo manipulation et optogénétique, biosenseurs ............................. 31
MODULE 5 : Assemblage et dynamiques moléculaires : expérimentation et
modélisation .............................................................................................................. 35
MODULE 6 : Ondes sur le vivant (avec GDR ondes) : Imagerie dans les tissus,
le défi des milieux diffusant hétérogènes – optique adaptative ............................... 41
MODULE 7 : Imagerie multiéchelle et biologie intégrative ....................................... 47
SEMINAIRES ......................................................................................................................... 52
CHALLENGE BIO ................................................................................................................... 59
MODULES AVANCES / TABLES RONDES ............................................................................... 61
Modules Avancés....................................................................................................... 62
Tables Rondes............................................................................................................ 65
Bar à images ........................................................................................................................ 70
PLANNING ATELIERS ............................................................................................................ 71
Fiches descriptives des ateliers .................................................................................. 93
SPONSORS.......................................................................................................................... 138
PARTENAIRES Mifobio 2016 .............................................................................................. 141
LISTE DES PARTICIPANTS ................................................................................................... 147
LISTE DES INTERVENANTS.................................................................................................. 160
3
REMERCIEMENTS
REMERCIEMENTS
L’équipe d’organisation est heureuse de vous
accueillir pour cette nouvelle édition 2016 de
l’école MiFoBio. Cette formation est portée par le
GDR MIV dans le cadre des actions de la
Formation Permanente du CNRS en collaboration
avec les formations permanentes de l’INSERM.
Elle est organisée avec le soutien de France
BioImaging (FBI), AVIESAN (ITMO BCDE et ITS),
ainsi que du réseau technologique de
microscopie optique (RT mfm).
Nous souhaitons remercier les personnels des formations permanentes et des services
administratifs du CNRS et de l’INSERM, en particulier Dorothée Terryn, Aline Macau,
Fabienne Lebleu, Anne-Sophie Bonne, Pierre Silveira, Marie-Claude Begot, et Cyril
Marchal pour leur soutien et leur aide dans la mise en place de cette école.
Que Jean Marc Blondy et son équipe qui assurent la gestion au niveau national des écoles
thématiques, trouvent ici l'expression de nos remerciements pour leur travail à long
terme pour rendre possible de tels événements. Nous aurons une pensée particulière
pour Frédéric Sor qui nous a accompagnés à l'INSB depuis de nombreuses années et qui
est aujourd'hui jeune retraité du CNRS.
Nous exprimons nos sincères remerciements aux intervenants pour leur participation, la
qualité de leurs cours et conférences, et pour leur enthousiasme. De même, nous
remercions ceux qui ont accepté d’animer les pré-modules, les modules avancés et tables
rondes.
L’ensemble de l’équipe tient à remercier tous les collègues impliqués dans la mise au
point et la réalisation de chaque atelier dont la variété est une richesse pour l’école, mais
aussi ceux qui ont assuré la mise à disposition des modèles cellulaires et animaux ainsi
que le déplacement de systèmes expérimentaux "home made".
Nous souhaitons remercier Sandrine Lécart, Christine Terryn et Fabrice Cordelières pour
la gestion des ateliers, et particulièrement Fabrice pour la mise en place d’un outil
efficace de gestion des ateliers en ligne, avec édition de bases de données complètes. Cet
outil a considérablement facilité l'organisation de cette édition 2016.
L’équipe qui assure le fonctionnement de la salle de culture et le maintien des modèles
aquatiques mérite la reconnaissance totale du comité d'organisation et de l'ensemble des
participants.
Bravo aussi à Guillaume Baffou pour la création de l'affiche MiFoBio2016.
Nous remercions les partenaires industriels de cette école pour leur engagement dans
cette aventure, leur fort soutien et la mise à disposition d’un parc technologique
exceptionnel, qui nous permet de réaliser les ateliers pratiques dans d’excellentes
conditions, sur du matériel à l’état de l’art.
4
REMERCIEMENTS
Nous remercions le comité scientifique de MiFoBio qui a rendu possible ce projet, ainsi
que plusieurs DSA et chargés de missions, en particulier à l’INSB, INP, INC et à l’INSIS,
pour leur soutien. De même, nous remercions les comités des sections scientifiques du
CNRS qui nous ont fortement soutenus lors de leur évaluation du projet.
Nous remercions également le personnel du centre de vacances Belambra, pour leur
accueil et leur aide, la mise à disposition de locaux et le soutien technique qu’ils nous ont
apportés.
Nous n’oublions pas l’ensemble des membres du comité d’organisation et plus
généralement tous ceux et celles qui ont mis la "main à la pâte" pour la qualité des
échanges et du travail réalisé depuis 12 mois.
Enfin, que Paulette Souillard trouve ici l'expression sincère et chaleureuse de notre
gratitude pour son travail, son soutien, son dévouement et son efficacité depuis de
longues années dans l'organisation de MiFoBio depuis 2010, ainsi que dans la gestion du
GDR MIV tout au long de ces années. Merci pour toutes ces heures de travail passées
pour notre communauté, y compris le soir, en vacances et encore maintenant en
retraite... MERCI
Merci à toutes et tous pour avoir rendu possible cette exceptionnelle aventure humaine
et technologique.
Laurent Héliot, Serge Monneret, Tristan Piolot
pour le comité de pilotage
5
IL était une fois MiFoBio.....
IL ÉTAIT UNE FOIS MIFOBIO.....
En cette éditon 2016, l'école MiFoBio revient au pied du même phare qu'en 2014, à
Seignosse, avec un programme renouvelé. MiFoBio 2016 permettra d'explorer les plus
récents développements en microscopie, de présenter des approches de plus en plus
interdisciplinaires pour comprendre et interpréter les dynamiques et interactions
moléculaires en cellules, suivre les développements en optogénétique et biosenseurs,
appréhender la continuité entre la biomécanique cellulaire et l'imagerie dynamique dans
les petits animaux, découvrir les nouvelles imageries du vivant et le potentiel émergeant
des progrès en optique et biologie cellulaire... L'aventure continue, et nous souhaitons
que MiFoBio reste, tel un phare, un guide pour le développement stratégique de notre
communauté.
Cette école est portée depuis sa premiére édition, en 2004, par le GdR2588 (GDR
Microscopie et Imagerie du Vivant, MIV). Pour différentes raisons ce GdR porté par l'INSB
ne sera pas renouvelé. Nous aurons l'occassion de revenir sur ce point lors de l'Assemblée
Générale le jeudi 6 octobre en soirée. Nous proposons, avec le soutien de l'INSIS, un
nouveau GdR ImaBio : Imagerie, Microscopie pour la Biologie. Ce changement n'est pas
anodin. Nous l'avons accompagné d'un travail de réflexion sur les ambitions et objectifs
de ce nouveau GdR. L'école MiFoBio est bien sûr au coeur de notre nouveau projet en
terme d'action de formation et de liens entre académiques et industriels dans notre
communauté de l’imagerie biologique. Le travail de réflexion n'est pas fini. Nous
souhaitons, au cours de cette édition MiFoBio 2016 y associer le plus grand nombre
d'entre vous. Nous vous proposerons en particulier d'y réfléchir lors d’un ensemble de
tables rondes liées à chaque module thématique, ainsi qu’à l'issue de l'Assemblée
Générale du GDR le 6 octobre.
Microscopie et Imagerie du Vivant
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COMITES D’ORGANISATION
COMITES D’ORGANISATION
Responsables
Scientifiques
Laurent Héliot
PhLAM UMR 8523
06 30 48 85 49
[email protected]
Serge Monneret
Institut Fresnel-UMR7249
[email protected]
Tristan Piolot
Institut Curie UMR
[email protected]
Responsables
formations permanentes
Pierre Silveira
Formation INSERM DR 18
03 20 12 36 88
[email protected]
Dorothée Terryn
Formation Inserm DR Nord-Ouest
03 20 29 86 78
[email protected]
Responsable
administrative
Paulette Souillard
GDR MIV (2588)
Laboratoire TIMC-IMAG, 38710 La
Tronche
04 56 52 00 75
[email protected]
Comité de pilotage
Frédéric Bolze (Strasbourg), Christophe Chamot (Lyon), Anne Cantereau (Poitiers), Julien Cau (Montpellier),
Fabrice Cordelières (Bordeaux), Didier Decimo (Lyon), Alain Dieterlen (Mulhouse), Perrine Paul-Gilloteaux
(Rennes) ; Laurent Héliot (Lille), Sandrine Lécart (Orsay), Sandrine Lévêque-Fort (Orsay), Cédric Matthews
(Marseille), Karine Monier (Lyon), Serge Monneret (Marseille), Tristan Piolot (Paris), Jean Salamero (Paris),
Paulette Souillard (Grenoble), Christine Terryn (Reims)
Ont participé à l’Organisation :
Modules et séminaires
Coordination technologique Gestion des intervenants Informatique
Karine Anselme
Tristan Piolot
Frédéric Bolze
Christophe Chamot
Martial Ballan
Paulette Souillard
Salle de Culture cellulaire
Affiche
Huges Berry
Sophie Abélanet
Gestion des inscrits
Guillaume Baffou
Laurent Bourdieu
Gabrielle Carron
Marie-Claude Begot
Transport participants
Emmanuel Bossy
Marilyne Duffraisse
Fabienne Lebleu
et intervenants
Sophie Brasselet
Didier Décimo
Serge Monneret
Anne Cantereau
Mathieu Coppey
Alessandro Furlan
Aline Macau
Paulette Souillard
Lydia Danglot
Mélanie Henry
Support sur le web :
Alexandre Dufour
Site Web
Karine Monier
Julien Cau
Cyril Favard
Fabrice Cordelières
Gestion des partenariats
Corentin Le Nezet
Laurent Héliot
Lydia Danglot
industriels
Charles Kervrann
Posters
Yves Usson
Anne-Sophie Bonne
Sandrine Lévêque-Fort
Bertrand Simon
Sac à Dos
Cédric Matthews
Fabienne Merola
Fascicule Mifobio
Corentin Le Nezet
Tristan Piolot
Serge Monneret
Nelly
Bardet
Jean Salamero
Partenaires et Sponsors
Mise en place des ateliers
Frederic Bolze
Jean-Baptiste. Sibarita
Didier Decimo
Christophe Chamot
Claire Guéné
Cédric Matthews
Dider
Décimo
Pré-modules
Laurent Héliot
Carole Gauron
Anne Cantereau
Gestion financière
Serge Monneret
Sébastien Marais
Julien Cau
Paulette Souillard
Accueil périscolaire
Tristan Piolot
Modules avancés et
Accueil Académiques
Frédéric Bolze
Jérémie Teillon
tables rondes
Paulette Souillard
Marie Noelle Soler
Animalerie
Alain Dieterlen
Accueil industriels
Vidéo
Sylvia Bruneau
Perrine Paul-Gilloteaux
Nelly Bardet
Julien
Cau
David Pecqueur
Gestion des Ateliers
Claire Guéné
Remi Pillot
Gestion financière
Pascal Roman
Spectacle S&L
Paulette Souillard
Sandrine Lécart
Christian Hubert
Christine Terryn
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PRE-MODULES
PRE-MODULES
Les pré-modules sont l'occasion d'acquérir et/ou de rafraîchir des notions essentielles qui
sont ensuite utilisées dans les cours (et qui ne sont pas reprécisées à cette occasion).
Conçus en fonction des différentes catégories d'élèves (origine Maths, Informatique,
Physique, Chimie, Biologie), ils posent les bases d’un vocabulaire commun.
Pour des raisons de disponibilités de salles, seuls les pré-modules 1-2-5-6 seront proposés
le vendredi 30 septembre en préambule de l'école, les autres seront proposés durant
l'école entre le 1er et le 3 octobre.
PM1 - Optique pour les nuls
Ce prémodule propose de reprendre ces notions de base et de les replacer dans le
contexte des différentes technologies qui seront abordées plus en profondeur lors des
modules.
Intervenant : Olivier Haeberlé (Mulhouse)
PM2 - Fondamentaux des techniques de super-résolution
Ce prémodule a pour but de donner les fondamentaux techniques et instrumentaux
(principes et types de microscopie, domaine d'application, points techniques) afin de
rentre accessible à tous le module "nanoscopie".
Proposé seulement le vendredi 30 octobre
Intervenants : Guillaume Dupuis (Orsay) et Nicolas Bourg (Orsay)
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PRE-MODULES
PM3 - Sources lumineuses en microscopie
Les différents types de sources utilisés en microscopie évoluent rapidement. Ingénieurs
en plate-forme & biologistes sont parfois un peu perdus avec ces technologies, leurs
avantages, leurs propriétés. Ce prémodule propose de faire l’état de l’art dans le domaine
en abordant la technologie des différentes sources (LED, lampes à Arc, différents types de
LASERs) et leurs propriétés (puissance/radiance, uniformité, spectre, stabilité, cohérence,
polarisation, modulabilité, etc…).
Intervenants : Sébastien Marais (Bordeaux) et Quentin Beaufils (Lille)
PM 4 - Bases en expérimentation et simulation des dynamiques moléculaires
Ce prémodule propose de faire l'état de l'art sur les méthodes expérimentales et
théoriques (modélisation, simulation) existant pour réaliser des mesures de dynamiques
moléculaires (tracking, FRAP, FCS, FCCS, ICS, TICS, ...), et d'interaction moléculaire (FRET,
FCCS, ...). L'objectif est de donner les bases nécessaires pour pouvoir suivre le module
"Dynamique moléculaire"
Intervenants : Hugues Berry (Lyon) et Cyril Favard (Montpellier)
PM 5 - Bases en analyse d'image
Ce prémodule reprendra la notion d’une image numérique, les problématiques liées au
format et les techniques de base de prétraitement et segmentation des images (seuillage,
filtres, frontières, binarisation & analyses morphologiques).
Intervenants : Alain Dieterlen (Mulhouse) et Yves Usson (Grenoble)
PM6 - Fondamentaux en biologie cellulaire
Ce prémodule permettra de présenter à un public non biologiste certains des grands
enjeux actuels de la biologie cellulaire et tissulaire qui seront repris lors de l’école
thématique au cours des modules et séminaires. Les notions de physique et les ordres de
grandeurs dans différents processus (par exemple différentiation, morphogénèse) seront
abordés. Enfin, une partie pratique permettra aux participants de comprendre comment
les échantillons qu’ils peuvent observer/analyser sont produits (culture cellulaire et
transfection de plasmides exprimant les protéines d’intérêt fluorescentes).
Intervenants : Gabriel Bidaux (Lyon), Delphine Muriaux (Montpellier)
Phase pratique lors des ateliers
PM 7 - Fondamentaux de photochimie pour l’imagerie en biologie
Ce pré-module propose de faire un point sur les différents processus liés à la fluorescence
et sur les propriétés des fluorophores (spectres, IC, ISC, fluorescence, phosphorescence,
états singulets, triplets, réactions avec l'environnement, bleaching, blinking, coefficient
d'absorption molaire, section croisée, QE, brillance, 1p ou 2p, notion de flux de photon en
microscopie de fluorescence WF, confocale ou 2p, durée de vie).
Intervenant : Dominique Bourgeois (Grenoble)
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PRE-MODULES
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PLANNING DES COURS
PLANNING DES COURS
Samedi 1er octobre Matin
Salle Atlantique
Module 1 : Organisation de la cellule à l’échelle moléculaire /nanoscopie
Table ronde Dimanche 14h Amphi
8h30-9h30 M1-1.
Lattice Light Sheet Microscopy: imaging molecules, cells, and embryos at high
spatiotemporal resolution
Wesley Legant
Janelia Farm Research Campus HHMI, Ashburn, Virginia
9h30-10h30 M1-2.
Decoding Molecular Plasticity in the Dark Proteome
Edward A. Lemke
Structural and Computational Biology Unit, Cell Biology and Biophysics Unit, EMBL, 68161
Heidelberg
10h30-10h50 pause
Salle Atlantique
Salle Gallipot
Module 1 : Organisation de la
cellule à l’échelle moléculaire
/nanoscopie
Module 5 : Assemblage et
dynamiques moléculaires :
expérimentation et modélisation
10h50-11h50 M1-3.
Quantification of single-molecule
localization microscopy data
Jean-Baptiste Sibarita
Interdisciplinary
Institute
Neuroscience,
CNRS
UMR
University of Bordeaux
for
5297,
11h50-12h50 M1-4.
SIM dynamique pour l'imagerie de
fluorescence super résolue de
cellules vivantes
Alexandra Fragola
LPEM, ESPCI, CNRS, UPMC, Paris
11
10h50-11h50 M5-5.
Probing the spatiotemporal kinetics of
single mRNA synthesis
Antoine Coulon
Laboratoire Physico-Chimie Curie, CNRS
UMR168 Institut Curie UPMC, Paris
11h50-12h50 M5-6.
Molecular dynamics, target-search and
nuclear organization: The ins and outs
of single-molecule (tracking)
experiments and data analysis
Ignacio Izeddin
Institut Langevin, ESPCI Paris, PSL Research
University, CNRS
PLANNING DES COURS
Samedi 1er octobre Après-midi
Salle Atlantique
Module 2 : Mécanobiologie cellulaire et tissulaire : expérimentation et
modélisation
Table ronde Samedi 21h Amphi
16h45-17h45 M2-1.
Buckling the cell membrane
Aurélien Roux
Department of Biochemistry, University of Geneva, Switzerland
17h45-18h45 M2-2.
Physical space negotiation in cancer cell migration: impact by 3D tissue geometry
Katarina Wolf
Institute for Molecular Life Science, Nijmegen, The Netherlands
Salle Atlantique
Salle Gallipot
Module 2 : Mécanobiologie
cellulaire et tissulaire:
Module 7 : Imagerie multiechelle
et biologie intégrative
18h45-19h45 M2-3.
Reductionist approaches to understand
membrane-cytoskeleton cross-talk
during cell shape changes and motility
in 3D.
18h45-19h45 M7-1.
Methods and challenges to perform
Single Molecule Localization
Microscopy in depth within complex
samples.
Nils Gauthier
Istituto FIRC di Oncologia Molecolare (IFOM),
European School of Molecular Medicine
(SEMM), Milan, Italy
Rémi GALLAND
Interdisciplinary Institute for Neuroscience,
Bordeaux, France
19h45-20h45 M2-4.
Biochemical and geometrical control of
actin self-organization
19h45-20h45 M7-2.
Multiscale imaging and analysis of
embryonic development
Rajaa Boujemaa-Paterski
University Joseph Fourier, Grenoble,
Research Institute for Technology and Life
Science (CEA), France
Willy Suppatto
Laboratory for Optics & Biosciences, CNRS Inserm - Ecole Polytechnique, Palaiseau,
France.
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PLANNING DES COURS
Dimanche 2 octobre Matin
Salle Atlantique
Module 3 : Imagerie en neuroscience de la synapse au cerveau : un enjeu
interdisciplinaire
Table ronde Dimanche 21h Amphi
8h30-9h30 M3-1.
L’apport des techniques d’imagerie super-résolution dynamiques à la compréhension
de la transmission synaptique
Daniel Choquet
Institut interdisciplinaire de Neurosciences, CNRS UMR 5297, Université Bordeaux 2, Bordeaux
9h30-10h30 M3-2.
Controlling light flexibly: Imaging in neuroscience
Darcy S. Peterka
Zuckerman Mind Brain Behavior Institute, Technologies for the NeuroTechnology Center (NTC) at
Columbia University.
10h30-10h50 pause
Salle Atlantique
Salle Gallipot
Module 3 : Imagerie en
neuroscience de la synapse au
cerveau
Module 6 : Ondes sur le vivant
(avec GDR ondes) : Imagerie dans
les tissus, le défi des milieux
diffusant hétérogènes – optique
adaptative
10h50-11h50 M3-3.
A new class of genetically-encoded Ca
indicators for probing the role of the
endoplasmic reticulum in axons and
nerve terminals
T. Ryan
Weill Cornell Medical College, Cornell
University
11h50-12h50 M3-4.
The power and limitations of
optogenetics in neuroscience
Adam Packer
Wolfson Inst for Biomedical Research, Div of
Medicine, Faculty of Medical Sciences
University College London
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10h50-11h50 M6-5.
Looking through 'fog': Imaging with
Scattered Light
Ori Katz
The Selim and Rachel Benin School of
Computer Science & Engineering, The
Hebrew University of Jerusalem
11h50-12h50 M6-6.
Brillouin scattering of fibrous proteins
and tissues. A contactless
micromechanical testing
Francesca Palombo
School of Physics and Astronomy, University
of Exeter
PLANNING DES COURS
Lundi 3 octobre Matin
Salle Atlantique
Module 4 : Photo manipulation et optogénétique, biosenseurs
Table ronde Lundi 14h Amphi
8h30-9h30 M4-1.
Green Fluorescent Protein Biosensors
Olivier Griesbeck
Department of Systems and Computational Neurobiology, Max-Planck-Institute of Neurobiology,
Martinsried
9h30-10h30 M4-2.
Moving proteins around with LOV
Barbara di Ventura
Synthetic Biology Group, BioQuant, Heidelberg, Germany
10h30-10h50 pause
Salle Atlantique
Salle Gallipot
Module 4 : Photo manipulation et
optogénétique, biosenseurs
Module 3 : Imagerie en
neuroscience de la synapse au
cerveau
10h50-11h50 M4-3.
Functional imaging and superresolution microscopy with fluorescent
proteins
10h50-11h50 M3-5.
Functional fluorescence imaging and
photoactivation in freely-behaving
rodents.
Hideaki Mizuno
Biomolecular Network Dynamics,
Biochemistry, Molecular and Structural
Biology Section, Department of Chemistry,
KU Leuven
11h50-12h50 M4-4.
Understanding and controlling specific
dynamic equilibrium in adhesion
structures
Olivier Destaing
Institut Albert Boniot, Département
Microenvironnement, plasticité cellulaire et
signalisation, Grenoble
Cathie Ventalon
Institut de Biologie de l’ENS (IBENS), Ecole
Normale Supérieure, 46, rue d’Ulm
11h50-12h50 M3-6.
Light-sheet-based whole-brain calcium
imaging and its application to the
dissection of functional neural circuits
Georges Debrégeas
Laboratoire Jean Perrin, UMR 8237
UPMC/CNRS
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PLANNING DES COURS
Mardi 4 octobre Après-midi
Salle Atlantique
Module 5 : Assemblage et dynamiques moléculaires : expérimentation et
modélisation
Table ronde Mardi 21h Amphi
14h30-15h30 M5-3.
Fluorescence Correlation and Cross-Correlation Spectroscopy for the measurement of
molecular dynamics and interactions
Thorsten Wohland
Departments of Biological Sciences and Chemistry, and Centre for Bioimaging Sciences, National
University of Singapore
15h30-16h30 M5-4.
Stochastic Reaction Kinetics
ran ois Nédélec
EMBL Heidelberg, Meyerhofstraße 1, 69117 Heidelberg, Germany
16h30-16h45 pause
Salle Atlantique
Salle Gallipot
Module 5 : Assemblage et
dynamiques moléculaires
Module 2 : Mécanobiologie
cellulaire et tissulaire :
16h45-17h45 M5-3.
High
Spatial-Temporal
Image
Correlation Technologies Reveal Single
Molecular Interactions in Living Cells
16h45-17h45 M2-5.
Coupling mechanical and optical
microscopy to decipher morphogenesis
in plants
Michele Digman
Department of Biomedical Engineering,
University of California Irvine
Arezki Boudaoud
Laboratoire Reproduction et Développement
des Plantes, Ecole Normale Supérieure de
Lyon
17h45-18h45 M5-4.
Mapping Molecular Interactions and
Transport in Living Cell via Image
Correlation Methods
17h45-18h45 M2-6.
High-throughput monitoring of cell
culture by means of lensfree video
microscopy
Paul W. Wiseman
Departments of Physics and Chemistry McGill
University
Cédric Allier/Lionel Hervé
CEA, LETI, MINATEC Campus, Technologies
for Healthcare and Biology division, Grenoble
15
PLANNING DES COURS
Mercredi 5 octobre Matin
Salle Atlantique
Module 6 : Ondes sur le vivant (avec GDR ondes) : Imagerie dans les tissus,
le défi des milieux diffusant hétérogènes – optique adaptative
Table ronde Mercredi16h Amphi
8h30-9h30 M6-1.
Photoacoustic imaging: physics, technology and applications in the life sciences
Paul Beard
9h30-10h30 M6-2.
Quantitative Phase Imaging in optical microscopy for biology studies and superresolution.
Pierre Bon
Laboratoire Photonique Numérique et Nanosciences (LP2N), IOGS - CNRS - Univ. Bordeaux
10h30-10h50 pause
Salle Atlantique
Salle Gallipot
Module 6 : Ondes sur le vivant
(avec GDR ondes) : Imagerie dans
les tissus, le défi des milieux
diffusant hétérogènes – optique
adaptative
Module 1 : Organisation de la
cellule à l’échelle moléculaire
/nanoscopie
10h50-11h50 M6-3.
Ultrasound Localization Microscopy
Olivier Couture
ESPCI/Institut Langevin
10h50-11h50 M1-5.
Extracting quantitative information
from single-molecule localization
microscopy Quantification of singlemolecule localization microscopy
data
Mike Heilemann
Goethe-University Frankfurt, Institute of
Physical and Theoretical Chemistry,
Frankfurt
11h50-12h50 M6-4.
Wavefront engineering for neuronal
photoactivation
Eirini Papagiakoumou
Wavefront-Engineering Micrsocopy group,
Neurophotonics Laboratory, CNRS UMR8250,
Paris Descartes University
11h50-12h50 M1-6.
Advanced microscopy studies of HIV-1
dynamic structure and virus-cell
interactions
Jakub Chojnacki
Weatherall Institute of Molecular Medicine,
John Raddcliffe Hospital, University of Oxford
16
PLANNING DES COURS
Jeudi 6 octobre Matin
Salle Atlantique
Module 7 : Imagerie multiechelle et biologie intégrative tive
Table ronde Jeudi 16h Amphi
8h30-9h30 M7-1.
In vivo Multiphoton Imaging of Mouse Brain
Chris Xu
School of Applied and Engineering Physics, Cornell University, Ithaca
9h30-10h30 M7-2.
Multi-view reconstruction, deconvolution and analysis of large images
Jean-Yves Tinevez
10h30-10h50 pause
Salle Atlantique
Salle Gallipot
Module 7 : Imagerie multiechelle
et biologie intégrative
Module 4 : Photo manipulation et
optogénétique, biosenseurs
10h50-11h50 M7-5.
Recent advances in fiber-optic imaging
10h50-11h50 M4-5.
An overview of the current optogenetic
tools to perturb cellular processes.
Frédéric LOURADOUR
XLIM Laboratory, Limoges University
11h50-11h50 M7-6.
New methods to image transcription
dynamics in living fly embryos
Nathalie Dostatni
Plasticité épigénétique et polarité de
l'embryon, UPMC, Institut Curie, Paris
17
Mathieu Coppey
Imagerie et Contrôle Optique De
L’organisation Cellulaire (LOCCO), Institut
Curie, Paris
11h50-12h50 M4-6.
Monitoring the integration of cyclic
nucleotides signals in neurons using
biosensor imaging.
Pierre Vincent
Cellular Integration of Neuromodulatory
Processes; UMR8256 Biological Adaptation
and Ageing, Paris
MODULES
MODULES
MODULE 1 : ORGANISATION DE LA CELLULE
NANOSCOPIE – MICROSCOPIES CORRELATIVES
A L'ECHELLE MOLECULAIRE
/
Coordination : Sandrine Leveque-Fort et Jean-Baptiste Sibarita
Introduction
Avec le groupe de travail SuperRes du GdR MIV et le GDR ADN
Ce module présente l’intérêt des concepts d’imageries dites « super-résolue »
(illumination
structurée,
PALM/STORM,
STED,
…)
et
« corrélatives »
(fluorescence/microscopie électronique, fluorescence/sonde locale, …) qui permettent
l’imagerie structurale et moléculaire du vivant. Ces nouveaux concepts de superrésolution reposent sur les propriétés chimiques et photophysiques de molécules
fluorescentes, sur la façon de les exciter, mais aussi sur l’analyse des images obtenues.
Les microscopies corrélatives représentent une autre voie pour accéder à l’ultrastructure
cellulaire en fusionnant les approches de microscopie optique et électronique. Elles se
heurtent encore aux problèmes de repositionnement de l’échantillon et de la
conservation de sa structure fine entre les différentes modalités d’imagerie. L’ensemble
de ces points seront abordés.
Samedi 1er octobre - 8h30
Lattice Light Sheet Microscopy: imaging molecules, cells, and embryos at high
spatiotemporal resolution
Wesley Legant,
Janelia Farm Research Campus HHMI, Ashburn, Virginia
Salle Atlantique – Cours plénier
By definition, living specimens are animate. Therefore, a full understanding of dynamic
biological systems will only be obtained by observing them with enough 4D spatiotemporal resolution and for a sufficient duration, to capture the phenomena of interest.
Unfortunately, conventional widefield or confocal microscopes are either too slow, lack
the spatial resolution, or induce too much photodamage to meet these requirements. To
address these limitations, we have developed Lattice Light Sheet Microscopy, a new subcellular light-sheet microscopy method capable of imaging fast 3D dynamic processes in
vivo at signal to noise levels approaching those obtained by total internal reflection
fluorescence (TIRF) illumination. By utilizing 2D optical lattices, we generate a thin (~800
nm full width half maximum) plane of light coincident with the focus of a high numerical
aperture detection objective. Using this technique, we demonstrate substantial
advantages in speed, sensitivity and reduced phototoxicity compared to conventional
point scanning and spinning disc confocal microscopes as well as light-sheet microscopes
utilizing single Gaussian or Bessel beams. We leverage these advantages to image
samples ranging over three orders of magnitude in length scale from single molecules to
whole embryos. Specific examples include: single molecule tracking of fluorescently
18
MODULES
tagged transcription factors in densely labeled embryonic stem cell spheroids, 3D imaging
of microtubule growth phases and organelle dynamics throughout the course of cell
division, 3D cell migration through collagen matrices, and protein localization throughout
the course of dorsal closure in Drosophila embryos. Further, by combining lattice light
sheet microscopy with point accumulation for imaging of nanoscale topography (PAINT)
microscopy and novel fluorescent probes, we demonstrate 3D super-resolution
localization microscopy over large fields of view and in thick 3D samples such as dividing
cells and small embryos.
***
Decoding Molecular Plasticity in the Dark Proteome
Edward A. Lemke
Structural and Computational Biology Unit, Cell Biology and Biophysics Unit, EMBL, 68161
Heidelberg, Germany
Intrinsically disordered proteins (IDPs) account for up to 50% of the human proteome and
often encode for multiple functionalities, yet they fall outside the scope of established
methodology, which often fails to visualize such highly dynamic systems. In particular, the
mechanisms by which IDPs engage in rapid and highly selective interactions are central to
many vital mechanism and represents a central paradigm to transport across nuclear pore
complex (NPC). I will present how single molecule and superresolution tools permitted us
to discover an ultrafast binding mechanism in the NPC, which can explain how transport
can be fast and specific. I will show that advanced chemical biology tools are key to the
success of our approach. In particular, a semi-synthetic approach based on genetic code
expansion with artificial amino acids that permits to site-specifically introduce novel
labelling chemistries and photostable small dyes into any protein with residue precision in
living cells, holds the potential to develop to a true GFP surrogate strategy and usher in a
new field of in-cell precision structural biology.
***
Quantification of single-molecule localization microscopy data
Jean-Baptiste Sibarita
Interdisciplinary Institute for Neuroscience, CNRS UMR 5297, University of Bordeaux
Salle Atlantique – Session parallèle
Over the last decade, single-molecule localization microscopy (SMLM) has revolutionized
cell biology, making it possible to monitor molecular organization and dynamics at the
nanoscale with millisecond temporal resolution. Image analysis plays an essential role in
microscopy, allowing revealing mechanisms underlying biological processes by
quantifying protein organization and dynamics in a statistical and nonbiased manner.
This presentation will cover the challenges to achieve quantitative SMLM. Dedicated
quantification techniques will be presented with their advantages and limits, and
potential artefacts inherent to SMLM data will be discussed.
***
19
MODULES
SIM dynamique pour l'imagerie de fluorescence
super résolue de cellules vivantes
Alexandra Fragola
LPEM, ESPCI, CNRS, UPMC (Paris)
L'observation de cellules vivantes à l'échelle moléculaire est désormais possible grâce aux
développements, ces vingt dernières années, de techniques de microscopie de
fluorescence super résolues. La microscopie à illumination structurée linéaire permet
d'obtenir un gain en résolution spatiale d'un facteur 2 à partir d'un petit nombre
d'acquisitions d'images, compatible avec l'étude de phénomènes dynamiques dans des
échantillons vivants. Ce cours détaillera les principes de la microscopie à illumination
structurée et sa mise oeuvre, du point de vue de l'instrument mais aussi de la
reconstruction des images. Des applications à l'imagerie cellulaire dynamique seront
présentées. Enfin, nous verrons comment la microscopie à illumination structurée non
linéaire permet d'observer des cellules vivantes avec une résolution spatiale de quelques
dizaines de nanomètres.
***
Mercredi 5 octobre 10h50
Extracting quantitative information from single-molecule localization microscopy
Mike Heilemann
Goethe-University Frankfurt, Institute of Physical and Theoretical Chemistry,
Max-von-Laue-Str. 7, 60438 Frankfurt, Germany, www.smb.uni-frankfurt.de
Salle Gallipot – Session parallèle
The development of super-resolution microscopy made it possible to image cellular
structures in far greater detail than ever before and close to the molecular level. The
important next step is to obtain reliable quantitative information from super-resolution
images. Single-molecule localization microscopy (SMLM) is particularly suited for this
purpose, since it directly returns information on the position of individual biomolecules.
Methods that allow extracting information on protein copy numbers, clustering,
stoichiometry and colocalization from SMLM data will be presented, together with their
applications to biological questions.
References
Venkataramani et al., Nature Methods 2016, 13, 319
Fricke et al., Scientific Reports 2015, 5, 14072
Muranyi et al., Plos Pathogens 2013, 9, e1003198
Wieneke et al., Angewandte Chemie 2015, 54, 10216
***
20
MODULES
Advanced microscopy studies of HIV-1 dynamic structure and virus-cell interactions
Jakub Chojnacki
Weatherall Institute of Molecular Medicine, John Raddcliffe Hospital, University of Oxford,
United Kingdom
Super-resolution microscopy techniques such as Stimulated Emission Depletion (STED)
are now well established imaging methods. In addition, when combined with
Fluorescence Correlation Spectroscopy (FCS) STED microscope becomes a powerful tool
capable of not only fixed or live imaging at subdiffraction scales but also enables for
detailed investigation of molecular mobility of lipids and proteins. Due to their
subdiffraction size (< 200 nm) viruses are ideal candidates for super resolution
microscopy based studies. Here we demonstrate the application of STED and scanning
STED-FCS to study different aspects of Human Immunodeficiency Virus type 1 (HIV-1)
structure and replication cycle. Specifically, using STED microscopy, we have observed the
fate of individual HIV-1 particles as they cross macrophage-astrocyte virological synapse
to provide evidence for the lack of productive astrocyte infection. Furthermore, in a
separate project, we have used sSTED-FCS to measure, for the first time, single molecule
mobility on the surface of intact virus particles in order to confirm its role as a marker of
HIV-1 maturation kinetics (a key step of virus replication cycle). These results highlight the
usefulness of STED and sSTED-FCS to further the understating of subtle details of complex
biological systems.
Dans la même thématique
Tables rondes :




Organisation de la cellule à l’échelle nanoscopique – microscopies corrélatives
Amphi Dimanche 14h
Choix des fluorochromes en microscopie de super-resolution STED.
Préparation d’échantillons pour la microscopie de super-résolution dSTORM.
Repositionnement et relocalisation en microscopie corrélative.
Ateliers :
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
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
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
21
3D Structured Illumination Microscopy: From the sample preparation to the
quality control.
Correlative Light Electron Microscopy Image and Volume Registration.
De l’acquisition à l’analyse des données de PALM sur bactéries vivantes.
From Confocal to STED microcopy: Why? How? And beyond.
Stratégies d’optimisation en nanoscopie STED.
Révélation de sous-populations cellulaires dans l’intestin grêle et séparation
d’auto-fluorescence de tissus par imagerie confocale spectrale à 10 couleurs.
Correlative imaging: From confocal microscopy to high resolution (SIM).
Localisation axiale en nanoscopie de fluorescence.
Micro/nanoscopie de fluorescence basée sur la collection de l’émission supercritique par un objectif à très grande ouverture numérique.
Super Resolution SIM et Micro Patterning.
Super-résolution 3D par imagerie de phase en fluorescence.
MODULES
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
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


Counting proteins within complexes by single-molecule localization microscopy.
Recalage tridimensionnel X, Y, Z en nanoscopie.
Coordinate-based quantification of single-molecule localization microscopy data.
Exploring multiple color 3D STORM microscopy.
Le pointillisme : état des lieux.
Deciphering lipid droplet biogenesis with live STED in plant tissues.
La microscopie STED : de la préparation à la super résolution.
Simulation et analyse de trajectoires intracellulaires ou membranaires
.
22
MODULES
MODULE 2 : MECANOBIOLOGIE CELLULAIRE ET TISSULAIRE : EXPERIMENTATION ET
MODELISATION
Coordination : Karine Anselme, Martial Balland et Alexandre Dufour
Introduction
Avec le GdR CellTiss
La cellule est un édifice moléculaire complexe qui est naturellement soumis à des
contraintes physiques environnementales et qui doit s’y adapter, répondre à la
modification de cet environnement en particulier dans des conditions de stress. Elle est
aussi capable d’une grande plasticité mécanique et fonctionnelle, tant au niveau des
membranes que de la chromatine. Enfin, les cellules sont aussi capables de s’organiser
entre elles et de communiquer dans des tissus ou des organes, atteignant ainsi un très
haut niveau de complexité fonctionnelle. Ces ensembles sont alors dotés de propriétés
mécaniques originales. Cet aspect biomécanique des cellules et tissus fait l’objet d’études
d’intérêt à la fois pour les biologistes et les physiciens, qui contribuent ensemble à en
comprendre la dynamique
Samedi 1er octobre 16h45
Buckling the cell membrane
Aurélien Roux
Department of Biochemistry, University of Geneva, CH-1211 Switzerland
Cells and organelles are delimited by lipid bilayers. Since these membranes are
impermeable to most solutes, in order to exchange material with their environment,
organelles and cells have developed a large protein family involved in budding
membranes to form membrane carriers. These carriers transport material between
organelles. Proteins involved in intracellular membrane traffic can remodel the
membrane by several ways. Clathrin, for example, polymerizes into a spherical cage onto
the membrane, forcing it to curve. Here we describe a recently discovered protein
complex called ESCRT-III, which has the property of forming spirals at the surface of the
lipid bilayer. This unique structural feature did not suggest any known mechanism by
which it could deform the membrane. It was theoretically proposed that, while growing
into a spiral, it accumulates stress energy which can be released by buckling of the central
part of the spiral 1. By using high-speed AFM and biophysical tools to measure membrane
elasticity we show how the elastic and polymerization properties of the ESCRT-III filament
are compatible with such model 2. We further investigate the dynamics of the complex.
1 M. Lenz, D. Crow, and J.-F. Joanny, Physical Review Letters 2009, 103.
2 N. Chiaruttini, L. Redondo-Morata, A. Colom, F. Humbert, M. Lenz, S. Scheuring, and A. Roux, Cell 2015, 163,
866.
***
23
MODULES
Physical space negotiation in cancer cell migration: impact by 3D tissue geometry
Katarina Wolf
Institute for Molecular Life Science, Nijmegen, The Netherlands
Tumor cell migration through 3D tissue depends on a physicochemical balance between
tissue constraints, contact-dependent ECM degradation, and deformability of cell and
nucleus, respectively. Using state-of-the-art imaging approaches, such as life confocal-,
atomic force- and multiphoton microscopy, I will dissect the relative contributions of
these parameters under conditions of space confinement in substrate geometries that
mimick connective tissue structures in vivo.
***
Reductionist approaches to understand membrane-cytoskeleton cross-talk during cell
shape changes and motility in 3D.
Nils Gauthier
Istituto FIRC di Oncologia Molecolare (IFOM), European School of
Molecular Medicine (SEMM), Milan, Italy
Cell motility is a complex process occurring in tri-dimensional space. This render
microscopic observations difficult to achieve and interpret properly. Using several
reductionist approaches based on micro fabrications and several microscopy approaches
we are trying to understand the role of membrane-cytoskeleton interaction during cell
motility and cell shape changes in different biological systems like matrix remodeling by
fibroblast, immune response by macrophages, or cancer progression with the study of
glioblastoma.
***
Biochemical and geometrical control of actin self-organization
Rajaa Boujemaa-Paterski
University Joseph Fourier, Grenoble, Research Institute for Technology and Life Science
(CEA)
The actin cytoskeleton is a key component of the cellular architecture. However,
understanding actin organization and dynamics in vivo is a complex challenge, since this
cytoskeleton is composed of extremely complex arrays of specialized and dynamic
structures that overlap and interconnect continuously overtime. Thus, reconstitution of
actin structures in vitro, in simplified media, allows one to pinpoint the cellular
biochemical components and their molecular interactions underlying the architecture and
dynamics of the actin network.
I will present our recent results showing how biochemical and geometrical constraints
influence the dynamic self-organization of actin networks. In order to analyze the
interplay between biochemical and geometrical control of complex actin organization, we
used the innovative methodologies of laser-assisted patterning to design a wide
repertoire of nucleation geometries from which we assembled organized actin networks
24
MODULES
in biochemically-controlled media. Using these methods combined to high-resolution
fluorescence microscopy, we were able to reconstitute, precisely control and visualize the
dynamics of complex actin network organizations closely related to those encountered in
cells.
***
Mardi 4 octobre 16h45
Coupling mechanical and optical microscopy to decipher morphogenesis in plants
Arezki Boudaoud
Laboratoire Reproduction et Développement des Plantes, Ecole Normale Supérieure de
Lyon
Morphogenesis is the process by which an organism achieves it's shape. As shape is
determined by the structural elements of the organism, an important question is how the
mechanical properties of these elements are regulated at the cell level? I will review the
approaches that we have developed to tackle this question in the model plant
Arabidopsis. These approaches notably involve the coupling between atomic force
microscopy and confocal fluorescence microscopy.
***
High-throughput monitoring of cell culture by means of lensfree video microscopy
C.P. Allier, Hervé
CEA, LETI, MINATEC Campus, Technologies for Healthcare and Biology division, et Univ.
Grenoble Alpes, F-38000 Grenoble, France
Lensfree imaging is an emerging microscopy technique based on in-line holography as
invented by Gabor in 1948. Albeit the existence of the method since decades, the recent
development of digital sensors, helped the realization of its full potential. Over the recent
years, innovations and improvements in CMOS imaging technology design and fabrication
have allowed to decrease the pixel pitch down to ~1 µm and the number of pixels has
dramatically increased up to 250 million of pixels. As a result, the performance of lensfree
microscopy, which features a bare CMOS sensor without any magnification optics, have
tremendously increased while keeping the design simple, robust, and at a reasonable low
cost. The detection ability improved from 10 µm (cell) in 2009 [1], to 1 µm (bacteria) in
2010 [2], down to 100 nm beads in 2013 [3], paving the way to the detection of single
viruses in 2013 [4].
At CEA-LETI, we have developed a lensfree video microscope to perform cell culture
monitoring. In a typical experiment, the lensfree video microscope is placed inside the cell
incubator and the culture dish containing the cells is placed on top of the lensfree video
microscope. This lensfree imaging setup does not acquire an image of the cell but a
holographic interference pattern formed by the interference of the semi-coherent light
scattered by the cell and the light passing directly from the source to the image sensor. A
reconstruction algorithm is then used to recover the overall shape of every cell and their
precise location from the interference holographic patterns. In the present paper we will
emphasize on the reconstruction algorithm and its ability to recover the image of a cell
25
MODULES
population over 30 mm2 containing at maximum 20.000 cells. Further we will discuss the
capability of our lensfree video microscope to monitor and quantify several cellular
events, i.e. cell-substrate adhesion, cell spreading, cell division, cell division orientation,
and cell death. We show that the metrics we have developed can be applied to a very
large range of population, from few tens to more than 4000 cells, for a period ranging
from few hours to weeks. More notably, these metrics allow following the fate of single
cells within large populations and large period of observations.
[1] S. Moon, H. O. Keles, A. Ozcan, A. Khademhosseini, E. Haeggstrom, D. Kuritzkes, and U. Demirci,
“Integrating microfluidics and lensless imaging for point-of-care testing.,” Biosensors & bioelectronics, vol. 24,
no. 11, pp. 3208–14, Jul. 2009.
[2] C. P. Allier, G. Hiernard, V. Poher, and J. M. Dinten, “Bacteria detection with thin wetting film lensless
imaging” Biomedical optics express, vol. 1, no. 3, pp. 762–770, Jan. 2010.
[3] Y. Hennequin, C.P. Allier et al. "Optical detection and sizing of single nanoparticles using continuous
wetting films". ACS nano, 7(9), 7601-7609., 2013
[4] O. Mudanyali, E. McLeod, W. Luo, A. Greenbaum, et al. "Wide-field optical detection of nanoparticles using
on-chip microscopy and self-assembled nanolenses", Nature photonics, 7(3), 247-254. 2013
***
Tables rondes :


Mécanobiologie cellulaire et tissulaire : expérimentation et modélisation
Amphi Samedi 1er, 21h
Cultures cellulaires contrôlées : micropatterning, bioprinting et approches
alternatives pour contrôler in vitro le phénotype, le développement des cellules
et leur environnement.
Ateliers :
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



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



Utilisation de la microscopie de seconde harmonique pour l’étude de
l’organisation du collagène au sein d’un tissu synthétisé par des cellules en
culture.
"Imagerie dynamique et photoablation de cystes des cellules des mammifères".
Measurement of viscoelastic membrane properties in living tissues after laser
micro-ablation.
The mechanical identity of cells at the shoot apical meristem in Arabidopsis, using
combination of AFM, Confocal imaging and Nanoindentation plugin.
Printing protein micropatterns for cellular imaging.
Protrusion Force Microscopy.
Temperature microscopy in living cells.
Multiple Optical Traps: an easy-to-use module.
Préparer un embryoïde cellulaire humain pour l’imagerie rapide, inclusion en
capsule d’hydrogel.
Microscopie confocale de réflexion couplée à la fluorescence pour étudier
l'interaction de cellules avec la surface de matériaux opaques et/ou structurés.
Could elasticity difference be measure on nucleus?
26
MODULES
MODULE 3 : IMAGERIE EN NEUROSCIENCE DE LA SYNAPSE AU CERVEAU : UN ENJEU
INTERDISCIPLINAIRE
Coordination Lydia Danglot et Laurent Bourdieux
Introduction
L’imagerie a largement contribué au progrès des connaissances en neuroscience
depuis les 15 dernières années, aussi bien au niveau de la synapse en superrésolution qu’au niveau d’activités cérébrales complexes par imagerie
fonctionnelle. Le but de ce module est d’illustrer comment ces progrès ont été
rendus possibles par l’implication d’une large communauté interdisciplinaire et
comment sont anticipés les prochains défis dans le domaine de l’imagerie en
neurosciences.
Dimanche 2 octobre 8h30
L’apport des techniques d’imagerie super-résolution dynamiques à la compréhension
de la transmission synaptique
Daniel Choquet
Institut interdisciplinaire de Neurosciences, CNRS UMR 5297, Université Bordeaux 2,
Bordeaux
The spatio-temporal organization of neurotransmitter receptors in the postsynaptic
membrane is a fundamental determinant of synaptic transmission and thus information
processing by the brain. Ionotropic AMPA glutamate receptors (AMPAR) mediate fast
excitatory synaptic transmission in the central nervous system. Using a combination of
high resolution single molecule imaging techniques and video-microscopy, we had
previously established that AMPARs are not stable in the synapse as thought initially, but
undergo continuous entry and exit to and from the post-synaptic density through lateral
diffusion.
We will present the use of various super-resolution imaging methods (STED, STORM, UPAINT, PALM), on both genetically tagged and endogenous receptors, to demonstrate
that, in live hippocampal neurons, AMPAR are highly concentrated inside synapses into a
few clusters of around seventy nanometers. AMPAR are stabilized reversibly in these
domains and diffuse freely outside them. Nanodomains are themselves dynamic in their
shape and position within synapses as they can form and disappear within minutes,
although they are for the most part stable for at least up to an hour. These results open
the new possibility that glutamatergic synaptic transmission is controlled by the
regulation at the nanometer scale of the position and composition of these highly
concentrated nanodomains.
***
27
MODULES
Controlling light flexibly: Imaging in neuroscience
Darcy S. Peterka
Zuckerman Mind Brain Behavior Institute, Technologies for the NeuroTechnology Center
(NTC) at Columbia University.
Recording and modulating neuronal activity throughout the brain with high temporal and
spatial resolution may be a critical step in understanding how the brain works. Here I’ll
discuss some of the techniques that used to monitor activity optically, as well as their
limitations. Finally, I'll highlight some recent developments in microscopy, based on
optical wavefront shaping, holographic excitation, and intelligent algorithms - all of which
are helping extend our "view" of the brain.
***
A new class of genetically-encoded Ca indicators for probing the role of the
endoplasmic reticulum in axons and nerve terminals
T. Ryan
Weill Cornell Medical College, Cornell University
Although the endoplasmic reticulum (ER) extends throughout axons and axonal ER
dysfunction is implicated in numerous neurological diseases, its role at nerve terminals is
poorly understood. We developed novel genetically-encoded ER-targeted low affinity Ca2+
indicators optimized for examining axonal ER Ca2+. We carried out a two-step process to
optimize these indicators. The key challenge is to use an indicator whose affinity for Ca is
well matched to the resting concentration of Ca in the organelle and that maintains a
large change in fluorescence when transitioning from the Ca-free to the Ca-bound state.
Based on this we examined as series of variants of GCaMP identified in the original
GCaMP screen whose affinities ranged from 20 to 400 M. These were targeted to the ER
in by introducing a signal peptide and ER retention sequence of native ER-resident
proteins. Our experiments determined that the resting calcium concentration in neurons
is ~ 150 M. Based on this we have identified 2 suitable GCaMP6 variants whose affinities
are 150 M and 210 M respectively that allow one to track changes in ER calcium
directly during electrical activity. Our experiments have revealed that the ER Ca is a strong
determinant of presynaptic function and that proper ER Ca handling is critical for synaptic
communication.
***
28
MODULES
The power and limitations of optogenetics in neuroscience
Adam Packer
Wolfson Inst for Biomedical Research, Div of Medicine, Faculty of Medical Sciences
University College London.
Neural circuits display complex spatiotemporal patterns of activity on the millisecond
timescale during behavior. Understanding how these activity patterns drive behavior is a
fundamental problem in neuroscience, and remains a major challenge due to the
complexity of their spatiotemporal dynamics. The ability to manipulate activity in
genetically defined sets of neurons on the millisecond timescale using optogenetics has
provided a powerful new tool for making causal links between neuronal activity and
behavior. I will review conventional optogenetic experiments which typically involve
simultaneous activation of a large fraction of a neural population. I will also discuss novel
approaches that combine simultaneous two-photon calcium imaging and two-photon
targeted optogenetic photostimulation with the use of a spatial light modulator (SLM) to
provide ‘all-optical’ readout and manipulation of the same neurons in vivo. This approach
enables reading and writing of activity in neural circuits with single-cell resolution and
single action potential precision during behavior. I will describe the power, limitations and
future potential of this approach; and discuss how it can be used to address many
important problems in neuroscience, including transforming our search for the neural
code and the links between neural circuit activity and behavior.
***
Lundi 3 octobre 10h50
Functional fluorescence imaging and photoactivation in freely-behaving rodents.
Cathie Ventalon
Institut de Biologie de l’ENS (IBENS), Ecole Normale Supérieure, 46, rue d’Ulm
A major goal in neuroscience is to unravel the neural bases of animal behavior. To
address this goal, manipulating and recording neuronal activity within specific regions of a
rodent brain while the animal is performing various tasks can be of great use. Such
experiments can be performed with optical methods, using photostimulation of
optogenetic actuators and fluorescence imaging of calcium reporters. All-optical
electrophysiology has major advantages, as it allows addressing many neurons
simultaneously with cellular precision and identifying the cell type of studied neurons.
Until now, most experiments have been performed on head-fixed animals, using highresolution 2-photon microscopes. However, head-fixation induces non-natural behavioral
strategies and limits the nature and diversity of behaviors that can be studied. In this talk,
I will describe emerging techniques enabling functional fluorescence imaging and
photoactivation in freely-behaving rodents. I will show that 2 different strategies have
been explored: in a first approach, an epifluorescence or 2-photon microscope can be
fully miniaturized and positioned on the rodent head; alternatively, a fiber bundle (or
image guide) can be used as a relay between a regular-size microscope and the rodent
head. I will show that the first approach enables reaching a higher resolution or a larger
field of view, while the second method allows using more sophisticated techniques, and
29
MODULES
in particular allows combining photoactivation and imaging within the same device.
Finally, I will also present all the difficulties that this emerging field is still facing.
***
Light-sheet-based whole-brain calcium imaging and its application to the dissection of
functional neural circuits
Georges Debrégeas
Laboratoire Jean Perrin, UMR 8237 UPMC/CNRS
The Zebrafish larva combine several assets – transparency, small brain dimensions,
genetic tractability – that makes it a unique model vertebrate system for whole-brain
functional imaging. However, standard point-scanning imaging techniques, such as twophoton or confocal microscopy, impose a strong limit on acquisition speed which in turn
sets the number of neurons that can be simultaneously recorded. At 5Hz, this number is
of the order of one thousand, i.e. approximately 1-2% of the brain. In this talk, I will show
that this limitation can be overcome by using one- or tow-photon laser-sheet microscopy.
This imaging strategy yields a ~20-fold increase in data throughput (number of recorded
neurons times acquisition rate) without compromising the signal-to-noise ratio, such that
the quasi-entirety of the brain volume can be simultaneously monitored. Using a recent
study on phototaxis, I will illustrate how this technique, combined with advanced data
processing and circuit modeling, may offer a radically new paradigm in behavioral
neuroscience.
***
Tables rondes :

Imagerie en neuroscience de la synapse au cerveau : un enjeu interdisciplinaire
Amphi Dimanche 1er, 21h
Ateliers :


Imagerie de cerveaux de rongeur clarifiés par microscopie à feuillet de lumière.
Imag’in Adult Brain network : comment concilier résolution et profondeur pour
une analyse 3D ?
30
MODULES
MODULE 4 : PHOTO MANIPULATION ET OPTOGENETIQUE, BIOSENSEURS
Coordination Fabienne Mérola et Mathieu Coppey
Avec le groupe Biosenseur du GdR MIV
Introduction
L’apparition récente de techniques permettant de contrôler et moduler de façon
spatio-temporelle la fonction de certains gènes permet de comprendre différents
processus complexes du vivant (neurologie, développement). En parralléle les
biosenseurs, et notamment ceux génétiquement encodés, permettent de réaliser
de maniére dynamqie des mesures en cellule vivante. Ces techniques, qui sont en
pleine évolution, nécessitent à la fois des développements technologiques, la mise
au point de nouvelles sondes et de nouveaux outils de modélisation afin de
pogresser dans la connaissance des réseaux cellulaire de signalisation et de
régulation et au-delà dans des organismes modèles.
Lundi 3 octobre 8h30
Green Fluorescent Protein Biosensors
Olivier Griesbeck
Department of Systems and Computational Neurobiology, Max-Planck-Institute of
Neurobiology, Martinsried
Genetically encoded sensors based on variants of fluorescent protein have become
powerful tools in cell biology and neuroscience. In my presentation I will review
principles of biosensor construction, talk about structural and biophysical aspects of their
function and discuss a few exemplary applications.
***
Moving proteins around with LOV
Barbara di Ventura
Synthetic Biology Group, BioQuant, Heidelberg, Germany
Intracellular processes are controlled in many ways. One way consists in placing proteins
in the right place at the right time. For instance, transcription factors (TFs) are often kept
cytoplasmic until an activating signal arrives to the cell.
Signal cascade activation leads to the translocation of the appropriate TF into the nucleus
where transcription of target genes occurs. Some TFs are known to enter the nucleus with
different dynamical patterns dependent on the type of stimulus. The very same TF can
enter the nucleus in a single pulse with amplitude and duration proportional to the
strength of the activating signal, or in several pulses whose number depends on the
strength of the activating signal. There is compelling evidence that different TF dynamics
lead to the activation of different gene expression programs. Optogenetics can help
elucidate the role of TF dynamics in living cells in the absence of upstream signaling
events. Being able to reversibly control the nuclear localization of proteins of interest
31
MODULES
with light is indeed crucial if we wish to investigate how the same protein activates
different sets of genes depending on the temporal pattern of its nuclear localization.
To this aim we have recently developed two optogenetic tools, called LINuS and LEXY,
that allow importing or exporting a protein of interest in and out of the nucleus of
mammalian cells.
***
Functional imaging and super-resolution microscopy with fluorescent proteins
Hideaki Mizuno
Biomolecular Network Dynamics, Biochemistry, Molecular and Structural
Biology Section,
Department of Chemistry, KU Leuven
Fluorescent proteins became indispensable in the field of life science as noninvasive
labeling tools of intracellular molecules. Cloning from various sea organisms as well as
mutagenesis has expanded color pallet of fluorescent proteins, which makes multi-color
imaging possible. By making use of the color variants as donor and acceptor of Förester
resonance energy transfer (FRET), we can design genetically encoded functional probes.
These probes are applicable for imaging in intact animals by combining with genetic
engineering methods such as establishment of transgenic animals. In addition to the color
variants, we have found unique fluorescent proteins that show photoswitching property.
These proteins serve as a fluorophore to track molecules and highlight cells on a
microscope. Recently, based on the photoswitchable fluorescent protein, a new
microscopic modality circumventing the diffraction limit of light was invented. I introduce
our recent achievement in developing fluorescent protein, functional imaging in intact
animal and biological applications of super-resolution imaging.
***
Understanding and controlling specific dynamic equilibrium in adhesion structures
Olivier Destaing
Institut Albert Boniot, Département Microenvironnement, plasticité cellulaire et
signalisation, Grenoble
Migration and invasion processes are dependent of specific adhesive structures.
Strikingly, these different structures are sharing numerous identical components. Thus, it
was proposed that the characteristic of these adhesion structures is not only dependent
of a specific signaling node but could also be under the control of specific dynamic
equilibrium. For example, it is still poorly known how the proto-oncogene c-Src can have
a pleiotropic activity on adhesion by both regulating focal adhesion and invadosome
biology. It appears that manipulating in space and/or in time these dynamic equilibria
could be a good strategy to understand them. The use of multiple methods of
optogenetic allows to target specific pathways implicated in adhesion at the minand micron-scale. The interests, limitations and use of these methods will be presented.
The challenge of coupling opto-control and following a specific cellular output will be
especially addressed.
32
MODULES
***
Jeudi 6 octobre 10h50
An overview of the current optogenetic tools to perturb cellular processes.
Mathieu Coppey
IMAGERIE ET CONTRÔLE OPTIQUE DE L’ORGANISATION CELLULAIRE (LOCCO), Institut
Curie, Paris
In this course, I will present and discuss most of the currently available tools based on
light and genetically encoded probes to perturb intracellular processes, from single cells
to tissue and organisms. I will review the different light gated proteins, the modalities of
perturbation, the required setups, and the scientific questions which can be addressed. I
will take time to discuss few tricks which help considerably the actual implementation of
the tools. The objective for the user will be to get an idea of the feasibility and usefulness
of an optogenetic strategy. The presentation of a relatively exhaustive panel of methods
will help also for the future choice of an appropriate actuator given the biological context.
***
Monitoring the integration of cyclic nucleotides signals in neurons using biosensor
imaging.
Pierre Vincent
Cellular Integration of Neuromodulatory Processes; UMR8256 Biological Adaptation and
Ageing
A diversity of intracellular signaling cascades compose an intertwined network which
ultimately define the cellular properties in the organism. Dysregulations in these signaling
pathways are known to occur during ageing and in various diseases. Intracellular signaling
appear to be localized in particular domains of a cell, depending on membrane
composition or scaffolding proteins, thereby compartmenting signaling events and
allowing for far more diversity in integration and specificity of action. Intracellular
signaling proceeds from an equilibrium between opposing actions, making these signals
highly dynamic. Catching these fleeting events has always been a challenge, and
biosensor imaging appears as a very powerful tool to decipher the complexity of dynamic
signal integration in living cells. Genetically-encoded fluorescent biosensors, initially
developed by Roger Y. Tsien's lab, usually comprise a sensor domain, which responds to
the specific biological signal of interest by changing its conformation, integrated between
two fluorescent proteins, which report the conformational change by a change in FRET
efficacy. This optical signal can be measured in real time in living cells by fluorescence
microscopy, with unsurpassed spatial and temporal resolution.
In neurons, cyclic nucleotides (mainly cAMP and cGMP) are intracellular second
messengers which integrate the response to neuromodulatory signals. Cyclic nucleotides
are degraded by various types of phosphodiesterases, and inhibitors of
phosphodiesterases are actively studied as possible therapeutic targets to treat
neuropsychiatric diseases. We used biosensor imaging on live brain slices to analyze the
functional implication of specific phosphodiesterases in the regulation of cyclic
33
MODULES
nucleotides. We confirmed the functional importance of type 4 phosphodiesterase in
maintaining a sub-cellular compartmentation of the cAMP signal in cortical pyramidal
neurons. In the striatum, type 2 phosphodiesterase appeared as an interaction node
between the cAMP and cGMP pathways. Antipsychotic drugs targeting type 10
phosphodiesterase revealed an unexpected dissymmetrical mechanism of cAMP/PKA
signal integration in two neuronal types otherwise very similar. Finally, PDE1, which is
activated by calcium-calmodulin, appears to be functionally present in the cortex,
hippocampus and striatum, and may lead to novel therapeutic strategies for
neuropsychiatric conditions.
***
Tables rondes :

Photo manipulation et optogénétique, biosenseurs
Amphi Lundi 3, 14h
Ateliers :








Photoconversion in the whole zebrafish embryo, pros and cons for the study of
haematopoiesis.
A second-generation FRET biosensor of Aurora A to follow the activation of the
endogenous kinase throughout the cell cycle.
De l’imagerie de fluorescence ex-vivo, à l’imagerie in vivo sur modèles murins :
Spécification des paramètres clés pour l’imagerie de fluorescence intra-vitale
haute résolution et la photoconversion.
New developments for multiplexed observation in fluorescence microscopy
Induction of micropattern of biological activity by high-resolution optogenetic
control through a DMD module.
Pilotage d'une source multi-LED et application à une sonde photo-inductible :
Cry2-CIBN.
Chauffage par laser IR provoquant l’expression d’un gène de manière locale dans
l’embryon de C. elegans.
Impression 3D pour la biologie et ses systèmes d’acquisition.
Evaluation de l’effet cytostatique d’agents chimiothérapeutiques sur de multiples
lignées tumorales par microscopie à semi-haut débit
34
MODULES
MODULE 5 : ASSEMBLAGE ET DYNAMIQUES MOLECULAIRES : EXPERIMENTATION ET
MODELISATION
Coordination Laurent Héliot, Hugues Berry et Cyril Favard
Avec GDR ADN : Groupement de Recherche “Architecture et Dynamique Nucléaires”.
Introduction
L’étude des mécanismes cellulaires, de leurs régulations et intégrations, nécessite
de mesurer en cellule vivante les dynamiques et interactions moléculaires tant sur
la base de molécules individuelles que de réponses moyennes sur des statistiques
moléculaires par des méthodes de spectroscopies. Les résultats de ces différentes
méthodes sont complémentaires mais difficiles à combiner entre elles. Le
dialogue entre expérimentateurs et théoriciens permet de nouvelles avancées
dans ce domaine. Cela ouvre la porte à une vision intégrative de ces processus
moléculaires élémentaires. Cela permet aussi d’orienter la pratique
expérimentale, d’orienter le travail expérimental.
Probing the spatiotemporal kinetics of single mRNA synthesis
Antoine Coulon
Laboratoire Physico-Chimie Curie, CNRS UMR168 Institut Curie UPMC, 75005 Paris, France
The synthesis of mature messenger RNA molecules (mRNA) from the DNA sequence of a
gene is a central part of the gene expression process. Many regulatory mechanisms are
known to operate at this level to influence the outcome. In eukaryotes, it involves the
coordinated action of multiple enzymatic processes, including transcription initiation and
elongation (RNA synthesis), and transcript cleavage and splicing (processing into an
mRNA). Collectively, these processes participate in regulating the abundance and fate of
mRNAs, as well as the sequence information they carry and that will be used for protein
synthesis. Yet, despite being broadly studied, many questions remain open about the
mechanisms underlying this regulation of gene expression. Although current data points
to the importance of the stochastic nature and the temporal relationship between these
processes, our understanding remains limited by the difficulty of observing such dynamic
coupling on single transcripts in living cells.
I will present a microscopy technique we use to label and visualize single RNAs in live cells
and follow over time the amount of nascent transcripts from a gene of interest. The
possibility of using two colors (e.g. to label either two distinct parts of a single gene or
two different genes) opens up a vast range of possibilities to understand the kinetic
relationship and coordination between the processes involved. By using this technique, as
well as a cross-correlation analysis method we developed to interpret the resulting twocolor time traces, we explore the mechanisms underlying the regulation of transcription
and RNA processing.
***
35
MODULES
Molecular dynamics, target-search and nuclear organization: The ins and outs of singlemolecule (tracking) experiments and data analysis
Ignacio Izeddin
Institut Langevin, ESPCI Paris, PSL Research University, CNRS
Optical microscopy has been for centuries a key tool behind many of the landmarks in cell
biology. The emergence of single-molecule microscopy techniques has redefined the way
we can obtain a quantitative picture of the complex and highly dynamic organization of
biological matter. In particular, single-particle tracking (SPT) has emerged as a powerful
approach to characterize the behavior of single molecules in the natural context of living
cells, providing the means for a full statistical characterization of the system under study.
In this seminar, we will review the bases of SPT experiments and data analysis. We will
put specific emphasis on single-molecule experiments in the nucleus of living cells. Taking
the example of rapidly diffusing transcription factors, we will consider the experimental
constraints and their importance on the choice of faithful detection and tracking
algorithms. Once the trajectories have been obtained, we will discuss further analysis,
from classical mean-square displacement curves to observables such as the angular or
velocity distributions. We will debate about the best approach to data interpretation and
the dangers of overinterpretation, and about what can we learn about the system in
terms of influence of the environment, non-specific interactions, etc. We will finally
discuss some of the models commonly applied to diffusion of molecules in biological
media.
***
Mardi 4 octobre 14h30
Fluorescence Correlation and Cross-Correlation Spectroscopy for the measurement of
molecular dynamics and interactions
Thorsten Wohland
Departments of Biological Sciences and Chemistry, and Centre for
Bioimaging Sciences, National University of Singapore
Fluorescence Correlation and Cross-Correlation Spectroscopy (FCS and FCCS) belong
nowadays to the basic repertoire of fluorescence techniques in many biophysical
laboratories. They are used for the quantitative determination of molecular parameters,
including concentrations, diffusion and transport coefficients, and dissociation constants.
However, these techniques are perceived as technically difficult, requiring complex
evaluations. This complexity originates from at least two different sources. First, the basic
observables in FCS are signal fluctuations, not fluorescence signals; but the physical
meaning of fluctuations and their interpretation is often not apparent to users. Second,
the analysis of the data via correlation functions is not commonly used outside the
physical sciences and requires some adaptation of the user. However, with a little bit of
effort FCS can be understood quite intuitively and lead to rewarding results not
achievable with any other technique. Here I will first explain the meaning of fluorescence
fluctuations and correlation functions and then discuss their experimental measurement
and evaluation before delving into some actual applications to show how molecular
36
MODULES
dynamics, can be determined from FCS measurements. This will be followed by a
discussion of FCCS, which is particularly useful in determining biomolecular interactions
and can be used to obtain quantitative data about protein dimerization and biomolecular
affinities. Lastly, I will introduce the recent development of imaging FCS, an
implementation that allows to record FCS and FCCS functions in a whole plane of a
sample. Imaging FCS, based on total internal reflection microscopy (TIR) or single plane
illumination microscopy (SPIM), allows collecting thousands of measurements in parallel
providing 2D and 3D maps of concentrations and diffusion coefficients.
***
Stochastic Reaction Kinetics
ran ois Nédélec
EMBL Heidelberg, Meyerhofstraße 1, 69117 Heidelberg, Germany
Requirements: A personal computer with Python and matplotlib
This hands-on session will provide a primer to the stochastic modelling of chemical
reaction dynamics, with applications to gene expression. We will first introduce the
necessary concepts of statistics, and in particular the properties of exponentially
distributed random numbers, and procedures to generate them in a computer. We will
then introduce Gillespie's algorithm, which is a general method to simulate reactive
systems when all species are well mixed spatially. It is particularly powerful to study
stochastic effects due to low copy numbers. We will demonstrate how Gillespie’s
algorithm provides trajectories of the system with statistically exact sampling. After this
short theoretical introduction, the goal of the practical will be for each student to
implement the algorithm on her/his own computer, using the language of their choice.
We will provide detailed help with C, C++, MATLAB or Python but supervise the
algorithmic part in any case. Unless the student is very proficient with another language,
Python is recommended. To develop the implementation, we will simulate a number of
elementary systems:
37
MODULES
***
High Spatial-Temporal Image Correlation Technologies Reveal Single Molecular
Interactions in Living Cells
Michele Digman
Department of Biomedical Engineering, University of California Irvine
The key to detecting single molecular interactions in the presence of high concentration
of proteins in living cells is to use fluctuation analysis at the single cell scale. Live single
cell spatial-temporal analysis of protein dynamics provides a mean to observe stochastic
biochemical signaling that may lead to better understanding of cancer cell invasion, stem
cell differentiation and other fundamental biological processes. The advancement of
methodologies in fluctuation analysis with high spatial-temporal resolution provides an
incisive approach because fluctuations are measured at the single molecular level. The
guiding theme of my research is focused on cancer cell invasion and cell migration in
repose to microenviromental cues. Ultimately studying the process of molecular
dynamics that govern cell motility and invasion must be carried out in different three
platforms: in 2D, 3D microenvironments and in living animals. Using the Raster Image
Correlation Spectroscopy (RICS), Number and Molecular Brightness analysis (N&B) and
the cross-analysis approach, we can answer the following questions about proteinprotein interaction that occur though the integrin signaling pathway: for how long, how
many and how fast do proteins respond in live cells and how they interact with their
binding partners. I will present a model of how focal adhesions assemble and
disassemble how proteins dynamics differ when cells are grown in the 3D environment
and work in vivo. Understanding how structures and dynamics of bio-molecular systems
function in live cells will aid in the development of diagnostic and therapeutic agents.
***
Mapping Molecular Interactions and Transport in Living Cell via Image Correlation
Methods
Paul W. Wiseman
Departments of Physics and Chemistry McGill University
Image correlation methods provide a new window of analysis for measurement of
protein-protein interactions and macromolecular transport properties from fluorescence
images of living cells. These approaches are based on space and time correlation analysis
of fluctuations in fluorescence intensity within images recorded as a time series on a laser
scanning or TIRF microscope. We recently introduced spatio-temporal image correlation
spectroscopy (STICS) which measures vectors of protein flux in cells based on the
calculation of a spatial correlation function as a function of time from an image time
series. Here we will describe the application of STICS and its two color extension, spatiotemporal image cross-correlation spectroscopy (STICCS), for measuring transport maps of
adhesion related macromolecules such as integrin, alpha-actinin, paxillin, talin, and
vinculin within, or associated with the basal membrane in living fibroblast and CHO cells.
These measurements have allowed us to propose a model for the molecular clutch that
regulates connections between the extracellular matrix, integrins in the membrane and
the cytoskeleton during cell protrusion and migration. We will also introduce application
38
MODULES
of STICS with a moving time window to generate time dependent vector maps which
reveal "transport waves" of vinculin, talin and actin between podosome adhesion
structures in human immune dendritic cells. Finally, if there is time, we will also highlight
recent advances we have made with a new form of reciprocal (k-) space ICS, called kICS,
that allows us to measure unbiased transport coefficients of fluorescently labeled
membrane proteins even if there is complex photophysics (such as nanoparticle emission
blinking) of the probe. We will describe kICS measurements of the transport properties of
quantum dot labeled receptors in the cell membrane as well as determination of
clustering properties of QD labeled receptors based on kICS correlation studies of changes
in the nanoparticle blinking.
***
Tables rondes :

Assemblage et dynamiques moléculaires : expérimentation et
modélisation Amphi Mardi 4, 21h
Ateliers :








39
Dynamique et nano-ablation des microtubules.
Méthodes d’études de la dynamique dans la cellule par photo-conversion ou
FRAP : avantages et limites.
Observation de la dynamique d’une protéine de réparation de l’ADN chez la
levure par la technique sptPALM.
Etude de la multimérisation de protéines-GFP par mesures de déclin d’anisotropie
de fluorescence.
Image Correlation Spectroscopy: dynamics and oligomerization of Paxilin in live
cells by RICS and N&B.
Measure of surface protein mobility on live cell with u-paint technique.
Mesure de la diffusion dans les biofilms bactériens grâce à la technique de FRAP
en microscopie confocale.
Mesure de l’impact du remodelage de la chromatine aux sites de cassure sur la
MODULES








diffusion des protéines par micro-irradiation laser, imagerie confocale et
spectroscopie de corrélation de fluorescence.
High-throughput single-DNA molecule microscopy using automated
micropatterning.
Bringing High-Throughput into an Innovative Super Resolution imaging system to
evaluate immuno-modulatory Biologics.
Reconstruction et modélisation statistique de distributions spatiales 3D avec le
logiciel Free-D.
Mesures de FCS et analyse anomale in vivo : vers une compréhension de la
dynamique, et fonctionnalité des complexes de régulation de la transcription.
Analyse spatio-temporelle en cellule vivante par corrélation d'image de temps de
vie.
FluoSim: Single molecule dynamics simulator for live cell fluorescence imaging
and super-resolution microscopy.
Intelligent microscopy : Automatisation et optimisation d'acquisition de données
par couplage entre acquisition et analyse d'images (feedback microscopy).
High speed life imaging using FPGA synchronisation.
40
MODULES
MODULE 6 : ONDES SUR LE VIVANT (AVEC GDR ONDES) : IMAGERIE DANS
TISSUS, LE DEFI DES MILIEUX DIFFUSANT HETEROGENES – OPTIQUE ADAPTATIVE
LES
Coordination Sophie Brasselet et Emmanuel Bossy
Avec le GdR Ondes
Introduction
Ce module est proposé, comme lors de la session 2014, en collaboration avec le
GDR Ondes. Il a pour but d’étendre les techniques d’imagerie du vivant à d’autres
modalités que l’optique (ultrasons, etc.), mais aussi d’apporter de nouveaux
concepts issus du contrôle spatio-temporel des ondes (imagerie à travers des
milieux très diffusants).
Dimanche 2 octobre 10h50
Looking through 'fog': Imaging with Scattered Light
Ori KAtz
Department of Applied Physics, The Selim and Rachel Benin School of Computer Science &
Engineering, The Hebrew University of Jerusalem
Scattering of light in complex samples such as biological tissue renders most samples
opaque to conventional optical imaging techniques, a problem of great practical
importance. However, although random, scattering is a deterministic process, and it can
be undone, controlled, and even exploited by carefully shaping the input wavefront,
forming the basis for the emerging field of optical wavefront-shaping [1,2], and opening
the path to imaging through visually opaque samples [3] and to the control of scattered
ultrashort pulses [4]. Unfortunately, many of these pioneering demonstrations [1-4]
required an invasive implantation of an optical probe at the target for determining the
wavefront distortions.
I will present some of our recent efforts in addressing this challenge [5-10]. These include
the use of the photoacoustic effect to focus and control light non-invasively inside a
scattering medium [5,6], and the use of optical nonlinearities to focus light noninvasively
through scattering samples [7]. I will also show how one can surprisingly image through
opaque samples and ‘around corners’ using nothing but a smartphone camera [8], by
exploiting the inherent correlations of scattered light, challenging the common view on
diffuse scattered light as an information-less halo. If time permits I will present our efforts
in exploiting these principles for novel endoscopic techniques [9-11].
References
[1] Z. Merali, “Optics: Super vision”, Nature 518, 158 (2015).
[2] A.P. Mosk et al., "Controlling waves in space and time for imaging and focusing in complex media",
Nature Photonics 6, 283 (2012).
[3] O. Katz et al., "Looking around corners and through thin turbid layers in real time with scattered
incoherent light", Nature Photonics 6, 549 (2012).
[4] O. Katz et al., "Focusing and compression of ultrashort pulses through scattering media", Nature
Photonics 5, 372 (2011).
[5] T. Chaigne et al. "Controlling light in scattering media noninvasively using the photo-acoustic
transmission-matrix.", Nature Photonics 8, 58 (2014).
41
MODULES
[6] T.Chaigne et al. "Super-resolution photoacoustic fluctuation imaging with multiple speckle illumination",
Optica Vol. 3, 1, 54-57 (2016)
[6] O.Katz et al., "Noninvasive nonlinear focusing and imaging through strongly scattering turbid layers",
Optica, 1, 3, 170-174 (2014).
[7] O. Katz et al., "Non-invasive single-shot imaging through scattering layers and around corners via speckle
correlations", Nature Photonics, 8,
784–790 (2014)
[8] M. Kolenderska et al., "Scanning-free imaging through a single fiber by random spatio-spectral encoding",
Optics Letters, 40, 4, 534-537 (2015)
[9] A.Porat et al., "Widefield lensless imaging through a fiber bundle via speckle-correlations", Optics Express
(2016)
[10] S. Rosen et al., "Focusing and Scannign through Flexible Multimode Fibers without Access to the Distal
End”, arXiv : 1506.08586 (2015)
***
Brillouin scattering of fibrous proteins and tissues. A contactless micromechanical
testing
Francesca Palombo
School of Physics and Astronomy, University of Exeter
Brillouin spectroscopy is based on the discovery by Léon N. Brillouin in 1920 of the
inelastic light scattering effect from thermal sound waves in a solid giving rise to a
doublet in the GHz range. It is an emerging tool in the biomedical sciences, with potential
for in vivo applications, because it is non-destructive, contactless and mechanically
specific. Brillouin scattering probes the mechanics of matter on a microscopic scale via
propagation of thermally induced acoustic waves or phonons. The Brillouin peak
frequency is related to the speed of propagation of these phonons, and thereby provides
a measure of the mechanical properties of the material.
The biomechanics of biological tissues are important to normal tissue function and
disturbances in these properties are widely implicated in disease. We have characterized
the viscoelastic behaviour of the protein fibres of the extracellular matrix and used this
information to understand the physical properties of complex biological tissues. We
found correlations between the elastic modulus determined by Brillouin spectroscopy
and the Young’s modulus (from quasi-static macromechanical testing) of the fibrous
proteins collagen and elastin at various levels of hydration.
Brillouin scattering offers the prospect of measuring mechanical properties on a
microscopic scale in living tissues, in a frequency range that is largely unexplored, and
thereby providing insights into structure–function relationships under normal and
pathological conditions.
***
42
MODULES
Mercredi 5 octobre 8h30
Photoacoustic imaging: physics, technology and applications in the life sciences
Paul Beard
Photoacoustic imaging is a new biomedical imaging modality based on the use of lasergenerated ultrasound that has emerged over the last decade. It is a hybrid technique that
combines the high contrast and spectroscopic-based specificity of optical imaging with
the high spatial resolution available to ultrasound. In essence, a photoacoustic image can
be regarded as an ultrasound image in which the contrast depends on optical absorption.
As a consequence, it offers greater specificity than ultrasound with the ability to detect
haemoglobin, lipids, water and other light-absorbing chomophores, but with higher
penetration depth than purely optical imaging modalities such as light microscopy that
rely on ballistic photons. As well as visualizing anatomical structures such as the
microvasculature, it can also provide functional information in the form of blood
oxygenation, blood flow and temperature. There is also the potential, through the use of
targeted contrast agents or genetic reporters, to provide molecular information. All of
this can be achieved over a range of length scales from microns to centimetres with
scalable spatial resolution. These attributes lend photoacoustic imaging to a wide range
of applications in preclinical research and biology for studying cancer, cardiovascular
disease, abnormalities of the microcirculation and other conditions.
***
Quantitative Phase Imaging in optical microscopy for biology studies and superresolution.
Pierre Bon
Laboratoire Photonique Numérique et Nanosciences (LP2N), IOGS - CNRS - Univ. Bordeaux
Quantitative phase imaging (QPI) is a powerful optical method to enhance the knowledge
about a micro/nanoscopic samples. It relies on the capability to measure not only the
intensity of the light but also its phase. This provides several types of information
depending on the illumination scheme or imaging mode.
QPI was initially developed to image microscopic structures inside semi-transparent
samples (ex. nucleus), without labelling/staining. I will show recent breakthrough using
our QPI technique based on quadriwave lateral shearing interferometry [1] coupled with
the native halogen trans-illumination of the microscope. It allows label-free cytoskeleton
and organelle trafficking imaging at up to 50 Hz and for any duration [2].
I will also show how QPI can give a precise measurement of the dry mass inside living cells
[3] and how it can be related to the cell cycle state.
I will finally present the capability to retrieve the 3D spatial distribution of particles (such
as gold nanobeads) with a sub-nanometric localization by the simultaneous use of
intensity and phase imaging. I will show the use of this method to stabilize the drift of a
super-resolution microscope [4].
43
MODULES
[1] Bon, Maucort, Wattellier, and Monneret, "Quadriwave lateral shearing interferometry for quantitative
phase microscopy of living cells," Opt. Express 17, 13080-13094 (2009)
[2] Bon, Lécart, Fort, Lévêque- ort, “ ast Label- ree Cytoskeletal Network Imaging in Living Mammalian Cells”,
Biophysical J., 106, 1588 - 1595 (2014)
[3] Aknoun, Savatier, Bon, Galland, Abdeladim, Wattellier, and Monneret, "Living cell dry mass measurement
using quantitative phase imaging with quadriwave lateral shearing interferometry: an accuracy and sensitivity
discussion" J. of Biomedical Optics 20(12), 126009 (2015)
[4] Bon, Bourg, Lécart, Monneret, Fort, Wenger, Lévêque- ort, “Three-dimensional nanometre localization of
nanoparticles to enhance super-resolution microscopy”, Nat. Comm., 6 , 7764 (2015)
***
Ultrasound Localization Microscopy
Olivier Couture
ESPCI/Institut Langevin
The echoes from microbubbles flowing in large concentrations in blood vessels are
undistinguishable from each other’s due to diffraction. This lead to a theoretical
resolution limits imposing a trade-off between the penetration and precision of
ultrasound imaging, which was deemed incompressible until recently. In optics, this limit
was circumvented using localization microscopy techniques, such as FPALM. It exploits
the blinking of individual sources on thousands of images to separate fluorophores and
pinpoint their actual location with a resolution better than wavelength/10.
We have shown that such phenomenon can also be obtained in ultrasound imaging by
observing microbubbles at ultrafast frame rates (> hundreds of images per second). This
lead us to introduce the concept of ultrasound localization microscopy [ULM, Couture et
al. Patent 2010, Couture et al. IEEE IUS Orlando 2011], which allows super-resolution
imaging by reconstructing the precise position of individual microbubbles flowing into
microvessels. We initially applied ULM in 3D in a microvessel phantom [Desailly et al. APL,
2013], before moving to the rat brain [Errico et al. Nature, 2015]. Ultrafast ULM also
inspired other groups that exploited low dilution of microbubbles at conventional frame
rates both in-vitro [O’Reilly et al, Medical Physics 2013; Viessmann et al., PMB, 2013] and
in-vivo [Christensen-Jeffries et al., IEEE UFFC, 2015].
When separated with ultrafast imaging, the position of individual microbubbles can be
determined with a resolution defined by the signal to noise ratio and the geometry of the
system [Desailly et al., PMB, 2015]. The maximum resolution attainable with current
programmable scanners was predicted to be 20 m with 3 MHz pulses and 5 m at 15
MHz, or wavelength/20. This was confirmed in-vivo by injecting boluses of microbubbles
in rats brain and performing ultrafast imaging coronally (500 fps) for 150 seconds. The
resulting map of microbubble positions was reconstructed with a resolution of λ/12 (8
m), down to 12 mm in depth. The millisecond time-resolution of the microbubble
tracking combined with the micrometric spatial resolution permits the reconstruction of
the microvasculature within tens of seconds, paving the way to ultrasound microscopy in
clinical studies.
***
44
MODULES
Wavefront engineering for neuronal photoactivation
Eirini Papagiakoumou
Wavefront-Engineering Micrsocopy group, Neurophotonics Laboratory, CNRS UMR8250,
Paris Descartes University
Light patterning through phase modulation of laser beam’s wavefront finds applications
in several research fields nowadays, like optical trapping, photopolymerization,
photolithography, adaptive optics, ultrashort pulse shaping, and more recently in phase
conjugation, focusing through turbid media and photostimulation of neuronal cells by
photolysis or optogenetics. Especially in the latter case, light induced activation has
become a fundamental tool in neuroscience offering a sensitive non-invasive approach
for mimicking brain activity in populations of cells, thus enabling to resolve with sufficient
precision neural microcircuits.
To this direction, light patterning techniques enable fast, remote modification of the
spatial configuration of light delivered to tissue, without the need to intervene on the
optical setup during the experiment. Such techniques can be useful for stimulating a
subpopulation of genetically identical neurons or targeting subcellular structures, such as
dendrites, axons or dendritic spines.
In my talk I will present an overview of optical methods used for optimizing the excitation
volume inside the sample for efficient neuronal activation. I will specifically give more
insights about methods using wavefront engineering for spatiotemporal light patterning,
such as Computer-Generated Holography (CGH) and Generalized Phase Contrast (GPC), in
which our research group specializes. These are methods for two- or three-dimensional
light patterning, based on the modulation of the optical wavefront of the excitation beam
through liquid crystal spatial light modulators, that provide scanless excitation of multiple
neurons or neuronal compartments. They are techniques that can be used both for oneor two-photon excitation and particularly in the two-photon regime, when they are
combined with the technique of temporal focusing (TF) offer the possibility to fully
control the axial confinement of the generated excitation patterns.
The techniques presented here will be primarily discussed in the context of optogenetic
applications, but in principle can be extended to any application demanding spatially and
temporally precise light stimulation.
***
Tables rondes :

Imagerie dans les tissus, le défi des milieux diffusant hétérogènes – optique
adaptative
Amphi Mercredi 5, 16h
Ateliers :

45
Dispositif de contrôle de front d’onde ultra rapide pour focaliser dans des milieux
diffusants biologiques.
MODULES





SHG/THG en réflexion transmission pour le tracking de nanoparticules
harmoniques à l’échelle subcellulaire et tissulaire, thérapie cellulaire myopathie
de Duchenne.
Adaptive biology: Minimization of refractive index mismatch to improve axial
resolution and transparency and in confocal and multiphoton imaging.
Imagerie de retardance optique d’échantillons biologiques sans marquage par
microscopie de phase quantitative résolue en polarisation.
Comment générer du contraste sur n’importe quel microscope sans avoir recours
à la fluorescence? De l’illumination oblique jusqu'à l'imagerie de phase
quantitative.
Découverte d'une technique d'imagerie sans marquage : la microscopie
tomographie diffractive.
46
MODULES
MODULE 7 : IMAGERIE MULTIECHELLE ET BIOLOGIE INTEGRATIVE
Coordination Serge Monneret
Introduction
L’imagerie des tissus est un challenge important avec un très grand champ d’applications
allant de la biologie du développement aux approches cliniques. Mais les tissus sont par
nature des milieux hétérogènes et diffusants pour la lumière. Il est donc nécessaire, à
partir des grandes avancées déjà réalisées dans d’autres domaines applicatifs, de
développer de nouvelles stratégies en microscopie (optique adaptative, …) et endoscopie.
Le développement de nouvelles sondes est aussi un challenge pour l’imagerie non linéaire
en tissus. Il s’agit ici de donner un aperçu des problèmes rencontrés lorsqu’on s’intéresse
à l’imagerie d’objets biologiques qui évoluent dans le temps, tout en nécessitant
l’observation de compartiments cellulaire ou de grands champs avec une résolution subcellulaire. L’intérêt des microscopies sans marquage sera abordé ainsi que le suivi de
dégénerescence cellulaire, le suivi de partenaires cellulaires multiples, et l’imagerie en
grand nombre de couleurs
Challenges and solutions to perform Single Molecule Localization Microscopy in depth
within complex tissues
Rémi GALLAND
University of Bordeaux, Interdisciplinary Institute for Neuroscience, Bordeaux, France
Fluorescence microscopy has revolutionized our comprehension of biology giving the
opportunity to image proteins organization and dynamics within cells and tissues but is
limited in term of spatial resolution. The recent advent of optical super-resolution
techniques has enabled to overcome this limitation to study biological mechanisms at the
molecular level in single cells. Especially, Single Molecules based super-resolution (SMSR)
techniques offers the capability to count, locate and track the movement of biomolecules in their cellular environment. However, the illumination schemes developed to
perform SMSR, such as TIRF or HILO, confine the imaging depth to the coverslip interface
and failed to study live dynamical processes in whole 3D cells or tissues. On the other
hand, selective plane illumination microscopy (SPIM) proved to be highly effective in
providing information in whole organisms by virtue of fast, low light and low background
illumination of millimetre size organisms. Experimental constraints however hamper the
use of this approach with high numerical aperture (NA) objectives required to work at the
single molecule level. In addition, the detection of single molecule in depth is limited by
important optical aberrations arising from the use of high numerical aperture objective,
refraction index mismatch and inhomogeneity of the samples itself. The observation of
proteins organization and dynamics at the molecular level in depth within complex
samples raises therefore several limitations both in term of excitation and signal
detection.
During my course, I will first present the principle of SMSR and highlight the challenges
we have to solve to perform SMSR in depth within complex samples. I will then present
how we can combine SPIM illuminations schemes with high NA objective to perform
SMSR in depth. In particular, I will present how the combination of micro-fabricated
47
MODULES
devices displaying 45° mirrors with a single high NA objective can be used to perform
SMSR in depth. This system, named soSPIM and recently developed in the team, offers
multiscale imaging capabilities on a standard microscope from the whole drosophila
embryos scale down to the single cell scale with single-molecule resolution. Lastly, I will
present other challenges we have to solve to perform SMSR in depth within complex
samples including molecule excitation and signal detection improvement and new
labelling strategies development, and present different strategies we are implementing in
the team to address these questions.
***
Multiscale imaging and analysis of embryonic development
Willy Suppatto
Laboratory for Optics & Biosciences, CNRS - Inserm - Ecole Polytechnique, Palaiseau,
France.
Multiscale and multidimensional study of biological processes tremendously benefits
from recent advances in live microscopy. In this lecture, we will first illustrate the
potential of multiphoton microscopy combined with computational analysis to investigate
fundamental processes of embryonic development, such aseft-right symmetry breaking.
We will then discuss how light-sheet microscopy improves multiscale live imaging of
embryos. We will introduce the principle and benefits of light-sheet illumination. The
ability to carry out fast, three-dimensional optical sectioning with both an extended field
of view and limited photodamage is a unique advantage of light-sheet microscopy that
will be illustrated by showing recent applications in developmental biology and in
neurosciences. However, the imaging speed of this technique comes with several
limitations, including uneven image quality or limited imaging depth: we will present
recent approaches to address these issues.
***
Jeudi 6 octobre 8h30
In vivo Multiphoton Imaging of Mouse Brain
Chris Xu
Over the last two decades, multiphoton microscopy has created a renaissance in the brain
imaging community. It has changed how we visualize neurons by providing highresolution, non-invasive imaging capability deep within intact brain tissue. Multiphoton
imaging will likely play an essential role in understanding how the brain works at the level
of neural circuits, which will provide a bridge between microscopic interactions at the
neuronal level and the complex computations performed at larger scales. In this talk, the
fundamental challenges of deep tissue, high-resolution optical imaging are discussed.
New technologies for in vivo structural and functional imaging of mouse brain using long
wavelength excitation and three-photon microscopy will be presented. We will discuss
the requirements for imaging the dynamic neuronal activity at the cellular level over a
large area and depth in awake and behaving animals. We will speculate on the possible
future directions to further improve the imaging depth and speed in biological tissues.
48
MODULES
***
Multi-view reconstruction, deconvolution and analysis of large images
Jean-Yves Tinevez
Institut Pasteur, Paris
Modern multidimensional automated microscopy techniques can now routinely generate
large images at high temporal rates, bringing up new challenges in bioimaging data
management. Some microscopy instances add up difficulties by adding new dimensions
to imaging, such as the multiple views of a single sample acquired by theta-microscopes.
Mastering these challenges are however key to true multi-scale microscopy,
investigating e.g. the large scale organization of a tissue while keeping subcellular
resolution. Data management, image processing and analysis of these large, multi-view
images prompted for recent development in computing that are now part of the toolbox
of the adventurous biologist. This lecture will survey a subset of them, focusing on the
registration of multiple views of a sample and their fusion into a single final image. We
will discuss in particular the specific difficulties caused by the sheer size of the data
generated e.g. by light-sheet microscopy, and focus on the practical aspects and usability
of these software tools.
***
Recent advances in fiber-optic imaging
XLIM Laboratory, Limoges University, France
This course will talk about fiber-optic imaging, more precisely about confocal
endomicroscopy through a fiber or a bundle of fibers towards biomedical applications.
The goal of this technology is enabling in vivo in situ imaging, in a minimally invasive
manner inside a living organism, in depth below live tissue surface at the cell level and
preferentially without staining. The course will concern the instrumental developments
that were made other the recent years for proposing advanced endomicroscopes with
performances approaching the ones of table-top microscopes in terms of resolution,
sensitivity, speed, and imaging modalities (reflectance, linear fluorescence, multiphoton
contrasts, polarimetry, etc. …). Various dedicated architectures and components (sources,
fibers, beam or pulse shapers, scanners, micro-optics) for imaging endoscopically will be
presented and the requirements imposed by the considered application (e.g.
neurosciences or clinical applications) will be highlighted. Remarkable examples of
advanced devices, current results and future challenges will conclude the course.
***
49
MODULES
New methods to image transcription dynamics in living fly embryos
Nathalie Dostatni
UPMC, UMR3664 – CNRS & INSTITUT CURIE
Drosophila embryogenesis is characterized by rapid transitions in gene activity, whereby
crudely distributed gradients of regulatory proteins give way to precise ON/OFF pattern
of gene expression. To understand the underlying mechanism and explore the dynamics
of gene expression in quantitative manner, we used multi-scale FISH on whole mounts
embryos combined with fluorescent correlation spectroscopy performed in collaboration
with Cécile Fradin (physicists) to approach the diffusion parameters of the key molecules
of this system. These measurements reconcile the physical limits of the system with the
rapid establishment of patterning but remain to slow to explain how the system resists to
the challenges imposed by the frequent mitoses during which gene expression is
interrupted. To shed lights on this question, we have recently adapted to living embryos
the MS2-MCP system, which allows the fluorescent tagging of RNA and the detection of
ongoing transcription across development. This novel approach provides access to the
dynamics of the process and opens up new prospects for understanding gene expression
and maintenance during development.
***
Tables rondes :
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
Imagerie multiechelle et biologie intégrative
Microscopies avec lumière synchrotron.
Amphi jeudi 6 , 16h
Ateliers :
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Organisation spatiale des signaux de mort/survie dans le cœur de souris après
ischémie-reperfusion : clarification d’organe et microscopie en feuille de lumière.
Suivi de protéines fluorescentes en Time Lapse chez la bactérie (E. coli).
Microscope modulaire à feuille de lumière et nouvelles sondes biocompatibles
pour l’étude de la morphogénèse du poisson-zèbre.
3D high and super-resolution imaging of biological samples using a singleobjective Selective Plane Illumination Microscope.
Imagerie à feuille de lumière multivue et confocale avec le MuVI SPIM.
Imagerie mutiphotonique appliquée à l’étude du trafic intracellulaire in vivo :
effet du microenvironnement sur la localisation d’endosomes.
LEGOLish Learning Light Sheet microscopy playing with LEGOs.
Time-gated microscopy used to resolve terbium to quantum dot FRET in cells.
L’imagerie moyen débit par scanner de lames : un outil pour étudier l’évolution
expérimentale d’une bactérie pathogène en bactérie symbiotique dans les
plantes.
Analyse d’images en biologie végétale, approches par morphologie
mathématique sous ImageJ.
Recalage rapide d’images multivues en microscopie à feuille de lumière.
Utilisation des opérateurs différentiels pour la segmentation d'images.
Microscopie Multiphotonique In-Situ et Tissus Clarifiés.
50
MODULES



51
3D-Imaging of biological samples with light sheet fluorescence microscopy:
assembly, calibration and acquisition.
Spatial distribution analysis of 3D intracellular events.
Imaging whole zebrafish specimen after CLARITY transparization.
SEMINAIRES
SEMINAIRES
Vendredi 30 septembre
S1 - 17h00 : Fluorescence lifetime imaging across the scales - from automated
microscopy to tomography and endoscopy
Paul M. W. French
Photonics Group, Physics Department, Imperial College London
[email protected];
http://www.imperial.ac.uk/photonics/research/biophotonics/
We are developing a multidimensional fluorescence imaging platform to provide 2-D and
3-D functional imaging across the scales with a particular emphasis on fluorescence
lifetime imaging (FLIM) to provide contrast between different molecular species,
including fluorophore labels or endogenous fluorophores, and variations in the local
fluorophore molecular environment. The capability to sense the local fluorophore
environment may be exploited using probes sensitive to specific analytes, such as
signalling molecules, or it may be used to probe interactions by sensing the close
proximity of other fluorophores via Forster resonant energy transfer (FRET), which can be
exploited to assay cell signalling processes through protein interactions and genetically
expressed FRET biosensors. Applied to tissue autofluorescence, lifetime measurements
can read out changes in cellular metabolism or tissue matrix components. The inherently
ratiometric nature of FLIM, which can be realised with measurements in a single spectral
channel, makes it relatively insensitive to fluorophore concentration or the optical
properties of the instrument or sample. This enables quantitative FLIM-based readouts to
be translated from microscopy and in vitro assays to in vivo preclinical imaging and
clinical diagnosis.
We develop and apply FLIM technology across the scales from 3-D STED FLIM
microscopy1, incorporating adaptive optics to correct for aberrations, through high-speed
FLIM of fixed and live cells2, e.g. for high content analysis (HCA) including automated
multiwell plate assays of protein interactions3,4 or cellular metabolism5, to in vivo
preclinical and clinical applications, including autofluorescence-based lifetime readouts of
cancer6, heart disease7 and osteoarthritis8. For in vivo preclinical studies, we are
developing optical projection tomography (OPT) with FLIM, particularly applied to
zebrafish, and FLIM endoscopy9. For clinical studies we are developing multiphoton
multispectral FLIM to diagnose skin cancer and single point fibre-optic probes for timeresolved and spectrally resolved fluorometry of autofluorescence, including an ex vivo
and in vivo studies of cancer in skin and colon.
This talk will focus on our development of FLIM instrumentation for HCA to study
signalling networks and mechanisms of disease in 2-D and 3-D cell-based assays, including
the intracellular measurement of KD to study signalling networks10, on the development
of a preclinical imaging platform based on in vivo OPT and FLIM11 of zebrafish (larvae to
adult) for studies of cancer12 and apoptosis13, on FLIM endoscopy applied to FRET
52
SEMINAIRES
biosensors and to tissue autofluorescence14 and on multiphoton FLIM for label-free
diagnosis of cancer.
We aim to implement all of our technology using open source software tools for
instrument control, data acquisition, analysis and management and to provide lists of
equipment components to enable other users to replicate our instrumentation for
application to their own biological questions. Our open source FLIM analysis software,
FLIMfit15, which provides rapid global fitting capabilities and is available as an OMERO
client from: http://flimfit.org/downloads/. Our FLIM HCA and OPT instrumentation are
controlled by µManager. The software for FLIM HCA is available at:
https://github.com/imperial-photonics/openFLIM-HCA/wiki.
References
1 Lenz et al., J. Biophotonics 7 (2013) 29-36, doi: 10.1002/jbio.201300041
2 Grant et al., Opt. Expr.15 (2007) 15656 – 15673; doi: 10.1364/OE.15.015656
3 Alibhai et al., J. Biophotonics 6 (2012) 398-408, doi: 10.1002/jbio.201200185
4 Kelly et al., Anal. Methods, 7 (2015), 4071-4089, doi: 10.1039/C5AY00244C
5 J. Innov. Opt. Health Sci. 7 (2014) 1450025-15 pages, doi: 10.1142/S1793545814500254
6 Patalay et al., PLoS ONE 7 (9) e43460-, 2012, doi:10.1371/journal.pone.0043460
7 Lagarto et al., Biomed Opt Express 2015, 6 (2015) 324-346; doi: 10.1364/BOE.6.000324
8 Manning et al., Matrix Biology 32 (2013) 32–38; doi: 10.1016/j.matbio.2012.11.012
9 Kennedy et al., Journal of Biophotonics, 3 (2010) 103-107; doi: 10.1002/jbio.200910065
10 Margineanu et al., Sci. Rep. (early view) doi: 10.1038/srep28186 (early view)
11 McGinty et al., Biomed. Opt. Expr. 2 (2011) 1340-1350; doi: 10.1364/BOE.2.001340
12 Kumar et al., Oncotarget.7 (2016) 43939-43948; doi: 10.18632/oncotarget.9756
13 Andrews et al., J. Biophotonics 9 (2016) 414–424. doi:10.1002/jbio.201500258
14 Sparks et al., J Biophotonics 8 (2015) 168–178; doi: 10.1002/jbio.201300203
15 Warren et al., PLoS ONE 8(2013) e70687; doi:10.1371/journal.pone.0070687
***
S2 - 18h00 : Receptor-scaffold interactions, a thermodynamic approach using superresolution microscopy: toward “chemistry in cellulo”
Antoine Triller
IBENS Institut de Biologie de l’École Normale Supérieure
The efficiency and accuracy of neurotransmission strongly depends on two apparently
antagonist properties of synaptic membrane: the stability of its organization and its ability
to adapt to plasticity events. In addition, the structural stability of synapses has to be
reconciled with the notion that cell membranes are fluid. Membrane molecules are
compelled to move within the membrane surface due to thermal Brownian agitation,
which favors the homogeneous distribution of the molecules. As a result, neurons spend
energy to stop or reduce these movements, and maintain molecules in certain locations
via mechanisms that decrease this fluidity. We investigate the regulation of synaptic
receptors dynamics by the different (structural and functional) elements that make the
synapse. We have approached these conceptual paradoxes by developing new
technological and analytical tools that allow the monitoring of the behavior of synaptic
components at the molecular level and change of the scale of analysis. We demonstrated
rapid exchanges between synaptic and extra-synaptic receptors and we showed that
transient stabilization of receptors at synapses occurs by interaction with partners, such
as scaffold proteins. Novel super-resolution imaging methods (PALM, STORM) gave us a
53
SEMINAIRES
precise insight on the organization of these postsynaptic structures. Thus combination of
single particle tracking and super-resolution methods, open access to molecular counting
and energy involved in receptor-scaffold interactions as well as on and off rate of
molecular interactions. Thus beyond super-resolution methods is chemistry “in cellulo”
accounting for the regulation of receptor number and consecutively that of synaptic
strength. Ultimately, the dynamic regulations of receptor-scaffold and scaffold-scaffold
interactions appear as a central tenet for the maintenance and plasticity-related changes
of receptor numbers at synapses. These processes are likely to be deregulated in
pathological situations such as in neurodegenerative diseases.
***
S3 – 19h00 : Multi-scale multi-dimensional and multi-modal analysis of cell-matrix
adhesion
Benny Geiger1, Ariel Livne1, Melanie Horev1, Or-Yam Revach1,
Ohad Medalia2, Joachim Spatz3 1Weizmann Institute of
Science, Rehovot, Israel, 2Zurich University, Switzerland; 3MPI for Intelligent Systems,
Stuttgart, Germany.
Integrin adhesions, through which cells stably interact with the extracellular matrix (ECM)
are structurally stable and molecularly dynamic cellular structures, located at the
interface between the ECM, outside the cell, and the cytoskeleton, at the cell’s interior.
These adhesions are extensively investigated for nearly 60 years, yet despite the vast
effort invested in their characterization, their structure, diverse functions and molecular
dynamics are still highly challenging. These adhesions are quite robust, yet they are highly
dynamic structures at the molecular level. Integrin adhesions consist of a largely uniform
set of components (termed, collectively: “the integrin adhesome”, yet the diverse forms
of integrin adhesions are highly complex, and molecularly diverse. Moreover, these
adhesions are mechanically robust, acting as cell and tissue scaffolds. Beyond their
scaffolding activity, they function as key transmembrane sensory and cell signaling sites.
The main issue to be addressed in this lecture is the mechanism whereby the molecular
structure and functions of integrin adhesions are regulated, enabling them to function as
cellular scaffolds, environmental sensors and singaling organelles. I will address this issue
using a broad range of complementary multidisciplinary approaches, including correlated
light and electron microscopy analyses, quantitative live cell imaging and a multitude of
physical approaches. I intend to address here recent insights into the molecular
hierarchical structure of the different forms of integrin adhesions and the mechanisms
underlying their activity as chemical and mechanical sensors of the extracellular
environment.
The panel on the left addresses the
capacity of cells to sense, through their
adhesion receptors, the chemical and
physical properties of the ECM. The
organization of integrin adhesions and
their interaction with the actin
cytoskeleton are shown in the right
panels, using matrix nanopatterning (top)
and
LM-cryo-electron
tomography
correlative microscopy (bottom)
54
SEMINAIRES
***
Dimanche 2 octobre
S4 – 18h45 : The Extra Microscope
Alberto Diaspro
Nanoscopy and NIC@IIT, Istituto Italiano di Tecnologia and
department of Physics, University of Genova, Italy
In the last 40 years, optical fluorescence microscopy, due to its inherent ability of imaging
living systems during their temporal evolution, had a continuous update on three main
tracks, namely: three-dimensional (3D) imaging, penetration depth at low perturbation
and resolution improvements. However, computational optical sectioning, confocal laser
scanning, two-photon excitation and super-resolved methods can be considered as
milestones in optical microscopy. With the recent Nobel Prize in Chemistry in 2014 for the
development of super-resolved fluorescence microscopy, it has been revealed how the
optical microscope can offer unimaginable performances in terms of spatial resolution.
This fact pushed a myriad of variations on the theme and of new approaches aiming to
increase the budget of information that one can get using an optical microscope. The
crumbling of the diffraction limit has been demonstrated in ‘‘super-resolved ensemble
fluorophore microscopy’’ and ‘’superresolved single fluorophore microscopy’’ also known
as targeted and stochastic read out methods, respectively [Diaspro A. 2014. Il Nuovo
Saggiatore]. Starting from this point, considering important revolutions like the ones of
confocal and two-photon excitation microscopy coupled to the advent of green
fluorescent proteins [Diaspro A. and van Zandvoort M.A.M.J. (eds) 2016. Super-resolution
Imaging in Biomedicine. CRC press], I will discuss about some converging and correlative
techniques that can be used for what I like to name “the extra microscope”. The meaning
is related to series of advances and new methods that allow getting information at the
nanoscale or preferable at the molecular scale referring to both spatial resolution or
structural information. Attention will be given to those imaging techniques that permit
direct measurements of the live-cell molecular dynamics at the nanometer scale including
the study of thick biological samples. An important list of converging technologies is
currently under development, for example: recent advances in camera technology and
real-time image processing have led to substantially improved time resolution, RESOLFT
nanoscopy and the utilization of temporal information for decoding spatial information
allowed super resolution at reduced beam intensities, the advent of new fluorescent
molecules are providing better quantitative abilities, label free approaches in the IR,
original image deconvolution processing for noise removal, in vivo imaging, new lenses
and beam shapers for fast imaging. Moreover, phase methods are gaining relevance in a
real multimodal context. The Extra Microscope has tunable and flexible performances
depending on the biological question. It is worth noting that new correlative approaches
coupling optical super resolved methods with scanning probe microscopes are providing
interesting developments that will be outlined.
[Chacko, J.V. et al.2013. Cytoskeleton; Monserrate, et al. 2013. ChemPhysChem; Viero G. et al. 2015
J.Cell.Biol.].
***
55
SEMINAIRES
Lundi 3 octobre
S5 – 18h45 : Using various imaging techniques to establish a new regeneration and
aging model
Eric Rottinger
Institute for Research on Cancer and Aging, INSERM U1081 - CNRS
UMR 7284
The sea anemone Nematostella vectensis is a well-known model to study embryonic
development and metazoan evolution. This marine invertebrate possesses also
extraordinary regeneration capacities, as it is able to regrow missing body parts in only
seven days. However, quite little is known about the morphological, cellular and
molecular mechanisms underlying this fascinating biological process.
In the present study, we lay down the basic framework to study oral regeneration in
Nematostella vectensis. Using various imaging techniques (macrophotography, epifluorescence and confocal microscopy, cytometry etc...), we characterized in detail the
morphological, cellular, and global molecular events that define specific landmarks of this
process. Furthermore, we describe in vivo assays to evaluate wound healing success and
the initiation of pharynx reformation. These specific landmarks as well as the tools we
developed, are currently used to characterize precisely the effects of perturbation
experiments on the regenerative process in Nematostella vectensis.
S6 – 19h30 – Séminaire historique sur Marvin Minsky et Roger Tsien
Marvin Lee Minsky, né le 9 août 1927 à New York et mort le 24 janvier 2016 à Boston1,
est un scientifique américain. Il a travaillé dans le domaine des sciences cognitives et de
l'intelligence artificielle. Il est également cofondateur, avec l'informaticien John McCarthy
du Groupe d'intelligence artificielle du Massachusetts Institute of Technology (MIT) et
auteur de nombreuses publications aussi bien en intelligence artificielle qu'en philosophie
comme La Société de l'Esprit (1986)
Roger Y. Tsien, né le 1er février 1952 à New York, et mort le 24 août 2016, est un
biochimiste et biophysicien américain d'origine chinoise, corécipiendaire du prix Nobel de
chimie de 2008 avec Osamu Shimomura et Martin Chalfie
***
Mardi 4 octobre
S7 – 19h00 : Imaging across scales using electron and light microscopy: from protein
complexes to model organisms
Jan Ellenberg
Cell Biology and Biophysics Unit, European Molecular Biology Laboratory (EMBL)
Recent developments in imaging technologies have given us an unprecedented ability to
visualize the molecular mechanisms of life from the scale of single protein complexes to
whole model organisms. In this lecture I will use the examples of the nuclear pore
complex and the protein network controlling cell division to illustrate how we can
seamlessly cross between these scales and what we can learn from new imaging
56
SEMINAIRES
technologies including super-resolution, correlative light electron, high-throughput and
light-sheet microscopy.
Essential functions of life, such as cell division, require several hundreds of proteins and
the molecular machines they form to work together. Super-resolution microscopy, now
allows us to understand the 3D molecular architecture of single molecular machines, such
as the nuclear pore complex in situ inside the human cell. To understand how such
machines are assembled, we can employ correlative light electron microscopy to stage
assembly steps in a living cell and then analyze their ultrastructure. To understand how
many molecular machines are orchestrated in space and time requires mapping their
dynamic interactions inside cells. To this end, we have established an integrated systems
microscopy workflow, combining genome editing, imaging and computational modeling
to map the protein network that drives cell division in live dividing human cells. After
homozygous genome editing using CRISPR/Cas9 to tag all endogenous copies of a given
protein fluorescently, the subcellular concentration distribution of each protein is
measured by high-throughput single molecule calibrated imaging. Computational image
analysis is then used to generate a standard mitotic cell model into which the data of all
imaged proteins is integrated. Machine learning-based mining of the data-driven model
can map dynamic protein networks. Finally, to understand how complex essential
functions such as cell division occur in the multicellular context of a whole organisms, we
have developed new light-sheet microscopy technology, which for the first time allows us
to follow the molecular machinery of cell division in real time in a developing mouse
embryo.
***
Mercredi 5 octobre
14h00 - 14h30 : EuroBioImaging ESFRI project "status quo"
Jan Ellenberg
EuBI PPII (preparatory phase II) Coordinator
The European Research Infrastructure for Imaging Technologies in Biological and
Biomedical Sciences (Euro-BioImaging, EuBI or EuBI ERIC) provides open physical user
access to a broad range of state-of-the-art technologies in biological and biomedical
imaging for life scientists. In addition, EuBI will offer image data support and training for
infrastructure users and providers. The EuBI consists of a set of 29 geographically
distributed Node Candidates (specialised imaging facilities) that can grant access to
scientists from all European countries and beyond. Currently, researchers can apply to
use some of 36 imaging technologies offered through Euro-BioImaging. EuBI started
interim operation in May 2016 and all information about the Interim operation can be
found here www.eurobioimaging-interim.eu
EuBI will continuously evaluate and acquire new imaging technologies to ensure the
sustained delivery of cutting-edge services. Since it started its EC-funded Preparatory
Phase I in December 2010, EuBI has been broadly supported by the European research
community consisting of national BioImaging chapters in 25 European countries, with
over 3000 stakeholders affiliated with major European research organizations and by the
official Euro-BioImaging Industry Board. Currently, the Euro-BioImaging Interim Board
(IB) federates 16 member countries and the EMBL, and has created a common European
57
SEMINAIRES
budget from voluntary national contributions to launch the EuBI European Research
Infrastructure Consortium (ERIC).
S8 – 18h45 : How statistics can help improve microscopy image analysis
Ivo F. Sbalzarini
MOSAIC Group, Center for Systems Biology Dresden
Chair of Scientific Computing for Systems Biology, Faculty of Computer Science, TU
Dresden
& Max Planck Institute of Molecular Cell Biology and Genetics, Dresden, Germany.
Microscopy image data are different from the photographs or satellite imagery
traditionally considered in machine vision and image processing. Biological images are
often three- or even higher-dimensional, and not standardized. Moreover, they
frequently only become interpretable when considering additional prior knowledge, e.g.,
about the labeled structures or the optics of the microscope. Here is where statistics and
knowledge about the human visual system can help. We show how to formulate image
segmentation and object detection as statistical inference problems, and how this allows
us to systematically include prior knowledge, or models, about the images. This enables
more flexible algorithms that can be customized to specific tasks by adjusting the models.
It also provides us with a principled way of quantifying the accuracy and probability of the
result, as well as designing models based on physics. This interdisciplinary community
effort ultimately results in novel algorithms and user-friendly software. We show this in
the example of fluorescence microscopy, where this approach has enabled versatile and
statistically optimal segmentation algorithms, physics-based prior models, and popular
open-source projects.
***
Jeudi 6 octobre
S9 – 18h45 : Les défis de l'innovation : introduction à la conception innovante
Benoit Weil
MINES ParisTech, Chair Design Theory and Methods for Innovation
58
CHALLENGE BIO
CHALLENGE BIO
Les "Challenge bio" sont une nouveauté 2016. Le principe est simple: les biologistes, en
particulier ceux qui n'utilisent pas la microscopie habituellement ou qui souhaitent tester
de nouvelles modalités en microscopie, peuvent proposer une problématique biologique
pour laquelle ils ont besoin d'imagerie. Il n'est pas nécessaire d'avoir un a priori sur les
méthodes d'imagerie (acquisition, analyse et modélisation) à mettre en œuvre. Ce sont
les personnes impliquées en imagerie (acquisition, analyse et modélisation) qui pourront
reconnaitre dans la problématique posée un intérêt ou un potentiel pour leur technique
et proposer des expériences qui seront réalisées durant MiFoBio.
L'objectif est de tirer avantage de la conjonction en un même lieu d’un plateau
technologique exceptionnel et de compétences de pointe dans les diverses disciplines,
pour défricher de nouvelles problématiques et ouvrir la voie à des collaborations audelà de l'école.
Challenge 1 : Alexandre Bokhobza
1) Oligomérisation des protéines membranaires ORAI1 et ORAI3
2) Suivi de protéine au cours de processus de migration en TIRF
Challenge 2 : Lysiane Brocard
1) Etudes à haute résolution de canaux membranaires sur des tissus chlorophylliens
vivants (feuilles de plantules d’Arabidopsis thaliana).
2) Mesure de connectivité entre différentes cellules de de la pointe racinaire
d’Arabidopis thaliana.
Challenge 3 : Corey Butler
Amélioration de la resolution par des techniques de super-résolution à base de
localisation des molécules uniques autre que STORM/PALM sur cellules type
HeLa/COS.
Challenge 4 : Jason Ecard
Étude du trafic des protéines de la membrane lysosomale utilisant le système RUSH
(Retention Using Selective Hooks) par microscopie à haute résolution
Challenge 5 : Clemence Simon
Localiser à haute résolution les monolignols au sein du polymère de lignine dans les
différentes couches de la paroi cellulaire de cellules végétales.
Challenge 6 : Sebastien Jenni
Evaluation du pourcentage de mort cellulaire de cellules HeLa après irradiation en biphoton d’une petite zone sur une plaque de culture mise en contact avec un agent
photo-toxique activé en mode deux photons.
59
CHALLENGE BIO
Challenge 7 : Stephane Ory
Visualization during exocytosis and in real time how specific lipids and proteins
associated with lipid platforms are assembled and how the sub-plasmalemmal
cytoskeleton regulates the assembly and trafficking of lipid -based signalling
domains.
Challenge 8 : Camille Boutin
Multiscale electron microscopy and super-résolution acquisition to reconstuct
multiciliated cell organization
Challenge 9 : David Pecqueur/Lydia Danglot
Etude de l'apport des techniques de haute résolution ou autres modes d'imagerie
dans l'étude du développement de différents modèles marins (oursins, ascidies,
éponges, bryozoaires, annélides, polypes de méduses, éphyrules).
60
/MODULES AVANCES / TABLES RONDES
MODULES AVANCES / TABLES RONDES
Module Avancé ou Table Ronde- /-Numéro module associé ou Transversal-/-Numéro MA ou TR
61
MODULES Avancés
MODULES AVANCES
ISO 9001 ET NFX50-900 : UN OUTIL DE MANAGEMENT POUR LES
PLATEFORMES
Proposer/Coanimator
Cecile Pouzet
Anne Mazars
Abstract
Démontrer en quoi ces normes sont un véritable outil de management pour les
plateformes en sciences du vivant.
***
MICROSCOPIES AVEC LUMIERE SYNCHROTRON
Proposer/Coanimator
David Rousseau
Bertrand Cinquin
Abstract
• Présenter la lumière synchrotron et les techniques d’imagerie structurales et chimiques
compatibles avec l’objet biologique. De nombreuses applications allant de la cellule
procaryote à la cellule eukariote jusqu’aux organes, de la cellule animale à la cellule
végétale seront présentés.
• Détailler la dimension multidisciplinaire de ces techniques d’imagerie en partant de la
préparation de l’échantillon jusqu’à l’analyse.
• Permettre aux participants d’avoir une vision plus globale des techniques d’imageries
proposées par les grands instruments et leur donner les premières clefs pour s’en
rapprocher et y accèder.
***
62
MODULES AVANCES
DECONVOLUTION 3D
Proposer/Coanimator
Bruno Colicchio
Orestis Faklaris
Abstract
Ce module avancé traitera les questions relatives à une amélioration d'image en
microscopie de fluorescence par des méthodes de déconvolution classiques, et plus
récentes.
L'objectif de ce module est de permettre aux utilisateurs de bien comprendre les
conditions d'application et les limites de telles méthodes, mais aussi de voir l'ensemble
des possibilités actuelles offertes par ces méthodes.
L'utilisateur de ces techniques est confronté à des choix et doit fournir des données aux
logiciels de déconvolution. Une connaissance des méthodes, de l'influence des choix de
paramètres et de la qualité des images de départ seront discutées. Des clés pour évaluer
les résultats seront également discutées ainsi que les bonnes pratiques pour la
préparation d’échantillons et la prise d'images.
Dans certains cas, les conditions supposées par les méthodes de déconvolution classiques
ne sont pas réunies. Quelques exemples seront exposés ainsi que les solutions et limites
de l'amélioration d'images par déconvolution.
L'application particulière des méthodes de déconvolution sur différents modes
d’acquisition sera également discutée.
Ce module s'appuiera sur l'atelier "Déconvolution 3D pour la microscopie de
fluorescence" et les méthodes utilisées dans cet atelier comme exemple d'application
avec des méthodes aveugles (sans PSF) et non-aveugles (avec PSF).
Ateliers

Déconvolution 3D pour la microscopie de fluorescence
***
AU DELA DE LA METROLOGIE / BEYOND METROLOGY
Proposer/Coanimator
Aurélien Dauphin
Damien Schapman
Abstract
A travers un bref rappel des outils et des protocoles de mesures métrologiques, nous
verrons comment valoriser toutes ces informations et les mettre en forme afin qu'elles
soient des avantages au service de la recherche en microscopie photonique. Nous
63
MODULES Avancés
réfléchirons ensemble à travers ces thématiques pour anticiper le futur de la métrologie
et les bénéfices d'un tel outil et de le transposer aux nouvelles technologies.
Ateliers





Métrologie : Quels outils pour quelles mesures ?
Maitrise des conditions expérimentales d’imagerie photonique.
Which super-Metrology tools for super-resolution microscopy?
Camera Simulation Engine (Virtually test camera performance).
Camera Simulation Engine (Virtually test camera performance)
***
LA GESTION DES DONNEES IMAGE ET LEUR VALORISATION
Proposer/Coanimator
Cedric Matthews
Abstract
Avec l’émergence des bases de données d’images, il est à présent réalisable d’ordonner
l’information via l’utilisation de logiciels clefs en main comme OMERO, BISQUE,
OpenImadis, OpenBis,...
Cependant la mise en place de ces bases fait appel à plusieurs éléments clefs qui seront
développés dans ce module avancé:
La définition des besoins et leur projection à moyen et long terme, et la définition du
périmètre concerné
La réflexion autour du support physique, en lien avec l'architecture existante
La méthode de classement de l’information, l’annotation qui lui donne de la pertinence et
l’inscrit dans un environnement scientifique et technique. En un mot, sans annotation, ou
d’indexation, la base de données image n’a aucune utilité.
Le choix du partage de ces données et notamment leur valorisation ou publication dans
des bases à visibilité publique.
Keywords
Base de données, annotations, traitement et gestion des images
***
IMAGERIE DES ORGANISMES MARINS: DEFIS ET INTERETS
Proposer/Coanimator
Nathalie Turque
64
TABLES RONDES
TABLES RONDES
CULTURES CELLULAIRES CONTROLEES: MICROPATTERNING, BIOPRINTING
ET APPROCHES ALTERNATIVES POUR CONTROLER IN VITRO LE
PHENOTYPE, LE DEVELOPPEMENT DES CELLULES ET LEUR
ENVIRONNEMENT.
Proposer/Coanimator
Steven Nedellec
Pierre-Olivier Strale
Abstract
Le but de cette table ronde est de mettre en commun les connaissances/expériences de
chacun pour répondre aux questions/problèmes sur le contrôle des cultures cellulaires,
permettre à l'expérimentateur d'influer de manière reproductible sur différents aspects
phénotypiques ou sur les interactions entre différents types cellulaires, Il existe plusieurs
approches très différentes et parfois complémentaires qu'une table ronde permettrait de
confronter via l'expériences des différents utilisateurs et développeurs de telles
techniques.
***
CHOIX DES FLUOROCHROMES EN MICROSCOPIE DE SUPER-RESOLUTION
STED
Proposer/Coanimator
Sophie Allart
Patrice Mascalchi
Abstract
La technique de microscopie de super-résolution par Depletion STimulée de l’Emission
(STED) est aujourd’hui largement répandue sur les plateformes de recherche, en
particulier par le biais des systèmes commerciaux. Même s’il existe aujourd’hui une
longue liste de fluorochromes et de protéines fluorescentes adaptés à cette technologie, il
est assez difficile de choisir un seul fluorophore ou une combinaison d'entre eux à partir
de sources bibliographiques comparatives. Ainsi, le but de notre table ronde est d'amener
les utilisateurs de STED à discuter de leur expérience des diverses stratégies de coloration.
Cette discussion sera structurée autour de différents thèmes: les meilleurs fluorochromes
en fonction de la raie de déplétion, les meilleures combinaisons de fluorochromes pour
une ou plusieurs raies de déplétion, les fluorochromes pour l’imagerie dynamique en
STED, ou pour l’excitation à deux photons en STED. Pour cela, nous utiliserons des
données issues de publications scientifiques ou du retour d’expérience des organisateurs
de la table ronde ou des participants. Le but de cette table ronde est que toutes ces
informations sur les molécules fluorescentes appropriées pour des expériences STED,
recueillies avant et pendant la table ronde, soient disponibles en ligne sous forme de
tableau (MiFoBio et / ou site web RTMFM).
65
TABLES Rondes
***
PREPARATION D’ECHANTILLONS POUR LA MICROSCOPIE DE SUPERRESOLUTION DSTORM
Proposer/Coanimator
Béatrice Durel
Nicolas Bourg
Abstract
- Comment préparer les cellules (fixation, saturation, densité de marquage..) pour la
microscopie STORM afin d’obtenir des images reconstruites non parasitées pas du signal
non spécifique ?
- Choix du fluorophore, de la sonde de marquage, efficacité de clignotement…
- Comment optimiser le clignotement des fluorophores pour optimiser la reconstruction?
(tampons, puissance laser, réglage/alignement optique, algorithme et paramètres de
détection et super-localisation…)
- Comparaison des différents tampons (efficacité en fonction des fluorophores) : ressenti
des utilisateurs
- Quel logiciel de reconstruction libre est le plus efficace ? Discussion sur le ressenti des
utilisateurs
***
L'IMPRESSION 3D AUTOUR DE LA MICROSCOPIE
Proposer/Coanimator
Brice Detailleur
Ludovic Leconte
Abstract
Quels sont les besoins ?
Où héberger et comment structurer la base de données ?
Comment alimenter et gérer les données ?
***
66
TABLES RONDES
DES INSTRUMENTS ET DES HOMMES
Proposer/Coanimator
Cedric Matthews
Isnardon Daniel
Abstract
Pour donner suite au séminaire donné par Bernard Stiegler lors de Mifobio 2014, nous
proposons une table ronde dont le sujet portera principalement sur la relation entre
l’instrument scientifique et l’opérateur scientifique. Cette table ronde introduira dans un
premier temps le cadre de fonctionnement d’une plateforme de l’échelle locale au niveau
nationale tout en la repositionnant dans l’environnement de l’économie de la
connaissance. Là, seront posées les questions du surinvestissement technique, de
l’obsolescence instrumentale et des savoirs techniques. Dans un deuxième temps nous
verrons comment l’équilibre dans la relation instrument-opérateur est critique et
participe au bon relationnel entre les hommes mais aussi dans la relation à soi-même.
Dans ce cadre, nous évoquerons l’équilibre entre les vecteurs de la motivation et de la
démotivation qui font qu’un développement
technique ou qu’une expérience
scientifique peuvent aboutir. Nous nous demanderons si la technique peut être
défaillante car l’humain est défaillant dans sa relation à l’autre et ou à son propre savoir
? Quelle est la part de prolétarisation de notre connaissance, de notre savoir technique
qu’il est raisonnable de déléguer à un instrument automatisé ?
Ces réflexions seront faites (1) pour éclairer ce que pourrait être un plan de carrière de
personnels embarqués sur les plateformes scientifiques, (2) proposer des indicateurs de
fonctionnement d’une plateforme intégrant une dimension humaine.
***
BIO IMAGE ANALYSTS: A NEW JOB
Proposer/Coanimator
Abstract
Bio Image Analysts have recently emerged in various research institutions but these
experts are still not well recognised in the Life Science community. They are specialised in
customising image analysis workflows by assembling and automating multiple
computational tools, and by interacting with software developers and life Scientists to
facilitate image analysis in life science projects in microscopy.
The purpose of the round table is to present this community and refine this new job
definition based on the feedback from the participants, to discuss how the community
can be enlarged, and to define their needs, but also their place between developpers and
life scientists and how it can be reflected in the organization of a microscopy facility as a
service.
Keywords
Bio image analysis, community, image processing, facility organization
67
TABLES Rondes
***
LES LOGICIELS POUR LE DEVELOPPEMENT ET LE TRANSFERT DE
PROTOTYPE
Proposer/Coanimator
Marc Tramier
Rémy Flores-flores
Abstract
Les prototypes innovants développés pour la microscopie fonctionnelle pour la biologie
sont valorisés grâce à leurs utilisations par des chercheurs souvent non-avertis en
ingénierie ou physique. Ils doivent ainsi se doter d’une interface d’acquisition
ergonomique et facilement utilisable. Le développement d’une telle interface est difficile
et long à mettre en œuvre avec les logiciels habituellement utilisés lors du
développement en microscopie. Profitant de la présence à MiFoBio de nombreux
développeurs et microscopes « fait-maison », la table ronde va revenir sur les solutions
logicielles existantes et les expériences des développeurs ayant fait face à cette
problématique.
***
TRANSFERT TECHNOLOGIQUE EN MICROSCOPIE PHOTONIQUE POUR LA
BIOLOGIE EN MILLIEU ACADEMIQUE : LES VERROUS
Proposer/Coanimator
Sandrine Lecart
Caroline Clerte
Abstract
Cette table ronde a pour but de recenser la communauté qui s’implique dans le transfert
technologique, et aussi qui utilise des systèmes « home made » et de réfléchir ensemble
sur les manières, les procédures, les savoirs faire, les expériences, les problèmes et les
solutions que pose le transfert technologique en milieu académique.
***
REPOSITIONNEMENT ET RELOCALISATION EN MICROSCOPIE CORRELATIVE
Proposer/Coanimator
Astrid Canivet
Adeline Mallet
Abstract
Lors de cette table ronde, nous proposons de discuter sur les différentes méthodes homemade et commerciales pour la relocalisation : cela va de la préparation de l’échantillon
afin qu’il soit optimal pour toutes les techniques utilisées, à l’acquisition et au traitement
des images acquises.
68
TABLES RONDES
Nous ferons tout d’abord un retour sous forme de présentation sur les astuces obtenues
lors de la journée thématique organisée en juin 2016 organisée par le Groupe de Travail
relocalisation/repositionnement. Nous parlerons ensuite des solutions commerciales
existantes.
Ensuite, la table ronde sera une discussion ouverte avec les participants afin d’échanger
sur leurs habitudes.
***
69
BAR à images
BAR A IMAGES
Bienvenue au Bar à Images !
Alexandre Dufour, Institut Pasteur, Paris
[email protected]
Avez-vous des questions ou besoins en analyse d’images ? Avez-vous ou envisagez-vous
d’acquérir une quantité importante d’images dans le but de les analyser
quantitativement ? Souhaiteriez-vous un (ou plusieurs) avis d’experts avant de vous
lancer ?
Le bar à images est fait pour vous !
Pour MiFoBio 2016, le bar à images évolue. Plusieurs créneaux ont été réservés durant la
semaine, et vous proposent un format libre de type “portes ouvertes” : en vous y
inscrivant, vous avez la possibilité de discuter avec un groupe d’“experts”, chacun
spécialisé dans leur domaine, sur tout ce qui traite de l’utilisation des logiciels et
algorithmes de visualisation et d’analyse d’images. Ces discussions se feront soit en tête à
tête, soit en petits groupes, en fonction des besoins des participants et des compétences
des animateurs présents à chaque créneau. Vous pouvez également apporter vos propres
images pour rendre les discussions plus concrètes et productives. A la fin de chaque
créneau, un résumé des différents éléments discutés sera consigné dans un carnet de
bord qui sera utile aux autres participants de MiFoBio.
Welcome to the Image Bar!
Do you have questions or needs in image analysis? Are you planning to acquire a large
quantity of image data destined to be analysed quantitatively? Would you like the advice
of one (or more) experts before you start?
The Image Bar is the place to be!
For MiFoBio 2016, the Image Bar takes a new format. Several slots have been booked
during the week, offering you a flexible “open desk”-like format: by registering, you have
the possibility to discuss your needs with a group of “experts”, each specialised in their
own domain, about anything related to the use software and algorithms to visualise and
quantify imaging data. This discussions will take place either on a one-to-one or minigroup basis, depending on the needs of the participants and the skill sets brought by the
experts present in each slot. You may also bring your own image data to make the
discussions more concrete and productive. Finally, at the end of each slot, a brief
summary of the various discussed points will be collected into a notebook that will be
useful to other participants of MiFoBio.
***
70
PLANNING ATELIERS
PLANNING ATELIERS
71
PLANNING ATELIERS
PLANNING ATELIERS
Sat 01 Oct
21:30
23:30
14:30
16:30
16:45
18:45
21:30
23:30
21:30
23:30
14:30
16:30
A4
Hall
3D Structured Illumination
Microscopy: From the sample
preparation to the quality
control (Mateos langerak)
Hall
A3
Hall
"Culture cellulaire et
transfection pour les nonbiologistes" (Muriaux)
21:30
23:30
Soulé
A2
16:45
18:45
Thu 06 Oct
72
14:30
16:30
16:45
18:45
Pala
16:45
18:45
Wed 05 Oct
Pala
14:30
16:30
Tue 04
Oct
A1
Soulé
Photoconversion in the whole
zebrafish embryo, pros and
cons for the study of
haematopoiesis (Lancino)
Utilisation de la microscopie
de seconde harmonique pour
l'étude de l'organisation du
collagène au sein d'un tissu
synthétisé par des cellules en
culture (Marais)
14:30
16:30
culture
cellulaire
N°atelier
Mon 03 Oct
culture
cellulaire
Workshop
Sun 02 Oct
PLANNING ATELIERS
Sat 01 Oct
A5
14:30
16:30
16:45
18:45
21:30
23:30
14:30
16:30
16:45
18:45
21:30
23:30
14:30
16:30
Athos
D'Artagnan
D'Artagnan
Aramis
A9
21:30
23:30
D'Artagnan
Correlative Light Electron
Microscopy Image and
Volume Registration (Paulgilloteaux)
Aramis
A8
16:45
18:45
Thu 06 Oct
Aramis
Analyse spatiale pour la
microscopie de fluorescence
en deux canaux (Gilles &
Contremoulins)
D'Artagnan
A7
14:30
16:30
Wed 05 Oct
Athos
A6
Analyse d'images en biologie
végétale, approches par
morphologie mathématique
(Legland & Prigent)
73
21:30
23:30
Tue 04
Oct
Soulé
14:30
16:30
Mon 03 Oct
Trinquet
A second-generation FRET
biosensor of Aurora A to
follow the activation of the
endogenous kinase
throughout the cell cycle.
(Bertolin & Sizaire)
Adaptive biology:
Minimization of refractive
index mismatch to improve
axial resolution and
transparency (Bolte & Lam)
N°atelier
Soulé
Workshop
Sun 02 Oct
16:45
18:45
PLANNING ATELIERS
Sat 01 Oct
Evaluation de l'effet
cytostatique d'agents
chimiothérapeutiques sur de
multiples lignées tumorales
par microscopie à semi-haut
débit (Twyffels)
A13
16:45
18:45
21:30
23:30
14:30
16:30
16:45
18:45
Trinquet
A12
14:30
16:30
Chistera
Dynamique et nano-ablation
des microtubules (Georget)
21:30
23:30
Trinquet
A11
16:45
18:45
Wed 05 Oct
Ramutcho
De l’imagerie de fluorescence
ex-vivo, à l’in vivo sur
modèles murins : imagerie
intra-vitale haute résolution
et photoconversion. (Salomé desnoulez & Laplace-builhe)
14:30
16:30
Chistera
A10
21:30
23:30
Ramutcho
De l’acquisition à l’analyse
des données de PALM sur
bactéries vivantes (Le bars &
Besse)
14:30
16:30
Tue 04
Oct
Soulé
N°atelier
Mon 03 Oct
Soulé
Workshop
Sun 02 Oct
74
Thu 06 Oct
21:30
23:30
14:30
16:30
16:45
18:45
PLANNING ATELIERS
Sat 01 Oct
Workshop
N°atelier
14:30
16:30
A16
Soulé
Imagerie dynamique et
photoablation de cystes des
cellules des mammifères.
(Gurchenkov & Recher)
A17
Pala
21:30
23:30
14:30
16:30
16:45
18:45
21:30
23:30
Ramutcho
Soulé
75
16:45
18:45
Thu 06 Oct
Pala
Imagerie de cerveaux de
rongeur clarifiés par
microscopie à feuillet de
lumière (Michel)
14:30
16:30
Wed 05 Oct
Ramutcho
A15
21:30
23:30
Tue 04
Oct
Athos
Image Correlation
Spectroscopy: dynamics and
oligomerization of Paxilin in
live cells by RICS and N&B
(Digman)
16:45
18:45
Mon 03 Oct
Athos
A14
14:30
16:30
Athos
From Confocal to STED
microcopy: Why? How? and
beyond. (Camille)
21:30
23:30
Sun 02 Oct
14:30
16:30
16:45
18:45
PLANNING ATELIERS
Sat 01 Oct
Workshop
N°atelier
21:30
23:30
14:30
16:30
16:45
18:45
Mon 03 Oct
21:30
23:30
14:30
16:30
16:45
18:45
Tue 04
Oct
21:30
23:30
Wed 05 Oct
14:30
16:30
Pala
21:30
23:30
14:30
16:30
16:45
18:45
76
Hall
Chistera
Chistera
A20
Thu 06 Oct
Athos
Hall
A19
A21
16:45
18:45
Athos
A18
Pala
Intelligent microscopy :
Automatisation et
optimisation d'acquisition de
données par couplage entre
acquisition et analyse
d'images (feedback
microscopy) (De rossi &
Sarrazin)
L’imagerie moyen débit par
scanner de lames : étude de
l’évolution d’une bactérie
pathogène en symbiotique
dans les plantes. (Pouzet)
Measure of surface protein
mobility on live cell with upaint technique (Hosy &
Compans)
Measurement of viscoelastic
membrane properties in living
tissues after laser microablation (Clément & Dutertresioen)
14:30
16:30
Sun 02 Oct
PLANNING ATELIERS
Sat 01 Oct
14:30
16:30
16:45
18:45
A22
21:30
23:30
14:30
16:30
16:45
18:45
21:30
23:30
14:30
16:30
A23
14:30
16:30
16:45
18:45
Trinquet
Ramutcho
A25
21:30
23:30
Soulé
A24
16:45
18:45
Thu 06 Oct
Soulé
Soulé
77
21:30
23:30
Wed 05 Oct
Soulé
Mesure de changements de
viscosité de la membrane
plasmique de cellules
végétales en réponse à un
stress biotique par FLIM.
(Waharte & Noirot)
Mesure de la diffusion dans
les biofilms bactériens grâce à
la technique de FRAP en
microscopie confocale.
(Canette & Waharte)
Mesure de l’impact du
remodelage de la chromatine
aux sites de cassure sur la
diffusion des protéines par
micro-irradiation laser,
(Dutertre-sioen & Clément)
Méthodes d’études de la
dynamique dans la cellule par
photo-conversion ou FRAP :
avantages et limites (Abélanet
& Baudin)
14:30
16:30
Tue 04
Oct
Trinquet
N°atelier
Mon 03 Oct
Trinquet
Workshop
Sun 02 Oct
PLANNING ATELIERS
Sat 01 Oct
Workshop
N°atelier
14:30
16:30
16:45
18:45
16:45
18:45
21:30
23:30
Wed 05 Oct
14:30
16:30
16:45
18:45
Thu 06 Oct
21:30
23:30
14:30
16:30
Trinquet
Sauna Douche
Trinquet
Trinquet
Chistera
Ramutcho
Ramutcho
A29
14:30
16:30
Trinquet
&
Chistera
A28
21:30
23:30
Tue 04
Oct
Sauna Douche
A27
Chistera
Microscope modulaire à
feuille de lumière et nouvelles
sondes biocompatibles pour
l'étude de la morphogénèse
du poisson-zèbre (Ortiz &
Rausch)
Observation de la dynamique
d’une protéine de réparation
de l’ADN chez la levure par la
technique sptPALM (Guedj)
Organisation spatiale des
signaux de mort/survie dans
le cœur de souris après
ischémie-reperfusion :
clarification d’organe et
microscopie en feuille de
lumière. (Bidaux & Durandterrasson)
A26
21:30
23:30
Mon 03 Oct
Trinquet
Métrologie : Quels outils pour
quelles mesures ? (Frere &
Dauphin)
14:30
16:30
Sun 02 Oct
78
16:45
18:45
PLANNING ATELIERS
Sat 01 Oct
Workshop
N°atelier
16:45
18:45
21:30
23:30
14:30
16:30
16:45
18:45
Thu 06 Oct
21:30
23:30
14:30
16:30
Ramutcho
Chistera
A33
14:30
16:30
Chistera
79
A32
21:30
23:30
Ramutcho
Révélation de souspopulations cellulaires dans
l’intestin grêle et séparation
d’auto-fluorescence de tissus
par imagerie confocale
spectrale à 10 couleurs
(Mailfert & Fallet)
SHG/THG pour le tracking de
nanoparticules harmoniques
à l’échelle subcellulaire et
tissulaire, thérapie cellulaire
myopathie de Duchenne.
(Dubreil & Lovo)
16:45
18:45
Wed 05 Oct
Aramis
A31
14:30
16:30
Tue 04
Oct
Ramutcho
Recalage rapide d’images
multivues en microscopie à
feuille de lumière (Rousseau)
21:30
23:30
Mon 03 Oct
D'Artagnan
A30
Ramutcho
Programmation graphique et
scripting avec Icy
(Dallongeville & Dufour)
14:30
16:30
Sun 02 Oct
16:45
18:45
PLANNING ATELIERS
Sat 01 Oct
Workshop
N°atelier
16:45
18:45
21:30
23:30
14:30
16:30
16:45
18:45
Trinquet
Pala
D'Artagna
n
Aramis
A37
14:30
16:30
Trinquet
Pala
A36
Trinquet
Pala
The mechanical identity of
cells at the shoot apical
meristem in Arabidopsis,
using combination of AFM,
Confocal imaging and
Nanoindentation plugin
(Dubrulle)
Utilisation des opérateurs
différentiels pour la
segmentation d'images
(Fertin & Usson)
21:30
23:30
Gouffy
A35
16:45
18:45
Wed 05 Oct
Athos
Suivi de protéines
fluorescentes en Time Lapse
chez la bactérie (E. coli)
(Cantaloube & Rech)
14:30
16:30
Tue 04
Oct
Gouffy
A34
21:30
23:30
Mon 03 Oct
Athos
Stratégies d’optimisation en
nanoscopie STED (Schapman
& Bénard)
14:30
16:30
Sun 02 Oct
80
Thu 06 Oct
21:30
23:30
14:30
16:30
16:45
18:45
PLANNING ATELIERS
Sat 01 Oct
Workshop
N°atelier
14:30
16:30
16:45
18:45
Mon 03 Oct
21:30
23:30
14:30
16:30
16:45
18:45
21:30
23:30
Wed 05 Oct
14:30
16:30
Gouffy
Gouffy
Trinquet
Trinquet
A41
14:30
16:30
16:45
18:45
Sauna
Douche
Soulé
A40
21:30
23:30
Galipot
Arrière salle
Galipot
Arrière salle
A39
16:45
18:45
Thu 06 Oct
Sauna
Douche
Sauna
Douche
A38
A42
Tue 04
Oct
Soulé
81
21:30
23:30
Gouffy
3D high and super-resolution
imaging of biological samples
using a single-objective
Selective Plane Illumination
Microscope (Galland &
Sibarita)
3D-Imaging of biological
samples with light sheet
fluorescence microscopy:
assembly, calibration and
acquisition (Girard & Blanc)
Analyse spatio-temporelle en
cellule vivante par corrélation
d'image de temps de vie (Le
nézet & Gonzalez pisfil)
Bringing High-Throughput
into an Innovative Super
Resolution imaging system to
evaluate immuno-modulatory
Biologics (Casse)
Chauffage par laser IR
provoquant l’expression d’un
gène de manière locale dans
l’embryon de C.elegans.
(Chardes & Castellani)
14:30
16:30
Sun 02 Oct
PLANNING ATELIERS
Sat 01 Oct
Workshop
N°atelier
14:30
16:30
16:45
18:45
21:30
23:30
14:30
16:30
16:45
18:45
Chistera
Aramis
Entrée restaurant
gauche
Trinquet
A47
21:30
23:30
Thu 06 Oct
Chistera
High-throughput single-DNA
molecule microscopy using
automated micropatterning
(Salome)
16:45
18:45
Wed 05 Oct
Entrée restaurant
gauche
A46
14:30
16:30
D'Artagnan
High speed life imaging using
FPGA synchronisation
(Mateos langerak)
21:30
23:30
Chistera
A45
16:45
18:45
Tue 04
Oct
Chistera
Déconvolution 3D pour la
microscopie de fluorescence
(Soulez & Thiébaut)
Trinquet
A44
14:30
16:30
Chistera
Counting proteins within
complexes by single-molecule
localization microscopy
(Beaudouin & Bourgeois)
Entrée restaurant
gauche
A43
21:30
23:30
Mon 03 Oct
Trinquet
Correlative imaging : From
confocal microscopy to high
resolution (SIM)
(Sengmanivong & Sikora)
14:30
16:30
Sun 02 Oct
82
PLANNING ATELIERS
Sat 01 Oct
Workshop
N°atelier
21:30
23:30
21:30
23:30
14:30
16:30
16:45
18:45
Thu 06 Oct
21:30
23:30
14:30
16:30
16:45
18:45
Hall
Entrée restaurant
gauche
Chistera
Gouffy
Athos
Athos
A52
16:45
18:45
Wed 05 Oct
Chistera
A50
A51
14:30
16:30
Tue 04
Oct
Hall
A49
Gouffy
83
16:45
18:45
Athos
Localisation axiale en
nanoscopie de fluorescence
(Cabriel & Dupuis)
14:30
16:30
A48
Athos
Imagerie mutiphotonique
appliquée à l’étude du trafic
intracellulaire in vivo : effet
du microenvironnement sur
la localisation d’endosomes.
(Irondelle & Simon)
Imaging whole zebrafish
specimen after CLARITY
transparization (Affaticati)
21:30
23:30
Mon 03 Oct
Entrée restaurant
gauche
imagerie à feuille de lumière
multivue et confocale avec le
MuVI SPIM (De rossi &
Georget)
Imagerie de retardance
optique d’échantillons
biologiques sans marquage
par microscopie de phase
quantitative résolue en
polarisation (Savatier)
14:30
16:30
Sun 02 Oct
PLANNING ATELIERS
Sat 01 Oct
Workshop
N°atelier
21:30
23:30
14:30
16:30
16:45
18:45
16:45
18:45
21:30
23:30
Wed 05 Oct
14:30
16:30
16:45
18:45
Thu 06 Oct
21:30
23:30
14:30
16:30
16:45
18:45
Soulé
Gouffy
Sauna
Douche
Soulé
Soulé
A56
14:30
16:30
Sauna
Douche
A55
21:30
23:30
Tue 04
Oct
Soulé
A53
A54
Mon 03 Oct
Gouffy
Mesures de FCS et analyse
anomale in vivo : vers une
compréhension de la
dynamique, et fonctionnalité
des complexes de régulation
de la transcription (Gonzalez
pisfil & Le nézet)
Micro/nanoscopie de
fluorescence basée sur la
collection de l’émission
super-critique par un objectif
à très grande ouverture
numérique (Bourg & Jouchet)
Microscope modulaire à
feuille de lumière et nouvelles
sondes biocompatibles pour
l'étude de la morphogénèse
du poisson-zèbre (Dumont &
Bruneau)
Microscopie Multiphotonique
In-Situ et Tissus Clarifiés
(Guilbert & Drouet)
14:30
16:30
Sun 02 Oct
84
PLANNING ATELIERS
Sat 01 Oct
21:30
23:30
Multiple Optical Traps: an
easy-to-use module (Girard &
Mehidi)
A57
Gouffy
New developments for
multiplexed observation in
fluorescence microscopy (Le
saux & Gautier)
A58
Périphériques connectés:
réalisation et pilotage depuis
Micro-Manager (Mutterer &
Rouviere)
A59
Tente 1
Pilotage Optimal en
Microscopie
Multidimensionnelle (Tramier
& Otmane)
A60
Galipot
Arrière salle
16:45
18:45
21:30
23:30
14:30
16:30
16:45
18:45
21:30
23:30
Wed 05 Oct
14:30
16:30
Tente 1
Galipot
Arrière salle
85
14:30
16:30
Tue 04
Oct
16:45
18:45
Thu 06 Oct
21:30
23:30
14:30
16:30
16:45
18:45
Entrée restaurant
gauche
14:30
16:30
Mon 03 Oct
Entrée restaurant
gauche
N°atelier
Gouffy
Workshop
Sun 02 Oct
PLANNING ATELIERS
Sat 01 Oct
A62
Protrusion Force Microscopy
(Poincloux & Bouissou)
A63
Recalage tridimensionnel X, Y,
Z en nanoscopie. (Mangeat &
Bon)
A64
Reconstruction et
modélisation statistique de
distributions spatiales 3D
avec le logiciel Free-D (Biot &
Andrey)
A65
21:30
23:30
14:30
16:30
16:45
18:45
21:30
23:30
14:30
16:30
16:45
18:45
21:30
23:30
Gouffy
Gouffy
Pala
Entrée restaurant
gauche
Aramis
Printing protein
micropatterns for cellular
imaging (Studer & Strale)
16:45
18:45
Thu 06 Oct
Entrée restaurant
gauche
A61
Pala
14:30
16:30
Wed 05 Oct
D'Artagnan
Préparer un embryoïde
cellulaire humain pour
l’imagerie rapide, inclusion en
capsule d’hydrogel
(Alessandri & Guiot)
Gouffy
21:30
23:30
Tue 04
Oct
Athos
14:30
16:30
Mon 03 Oct
Athos
N°atelier
Athos
Workshop
Sun 02 Oct
86
14:30
16:30
16:45
18:45
PLANNING ATELIERS
Sat 01 Oct
16:45
18:45
21:30
23:30
14:30
16:30
16:45
18:45
restaurant
gauche
87
14:30
16:30
restaurant
gauche
A69
21:30
23:30
Thu 06 Oct
Hall
Comment générer du
contraste sur n'importe quel
microscope sans avoir recours
à la fluorescence? De
l'illumination oblique jusqu'à
l'imagerie de phase
quantitative. (Bon & Linarès)
16:45
18:45
Entrée restaurant
gauche
A68
14:30
16:30
Chistera
Temperature microscopy in
living cells (Baffou & Robert)
21:30
23:30
Wed 05 Oct
restaurant
gauche
A67
16:45
18:45
restaurant
gauche
Super-résolution 3D par
imagerie de phase en
fluorescence (Bon & Linarès)
14:30
16:30
Tue 04
Oct
Chistera
A66
21:30
23:30
Mon 03 Oct
Entrée restaurant
gauche
Super Resolution SIM et
Micro Patterning (Nedellec &
Hulin)
14:30
16:30
Entrée restaurant
gauche
N°atelier
Entrée restaurant
gauche
Workshop
Sun 02 Oct
PLANNING ATELIERS
Sat 01 Oct
Could elasticity difference be
measure on nucleus?
(Dubrulle)
A71
21:30
23:30
14:30
16:30
16:45
18:45
21:30
23:30
14:30
16:30
16:45
18:45
Sauna
Douche
A73
16:45
18:45
Wed 05 Oct
Athos
A72
Sauna
Douche
Deciphering lipid droplet
biogenesis with live STED in
plant tissues. (Mascalchi &
Brocard)
Découverte d'une technique
d'imagerie sans marquage : la
microscopie tomographie
diffractive (Debailleul &
Simon)
14:30
16:30
Tue 04
Oct
Pala
A70
21:30
23:30
Pala
Coordinate-based
quantification of singlemolecule localization
microscopy data. (Levet &
Beghin)
14:30
16:30
D'Artagnan
N°atelier
Mon 03 Oct
Aramis
Workshop
Sun 02 Oct
88
Thu 06 Oct
21:30
23:30
14:30
16:30
16:45
18:45
PLANNING ATELIERS
Sat 01 Oct
21:30
23:30
14:30
16:30
21:30
23:30
14:30
16:30
16:45
18:45
21:30
23:30
14:30
16:30
16:45
18:45
Pala
A75
Soulé
A76
16:45
18:45
Thu 06 Oct
Entrée restaurant
gauche
16:45
18:45
Pala
Aramis
A77
Aramis
89
14:30
16:30
A74
Athos
Exploring multiple color 3D
STORM microscopy. (Danglot
& Piolot)
Imag’in Adult Brain network:
comment concilier résolution
et profondeur pour une
analyse 3D ? (Danglot &
Dufour)
Impression 3D pour la
biologie et ses systèmes
d'acquisition (Detailleur &
Leconte)
21:30
23:30
Wed 05 Oct
Entrée restaurant
gauche
Dispositif de contrôle de front
d’onde ultra rapide pour
focaliser dans des milieux
diffusants biologiques
(Blochet)
14:30
16:30
Tue 04
Oct
Entrée restaurant
gauche
N°atelier
Mon 03 Oct
Entrée restaurant
gauche
Workshop
Sun 02 Oct
PLANNING ATELIERS
Sat 01 Oct
21:30
23:30
14:30
16:30
16:45
18:45
21:30
23:30
14:30
16:30
16:45
18:45
21:30
23:30
Wed 05 Oct
14:30
16:30
Thu 06 Oct
16:45
18:45
21:30
23:30
14:30
16:30
Chistera
In toto imaging of developing
embryos by SPIM (PhaseVIew
upright microscope or Leica
inverted microscope) or
horizontal 2-photon LSM
(LavisionBiotech) (Peyrieras)
Induction of micropattern of
biological activity by highresolution optogenetic
control through a DMD
module. (Destaing)
14:30
16:30
Tue 04
Oct
Chistera
N°atelier
Mon 03 Oct
Chistera
Workshop
Sun 02 Oct
16:45
18:45
A78
A79
Gouffy
Soulé
A82
Athos
Maitrise des conditions
expérimentales d’imagerie
photonique (Geny &
Schapman)
Pala
A81
Gouffy
LEGOLish Learning Light Sheet
microscopy playing with
LEGOs (Andilla)
Chistera
A80
Gouffy
Le pointillisme: état des lieux
(Durel & Bourdoncle)
90
PLANNING ATELIERS
Sat 01 Oct
A83
14:30
16:30
16:45
18:45
21:30
23:30
14:30
16:30
16:45
18:45
21:30
23:30
Wed 05 Oct
14:30
16:30
14:30
16:30
16:45
18:45
Sauna
Douche
Gouffy
Aramis
A86
21:30
23:30
D'Artagnan
Time-gated microscopy used
to resolve terbium to
quantum dot FRET in cells
(Cardoso dos santos &
Hildebrandt)
Gouffy
A85
16:45
18:45
Thu 06 Oct
Sauna
Douche
A84
Spatial distribution analysis
of 3D intracellular events
(Pécot & Kervrann)
91
21:30
23:30
Tue 04
Oct
Trinquet &
Ramutcho
14:30
16:30
Mon 03 Oct
Trinquet &
Ramutcho
Microscopie confocale de
réflexion couplée à la
fluorescence pour étudier
l'interaction de cellules avec
la surface de matériaux
opaques et/ou structurés
(Petithory & Pieuchot)
Pilotage d'une source multiLED et application à une
sonde photo-inductible:
Cry2-CIBN (Schaub & Gesson)
N°atelier
Trinquet &
Ramutcho
Workshop
Sun 02 Oct
PLANNING ATELIERS
Sat 01 Oct
14:30
16:30
16:45
18:45
21:30
23:30
16:45
18:45
21:30
23:30
Wed 05 Oct
14:30
16:30
16:45
18:45
14:30
16:30
16:45
18:45
D'Artagnan
Athos
Athos
A90
21:30
23:30
D'Artagnan
Aramis
A89
Thu 06 Oct
Athos
Athos
A88
A91
14:30
16:30
Tue 04
Oct
Pala
A87
Athos
Atelier approche théorique Camera Simulation Engine
(Virtually test camera
performance) (Flores-flores)
Atelier approche théorique FluoSim: Single molecule
dynamics simulator for live
cell fluorescence imaging and
super-resolution microscopy
(Thoumine & Lagardère)
Atelier approche théorique La microscopie STED : de la
préparation à la super
résolution (Goudin &
Lebreton)
Atelier approche théorique Simulation et analyse de
trajectoires intracellulaires ou
membranaires (Berry &
Favard)
21:30
23:30
Mon 03 Oct
Chistera
Which super-Metrology tools
for super-resolution
microscopy ? (Faklaris &
Fiche)
14:30
16:30
D'Artagnan
N°atelier
Aramis
Workshop
Sun 02 Oct
92
FICHES DESCRIPTIVES DES ATELIERS
L'organisation des ateliers de MiFoBio est un point particulièrement lourd dans la mise en
place de l'école.
Nous tenons à exprimer nos remerciements les plus chaleureux au groupe de
planification et de mise en place des ateliers (Fabrice Cordelières, Sandrine Lécart et
Christine Terryn), à Tristan Piolot pour la coordination avec nos partenaires industriels, et
à Cédric Matthews pour la mise en place des contrats associés.
Merci aussi à Julien Savatier (CO2) et Christophe Chamot (salles informatiques).
Enfin, n'oublions pas Didier Décimo et Karine Monier pour la mise en place de
l'infrastructure de culture cellulaire et animale.
***
A1 - PHOTOCONVERSION IN THE WHOLE ZEBRAFISH EMBRYO, PROS AND CONS FOR THE STUDY OF
HAEMATOPOIESIS
Proposer
Mylène Lancino
Abstract
Determining the precise history of each cell in an organism constitutes one of the major
challenges in developmental biology. Thanks to its transparency, the zebrafish embryo has
become an excellent model to study embryonic development using in vivo microscopy. It
enables, in fact, the direct observation of cell behaviour and migration through the whole
embryo. Using zebrafish transgenic lines expressing photoconvertible proteins under cell
type-specific promoters, it is possible to follow a pool of cells or even a single cell at the
whole organism level. This workshop aims at highlighting strengths and limitations of
photoconversion in live zebrafish embryos, and to perform cell tracking and
morphogenesis studies. Using photoconversion labelling, I will track those Hematopoietic
Stem Cells (HSCs) that emerge from the dorsal aorta and migrate to different
hematopoietic niches. I also plan to study vasculature rearrangment of the dorsal aorta
that results from HSCs emergence.
Keywords
Photoconversion, Zebrafish, in vivo, whole organism, cell tracking, development,
Hematopoietic Stem Cells
***
93
FICHES descriptives des ateliers
A2 - UTILISATION DE LA MICROSCOPIE DE SECONDE HARMONIQUE POUR L'ETUDE DE
L'ORGANISATION DU COLLAGENE AU SEIN D'UN TISSU SYNTHETISE PAR DES CELLULES EN CULTURE
Proposer
Sébastien Marais
Abstract
La fabrication de greffons vasculaires de petit diamètre est l’un des axes d’amélioration
des thérapies des maladies cardiovasculaires. La matrice extracellulaire synthétisée par les
cellules in vitro (CAM), majoritairement constitué de collagène, est un matériau unique
qui peut avoir une résistance mécanique remarquable. Le but est d’utiliser ces CAM pour
produire des vaisseaux de petit diamètre ayant des pressions d’éclatement similaires aux
vaisseaux humains natifs, sans structure exogène. Ainsi les CAM sont découpées pour
permettre l'obtention de fils de matrice extracellulaire qui seront tissés circulairement
afin d'obtenir un tube entièrement biologique qui servira de greffon vasculaire.
L’utilisation de la SHG pour ce projet permet d’étudier avec précision l’orientation des
fibres de collagène au sein du feuillet, leur éventuelle structuration sous forme de
complexes à l’échelle du matériau entier et d’étudier leur réorganisation en fonction de la
forme donnée au greffon.
Keywords
SHG, collagène, greffon, vaisseau
***
A3 - "CULTURE CELLULAIRE ET TRANSFECTION POUR LES NON-BIOLOGISTES"
Proposer
Delphine Muriaux
Abstract
L’atelier « culture cellulaire et transfection d’ADN plasmidique » a pour but de montrer au
moins deux techniques de transfection d’ADN plasmidique exprimant des protéines
fluorescentes dans les cellules eucaryotes afin d’apprendre au physiciens/chimistes (ect…)
les bases de la culture cellulaire et de la transfection de plasmides exprimant des
protéines fluorescentes en biologie cellulaire pour observation ensuite des cellules
fluorescentes en microscopie de fluorescence et applicables à tout atelier de microscopie
avancée.
La culture cellulaire comprendra: passage des cellules, comptages, culture, adhésion sur
des supports pour microscopie.
La transfection comprendra: transfection chimique ou électroporation des cellules
adhérentes ou en suspension.
L'observation des cellules et reconnaissance des différents compartiments cellulaires à
l'aide des marqueurs (protéines fluorescentes) pour noyau, membranes, endosomes,
vacuoles ...
Keywords
Culture cellulaire ; transfection ; ADN plasmidique ; cellules eucaryotes ; protéines
fluorescentes
94
***
A4 - 3D STRUCTURED ILLUMINATION MICROSCOPY: FROM
THE SAMPLE PREPARATION TO THE
QUALITY CONTROL
Proposer
Julio Mateos langerak
Abstract
3D Structured Illumination Microscopy (3D-SIM) is, while offering a modest 8 fold
volumetric improvement of the resolution, probably the most versatile technique of
super-resolution available. It offers easy implementation, fast acquisition times and a
broad spectrum of labelling possibilities. On its down side, due to the mathematical
processing behind the scenes, this technique is sensible to artifacts arising from poor
system alignment, reconstruction configuration, acquisition procedures or just the
limitations of the technique itself. In this workshop we will walk the attendees through
the A, B and C of 3D-SIM. What are the sample requirements and how to meet those?
What are the key points to acquire high quality images? How to verify the quality of the
reconstructions? We will use a set of typical fluorescently labelled samples.
Keywords
3D Structured Illumination Microscopy, Super-resolution microscopy, Fluorescence
microscopy
***
A5 - A SECOND-GENERATION FRET BIOSENSOR OF AURORA A TO FOLLOW THE ACTIVATION OF
THE ENDOGENOUS KINASE THROUGHOUT THE CELL CYCLE.
Proposer/Coanimator
Giulia Bertolin
Florian Sizaire
Abstract
The workshop aims at presenting a second-generation FRET biosensor to measure the
conformational changes of a protein kinase involved in cell cycle regulation, Aurora A. The
workshop will be divided in two parts. First, we will follow the activation of the Aurora A
kinase biosensor in vitro. To this end, the purified biosensor and its kinase-dead variant
will be subjected to dephosphorylation and re-phosphorylation reactions directly under
the microscope to monitor the conformational changes of Aurora A over time. These
observations will allow to correlate the conformational changes of the biosensor and its
post-translational modification by phosphorylation. Second, we will observe the activation
of the biosensor expressed at endogenous levels in living cells, and at selected subcellular
compartments (centrosomes, the mitotic spindle). In addition, synchronization of cells by
pharmacological means will be used to compare the activation of the biosensor in
selected cell cycle phases.
Keywords
FRET, biosensors FLIM, protein kinase, in vitro, cell cycle, endogenous expression levels.
***
95
A6 - ADAPTIVE
BIOLOGY: MINIMIZATION OF REFRACTIVE INDEX MISMATCH TO IMPROVE AXIAL
RESOLUTION AND TRANSPARENCY AND IN CONFOCAL AND MULTIPHOTON IMAGING
Proposer/Coanimator
Susanne Bolte
France Lam
Abstract
We have recently shown that refractive index matching improves the axial resolution in
mouse brain sections (1). An interesting side effect of some of the mounting media we
use for index matching, is their capacity to render tissue completely transparent. On this
basis, we developed a workflow for the optimisation of sample preparation and data
treatment. With this workflow, we improve considerably the depth penetration, the
lateral and axial resolution in imaging of small embryos and organs (mouse, zebrafish,
chicken). The aim of the workshop is show an easy protocol for the transparisation of the
biological samples in comparison to the iDISCO approach. We show subsequently how to
optimise image acquisition and data treatment (deconvolution). Our workflow allows
obtaining a 1,5 to 2-fold increase of resolution in x, y and z and a depth penetration of 100
µm in conventional confocal microscopy.
(1) C. Fouquet, J.-F. Gilles… and S. Bolte (2015), PLOS ONE
Keywords
Axial resolution improvement, refractive index matching, transparency, deconvolution
***
A7 - ANALYSE D'IMAGES EN BIOLOGIE VEGETALE, APPROCHES PAR MORPHOLOGIE MATHEMATIQUE
SOUS IMAGEJ
Proposer/Coanimator
David Legland
Sylvain Prigent
Abstract
La morphologie mathématique est une famille d'outils particulièrement performants pour
une large classe d'applications couvrant le filtrage, la segmentation ou l'analyse des
images numériques, en deux ou trois dimensions. Cependant, leur utilisation avec le
logiciel ImageJ est compliquée par la non disponibilité de certains outils, ou les limitations
sur le type des images pouvant être traitées.
L'objectif de ce workshop est de présenter un certains nombre de concept issus de la
morphologie mathématique, et de montrer leur utilisation pratique sous ImageJ en
utilisant la bibliothèque MorphoLibJ.
Les exemples présentés concerneront des applications au traitement et à l'analyse
d'images pour la biologie végétale :
* segmentation de tissus végétaux 2D / 3D à l'aide de la ligne de partage des eaux
(watershed)
* analyse de texture d'images de coupes de tissus observés par imagerie macroscopique
* extraction de spots dans des images de microscopie électronique
Keywords
Traitement d'images, morphologie mathématique, MorphoLib, watershed
***
96
A8 - ANALYSE SPATIALE POUR LA MICROSCOPIE DE FLUORESCENCE EN DEUX CANAUX
Proposer/Coanimator
Jean-françois Gilles
Vincent Contremoulins
Abstract
Cet atelier propose de faire découvrir différentes stratégies et différents outils d’analyse
de l’organisation spatiale au travers d’exemples d’images de microscopie photonique 3D
en plusieurs couleurs. Nous tenterons de faire un point sur différents outils disponibles
pour faire des analyses sur des images 3D. Puis nous présenterons en particulier un
nouveau greffon pour ImageJ, nommé DiAna (Distance analysis), dont le but est de
mesurer les distances entre les éléments de stacks en deux canaux et permettant aussi de
faire ressortir des pourcentages de recouvrements pour chaque objet.
Keywords
Analyse d'images, image 3D, segmentation, Image J
***
A9 - CORRELATIVE LIGHT ELECTRON MICROSCOPY IMAGE AND VOLUME REGISTRATION
Proposer
Abstract
The objective of this workshop is to provide particpants with solutions for the last part of
the CLEM workflow, i.e light microscopy images and electron microscopy data fusion.
The fisrt part of the workshop will aim at providing theoritical keys about image and
volume registration (correlation) and the specificities of CLEM registration.
The second part will consist into practical on correlative light electron microscopy in order
to demonstrate the use of user-friendly open source tools to perform multi-scale and
multi-modal image registration in a reproducible way and with a measurable accuracy.
Participants would be able to bring their own images or to use the one of related
workshops of module 3.
Keywords
Bio image informatics, data fusion, image registration
***
97
A10 - DE L’ACQUISITION A L’ANALYSE DES DONNEES DE PALM SUR BACTERIES VIVANTES
Proposer/Coanimator
Romain Le bars
Laetitia Besse
Abstract
Nous proposons de réaliser une expérience de PALM sur des bactéries E. Coli, en
détaillant différentes étapes telles que le montage particulier de l’échantillon, l’acquisition
des molécules individuelles et la reconstruction de ces données via le logiciel intégré sur
le N-STORM (Nikon). Nous évoquerons également les particularités des acquisitions 3D
ainsi que leur reconstruction. Afin d’aller plus loin, nous pourrons présenter des outils de
quantification actuellement disponibles permettant notamment l’analyse de cluster, la
détection du nombre de molécules par bactéries…
Keywords
Utilisation de 3D PALM pour étudier l'organisation de structures moléculaires chez les
bactéries. Détail des étapes d'acquisition, de reconstruction ainsi que d'analyse des
données.
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A11 - DE L’IMAGERIE DE FLUORESCENCE EX-VIVO, A L’IMAGERIE IN VIVO SUR MODELES MURINS :
SPECIFICATION DES PARAMETRES CLES POUR L’IMAGERIE DE FLUORESCENCE INTRA-VITALE HAUTE
RESOLUTION ET LA PHOTOCONVERSION.
Proposer/Coanimator
Sophie Salomé - Desnoulez
Corinne Laplace-builhe
Abstract
Faire découvrir les différents aspects ainsi que les contraintes techniques instrumentales
et les défis de l’imagerie de fluorescence à haute résolution in vivo, sur modèles murins
(en chambre dorsale de souris).
A partir d’une imagerie sur modèle 3D (bille de collagène envahie par une lignée tumorale
Dendra 2), nous explorerons les modalités techniques de l’imagerie et de la
photoconversion sur modèles 3D et l’intérêt de l’utilisation de protéines photoconvertibles dans l’étude de la dynamique cellulaire in-vivo.
Nous définirons les conditions d’acquisition dans le cadre d’une imagerie SHG et TPEF et
l’intérêt de combiner les atouts d’un laser continu à une imagerie 2P dans le cadre de la
photo-conversion.
L’imagerie sur modèles murins vivants ne pouvant être réalisée que dans un
établissement agréé, notre expérience de l’imagerie de l’environnement tumoral in-vivo
sera présenté sous forme de vidéo au terme de cet atelier mené sur modèle tumoral
expérimental 3D.
Keywords
Imagerie in vivo, microscopie intravitale, dynamique moléculaire in vivo, imagerie non
linéaire, microscopie multi modalités
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A12 - DYNAMIQUE ET NANO-ABLATION DES MICROTUBULES
Proposer
Virginie Georget
Abstract
L’atelier aura pour but de montrer l’intérêt de l’ablation laser comme système inductible
pour l’étude de dynamique intracellulaire telle que la polymérisation-dépolymérisation
des microtubules ou le recrutement induit de protéines à l’extrémité de ces microtubules.
Nous couplerons l’imagerie 3D sensible et peu photo-toxique (microscopie confocale)
avec la nano-ablation laser qui seront appliquées sur des cellules en division (levure ou
cellules de mammifères). La mitose est une étape du cycle cellulaire particulièrement
photo-sensible.
Keywords
Dynamique intracellulaire, nano-ablation laser, microtubule, recrutement de protéines
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A13 - EVALUATION
DE L'EFFET CYTOSTATIQUE D'AGENTS CHIMIOTHERAPEUTIQUES SUR DE
MULTIPLES LIGNEES TUMORALES PAR MICROSCOPIE A SEMI-HAUT DEBIT
Proposer
Laure Twyffels
Abstract
Le contrôle de l'entrée en phase de synthèse d'ADN (phase S) est dérégulé dans la
majorité des cancers. Lors de l'atelier, nous présenterons le protocole que nous avons
développé pour quantifier par microscopie semi-haut débit la proportion de cellules en
phase S sur des lignées de cellules tumorales adhérentes, et ce afin de déterminer l'IC50
d'agents chimiothérapeutiques :
- culture des cellules en plaque 96-puits dans les conditions expériementales ad hoc
- marquage des cellules en phase S par incorporation de 5-bromo-2'-deoxyuridine (BrdU)
puis immunodétection du BrdU et contre-coloration au DAPI et montage
- acquisition automatisée d'images à faible grossissement au moyen d'un microscope
disposant d'une platine motorisée en XYZ et d'un système d'autofocus
- quantification automatisée de la proportion de cellules en phase S au moyen d'une
macro ImageJ
Ce protocole peut être facilement adapté pour évaluer la prolifération cellulaire dans
d'autres conditions expérimentales.
Keywords
ImageJ; semi-haut débit; BrdU; lignées tumorales; IC(50)
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A14 - FROM CONFOCAL TO STED MICROCOPY: WHY? HOW? AND BEYOND.
Proposer
Boutin Camille
Abstract
For cellular biologists, being able to analyze samples with super-resolution microscopy is
potentially extremely powerful since it may allow the visualization of biologicals objects
and/or proteins at the nano-scale. The introduction of ‘ready to use’ super-resolution
microscopes in our laboratories may represent a step towards the democratization of such
technologies. However, in practice, the transition from classical to super-resolution
microscopy may be challenging. Using the introduction of STED microscopy to study
multiciliated cells development as an example, we propose to sensitize our audience to
this transition. We will discuss and illustrate several crucial points such as sample
preparation and image acquisition parameters. Beyond these technical considerations we
will show how the use of super-resolution technology can pave the road for new scientific
questions.
Keywords
Super resolution ; two colour STED ; STED 3D ; centrioles ; multiciliated cells
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A15 - IMAGE CORRELATION SPECTROSCOPY:
LIVE CELLS BY RICS AND N&B
DYNAMICS AND OLIGOMERIZATION OF
PAXILIN
IN
Proposer
Michelle Digman
Abstract
Fluorescence fluctuation spectroscopy has evolved from point source detection to a
family of microscopy imaging correlation tools (i.e. ICS, RICS, STICS, and kICS) useful in
deriving spatial-temporal dynamics of proteins in living cells. What was once possible at
the single point scale is now possible in large scales in order to map diffusion, binding and
protein-protein interactions with the advancements in raster scanning and camera based
imaging systems. The advantage of these techniques is the fast time scale of data
acquisition that is increasingly becoming faster with better detection efficiency. The
frontier in this area is now emerging towards a high level of mapping diffusion rates and
protein dynamics. By expressing Paxilin fused to GFP in live cells, I will present the use of
Raster Scan Imaging Correlation Spectroscopy (RICS) for protein dynamics and of Number
and Brigthness approach (N&B) for protein oligomerization.
Keywords
ICS, N&B, RICS
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100
A16 - IMAGERIE DE CERVEAUX DE RONGEUR CLARIFIES PAR MICROSCOPIE A FEUILLET DE LUMIERE
Proposer
Francois Michel
Abstract
Les techniques de clarification de tissues ont ouvert de nombreuses pistes pour
l'exploration à grande échelle de la morphologie des organes biologiques. Couplée à
l'imagerie par feuillet de lumière et/ou multiphoton cette technique génère une
importante quantité de donnés à de multiples niveaux (micro à mésoscopique).
Dans cet atelier je propose d'aborder les problèmes et solutions liés à l'ensemble de ces
aspects : clarification, acquisition, gestion des big data, analyse (segmentation 3D,
programmes de visualisation...).
Keywords
Ultramicroscope, clarity, 3Disco, neuroanatomie
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A17 - IMAGERIE DYNAMIQUE ET PHOTOABLATION DE CYSTES DES CELLULES DES MAMMIFERES.
Proposer/Coanimator
Basile Gurchenkov
Gaelle Recher
Abstract
Les cystes de cellules de mammifères sont couramment utilisés comme systèmes modèles
en cancérologie et en biologie du développement. En effet ils reproduisent in vitro des
comportements morphogénétiques rapides observés in vivo, comme par exemple les
cycles de contraction-expansion effectués par l’embryon de mammifère avant éclosion.
Les cellules seront suspendues et encapsulées dans des sphères creuses d’hydrogel
transparent à la lumière et perméable aux nutriments.
L’imagerie et la photomanipulation des cystes s‘effectuera sur un système dessiné à façon
à l’IGBMC sur la base d’un microscope à sectionnement optique rapide Bruker couplé à un
laser infrarouge impulsionnel permettant la photomanipulation.
Nous observerons les conséquences de la rupture compartimentale photoinduite sur la
capacité contractile des cystes par mesures dynamiques.
Keywords
Cancerology, biomecanics, light sheet microscopy
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A18 - INTELLIGENT
MICROSCOPY : AUTOMATISATION ET OPTIMISATION D'ACQUISITION DE
DONNEES PAR COUPLAGE ENTRE ACQUISITION ET ANALYSE D'IMAGES (FEEDBACK MICROSCOPY)
Proposer/Coanimator
Sylvain De Rossi
Amélie Sarrazin
Abstract
Cet atelier s'inscrit dans le cadre d'une volonté d’améliorer la production des données
images en microscopie optique. Les microscopes génèrent des volumes de données de
plus en plus importantes, les données importantes (interprétables et exploitables) se
retrouvent noyées dans une masse d’informations gigantesques. Il devient difficile de faire
le tri entre données d’intérêts et données non informatives. Ces volumes « images » sont
également difficiles à manipuler car la puissance des ordinateurs et le transfert des
données ne sont pas assez performants.
Il existe des outils permettant d’optimiser la production des images. L’idée principale est
d'imager uniquement les zones d’intérêts sur un échantillon quel qu’il soit. Les régions
non informatives ne doivent pas être acquises, ce qui permet un gain de temps pour
l'utilisateur et une optimisation dans la gestion du volume des images.
Deux solutions seront proposées :
1. Couplage CellProfiler et LASAF/CAM
2. Couplage IMSRC et LASAF/CAM
Keywords
Automatisation d'acquisition d'images, feedback microscopie, CellProfiler, module CAM
(Computer Assisted Microscopy)
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A19 - L’IMAGERIE MOYEN DEBIT PAR SCANNER DE LAMES : UN OUTIL POUR ETUDIER L’EVOLUTION
EXPERIMENTALE D’UNE BACTERIE PATHOGENE EN BACTERIE SYMBIOTIQUE DANS LES PLANTES.
Proposer
Cecile Pouzet
Abstract
Le but de cet atelier est de caractériser des phénotypes symbiotiques dans des nodules de
plantes.
Initialement, des plantes sont infectées par des bactéries rhizobium pathogènes qui au fil
des générations deviennent symbiotique pour la plante. Cette symbiose est localisée dans
des excroissances racinaires: les nodules. L'étude anatomique de ces nodules et des
bactéries hébergées permet d'évaluer le stade d'évolution symbiotique de la population
bactérienne.
Pour cela nous observerons des lames entieres de coupes nodules :
- non marqués pour quantifier les surfaces de nécrose,
- marqués à l’iodure de propidium pour quantifier la quantité de bactéries intracellulaires
- marqués au bleu de toluidine pour localiser les bactéries (extracellulaire vs
intracellulaire).
Ces acquisitions seront réalisées sur un scanner de lames (capture rapide, résolution x20
ou x40).
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Les banques d’images obtenues seront visualisées, comparées et anotées puis analysées
avec un logiciel dédié.
Keywords
Végétal, nodule, bactérie, scanner de lame, moyen debit, analyse d’image
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A20 - MEASURE OF SURFACE PROTEIN MOBILITY ON LIVE CELL WITH U-PAINT TECHNIQUE
Proposer/Coanimator
Eric Hosy
Benjamin Compans
Abstract
To principle of this work shop will be to demonstrate the application of u-paint technique
to study the protein organization and dynamic on live cell. This technique based on single
particle principle allows the labeling of endogenous proteins at high density. Through this
workshop we will study the dynamic of couple of various membrane proteins and their
particular organization at the nanoscale.
Keywords
U-paint, super-resolution live microscopy, protein mobility
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A21 - MEASUREMENT OF VISCOELASTIC MEMBRANE PROPERTIES IN LIVING TISSUES AFTER LASER
MICRO-ABLATION
Proposer/Coanimator
Chevalier Clément
Stephanie Dutertre-Sioen
Abstract
Direct measurement of physical forces regulating cell membranes in tissue is still
challenging due to major experimental constraints. As the biological tissues have been
described to behave as a viscoelastic material (Collinet et al., 2013), we propose to
quantify the directly measurable viscoelastic parameters of membrane junctions as a
readout of tension forces applied to the system. In this workshop, we will use a model of
drosophila melanogaster epithelium, visualized by E-cadherin GFP, to analyse the
membrane relaxation time (τ) after the micro-ablation of cell junction by the application
of an instant stress with a multiphotonic laser. As τ is proportional to the
viscosity/elasticity ratio, its analysis represents an interesting alternative path to
determine the physical parameters of the cell junctions in living tissues. Thus, this
workshop will focus on both images acquisition parameters and analysis of relaxation time
to determine viscoelastic properties in this model.
Keywords
Photomanipulation, laser micro-abaltion, physical membrane properties
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A22 – MESURE
DE CHANGEMENTT DE VISCOSITE DE LA MEMBRANE PLASMIQUE DE CELLULES
VEGETALES EN REPONSE A UN STRESS BIOTIQUE PAR FLIM
Proposer/Coanimator
François Waharte
Elodie Noirot
Abstract
Une des réponses déterminantes de la plante face aux modifications de son
environnement est la modification dynamique des propriétés physiques de la membrane
plasmique des cellules. Ces modifications environnementales peuvent être d’origine
biotique ou abiotique.
Par l’utilisation d’un rotor moléculaire (Bodipy-C10/C12) s’insérant dans la membrane
plasmique des cellules végétales, nous proposons de caractériser les modifications de
viscosité membranaire en réponse à un stress abiotique, le froid, ainsi qu’au cours de la
signalisation de défense précoce mise en place suite à un traitement par un éliciteur de
réactions de défense, la cryptogéine (stress biotique).
En effet, le rotor moléculaire voit son temps de vie de fluorescence modifié en fonction de
la viscosité et de manière proportionnelle. Nous utiliserons donc un système d’imagerie
de temps de vie de fluorescence pour analyser les variations de viscosité au cours des
traitements et en feront une discussion critique.
Keywords
Temps de vie de fluorescence, cellules végétales, viscosité, rotor moléculaire
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A23 - MESURE DE LA DIFFUSION DANS LES BIOFILMS BACTERIENS GRACE A LA TECHNIQUE DE FRAP
EN MICROSCOPIE CONFOCALE.
Proposer/Coanimator
Alexis Canette
François Waharte
Abstract
L’analyse CLSM 3D + temps in situ apporte des informations principalement
architecturales sur les communautés bactériennes structurées. Il est aussi possible
d’accéder à des données dynamiques à l’échelle moléculaire. Par exemple la technique de
Fluorescence Recovery After Photobleaching offre la possibilité d’extraire les propriétés
de diffusion de molécules fluorescentes.
Dans notre modèle, ces propriétés sont liées principalement à la cohésion des bactériens
et à la matrice exopolymérique qui les entoure. Ces spécificités font partie des moyens de
résistance face à l’action de biocides (frein à la pénétration d'antibiotiques...).
Cet atelier reposera sur l’utilisation d’un système commercial CLSM + FRAP pour
l'acquisition et d'un logiciel libre répandu pour l'analyse (ImageJ).
Une discussion critique des résultats sera proposée en incluant notamment la
comparaison avec des mesures faites par d’autres techniques comme la FCS.
Keywords
FRAP, biofilm, diffusion, bactéries
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A24 - MESURE DE L’IMPACT DU REMODELAGE DE LA CHROMATINE AUX SITES DE CASSURE SUR LA
DIFFUSION DES PROTEINES PAR MICRO-IRRADIATION LASER, IMAGERIE CONFOCALE ET
SPECTROSCOPIE DE CORRELATION DE FLUORESCENCE
Proposer/Coanimator
Stephanie Dutertre-sioen
Chevalier Clément
Abstract
En cas d'induction de dommages dans l'ADN, les protéines de réparation doivent accéder
rapidement aux régions lésées, ce qui implique un remodelage précoce de l'architecture
spatiale de la chromatine. Afin d'étudier comment la structure locale de la chromatine
régule l'accès à l'ADN endommagé, nous avons mis en place une approche combinant
micro-irradiation laser, imagerie confocale et spectroscopie de corrélation de fluorescence
(FCS) pour suivre simultanément l'évolution de l'architecture chromatinienne au niveau
des zones d'ADN endommagé et la diffusion locale de protéines d’intérêt au niveau de
cette zone. Au cours de cet atelier, nous présenterons cette approche et l'appliquerons à
la caractérisation de la vitesse de diffusion de sondes fluorescentes au sein des zones
d'ADN lésé.
Keywords
Fluorescence correlation spectroscopy, Photoactivation, Laser micro-irradiation, DNA
damage, Living cells
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A25 - METHODES D’ETUDES DE LA DYNAMIQUE DANS LA CELLULE PAR PHOTO-CONVERSION OU
FRAP : AVANTAGES ET LIMITES
Proposer/Coanimator
Sophie Abélanet
Xavier Baudin
Abstract
L’atelier se présentera en deux parties techniques.
La première vise à présenter les possibilités expérimentales offertes par les protéines
photo-convertibles et les problèmes que l’on peut rencontrer (puissance laser suffisante
pour induire une photo-conversion, photoblanchiment…). Nous prendrons comme
exemple la protéine Dendra2 adressée à une protéine constitutive de la membrane
mitochondriale (cox-VIII), dans le but d’étudier son activité.
La deuxième partie se focalisera sur l’étude de la dynamique de recyclage de protéine par
FRAP et les problèmes associés (mouvement de l’échantillon, suivi correct du
recouvrement de la fluorescence…). Cette étude sera faite sur des cellules exprimant des
E-cadhérinesGFP (protéines transmembranaires assurant la liaison intercellulaire).
L’atelier devrait permettre à chacun des participants d’évaluer l’intérêt et la faisabilité de
ce type de protocoles pour étudier des dynamiques cellulaires, appliqués à leur propre
problématique.
Keywords
Photo-conversion, dynamiques moléculaires, recouvrement de fluorescence, FRAP
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A26 - METROLOGIE : QUELS OUTILS POUR QUELLES MESURES ?
Proposer/Coanimator
Perrine Frere
Aurélien Dauphin
Abstract
L'avancement technologique, en repoussant les limites de sensibilités et de résolutions,
passe par la mise en place d'une démarche qualité sur l'ensemble des systèmes
d'imagerie. L'évaluation de la justesse des mesures et le suivi du niveau de performance
doit être monitoré sur chaque système, tout au long de sa vie, afin d’assurer aux
utilisateurs un fonctionnement optimal. Les tests de métrologie permettent de mettre en
évidence certains défauts d’un système d’imagerie. Cet atelier vise à montrer l’utilisation
de lames (billes fluorescentes, Chroma, miroir et Argolight) et d’outils de mesure
(puissancemètre, spectrophotometre) disponibles actuellement pour tester les
équipements d’imagerie (microscope plein champ et confocal). Les procédures détaillées
de différents tests métrologiques ont été élaborées par le groupe de travail métrologie du
RTmfm. Pendant cet atelier, les tests métrologiques seront réalisés et l’analyse et
l’interprétation des données issues de ces tests seront effe
Keywords
Metrologie, qualité, résolution, aberrations, homogénéité, puissance, spectres, dérives,
Argolight
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A27 - MICROSCOPE MODULAIRE A FEUILLE DE LUMIERE ET NOUVELLES SONDES BIOCOMPATIBLES
POUR L'ETUDE DE LA MORPHOGENESE DU POISSON-ZEBRE
Proposer/Coanimator
Antonio Ortiz
Adeline Rausch
Abstract
L'atelier a pour double but de présenter de nouvelles sondes fluorescentes
biocompatibles pour l'imagerie dynamique in toto et d'introduire un nouveau concept de
microscopie à feuille de lumière.
Complémentaires aux rapporteurs génétiques, nous présenterons de nouvelles sondes
biocompatibles dans le proche infrarouge pour l’imagerie dynamique in vivo. Nous
utiliserons l'embryon de zebrafish comme modèle animal de vertébré pour réaliser un
marquage dans toutes les couches cellulaires de l’embryon par balnéation.
Pour imager les embryons, nous nous appuierons sur la microscopie à feuille de lumière.
Nous utiliserons deux modules fibrés, générant une feuille de lumière, et pouvant
s'installer sur un microscope déjà existant, afin de réduire le coût d'acquisition d'une telle
technique.
Keywords
Sondes biocompatibles, microscopie à feuille de lumière, poisson-zèbre, modularité
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106
A28 - OBSERVATION
DE LA DYNAMIQUE D’UNE PROTEINE DE REPARATION DE L’ADN CHEZ LA
LEVURE PAR LA TECHNIQUE SPTPALM
Proposer
Chloé Guedj
Abstract
La molécule d’ADN, peut subir des dommages générés soit par des stress
environnementaux soit par des événements mutagènes endogènes. Parmi les dommages
subis par l’ADN, les cassures double-brin (CDB) sont des lésions qui surviennent au niveau
des deux brins de la double-hélice d’ADN. En réponse aux CDB, les protéines de réparation
se concentrent pour former des « foyers de réparation » à l’endroit de la cassure.
Comment est-ce que ces protéines de réparation arrivent au site de cassure ? Es-ce un
mécanisme actif ou passif ? Quelle est leur dynamique en dehors, aux abords et dans le
foyer de réparation ? Durant cet atelier, je regarderai à l’échelle de la molécule unique par
la technique sptPALM, le comportement de la protéine de réparation Rad52 chez la levure
après avoir induit des cassures double-brin. Les données obtenues seront ensuite
analysées afin d’établir une carte des vitesses de diffusion de la protéine rad52 dans le
noyau.
Keywords
spt-PALM, Réparation de l’ADN, Dynamique des protéines
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A29 - ORGANISATION SPATIALE DES SIGNAUX DE MORT/SURVIE DANS LE CŒUR DE SOURIS APRES
ISCHEMIE-REPERFUSION : CLARIFICATION D’ORGANE ET MICROSCOPIE EN FEUILLE DE LUMIERE.
Proposer/Coanimator
Gabriel Bidaux
Amandine Durand-terrasson
Abstract
La transposition des données issues de la microscopie en cellules isolées au contexte d’un
organe entier est encore un frein à la compréhension de la physiologie. L’alliance de la
clarification (ou transparisation) de tissu et la microscopie à feuille de lumière (ou single
plane illumination microscopy, SPIM) permet maintenant de reconstruire la position des
signaux moléculaires et cellulaire en 3D dans l’organe entier. Ces 2 techniques ouvrent
donc les portes de la compréhension de l’organisation des réseaux cellulaires
(typiquement le réseau neuronale), le remodelage ou l’homéostasie cellulaire des tissus,
mais aussi l’organisation spatiale des signaux moléculaires, de la migration cellulaire ou de
l’invasion cellulaire. Si la majorité des travaux publiés ces dernières années concerne le
cerveau, l’évolution de systèmes et méthodes de clarification permet aujourd’hui de
rendre transparent des organes de consistance plus fibreuse comme le cœur ou le rein.
Keywords
Cleared heart, kidney, SPIM, spatial distribution, volume quantification
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A30 - PROGRAMMATION GRAPHIQUE ET SCRIPTING AVEC ICY
Proposer/Coanimator
Stephane Dallongeville
Alexandre Dufour
Abstract
Cet atelier est destiné aux utilisateurs déjà familiarisés avec les bases du logiciel Icy et qui
souhaitent aller plus loin en utilisant la programmation graphique.
Le but ici est donc d'introduire et d'explorer les possibilités cet outil qui va permettre de
produire des workflows d'analyse plus complexes et/ou de faire du "batch processing" sur
des ensembles d'images.
Keywords
Image, Analysis, batch processing, graphical programming, script, Icy
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A31 - RECALAGE RAPIDE D’IMAGES MULTIVUES
EN MICROSCOPIE A FEUILLE DE LUMIERE
Proposer
David Rousseau
Abstract
Pour que la technique à feuille de lumière tienne ses promesses en termes de rapidité
d’acquisition, il est actuellement indispensable d’accélérer les prétraitements permettant
l’observation, puis le traitement de stacks volumineux acquis (typiquement plusieurs
dizaines de Gigaoctes pour un échantillon sous quelques vues). Nous nous concentrons
dans cet atelier sur la problématique du recalage d’images multivues acquises en
microscopie à feuille de lumière au moyen d’un système de type Zeiss Z.1. Nous
comparons différentes techniques existantes nécessitant ou non l’utilisation de billes
fiducières. Nous montrons notament comment l’utilisation de descripteurs locaux, et la
réduction raisonnée de la taille des stacks permet de réduire considérablement le temps
nécessaire pour le recalage et ce de façon automatique et sans faire appel à l’utilisation
de billes fiducières. Une implémentation logicielle de cette dernière technique sous la
forme d’un simple plugin FIJI sera démontrée.
Keywords
Microscopie à feuille de lumière, recalage multi-vue
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A32 - REVELATION DE SOUS-POPULATIONS CELLULAIRES DANS L’INTESTIN GRELE ET SEPARATION
D’AUTO-FLUORESCENCE DE TISSUS PAR IMAGERIE CONFOCALE SPECTRALE A 10 COULEURS
Proposer/Coanimator
Sébastien Mailfert
Mathieu Fallet
Abstract
La microscopie confocale spectrale permet la localisation précise de plusieurs souspopulations au sein d’un même type cellulaire (macrophages, cellules T, etc.) à condition
de pouvoir combiner un nombre important de fluorochromes pour marquer les
108
différentes régions du tissu d’une part et les caractéristiques phénotypiques des cellules
d’intérêt d’autre part.
Le but étant d'étudier les populations de cellules immunitaires, leur localisation et leurs
interactions avec les cellules stromales du tissu.
L'imagerie spectrale ouvre des horizons de compréhension de phénomènes biologiques
jusqu'alors peu explorés. La découverte de nouvelles sous-populations cellulaires et leurs
représentativités respectives au cours d'un processus d'infection ou de réponse
immunitaire ne peut se faire qu'avec des techniques à haute sensibilité et sélectivité
spectrale.
Keywords
Imagerie spectrale, auto-fluorescence, immunologie
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A33 - SHG/THG EN REFLEXION TRANSMISSION POUR LE TRACKING DE NANOPARTICULES
HARMONIQUES A L’ECHELLE SUBCELLULAIRE ET TISSULAIRE, THERAPIE CELLULAIRE MYOPATHIE DE
DUCHENNE.
Proposer/Coanimator
Laurence Dubreil
Claire Lovo
Abstract
Le tracking cellulaire est une étape incontournable pour la mise en place d’un essai
clinique afin de renseigner sur la distribution des cellules post-injection in vivo dans les
tissus. En collaboration avec L. Bonacina (GAP Photonics, Université de Genève), nous
utiliserons les nanoparticules « harmoniques » BFO-NPs (NPs de ferrite de bismuth pour
le marquage en microscopie multiphotonique) développées par son équipe pour marquer
les cellules souches adultes du muscle utilisées pour la thérapie génique de la myopathie
de Duchenne (Karl Rouger, UMR703, Nantes). Ces NPs possèdent la propriété de générer
des signaux de seconde et de troisième harmonique et par conséquent présentent
l’avantage de pouvoir être imagées dans des tissus riches en myosine et collagène source
également de SHG. Nous imagerons des coupes de muscle fixées de souris ayant reçu les
cellules marquées HNPs en utilisant une raie à 1300 nm pour récupérer les signaux SHG et
THG et une raie 1040 pour la fluorescence MP.
Keywords
Cellules, tracking, tissu musculaire, nanoparticules, multiphoton, SHG, THG
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A34 - STRATEGIES D’OPTIMISATION EN NANOSCOPIE STED
Proposer/Coanimator
Damien Schapman
Magalie Bénard
Abstract
La microscopie super-résolutive est essentielle pour mener à bien nos recherches en
biologie cellulaire notamment pour l’étude de la communication intercellulaire via les
Tunneling NanoTubes. Ces TNTs sont des expansions membranaires de taille
nanométrique qui relient entre elles deux cellules distantes et permettent le transfert de
protéines membranaires, de molécules du CMH, de mitochondries, de virus, d’ions
calcium. Dans le cadre de notre étude, nous nous sommes intéressés aux mécanismes de
formation de ces TNTs.
Ainsi pour les observer, nous avons eu recours à la nanoscopie STED. L’utilisation de cette
technique nécessite une maitrise afin d’obtenir une qualité d’imagerie max.
Nous proposons de donner les clés et les moyens d’optimiser l’imagerie des TNTs
obtenues en STED en passant de la préparation des TNTs, de la qualité de l’environnement
du système d’imagerie, aux stratégies d’acquisition et de traitement d’images.
Keywords
Fluorochromes, STED, CLSM, Deconvolution, Huygens
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A35 - SUIVI DE PROTEINES FLUORESCENTES EN TIME LAPSE CHEZ LA BACTERIE (E. COLI)
Proposer/Coanimator
Sylvain Cantaloube
Jérôme Rech
Abstract
Nous avons développé au laboratoire une expertise en suivi de croissance sur plusieurs
générations de bactéries à l’aide d’un système de microfluidique (Cellasic). Via un
fluorochrome dérivé de la GFP, nous suivons la ségrégation du plasmide mini-F d’E. coli.
Les modèles procaryotes sont des petits objets (inférieur à 1.5µm) visualisables en
épifluorescence. Ils expriment un faible signal fluorescent et présentent un défi pour
l’analyse en microscopie champ large classique (contrôle du photo-blanchiment, détection
du signal).
L’atelier se déroulera en deux parties :
- Nous présenterons une méthode complète pour la préparation des échantillons et
l’acquisition en Time Lapse de cellules procaryotes.
- Dans un deuxièmes temps, nous présenterons des méthodes de traitement du signal sur
les films obtenus à l’aide d’ImageJ : stabilisation des objets au cours du temps,
segmentation des cellules et détection de foci, tracking de ces foci.
Keywords
Bactéries, microfluidique, Time Lapse, traitement et analyse des images
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A36 - THE
MECHANICAL IDENTITY OF CELLS AT THE SHOOT APICAL MERISTEM IN ARABIDOPSIS,
USING COMBINATION OF AFM, CONFOCAL IMAGING AND NANOINDENTATION PLUGIN
Proposer
Nelly Dubrulle
Abstract
Afm technology allows measurements of mechanical properties of a tissue. Being able to
link these measures to cell identity is crucial for the understanding of growth regulation in
living tissues. In 2014, Milani and co-workers were able to show a correlation between a
stiffness pattern in the shoot apical meristem (SAM) of Arabidopsis thaliana plant, and the
expression of a green fluoresent proteine fused to a stem cell marker, Clavata3-GFP
(milani et al., 2014 ). Here we aim at reproducing those results using a novel plugin called
Nanoindentation. This plugin allows to segment afm scans, to stitch various scans to
reconstitute an entire zone of a living tissue, and to assign each data point to tissue
biological properties.
Keywords
AFM, Confocal imaging, Fiji, Nanoindentation plugin, Arabidopsis thaliana
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A37 - UTILISATION DES OPERATEURS DIFFERENTIELS POUR LA SEGMENTATION D'IMAGES
Proposer/Coanimator
Arnold Fertin
Yves Usson
Abstract
Tout comme la convolution ou la transformée de Fourier, les opérations utilisant les
dérivées font parties des techniques fondamentales du traitement d'image. L'objectif de
cet atelier est de donner des éléments théoriques et pratiques autour des techniques
utilisant des dérivées partielles d'ordre 1 et d'ordre 2.
Une première partie de l'atelier abordera les notions de dérivées d'une image, illustrées
d'exemples concrets afin de rendre compréhensibles ces notions à des nonmathématiciens. Une deuxième partie présentera l'utilisation sous ImageJ de ces notions,
afin de résoudre des problèmes réels, tel que : l'utilisation du gradient pour la détection
de contour de cellule, du laplacien pour la détection de particules, ou encore de la
matrice hessienne pour le filtrage d'objets tubulaires.
Enfin, des notions plus avancées seront abordées telle que l'utilisation de ces opérateurs à
travers l'espace d'échelle afin de pouvoir segmenter les objets d'intérêts suivant leur
taille.
Keywords
Dérivées partielles ; Opérateurs différentiels ; Segmentation ; ImageJ
***
111
A38 - 3D HIGH AND SUPER-RESOLUTION IMAGING OF BIOLOGICAL
OBJECTIVE SELECTIVE PLANE ILLUMINATION MICROSCOPE
SAMPLES USING A SINGLE-
Proposer/Coanimator
Rémi Galland
Jean-baptiste Sibarita
Abstract
The main objective of the workshop is to demonstrate the 3D imaging capabilities of a
new single-objective SPIM architecture called soSPIM.
We will first demonstrate the capability of the system to image live 3D biological samples
with high temporal and spatial resolution and its unique ability to perform time-lapse
multi-positions acquisitions in a light-sheet illumination scheme. In a second time, we will
demonstrate the soSPIM capability to perform single-molecule based super-resolution
imaging in depth tens of microns within a biological sample in both STORM and PALM
configuration. We will also show the ability of the soSPIM system to acquire 3D diffusion
and concentration map of fluorescent proteins thanks to SPIM-FCS approaches. Finally,
the workshops also aim to test various samples, from the whole drosophila embryos scale
down to the single cell scale, in order to demonstrate the different imaging modalities of
the soSPIM for specific samples that people may be interested in.
Keywords
Selective Plane Illumination Microscopy, 3D imaging, Super-resolution, FCS, Multi-scale
imaging
***
A39 - 3D-IMAGING OF BIOLOGICAL SAMPLES
ASSEMBLY, CALIBRATION AND ACQUISITION
WITH LIGHT SHEET FLUORESCENCE MICROSCOPY:
Proposer/Coanimator
Philippe Girard
Olivier Blanc
Abstract
We have recently developed a light-sheet microscope for visualizing of large biological
samples (about centimeter in diameter). In this technique, the sample is illuminated with
a sheet of light and the optical sections are used for 3D reconstructions. This approach
allows one to employ also low power, wide field objectives with low to medium
magnification for imaging of large samples, and challenges the traditional histological
sectioning of organs. For example, by clearing tissue with organic solvents after
dehydration, it is possible to visualize GFP-labeled neuronal networks in the brain.
Keywords
Light-sheet fluorescence microscopy (LSFM), three-dimensional imaging, microscope
assembly, calibration, data processing
***
112
A40 - ANALYSE SPATIO-TEMPORELLE EN CELLULE VIVANTE PAR CORRELATION D'IMAGE DE TEMPS
DE VIE
Proposer/Coanimator
Corentin Le Nézet
Mariano Gonzalez Pisfil
Abstract
Les interactions entre protéines sont la brique unitaire du système complexe qu'est la
cellule et existent de différents types : homo-oligomères/hetero-oligomères,
stables/transitoires, non-covalentes/covalentes, etc. Les techniques de TCSPC (Time
Correlated Single Photon Counting) permettent, entre autre, de mesurer les proximités
spatiales entre des couples de protéines fluorescentes via le FRET (Förster resonance
energy transfer) qui est largement utilisé pour détecter des interactions protéiques
fortes. Nous proposons une analyse de la spatialisation des temps de vie d'une cellule via
corrélation d'image pour différentier les interactions faibles difficilement détectables. Le
but de cet atelier sera d'initier les participants 1) à la mise en œuvre pratique du TCSPC ;
2) et à l’utilisation des outils pour l'analyse et l’interprétation des mesures (tirées de
notre travail ou apportées par les participants)
Keywords
TCSPC, FRET, interaction, corrélation d'image
***
A41 - BRINGING HIGH-THROUGHPUT INTO AN INNOVATIVE SUPER RESOLUTION IMAGING SYSTEM
TO EVALUATE IMMUNO-MODULATORY BIOLOGICS
Proposer
Alhassan Casse
Abstract
Bi-specific T-cell engagers (TCE) has demonstrated efficacy in treatment of cancer.
Receptors can be over-expressed on cell surface in cancer and can be targeted by T cells
via TCE. Immunological synapse (IS) formation elicited cytotoxic T-cell response.
Molecular events of IS are concentrated in the supra molecular activation cluster (SMAC)
region, needing an accurate system to be image. Conical diffraction microscopy (CoDiM)
allow to achieve at least 2-fold resolution improvement to analyze SMAC, essential
signaling molecules by immunofluorescence.
The aim of this workshop is to assess with Super Resolution (SR) imaging system the
capability of bispecific antibodies CoDV (Cross-Over Dual Variable) to efficiently form
cytolytic immune synapse after co-incubation of tumoral cells, T-cell and a CODV at
different time points.
The second objective is to display how automated high content screening, were brougth
into a SR imaging system in order to generate statistical dataset.
Keywords
Super-resolution microscopy, High content screening,
Immunomodulation, Immuno-fluorescence, CoDiM
113
Bi-specific
antibodies,
***
A42 - CHAUFFAGE PAR LASER IR
DANS L’EMBRYON DE C.ELEGANS
PROVOQUANT L’EXPRESSION D’UN GENE DE MANIERE LOCALE
Proposer/Coanimator
Claire Chardes
Elsa Castellani
Abstract
L’expression de certains gènes peut être activée suite à une élévation de la température
de quelques degrés. Cette élévation de température peut être provoquée par la
focalisation d'un laser infra-rouge continu à l'intérieur d'un organisme, ce qui permet à
l'expérimentateur de contrôler temporellement mais aussi spatialement l'expression d'un
gène.
Nous proposons d’expliquer la mise en place simple et la calibration d’un laser IR sur un
microscope spinning disk, de montrer l’utilisation de ce laser pour chauffer localement un
embryon de C.elegans, et d’observer un moment après le choc thermique, l’expression
d’une protéine.
Keywords
Heat Shock
***
A43 - CORRELATIVE IMAGING : FROM CONFOCAL MICROSCOPY TO HIGH RESOLUTION (SIM)
Proposer/Coanimator
Lucie Sengmanivong
Romain Sikora
Abstract
The purpose of this workshop is to make acquisitions on the same sample using two
imaging techniques: confocal and structured illumination (SIM). One of the highlights of
this workshop is the use of a unique microscope combining two imaging modalities. After
acquisitions, magnification vector will be determined to correlate confocal and high
resolution images. During the workshop, two correlation softwares will be used one with
a commercial license (Nikon), and the other with a free software (Icy easy CLEM).
Acquisitions will be made on reference objects (beads) and biological samples (primary
cancer cells and / or neurons).
This workshop, in a innovative manner, will allow simultaneous confocal and high
resolution microscopy acquisitions, but also brings image correlation solutions.
Keywords
Structured Illumination Microscopy, correlative imaging, confocal microscopy, image
correlation
***
114
A44 - COUNTING PROTEINS WITHIN COMPLEXES BY SINGLE-MOLECULE LOCALIZATION MICROSCOPY
Proposer/Coanimator
Joel Beaudouin
Dominique Bourgeois
Abstract
Several fluorescence-based approaches allow the discrimination between monomers and
multimers in cells, but determining the exact stoichiometry of molecules within a
multimer represents a much greater challenge. Single-molecule localization microscopy
using photoswitchable fluorescent probes can tackle this challenge by spreading over time
the fluorescent events produced by individual molecules, allowing the counting of these
events. We will demonstrate this by measuring the stoichiometry of plasma membrane
receptors. We will perform a PALM experiment in TIRF mode on fixed HeLa cells
expressing the dimeric receptor CTLA-4 fused to mEos2. In parallel we will demonstrate
the different steps of the analysis: protein localization on individual frames, grouping of
localizations originating from single complexes and counting of blinking events. Finally, we
will show how the statistical analysis of these counts is quantitatively related to the
number of proteins per complex.
Keywords
Localization microscopy, PALM/STORM, counting, photoconversion
***
A45 - DECONVOLUTION 3D POUR LA MICROSCOPIE DE FLUORESCENCE
Proposer/Coanimator
Ferréol Soulez
Eric Thiébaut
Abstract
La déconvolution en microscopie de fluorescence 3D permet d’améliorer numériquement
la résolution, en compensant le flou introduit par le microscope. Ce flou est modélisé par
la convolution par une fonction d’étalement de point (PSF) décrivant la réponse
instrumentale et qu’il faut donc « inverser »: la déconvolution.
Cet atelier sera composé de 4 parties:
— une présentation théorique de la déconvolution,
— une illustration des algorithmes classiques en pratique avec ImageJ/Icy
— une description des limites (lorsque la PSF n’est pas connue, qu’elle varie dans le
champ).
-- un guide pour les utilisateurs dans l’utilisation d’un plugin de deconvolution aveugle
pour Icy lorsque la PSF n'est pas connue
Keywords
Deconvolution, Déconvolution aveugle, PSF variant avec la profondeur, Microscopie de
fluorescence
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115
A46 - HIGH SPEED LIFE IMAGING USING FPGA SYNCHRONISATION
Proposer
Julio Mateos Langerak
Abstract
We will demonstrate a barebones imaging platform that implements a number of
technical features in order to image life samples at very high speeds. We will present
- A python based software platform implementing a number of concepts to optimise
sample browsing with a minimum amount of sample exposure.
- A hardware control delegated to a FPGA to ensure a rapid and extremely precise and
accurate timing of all the components in an asynchronous way.
- The incorporation of very fast hardware components to optimise the system's
performance. In the presented system there will be a modulated laser excitation, sCMOS
camera and piezo X-Y-Z stage.
We will discuss the system in detail, advantages and disadvantages of an asynchronous
control of the microscope and improvements that the system is subject to.
We are demonstrating the system using a HeLa line that expresses a MS2-GFP construct
binding a specific RNA transcript and allowing its life visualisation.
Keywords
Fast life Imaging, Stroboscopic imaging, super-resolution
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A47 - HIGH-THROUGHPUT
SINGLE-DNA
MOLECULE
MICROSCOPY
USING
AUTOMATED
MICROPATTERNING
Proposer
Laurence Salome
Abstract
The Tethered Particle Motion technique consists in tracking the displacement of a
nanoparticle tethered through a DNA molecule to a coverslip. In that way, the
conformational changes in a DNA fragment can be monitored at the single molecule level.
During the workshop, we will show how this technique can efficiently parallelized using an
original biochip that we have developed in our group.
The different steps of the preparation of the experiments will be shown. It will start with
the automatized fabrication of the biochip by magnetic field assisted micro-contact
printing using the Innostamp machine developed by Innopsys.Then follows the assembly
of the observation fluidic chamber.
We will run a typical parallelized experiment, HT-TPM, and demonstrate the capacity of
this method to analyze several hundreds of molecules simultaneously in real time. We will
then show how this method can reveal a salt-induced compaction of the DNA or the
activity of a DNA enzyme.
Keywords
Parallelization, DNA, single molecule, bead tracking, micropatterning
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116
A48 - IMAGERIE A FEUILLE DE LUMIERE MULTIVUE ET CONFOCALE AVEC LE MUVI SPIM
Proposer/Coanimator
Sylvain De rossi
Virginie Georget
Abstract
Cet atelier a pour but de montrer que le système MuVi SPIM permet d'imager à très
grande vitesse, à bonne résolution (objectifs 25x/1.1) et à haut rapport signal sur bruit
(mode confocal), des petits échantillons vivants comme les embryons de drosophile, le
zebra fish, les sphéroides, et les ascidies.
Le microscope MuVI SPIM permet l'illumination simultanée (par l'intermédiaire de ces
deux bras d'excitation) de deux côtés de l'échantillon (gauche et droite). La détection
s'effectue par deux caméras sCMOS positionnées de part et d'autres de l'échantillon
(perpendiculaire à la feuille d'excitation).
La spécificité du système (mode confocal) est la synchronisation du scanning du faisceau
et de la lecture de la caméra sCMOS (mode rolling shutter) ce qui permet d'éliminer en
grande partie les effets de diffusion de la lumière dans l'échantillon et ainsi augmenter le
ratio signal sur bruit des images.
Keywords
Imagerie à feuille de lumière, imagerie multivues, mode confocale (slit mode), rolling
shutter, sCMOS, imagerie de la drosophile (stade larvaire)
***
A49 - IMAGERIE DE RETARDANCE OPTIQUE D’ECHANTILLONS BIOLOGIQUES SANS MARQUAGE PAR
MICROSCOPIE DE PHASE QUANTITATIVE RESOLUE EN POLARISATION
Proposer
Julien Savatier
Abstract
Nous analysons les composants biréfringents de cellules vivantes (cytosquelette) ou de
coupes tissulaires (fibres de collagène), sans marquage. Cela repose sur l’imagerie de
phase quantitative, combinée à la polarisation de la lumière. Nous plaçons un analyseur
de front d’onde mesurant une différence de chemin optique (OPD = dn e) sur un port
vidéo d’un microscope. Nous ajoutons un système qui polarise linéairement la lumière et
la fait tourner afin d’illuminer l’échantillon avec une série de polarisations linéaires
données. L’indice de réfraction des composants biréfringents varie selon la direction de la
polarisation de la lumière et sa direction de propagation par rapport à leur axe optique.
Une série d’images d’une zone à différents angles de polarisation donne des images
d’OPD, où tous les éléments sont contrastés. Un traitement numérique crée deux images
des seuls composants biréfringents, en retardance (Δn e, avec Δn biréfringence de
l’élément anisotrope) et en orientation.
Keywords
Imagerie, microscopie, phase quantitative, polarisation, biréfringence, sans marquage,
cytosquelette, collagène
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117
A50 - IMAGERIE MUTIPHOTONIQUE APPLIQUEE A L’ETUDE DU TRAFIC INTRACELLULAIRE IN VIVO :
EFFET DU MICROENVIRONNEMENT SUR LA LOCALISATION D’ENDOSOMES.
Proposer/Coanimator
Marie Irondelle
Anthony Simon
Abstract
Grâce à un modèle de xénogreffe de cellules cancéreuses, nous pouvons suivre l’évolution
de carcinome mammaire chez la souris. Pour permettre l’observation longitudinale de ces
tumeurs nous avons développé des chambres d’observation abdominales, permettant
l’imagerie multiphotonique in vivo.
Nous proposons d’utiliser l’imagerie multiphotonique multimodale (fluorescence et
génération d’harmonique) pour suivre à la fois les cellules tumorales, leurs organites
(endosomes) et les changements du microenvironnement (collagène) en fonction de
traitements pharmacologiques, sur des tissus épais.
Après présentation des différentes modalités d’acquisition et des chambres d’observation,
nous observerons la localisation des endosomes intracellulaires de différentes xénogreffes
dans les glandes mammaires traitées, préalablement fixées à différents temps de la
progression tumorale. Nous montrerons l’influence du microenvironement sur la
localisation d’endosomes au cours du temps.
Keywords
Multiphoton - intravital - SHG -THG- cancer - suivi de vésicules intracellulaires modification de l’environnement tumoral
***
A51 - IMAGING WHOLE ZEBRAFISH SPECIMEN AFTER CLARITY TRANSPARIZATION
Proposer
Pierre Affaticati
Abstract
We implemented a CLARITY-protocol to work with our specimens of teleost fish and other
vertebrates. We are now able to present a straight-forward pipeline from whole-specimen
labelling and imaging to 3D visualization, segmentation and analysis. We are convinced
that this technique can be of great benefit to the wider microscopy community. We will
demonstrate this technology by comparatively imaging transparized and non-transparized
immunolabeled specimens under conventional and CLARITY conditions. We want to
debate the strengths and weaknesses of our developments in imaging and data
management and hope to elicit a constructive discussion. For the CLARITY protocol
specimens with a high content of lipids, like nervous tissues, are rendered transparent.
Using confocal fluorescence microscopy in combination with an objective specifically
designed for the work at the very high refractive index of transparized zebrafish
specimens we will demonstrate the benefit of transparization.
Keywords
Neuroanatomy, clearing, wholemount imaging, zebrafish, CLARITY
***
118
A52 - LOCALISATION AXIALE EN NANOSCOPIE DE FLUORESCENCE
Proposer/Coanimator
Clément Cabriel
Guillaume Dupuis
Abstract
Nous utilisons en super-localisation les propriétés d'émission des fluorophores à
proximité de l'interface échantillon biologique/lamelle de verre pour en extraire la
position axiale absolue. Cette approche permet d'atteindre une précision de localisation
de 15 nm, mais qui diminue avec l'éloignement de la molécule par rapport à l'interface.
Afin de conserver une précision équivalente dans le premier micron de l'échantillon, nous
verrons comment la détection SAF peut s'associer avec l'introduction d'astigmatisme dans
la voie de détection.
Au cours de l'atelier, nous montrerons comment tirer parti de l'émission supercritique
(SAF) sur un dispositif de dSTORM standard (objectif x60 1.49), où l'émission SAF n'est en
général pas prise en compte. Les performances de la technique seront évaluées sur
différents échantillons de référence.
L'atelier sera couplé à celui proposé par Renaud Poincloux et Anaïs Bouissou afin de
mesurer de l'architecture moléculaire 3D des podosomes.
Keywords
Fluorescence, super-localisation 3D, fluorescence d'angle super-critique
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A53 - MESURES DE FCS ET ANALYSE ANOMALE IN VIVO : VERS UNE COMPREHENSION
DYNAMIQUE, ET FONCTIONNALITE DES COMPLEXES DE REGULATION DE LA TRANSCRIPTION
DE LA
Proposer/Coanimator
Mariano Gonzalez pisfil
Corentin Le nézet
Abstract
Transport, « molecular crowding », fixation : les complexes moléculaires ont différents
types de comportements au sein d’une cellule. Les techniques de FCS (Fluorescence
Correlation Spectroscopy) permettent de mesurer des déplacements moléculaires. Mais
les contraintes environnementales locales et la complexité du vivant rendent l’analyse des
mesures délicate. Selon le modèle dit anomal, la diffusion est influencée par les
interactions de ces complexes moléculaires avec leur environnent. En étudiant les effets
de mutations spécifiques de complexes de régulation de la transcription sur la valeur du
coefficient d’anomalité α, nous montrons que ce coefficient peut informer sur les
propriétés fonctionnelles de ces complexes. Le but de cet atelier sera d'initier les
participants 1) à la mise en œuvre pratique de la FCS ; 2) et à l’utilisation des outils pour
l'analyse et l’interprétation des mesures (tirées de notre travail ou apportées par les
participants)
Keywords
FCS, dynamiques moléculaires, diffusion anomale, PTEF-b
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119
A54 - MICRO/NANOSCOPIE DE FLUORESCENCE BASEE SUR LA COLLECTION DE L’EMISSION SUPERCRITIQUE PAR UN OBJECTIF A TRES GRANDE OUVERTURE NUMERIQUE
Proposer/Coanimator
Nicolas Bourg
Pierre Jouchet
Abstract
L’objectif de très grande ouverture numérique 1,7 (Olympus) permet d’améliorer les
performances de la micro/nanoscopie basée sur la détection de la fluorescence supercritique (SAF) d’un facteur 2. En microscopie, le SAF permet de distinguer simplement les
entités biologiques membranaires des entités intra-cellulaires situées plus en profondeur.
En nanoscopie SMLM, la composante SAF collectée par l'objectif 1,7 permet en théorie de
super-localiser la position axiale absolue de chaque fluorophore détecté par rapport à la
lamelle avec une précision de l’ordre de 5-10 nm. Dans cet atelier, nous discuterons de la
préparation des échantillons pour la micro/nanoscopie puis nous comparerons la
micro/nanoscopie SAF avec les différentes approches concurrentes. Les performances
seront comparées à celles obtenues avec un objectif 1,49 pendant ce même atelier et
pendant l’atelier proposé par Clément Cabriel caractérisation tri-dimensionnelle de
l’architecture moléculaire des podosomes.
Keywords
Micro/nanoscopie, fluorescence, super-critique
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A56 - MICROSCOPIE MULTIPHOTONIQUE IN-SITU ET TISSUS CLARIFIES
Proposer/Coanimator
Thomas Guilbert
Valérie Drouet
Abstract
Cet atelier est dédié à la présentation de la microscopie multiphotonique, de la cellule
jusqu'au petit animal. Nous présenterons les différentes possibilités offertes par la MMP
aux biologistes, en particulier dans le cadre d’échantillons maintenus en survie (tranches
de tissus), perfusés et d’organes clarifiés. La microscopie intra-vitale sera également
évoquée. Une démonstration d’imagerie sur tranches épaisses fixées sera faite, avec
explications de l’inclusion de tissus en gel d’agarose. Nous terminerons par l’imagerie
d’échantillons clarifiés, tissus et organes entiers.
- 30 min de présentation de la MMP et des applications possibles. Préparation des
tranches, inclusion en agarose, coupe, mise en situation, explications autours de la
clarification d’échantillons.
- 1h30 de TP sur microscope multiphoton, passage de différents échantillons, contrastes
de fluorescence, SHG/THG, tumeur en tranche, jusqu'à l’organe entier clarifié.
Keywords
Microscopie multiphotonique – tranches - clarification – microscopie in-situ
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120
A57 - MULTIPLE OPTICAL TRAPS:
AN EASY-TO-USE MODULE
Proposer/Coanimator
Philippe Girard
Amine Mehidi
Abstract
Optical trapping provides well-controlled loads into biological molecules, allowing
mechanical manipulation of individual molecules. In collaboration with us, C. Hubert from
Errol has recently developed a microscope module for multiple optical tweezers that can
be easily implemented on any commercial microscope port. We would like to present the
originality and the potentiality of this module. As an example, we plan to use it in order to
measure the dynamics of force transmission at the molecular level by using a FRET-based
tension biosensor inserted in E-cadherins. In this way, we could obtain the high spatial
resolution of FRET while maintaining the accurate manipulation capability of optical
tweezers.
Keywords
Optical tweezers, micromanipulation, mechanobiology, FRET tension biosensor, cadherin
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A58 - NEW DEVELOPMENTS FOR MULTIPLEXED OBSERVATION IN FLUORESCENCE MICROSCOPY
Proposer/Coanimator
Thomas Le Saux
Arnaud Gautier
Abstract
Our group has recently introduced two micro- and macro-scopy strategies allowing us for
multiplexed observation of distinct fluorescent probes absorbing and emitting in the same
wavelength range:
Y-FAST: a small monomeric protein tag enabling to fluorescently label proteins in a specific
manner through the reversible binding and activation of a cell-permeant and non-toxic
ligand which becomes fluorescent upon complexation.[1]
OPIOM : an imaging protocol which overcomes the limitations of spectral discrimination
by exploiting the time-domain response of a reversibly photoswitchable fluorescent probe
(e.g. Dronpa) submitted to an appropriate modulated illumination.[2]
In this workshop, we will expose the keypoints of both strategies and implement them in
various biolog
[1] M.-A. Plamont et al, Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 2016, 113, 497-502; [2] J. Quérard et al,
Angew. Chem. Int. Ed., 2015, 54, 2633-2637.
Keywords
Multiplexed fluorescence imaging, reversibly photoswitchable fluorescent proteins,
fluorogen-based reporters
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121
A59 - PERIPHERIQUES CONNECTES: REALISATION ET PILOTAGE DEPUIS MICRO-MANAGER
Proposer/Coanimator
Jerome Mutterer
Christian Rouviere
Abstract
Les systèmes clé-en-main ne permettent pas toujours de maîtriser exactement un design
expérimental. Cet atelier permettra de découvrir des technologies innovantes, libres et
simples d'utilisation pour mettre en œuvre le trio périphérique-microcontrôleur-logiciel.
Description du microcontrôleur libre Arduino. Communication avec un ou plusieurs
périphériques depuis micromanager par Ethernet ou sans fil avec un module 2.4GHz.
Exemple avec micromanager: pilotage d'un dispositif mobile d’acquisition d’image :
surveillance et analyse d’un tres large champ visuel dont la surface comprends plusieurs
boites de Pétri. Démonstration et discussion autour de systèmes déjà réalisés ou de
projets.
Cet atelier est la réalisation d'un projet proposé et édité par le groupe de travail Arduino
(électronique libre) du RT-mfm. Les fiches de réalisations de l'ensemble des projets du
groupe seront mises à disposition sur le site internet du RT-mfm.
Keywords
Pilotage, périphériques, communication, paramètres environnementaux, micromanager,
arduino
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A60 - PILOTAGE OPTIMAL EN MICROSCOPIE MULTIDIMENSIONNELLE
Proposer/Coanimator
Marc Tramier
Bouchareb Otmane
Abstract
L'atelier vise à présenter un développement technologique du laboratoire pour optimiser
la vitesse de pilotage d'un microscope et de ses périphériques. Pour observer le vivant, un
enjeu majeur de la microscopie est de pouvoir suivre rapidement les évènements
dynamiques observés. Il s’agit donc d’optimiser la vitesse d’acquisition d’images
multidimensionnelle (temps, z, couleurs, position de la platine du microscope…). Notre
projet a été de développer un module de communication multidirectionnelle des
périphériques via un boitier électronique de commande hors-soft et asynchrone. Cet
atelier fait la preuve de concept de l'utilisation de ce boitier pour des acquisitions
optimisées. Il s'agira de faire un comparatif avec des acquisitions classiques utilisant un
pilotage centralisé par logiciel.
Keywords
Microscopie de fluorescence - vitesse d'acquisition- pilotage asynchrone - communication
multidirectionnelle
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122
A61 - PREPARER UN EMBRYOÏDE
CAPSULE D’HYDROGEL
CELLULAIRE HUMAIN POUR L’IMAGERIE RAPIDE, INCLUSION EN
Proposer/Coanimator
Kévin Alessandri
Elvire Guiot
Abstract
Nous proposons au cours de cet atelier de montrer aux participants la préparation et
l’imagerie d’embryoïdes. Nous encapsulerons un nombre contrôlé de cellules dans une
coque d’Alginate, pour les manipuler, les cultiver, les confiner et les imager. Le système de
microfluidique pour l’encapsulation a été développé par l’équipe de Pierre Nassoy
(Alessandri 2013, PNAS). Les cellules encapsulées s’agrègent, se divisent puis forment des
agrégats cellulaires qui peuvent être considérés comme un modèle d’épiblaste (le tissu
dont le lignage est exclusivement embryonnaire chez les mammifères). Les échantillons
seront imagés en trois dimensions au cours du temps (4D) sur un microscope à feuille de
lumière commercial (DLS Leica), puis nous analyserons les résultats et présenterons
quelques techniques d’analyse biomécanique grâce aux mesures des variations
géométriques de la capsule d’hydrogel.
Keywords
hIPSC, 3D cell culture, embrioid bodies, microfluidics, SPIM
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A62 - PRINTING PROTEIN MICROPATTERNS FOR CELLULAR IMAGING
Proposer/Coanimator
Vincent Studer
Pierre-olivier Strale
Abstract
Recent studies in the field of cell biology have demonstrated the potential of protein
micropatterns as a powerful tool to control the cellular micro-environnement and cell
morphology. In this workshop we will introduce a new method for easy and fast printing
of protein micropatterns. This method, named LIMAP (Light Induced Molecular
Adsorption of Proteins) is based on a water-soluble photo-initiator which is able to tune
the antifouling property of a treated substrate when exposed to near UV light by a photoscission mechanism. We use a widefield DMD based projection system, namely the
PRIMO apparatus, plugged to a conventional epifluorescence microscope to generate
arbitrary grayscale patterns of UV light. Consequently, micron-scale adhesive patterns,
onto which proteins can adsorb, are printed on an antifouling PEG background within
seconds.
Keywords
Micropatterning, live cell imaging, cell based assays, protein printing, co-culture
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123
A63 - PROTRUSION FORCE MICROSCOPY
Proposer/Coanimator
Renaud Poincloux
Anais Bouissou
Abstract
Les podosomes sont des structures sous-micrométriques qui sont capables de générer des
forces de protrusion sur l’environnement extracellulaire. Nous avons développé une
méthode, que nous avons appelé Protrusion Force Microscopy, afin d’évaluer l’amplitude
de ces forces. Nous ferons la démonstration de cette méthode, qui consiste à cultiver des
macrophages sur un film suspendu de Formvar®, et à mesurer par microscopie à force
atomique les déformations nanométriques générées par les podosomes. Nous
présenterons comment, en se basant sur les mesures des propriétés mécaniques du
Formvar, sur les mesures de l’architecture des podosomes et sur un modèle mécanique
approprié, nous pouvons extraire une carte de force à partir de ces déformées.
Cet atelier sera couplé à un atelier organisé par Sandrine Lévêque-Fort et Nicolas Bourg
(ISMO, Orsay) sur l’imagerie supercritique des podosomes.
Références :
Proag A et al. ACS Nano 2015
Proag A et al. Methods 2015
Labernadie A et al. Nat Com 2014
Keywords
Atomic Force Microscopy, podosomes
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A64 - RECALAGE TRIDIMENSIONNEL X, Y, Z EN NANOSCOPIE
Proposer/Coanimator
Thomas Mangeat
Pierre Bon
Abstract
L'atelier devra sensibiliser, expliquer et puis proposer des solutions en terme recalage XYZ
pour les applications en nanoscopie. Le contrôle temps réel des dérives XYZ et le recalage
à posteriori des dérives mécaniques à l'échelle nanométrique sont des problèmes
technologiques important à résoudre pour un très grand nombre d'applications nano:
pointillismes, suivie de molécules uniques, pince optique, et enfin technique d'imagerie
corrélative (ICS, STICCS, PIV et flux optique).Nous présenterons une partie théorique et les
différentes stratégies existantes. Nous présenterons deux technologies : Ces techniques
utilisent l'information d'intensité et de phase d'un élèment diffusif et autorise une très
grande précision de recalage.La première est basée sur l'utilisation d'une caméra de
phase. La deuxième utilise une technique largement utilisée en pince optique appellée
Back Focal Plane intérferometry.
Keywords
Caméra de phase, back focal plane interferometry, recalage tridimensionel, temps réel.
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124
A65 - RECONSTRUCTION ET MODELISATION STATISTIQUE DE DISTRIBUTIONS SPATIALES 3D AVEC LE
LOGICIEL FREE-D
Proposer/Coanimator
Eric Biot
Philippe Andrey
Abstract
L'imagerie biologique en 3D est un outil pour analyser la distribution spatiale des cellules,
des compartiments ou des protéines. Une seule observation ne permet pas de mettre en
évidence des principes d'organisation spatiale. Nous avons développé une stratégie pour
intégrer au sein de représentations statistiques normalisées des données issues de
plusieurs échantillons.
Objectifs:
- les principes et les concepts d’une stratégie d’intégration de données d’imagerie dans
des représentations statistiques.
- pratique du logiciel Free-D :
* reconstruction de modèles géométriques 3D à partir de piles d’images;
* recalage multiple et moyennage de surfaces sur des ensembles de modèles 3D;
* normalisation spatiale non-linéaire entre modèles 3D;
* estimation paramétrique de densité et cartographie statistique d’objets ponctuels.
La démonstration portera sur l’étude de la distribution spatiale 3D d’une protéine dans
des cellules végétales, d'autres domaines pourront être présentés
Keywords
Microscopie confocale 3D, intégration de données, analyse de la distribution spatiale 3D,
Free-D
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A66 - SUPER RESOLUTION SIM ET MICRO PATTERNING
Proposer/Coanimator
Steven Nedellec
Philippe Hulin
Abstract
Nous avons comme projet d'atelier d'associer l'imagerie en super résolution SIM avec les
techniques de micro patterning "home made". Nous envisageons de préparer des
échantillons biologiques fixés sur des supports préalablement traités via la technologie
Primo (Alvéole) afin de passer les échantillons en 3D SIM et d'associer cette technique à
une approche de screening. A l'heure actuelle, les projets biologiques qui seront appliqués
à cette méthode restent encore à définir de notre côté, il s'agirait d'expériences de
translocation, internalisation, tracking sub cellulaire. Il s'agit de projets déjà éprouvés en
confocal et pour certains testés en SIM mais pas encore sur des patterns, chose que nous
validerons dans les semaines à venir.
Le déroulé de l'atelier consisterait en:
125
- Rappel de la méthodologie SIM
- Explication du micropatterning
- Acquisition d'échantillons fixés et traitement des données (type screening)
- Test sur échantillons vivants
Keywords
Structured Illumination Microscopy, MicroPatterning
***
A67 - SUPER-RESOLUTION 3D PAR IMAGERIE DE PHASE EN FLUORESCENCE
Proposer/Coanimator
Pierre Bon
Jeanne Linarès
Abstract
L'imagerie de phase a été développée pour l'imagerie sans marquage. Elle permet bon
nombre d’études sur des objets biologiques (de la bactérie au tissu biologique) mais
également sur échantillons calibrés. En particulier, les récentes avancées ont montrées
que l’information de phase provenant d’objets absorbants (ex. nanoparticules
métalliques) donne accès à une super-localisation 3D des particules avec une précision
nanométrique et ce en une seule image.
La transposition de ce concept à l’imagerie de fluorescence permet d’obtenir une superlocalisation 3D de molécules fluorescentes applicable directement à la microscopie de
super-résolution 3D par clignotement.
Au sein de ce TP, je discuterai de la problématique de la super-résolution 3D puis des
différentes techniques existantes permettant cette mesure 3D. Je me concentrerai alors
plus particulièrement sur le concept de l’imagerie de phase en fluorescence pour discuter
du concept mais également des avantages et inconvénients.
Keywords
Super-résolution 3D, interférométrie, dSTORM, imagerie de phase
***
A68 - TEMPERATURE MICROSCOPY IN LIVING CELLS
Proposer/Coanimator
Guillaume Baffou
Hadrien Robert
Abstract
Nous avons récemment développé une technique de microscopie thermique pour la
biologie. Cette technique est basée sur l'utilisation d'une caméra de front d'onde. Elle
permet d'imager le champ de température dans des cellules en culture avec une
résolution spatiale de 500 nm, une sensibilité de 1°C et une vitesse d'acquisition de 1 Hz.
Keywords
Cell biology, temperature, microscopy, phase imaging
126
***
A69 - COMMENT
GENERER DU CONTRASTE SUR N'IMPORTE QUEL MICROSCOPE SANS AVOIR
RECOURS A LA FLUORESCENCE ? DE L'ILLUMINATION OBLIQUE JUSQU'A L'IMAGERIE DE PHASE
QUANTITATIVE.
Proposer/Coanimator
Pierre Bon
Jeanne Linarès
Abstract
Bien que souvent négligée, une simple observation à l'oeil ou avec une caméra
scientifique standard peut donner bon nombre d'information sur l'échantillon. Au sein de
cette atelier je montrerai comment l'utilisation de stratégies coûtant de 0€ (ex.
illumination oblique) à 40k€ (imagerie de phase) peut permettre l'observation et le suivi
de cellules et quelles informations peut-on tirer de chaque approche. J'emploierai un
certain nombre de trucs et astuces simples à mettre en œuvre tout en restant
compatibles avec l'imagerie de fluorescence spécifique. Le but de ce TP est de reprendre
les bases de l’imagerie et de décomplexer les utilisateurs voyant le microscope comme
une boîte noire à laquelle il ne faut pas toucher d'une part et de mettre ce que des
concepts plus onéreux (imagerie de phase) peuvent apporter à une problématique en
biologie.
Keywords
Imagerie sans marquage, Mon-microscope-est-mon-ami, savoir et oser bidouiller sur un
microscope, imagerie de phase quantitative
***
A70 - COORDINATE-BASED
QUANTIFICATION OF SINGLE-MOLECULE LOCALIZATION MICROSCOPY
DATA
Proposer/Coanimator
Florian Levet
Anne Beghin
Abstract
In this workshop we will present various analytical methods designed to quantify singlemolecule localization microscopy (SMLM) data directly from the localization coordinates.
It aims at guiding users for choosing the most appropriate methods to their problem. This
workshop will focus on various freely available tools (Lama, Visp, MosaicIA, SR-Tesseler, KRipley’s function, etc.) that use localization coordinates for quantification. We will use
custom simulations, experimental data as well as datasets acquired during MiFoBio when
possible. We will discuss how experimental parameters, such as blinking, photoactivation
and labelling efficiency, can affect the quantifications and how they can be taken into
account. We will discuss the pros and the cons of the presented methods by summarizing
their capabilities with respect to a few categories (ease of use, number of parameters,
interpretation of the results, graphical feedback, etc.).
Keywords
Single-molecule localization microscopy, coordinate-based quantification, segmentation,
molecular counting
127
***
A71 - COULD ELASTICITY DIFFERENCE BE MEASURE ON NUCLEUS?
Proposer
Nelly Dubrulle
Abstract
The mechanical properties of the nucleus play an important role in the physiology of the
cell, however there is no clear and non-invasive way to measure these properties. Here
we aim at trying to identify stiffness differences between nucleus from a WT and a mutant
line. This mutant line is impaired nucleus structural proteins. The feasibility of nucleus
measure is the first goal of this experiment, and it's applies to any cell with a nuclei.
Mechanics of nucleus of animal cell is more known than mechanics of plant nuclei. This
test could be used as a first comparison between plant and animal.
Keywords
AFM, Nucleus, elasticity, plant
***
A72 - DECIPHERING LIPID DROPLET BIOGENESIS WITH LIVE STED IN PLANT TISSUES.
Proposer/Coanimator
Patrice Mascalchi
Lysiane Brocard
Abstract
In Green energy transition, Lipid Droplets (LDs) could play an important role in biofuel
production, especially when produced by non-edible plant parts. In this way, knowledge
of LDs biogenesis is required but remains unknown. Particularly, identification of protein
partners involved in this mechanism is missing. Recently, a new LD protein has been
discovered thanks to LD proteome (ongoing project). In this exploratory workshop, we
propose to observe the localization of this new marker in live plant tissues using STED
super-resolution imaging technique. First part will focus on the comparison of several
fluorescent proteins as candidates for the best conditions to perform this live STED
experiment. For the next part, we will evaluate the STED resolution potential for the
localization of this LD marker. In parallel, the same measurement will be achieved with a
Tri-Acyl-Glycerol lipid marker. Final trial will address the possibility to follow the dynamic
evolution of LD with STED imaging
Keywords
Lipid droplet, STED, live, plant, tissue
***
A73 - DECOUVERTE D'UNE
TECHNIQUE D'IMAGERIE SANS MARQUAGE
:
LA
MICROSCOPIE
TOMOGRAPHIE DIFFRACTIVE
Proposer/Coanimator
Matthieu Debailleul
Bertrand Simon
Abstract
128
Durant cet atelier, nous évoquerons tout d'abord les principes de la microscopie
holographique. La présentation d'une observation expérimentale permettra de montrer
les intérêts et les limites de cette technique. Nous montrerons ensuite comment il est
possible d'améliorer sensiblement la résolution des images obtenues précédemment en
utilisant une technique à synthèse d'ouverture : la microscopie tomographique diffractive.
Nous montrerons l'intérêt de cette technique originale qui permet d'obtenir une image
tri-dimensionnelle des propriétés optiques du spécimen observé en une dizaine de
secondes.
Les participants à l'atelier souhaitant amener des échantillons (préparés entre 2 lamelles)
seront les bienvenus.
Keywords
Tomographie diffractive, holographie, imagerie sans marquage, traitement de l'image
***
A74 - DISPOSITIF
DE CONTROLE DE FRONT D’ONDE ULTRA RAPIDE POUR FOCALISER DANS DES
MILIEUX DIFFUSANTS BIOLOGIQUES
Proposer
Baptiste Blochet
Abstract
La microscopie optique des tissus utilise les photons balistiques pour reconstruire
l'information en profondeur. Récemment, des techniques de contrôle de front d'onde par
des modulateurs spatiaux de lumière (SLM) ont été développées pour reconstruire
l'information portée par les photons multi-diffusés et imager en régime de diffusion
multiple. Le temps rapide de décorrélation des tissus vivants impose cependant
l'utilisation de SLMs également rapides. Nous présenterons un workshop dans lequel un
modulateur de phase à base de MEMS, ultra-rapide (10 kHz) sera utilisé pour refocaliser la
lumière incidente au travers d’un milieu physico-chimique modèle pour permettre aux
utilisateurs de se familiariser avec ces nouvelles techniques de refocalisation des photons
diffusés. Nous pourrons envisager de tester la focalisation à travers différents échantillons
biologiques accessibles lors de la conférence ainsi que de coupler ce système aux autres
plateformes d’imagerie disponibles.
Keywords
Imagerie en milieu diffusant, Contrôle de front d'onde
***
A75 - EXPLORING MULTIPLE COLOR 3D STORM MICROSCOPY
Proposer/Coanimator
Lydia Danglot
Tristan Piolot
Abstract
We plan to use multiple color STORM microscopy to unravel the position of different
molecules in super-resolution microscopy on fixed samples. We will try both neuronal
cells and classical epithelial HeLa cells. Depending on the availability in the culture room
129
we could also test autofluorescent marine organism. As an exploration workshop we will
make our best to image 2 to 4 fluorophores on our samples in 3D. The position of the
molecules will be merge with our counterstained cells imaged in 3D thanks to the spinning
disc.
Keywords
3D STORM, super-resolution, spinning-disc
***
A76 - IMAG’IN ADULT BRAIN
POUR UNE ANALYSE 3D ?
NETWORK: COMMENT CONCILIER RESOLUTION ET PROFONDEUR
Proposer/Coanimator
Lydia Danglot
Alexandre Dufour
Abstract
L’imagerie du système nerveux nécessite d’apprivoiser les différentes échelles biologiques
: de la mosaïque d’image en 3D pour l’imagerie des réseaux neuronaux jusqu’à la superrésolution pour visualiser les récepteurs en nanodomaines synaptiques. Lydia Danglot
(Neurobiologiste, Inserm) et Alexandre Dufour (Intelligence artificielle et traitement
d'image, Institut pasteur) proposent ici un atelier combinant l’acquisition d’image multicouleur en profondeur (confocal et STED 3D) suivit des méthodes disponibles pour la
visualisation et la quantification de l’arborisation neuronale et des molécules synaptiques.
L’atelier commencera par un bref rappel sur les bonnes pratiques destinées à l’imagerie
en profondeur (échantillonnage, résolution, milieu de montage, objectif, transparisation).
Il sera suivit par une série d’acquisition en profondeur sur des coupes de tissus classiques
ou clarifiées. Enfin les méthodes d’analyse morphométriques seront présentées (Imaris,
Vaa3D, ImageJ et Icy).
Keywords
3D, neurones, synapse, imagerie en profondeur, STED, transparisation, résolution,
segmentation, quantification.
***
A77 - IMPRESSION 3D POUR LA BIOLOGIE ET SES SYSTEMES D'ACQUISITION
Proposer/Coanimator
Brice Detailleur
Ludovic Leconte
Abstract
La finalité de cet atelier est de savoir manipuler une imprimante 3D en créant une pièce
de A à Z !
L’atelier a pour objectif d’acquérir les bases théoriques et pratiques de la conception 3D
assistée par ordinateur (CAO) à partir des logiciels Solidworks et Freecad. Des pièces pour
la microscopie seront proposées et réalisées (chambre micro-fluidique, inserts de
microscope, porte-lame, bague C…)
130
- Dans un premier temps, nous expliquerons le fonctionnement d’une imprimante 3D et
listerons les différents techniques & modèles.
- La seconde phase consistera à utiliser un des logiciels de CAO qui sera préalablement
présenté.
- Une fois la conception de la pièce terminée, nous utiliserons deux imprimantes 3D FDM
et polyjet, le prêt de l'imprimante 3D FDM est acquis (les modalités sont à définir)
Keywords
Imprimante 3D, prototypage rapide, micro-usinage, CAO, Solidworks, freecad, plateforme
d'imagerie, résine, micro-fluidique
***
A78 IN TOTO IMAGING OF DEVELOPING EMBRYOS BY SPIM (PHASEVIEW UPRIGHT MICROSCOPE
OR LEICA INVERTED MICROSCOPE) OR HORIZONTAL 2-PHOTON LSM (LAVISIONBIOTECH)
Proposer
Nadine Peyrieras
***
A79 - INDUCTION
OF MICROPATTERN OF BIOLOGICAL ACTIVITY BY HIGH-RESOLUTION
OPTOGENETIC CONTROL THROUGH A DMD MODULE.
Proposer
Olivier Destaing
Abstract
We propose to use DMD technology to induce micropattern of Src kinase activity by using
light patterning induced by DMD. These types of patterns should be the following steps in
the control of cell shape after the use of microfabricated micropatterns. Indeed, thèse
patterns are modulable by simple change of light patterning and allow investigating the
dynamic response of a cellular system in addition to its steady state régime. We propose
to use two types of optogentic probes allowing to control Src activity in space and time
and then to control adhésion formation and turnover.
Keywords
Optogenetic, Tirf multiple wavelength, DMD , multipositions
***
A80 - LE POINTILLISME : ETAT DES LIEUX
Proposer/Coanimator
Béatrice Durel
Pierre Bourdoncle
Abstract
Dans cet atelier, nous nous proposons de rappeler les éléments indispensables
nécessaires sur un microscope pour les techniques de microscopie par pointillisme. Pour
cela nous proposons de travailler sur 2 systèmes différents (GSD-3D Leica et Vutara
Bruker) pendant l'atelier, cela permettra aux participants d'avoir des éléments de
comparaison pour mieux comprendre les points clés de la technique de pointillisme.
131
Nous feront un point sur la situation concernant les items suivants :
- multi-couleurs (préparation des échantillons, choix des fluorochromes, tampons de
clignotement… où en est-on?) Nous observerons l'efficacité de clignotement de différents
fluorochromes, selon la puissance de laser appliquée.
- 3D (lentille cylindrique ou biplan : avantages et inconvénients, outils disponibles de
reconstruction et d'analyse, précision de localisation…)
- Analyse post acquisition : quels logiciels libres, avantages et inconvénients, paramètres…
Keywords
Super résolution PALM STORM, multi marquages, 2D, 3D, traitement d'images
***
A81 - LEGOLISH LEARNING LIGHT SHEET MICROSCOPY PLAYING WITH LEGOS
Proposer
Jordi Andilla
Abstract
Breaking the co-linear configuration of standard EPI-fluorescence microscopes, as it is
done in Light Shet microscopy, can be somehow puzzling. This workshop will present the
LEGOLish. This device is completely build with LEGO pieces and includes all the elements
present in a Light Sheet microscope system. The workshop will include a quick explanation
of the system, the main parts of the device, a demonstration using test samples and,
finally, it will be possible to make some tests with samples from the participants on the
workshop. This device is an outreach initiative from the ICFO, the IRB and the CRG from
Barcelona to facilitate the understanding of light sheet microscopy.
Keywords
Light Sheet, LEGO, Microscopy, outreach
***
A82 - MAITRISE DES CONDITIONS EXPERIMENTALES D’IMAGERIE PHOTONIQUE
Proposer/Coanimator
David Geny
Damien Schapman
Abstract
La maîtrise des conditions expérimentales est souvent négligée lors d’acquisition sur
cellules vivantes. Or des variations de températures, de concentration en CO2, et autres
paramètres influent sur plusieurs facteurs d’imagerie tels que l’alignement laser, la
résolution latérale/axiale ou encore la viabilité cellulaire, facteurs qui peuvent mettre en
cause la fiabilité des résultats pour une étude au cours du temps
Nous proposons ici une sensibilisation au contrôle de ces différentes conditions
Nous effectuerons une expérience d’imagerie time lapse en super résolution sur cellules
vivantes, ce qui nous permettra de visualiser en et constater l’effet des variations de flux
d’air, de température et de concentration en CO2 sur le microscope et sur l’échantillon
132
biologique (résolution, drift Z, viabilité cellulaire…) directement lors de l'acquisition. Nous
présenterons des recommandations et des solutions techniques éventuelles pour
répondre aux effets constatés.
Keywords
Dérive, Microscopie Confocal et Plein Champ, Time-Lapse, Microscopie de superrésolution, Conditions Expérimentales, métrologie
***
A83 - MICROSCOPIE CONFOCALE DE REFLEXION COUPLEE A LA FLUORESCENCE POUR ETUDIER
L'INTERACTION DE CELLULES AVEC LA SURFACE DE MATERIAUX OPAQUES ET/OU STRUCTURES
Proposer/Coanimator
Tatiana Petithory
Laurent Pieuchot
Abstract
Dans cet atelier, nous proposons de présenter une technique d’observation de cellules en
contact avec des surfaces micro-structurées opaques comme du titane, des polymères ou
des céramiques.
Le système d’imagerie repose sur un microscope confocal droit équipé de modes de
réflexion, de fluorescence, et d'objectifs à immersion à eau. Ce montage permet
d’acquérir simultanément des images de fluorescence et de réflexion. Cette approche
permet d'observer le comportement dynamique des cellules et des organites à l’interface
de surfaces structurées et opaques sans avoir à retourner le système, et en
s’affranchissant des problèmes liés à la distance focale. Le comportement cellulaire est
ainsi instantanément corrélé à la topographie de surface.
Keywords
Confocal droit surfaces opaque structurée cellules vivantes réflexion fluorescence live
imaging
***
A84 - PILOTAGE D'UNE SOURCE MULTI-LED ET APPLICATION A UNE SONDE PHOTO-INDUCTIBLE:
CRY2-CIBN
Proposer/Coanimator
Sebastien Schaub
Maéva Gesson
Abstract
L'objectif de cet atelier est de combiner un développement instrumental simple et un
outil biologique adaptable.
Instrumentalement, on présentera :
- les éléments optiques du système multi-LED,
- l'architecture Arduino,
- le pilotage à la fois manuel, par ordinateur et par smartphone (Bluetooth).
Via le logiciel d'acquisition (micromanager ou autre….) il permet d'acquérir rapidement
des séquences d'illumination variables.
133
On appliquera le système à un modèle biologique permettant d'étudier une interaction
protéine-protéine. Dans le système Cry2/CIBN, cette interaction est induite par une
excitation lumineuse, qui a l'avantage d'être réversible. Afin d'illustrer le phénomène, au
moyen de la protéine membranaire tagguée Cry2-GFP, nous montrerons le recrutement à
la membrane d'une protéine cytoplasmique tagguée CIBN-mCherry. On discutera de
l'adaptation de l'outil en fonction de la problématique des participants.
Keywords
Arduino, instrumentation, Cry2CIBN, photo-induction
***
A85 - SPATIAL DISTRIBUTION ANALYSIS OF 3D INTRACELLULAR EVENTS
Proposer/Coanimator
Thierry Pécot
Charles Kervrann
Abstract
Automatic analysis of the spatial distribution of intracellular events such as segmented
subcellular structures or dynamic processes like vesicle trajectories is crucial for
understanding molecular mechanisms involved in cell functions. In this workshop, we
propose to present QuantEv, a generic and non-parametric framework to quantitatively
analyze and visualize the spatial distribution of intracellular events observed in 3D
fluorescence video-microscopy for different cells. We will show how to use QuantEv on a
few case examples through the Mobyle web portal developed by the SERPICO team
(http://mobyle-serpico.rennes.inria.fr/). Additional methods for image co-localization and
trajectory classification will also be presented at the end of the workshop. The
participants will be invited to test their own images, potentially acquired with the set-ups
on site.
Keywords
Spatial distribution quantification and visualization, bioimage informatics, applied
mathematics and computer science, fluorescence microscopy.
***
A86 - TIME-GATED MICROSCOPY USED TO RESOLVE TERBIUM TO QUANTUM DOT FRET IN CELLS
Proposer/Coanimator
Marcelina Cardoso dos santos
Niko Hildebrandt
Abstract
Time-gated FRET using the unique material combination of long-lifetime terbium
complexes (Tb) and semiconductor quantum dots (QDs) provides many advantages for
highly sensitive and multiplexed biosensing. Although time-gated detection can efficiently
suppress sample autofluorescence and background fluorescence from directly excited
FRET acceptors, Tb-to-QD FRET has been rarely exploited for biomolecular imaging. During
this workshop we would like to present and teach time-gated microscopy applied to
detect Tb-to-QD FRET that can be applied for imaging of live or fixed cells. The broad
usability of Tb-to-QD FRET can be demonstrated by intracellular multicolor Tb-to-QD FRET
134
using microinjection as well as cell penetrating peptide mediated endocytosis with HeLa
cells. Multiplexed biosensing at very low concentrations (~nM), and the quick and
sensitive detection are highly important advantages for advanced live cell imaging of
biomolecular interactions.
Keywords
FRET, cell biosensing, time-gated microscopy, time-resolved measures
***
A87 - WHICH SUPER-METROLOGY TOOLS FOR SUPER-RESOLUTION MICROSCOPY?
Proposer/Coanimator
Orestis Faklaris
Jean-bernard Fiche
Abstract
The objective of this workshop is to define the tools and methods for measuring the
performances of PALM/STORM microscopes. We address the importance of major
parameters: the sample preparation (fixation-permeabilisation), the labeling density, the
acquisition/filtering settings (number of frames, laser power).
The workshop is divided into three parts.
First, we will test biological samples (cell filaments) to address the parameters that alter
the final resolution (antibody distances, labeling artefacts).
Second, we will use DNA-Origami (home-made and commercial) and define
preparation/acquisition protocols. Origamis are a new promising tool for metrology due to
the well-defined dye distance, but there are still open questions regarding the distance
homogeneity.
Finally, a concluding interactive discussion will help to summarize the experimental results
and show how metrology can improve the quality and interpretation of super-resolution
measurements.
Keywords
Metrology, artefacts, super-resolution microscopy, microtubules, origami, Rayleigh
distance
***
A88 -CAMERA SIMULATION ENGINE (VIRTUALLY TEST CAMERA PERFORMANCE)
Proposer
Rémy Flores-Flores
Abstract
Quantitative fluorescent imaging requires optimization of the complete optical system
including the detector. Such considerations are especially true for precision localization
microscopy such as PALM and STORM where the precision of the result is limited by the
noise in both the optical and detection systems. Here, we present a Camera Simulation
Engine (CSE) that allows comparison of imaging results from CCD, CMOS and EMCCD
cameras under various sample conditions and can accurately validate the quality of
precision localization algorithms and camera performance. We have used the Camera
Simulation Engine to validate experimental data showing that certain current scientific
CMOS technology outperforms EMCCD in most super resolution scenarios. Our results
135
support using the CSE to efficiently and methodically select cameras for quantitative
imaging applications. Furthermore, the CSE can be used to robustly compare and evaluate
new algorithms for data analysis and image reconstruction.
Keywords
Camera Simulation Engine (CSE), Scientific CMOS, EM7CCD, localization microscopy super
resolution
***
A89 - FLUOSIM: SINGLE MOLECULE DYNAMICS SIMULATOR FOR LIVE CELL FLUORESCENCE IMAGING
AND SUPER-RESOLUTION MICROSCOPY
Proposer/Coanimator
Olivier Thoumine
Matthieu Lagardère
Abstract
We have built a software that mimics live cell imaging experiments in cell biology
(Lagardère et al.).
The simulator calculates and displays in real time the positions and intensities of millions
of molecules in cell geometries imported from 2D images. Positions are updated
according to dynamic properties (diffusion, trapping, flow), and intensity is based on laser
power and photo-physics (activation, bleaching).
The program can mimic typical experiments including Single Particle Tracking,
Fluorescence Recovery After Photobleaching, and Fluorescence Correlation Spectroscopy.
This simulator can thus greatly help researchers to design, interpret and predict their
experiments.
We want to demonstrate this simulator to a large audience of researchers interested in
live cell imaging. It is very user-friendly and can serve as a tool to teach fluorescence
based bio-imaging. We want both to have the feedback of users on the capacities of our
simulator, and disseminate its use.
Keywords
Monte Carlo simulations, Diffusion-Reaction, Single Particle Tracking, Fluorescence
Recovery After Photobleaching, Fluorescence Correlation Spectroscopy
***
A90 - LA MICROSCOPIE STED : DE LA PREPARATION A LA SUPER RESOLUTION
Proposer/Coanimator
Nicolas Goudin
Corinne Lebreton
Abstract
Le STED 3X technique de super résolution
Dans le cadre d'une étude de structures biologiques à la limite ou en dessous de la limite
de résolution optique, nous allons aborder la technique STED.
136
Nous décririons succinctement le principe de cette technique afin de comprendre par la
suite le choix des sondes fluorescentes et les contraintes de préparation des échantillons.
Nous travaillerons ensuite sur 2 type d'échantillons biologiques :
Une étude de colocalisation triple marquage sur cellules (Caco2) avec marquage de
structures vésiculaires (endosomes et lysosomes) d'un technique duolink pour des
interactions et enfin un marquage des fibres de stress de la cellule.
Le second échantillon est un marquage simple des centrosomes, structures subcellulaires.
Tout au long des acquisitions nous ferons systématiquement un parallèle images STED vs
images Confocal
Keywords
Super resolution / STED / colocalisation / isotropie
***
A91 - SIMULATION ET ANALYSE DE TRAJECTOIRES INTRACELLULAIRES OU MEMBRANAIRES
Proposer/Coanimator
Hugues Berry
Cyril Favard
Abstract
L'objectif de cet Atelier est de donner les bases pratiques pour la simulation par
ordinateur des principaux types de mouvements aléatoires observés dans la cellule ou ses
membranes: marches aléatoires discrètes ou en temps continu, modèles de diffusion
anomale, mouvement intermittent Brownien / actif (balistique), coefficient de diffusion
dépendant de l'espace... Nous présenterons aussi les techniques de base d’analyse des
trajectoires ainsi générées, telles que le déplacement quadratique, les moyennes
temporelles et d’ensemble, la distribution des angles, les fonctions cumulatives des
déplacements, etc. Afin d'éviter les obstacles dus au langage de programmation, nous
proposerons d'utiliser un langage simple d'utilisation et souvent déjà utilisé par
beaucoup, par exemple les langages de type Matlab/Scilab/Octave/SciPy.
Keywords
Trajectoires, Marches aléatoires, Simulation, Classification
***
137
SPONSORS
SPONSORS
Sponsor Equipements et consommables
Combo Microtech
Olivier Chanteux
[email protected]
15 rue du Chêne Germain
35510 Cesson-Sévigné
+33(0)7 81 405 406
Volumic
https://www.imprimante-3dvolumic.com/fr/volumic-3d.cfm
Cédric Cecconi
[email protected]
Optoprim
http://www.optoprim.com/
François Beck
[email protected]
Yann Joly
[email protected]
Mokascience
http://www.mokascience.com/
Karine Labour
[email protected]
Jeremy Schilling
[email protected]
138
Sponsor Pauses café et Prix
PI
https://www.physikinstrumente.com/
Stephane Bussa
[email protected]
Ultivue, Inc.
http://www.ultivue.com/
Louis Levy
[email protected]
763D Concord avenue, Cambridge, MA
02138-1044
Office: (+1) 617-945-2662 | Mobile: (+1)
617-319-7935
Chromalys
http://www.chromalys.fr/
Marc Verelst
[email protected]
Ibtissem Gueriri Drissi
[email protected]
Irisiome
Romain Royon
[email protected]
Romain Dubrasquet
[email protected]
Iprasense
http://www.iprasense.com/
Geoffrey Esteban
[email protected]
Arivis
https://www.arivis.com/
Christophe Dossantos
[email protected]
David Wiles [email protected]
Belambra
http://www.belambra.fr/
139
PARTENAIRES
PARTENAIRES
CULTURE CELLULAIRE MIFOBIO 2016
http://www.dutscher.com
Marianne MARCEAU
[email protected]
33(0)4.78.43.85.05
33(0)6.23.38.97.86
http://www.eppendorf.fr
Olivier MBAREK
[email protected]
33(0)1 30 15 67 45
33 (0)6 24 64 69 25
http://www.bertin.fr/
Olivier VARET
[email protected]
33(0)1 39 30 62 91
33(0)6 79 13 03 96
http://www.thermoscientific.com
Pascal PLUQUET
[email protected]
33(0)6.86.16.91.82
Majid TOUKA
[email protected]
33(0)6 82 84 61 09
http://www.ozyme.fr/
Isabelle AUFORT
[email protected]
33(0)1 30 85 92 92
33(0)6 75 01 40 77
Pierre-Olivier de FRANCO
[email protected]
33(0)6 70 79 48 38
http://www.clinisciences.com
Florence LEFEU
[email protected]
33(0)9 77 40 09 09
http://www.hettichlab.com
Nicolas RUBENSTRUNK
[email protected]
33(0)4 72 49 01 62
33(0)6 72 62 68 27
140
PARTENAIRES MIFOBIO 2016
AbbeLight
http://www.abbelight.com/
Jean Baptiste Marie
[email protected]
Andor –Bitplane
http://www.andor.com/
William Fresquet
[email protected]
Bruno Combettes
[email protected]
Georgia Golfis
[email protected]
AMS Technologies
http://www.amstechnologies.com/fr/home/
Jean-lou Gauzere
[email protected]
Valérie Stachow
[email protected]
ARGOLIGHT
Dr. Gautier PAPON - Co-Founder & CEO
Tel : +33 (0)6 31 64 26 67
Argolight, A Precision Company
www.argolight.com
Alveolab
www.alveolelab.com
Mathieu Opitz
[email protected]
Aurélien Duboin
[email protected]
BIOAXIAL
http://www.bioaxial.com/
Georges Tabary
[email protected]
24 rue du Faubourg Saint-Jacques
75014 Paris, FRANCE
Tel : +33 (0)6 52 01 76 49
141
PARTENAIRES Mifobio 2016
BRUKER NANO SURFACES DIVISION
https://www.bruker.com/fr.html
jerome Beaumale
[email protected]
Michel Biocco
[email protected]
7 rue de la Croix Martre
91120 Palaiseau, France
Tel : +33 1 72 86 61 04
COHERENT FRANCE
Jean-Luc TAPIÉ - Directeur Commercial,
Coherent Francetel : +33 1 80 38 10 11
portable: +33 6 09 17 40 72
Dom. Techno. de Saclay – Bat. Azur
4 rue Rene Razel, 91892 Orsay Cedex – France
[email protected]
www.coherent.com
Errol
http://www.errol-laser.com/
Christian Hubert
[email protected]
GE Healthcare
www.gelifesciences.com
David Pointu
[email protected]
Florian Bossard
[email protected]
HAMAMATSU PHOTONICS France
www.hamamatsu.fr
Antoine Discher
[email protected]
Bruno Enica
[email protected]
8, Rue du Saule Trapu
Parc du Moulin de Massy,
91882 Massy Cédex – France
Tel : 01 69 53 71 00
Innopsys
http://www.innopsys.com/fr/
Benjamin Berteloite
[email protected]
142
LAVISION BIOTEC GmbH
Christian Feuillet - Technico commercial
TEl : 07 85 27 81 15
LaVision BioTec GmbH, Astastr. 14, 33617
Bielefeld
Tel : 00 49 521 915139-0
[email protected]
www.lavisionbiotec.com
LEICA MICROSYSTEMS
Stéphane GUEGUEN
Tel : 06.11.29.37.42
[email protected]
86, avenue du 18 Juin 1940
92563 Rueil-Malmaison – France
Tel : 01 47 32 85 32
www.leica-microsystems.com
LORDIL
www.lordil.fr
Emmanuel Humbert
[email protected]
Mickael Morgant
[email protected]
54, Chemin des Vignes
83560 Vinon sur Verdon
Mobile : 06 32 85 96 44
Loreal
http://www.loreal.fr/recherche---innovation
Nicolas Tissot
[email protected]
Thomas Bornschlögl
[email protected]
1 avenue Eugène Schueller BP22
93600 Aulnay-sous-Bois – France
Luxendo
http://luxendo.eu/
Jürgen Mayer
[email protected]
Malte Wachsmuth
[email protected]
143
NEWPORT SPECTRAPHYSICS
www.spectra-physics.com
Sabrina Pfeffer
[email protected]
Guy Flaquière
[email protected]
Spectra-Physics
9, rue du Bois Sauvage
91055 Évry Cedex - France
Office Tel: +33-1-60-91-68-68
NIKON FRANCE S.A.S
Sandrine Batard
Sales administration & Marketing Manager
DDI : +33(0)1 45 16 45 29
Mob : +33(0)6 85 59 47 48
[email protected]
191 rue du marché rollay
94504 Champigny/Marne Cédex – France.
www.nikon.fr
OLYMPUS France
Philippe Rouhier, Directeur Bio-industrie
France et Benelux
[email protected]
74 rue Arcueil – SILIC 165
94533 Rungis – France
Tel : 01 45 60 23 46
www.olympus.fr
OPTON LASER INTERNATIONAL
Alessia QUATELA,
OPTON LASER INTERNATIONAL
Parc Club Orsay Université
29, rue Jean Rostand
91893 ORSAY Cedex - FRANCE
Tel : +33-(0)1.69.41.04.05
Fax : +33-(0)1.69.41.32.90
Web Site : www.optonlaser.com
Mail : [email protected]
Oxxius
http://www.oxxius.com/fr
Pascal Voluer
[email protected]
Arnaud Maguis
[email protected]
144
PERKIN ELMER
Evelyne de Bouteiller, Marcom Specialist
France
[email protected]
Phone : +33 (0)1 69 59 84 60
Mobile : +33 (0)6 89 52 37 25
ZA Courtaboeuf, 16 Avenue du Québec, Bât
Lys, 91140 Villebon sur Yvette, France
www.perkinelmer.com
PHASICS
http://www.phasicscorp.com/
Benoit Wattellier
[email protected]
Marie Begona Lebrun
[email protected]
XTEC BAT 404
Campus de l’Ecole Polytechnique 91128
Palaiseau
Tel : +33 1 69 33 89 93
Phaseview
http://phaseview.com/
Gael Launay
[email protected]
PHOTON LINES
Thomas Gelot
[email protected]
30 av de l’Amiral Lemonnier BP 51
78164 Marly le Roy Cedex
Tel: 01 30 08 99 00
www.photonlines.com
PICOQUANT
Uwe Ortmann
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http://www.picoquant.com
Rudower Chaussee 29
SHIPPING: Kekulestrasse 7
12489 Berlin - Germany
Tel: +49-(0)30-6392-6929
Fax: +49-(0)30-6392-6561
145
ROPER SCIENTIFIC
Eric Morcet
[email protected]
ZI Petite Montagne Sud - 4 rue de l’Oisans
91017 EVRY Cedex – France
Tel : 01 60 86 03 65
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SANOFI-SYNTHELABO
Al Hassan CASSE
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Global Biotherapeutics-Bio Innovation
Molecular Histology group
TÉL. : +33 (0) 1.58.93.81.13
13, Quai Jules Guesde
94400 – Vitry/Seine – France
www.sanofi-aventis.com
VIB&TEC
Benjamin Maffe
15 rue Saint-Louis
F-68220 – HESINGUE – France
Tel : + 33(0)3 89 69 11 90
Cell : + 33(0)6 71 25 31 33
[email protected]
www.vib-et-tec.fr
CARL ZEISS S.A.S
Fabrice Schmitt
Phone: +33 1 34 80 20 49
Mobile: +33 6 82 84 35 56
[email protected]
http://www.zeiss.fr/micro
60, route de Sartrouville
78230 LE PECQ – France
Tel: 01 34 80 20 49
www.zeiss.fr
146
LISTE DES PARTICIPANTS
Mme Sophie ABÉLANET
[email protected]
Institut Jacques Monod
Paris
Mr Remy AGNIEL
[email protected]
Université de Cergy Pontoise
Cergy Pontoise
Mme Carine ALCON
[email protected]
Biochimie et Physiologie Moléculaire des Plantes
Montpellier
Mme Sophie ALLART
[email protected]
Centre de Physiopathologie de Toulouse Purpan
TOULOUSE
Mr Jordi ANDILLA
[email protected]
ICFO
Barcelone
Mr Leonid ANDRONOV
[email protected]
Institut de génétique et de biologie moléculaire et
cellulaire
Illkirch-Graffenstaden
Mme Florence APPAIX
[email protected]
Grenoble Institut des Neurosciences (GIN)
La Tronche
Mr Yoann ATLAS
[email protected]
CIRB - Collège de France
Paris
Mme Claude-Marie BACHELET
[email protected]
Plate-forme Imagerie Cellulaire Pitié-Salpêtrière
PARIS
Mr Guillaume BAFFOU
[email protected]
Institut FRESNEL
Marseille
Mr Hilton BARBOSA DE AGUIAR
[email protected]
Laboratoire Kastler-Brossel
Paris
147
Mr Pierre AFFATICATI
[email protected]
Institut de Neurosciences Paris-Saclay
Gif Sur Yvette
Mr David AKBAR
[email protected]
Institut du Cerveau et de la Moelle épinière
Paris
Mr Kévin ALESSANDRI
[email protected]
Laboratoire photonique, numérique et
nanosciences
Talence
Mr Simon AMEER-BEG
[email protected]
King's College London
London
Mr Philippe ANDREY
[email protected]
Institut Jean-Pierre Bourgin
Versailles
Mme Karine ANSELME
[email protected]
Institut de Science des Matériaux de Mulhouse
Mulhouse
Mme Francoise ARGOUL
[email protected]
Laboratoire Ondes et Matières d'Aquitaine
Talence
Mr Sergiy AVILOV
[email protected]
Max Planck Institute of Immunobiology and
Epigenetics
Freiburg
Mr Volker BAECKER
[email protected]
BioCampus Montpellier
Montpellier
Mr Martial BALLAND
[email protected]
Laboratoire interdisciplinaire de Physique
Grenoble
Mme Nelly BARDET
[email protected]
Institut FRESNEL
Marseille
Mr Xavier BAUDIN
[email protected]
Paris
Mr Quentin BEAUFILS
[email protected]
Laboratoire de Physique des Lasers, Atomes et
Molecules
Villeneuve d'Ascq
Mme Elisabeth BELLARD
[email protected]
Institut de Pharmacologie et de Biologie Structurale
TOULOUSE
Mme Magalie BÉNARD
[email protected]
Plate-Forme PRIMACEN
Mont-Saint-Aignan
Mr Hugues BERRY
[email protected]
INRIA Grenoble Rhône-Alpes
Villeurbanne
Mme Laetitia BESSE
[email protected]
Plateforme Imagerie Gif
Gif sur Yvette
Mr Gabriel BIDAUX
[email protected]
Laboratoire de recherche Cardiovasculaire,
Métabolisme, Diabétologie et Nutrition
Bron
Mr Eric BIOT
[email protected]
Institut Jean Pierre Bourgin
Versailles Cedex
Mr Olivier BLANC
[email protected]
Paris
Mme Marie BLAVIER
[email protected]
Laboratoire d'études spatiales et d'instrumentation
en astrophysique
Meudon
Mr Alexandre BOKHOBZA
[email protected]
Laboratoire de physiologie cellulaire
Villeneuve d'ascq
Mr Frédéric BOLZE
[email protected]
Laboratoire de Conception et Application des
Molécules Bioactives
Illkirch
Mr Joel BEAUDOUIN
[email protected]
Institut de Biologie Structurale
Grenoble
Mme Anne BEGHIN
[email protected]
Institut Interdisciplinaire de NeuroSciences
Bordeaux
Mme Amena BEN YOUNES
[email protected]
Centre de Recherche des Cordeliers
Paris
Mr Ales BENDA
[email protected]
Imaging Methods Core Facility
Vestec, République Tchèque
Mme Giulia BERTOLIN
[email protected]
Institut de génétique et développement de Rennes
Rennes
Mr Paolo BIANCHINI
[email protected]
Istituto Italiano di Tecnologia
Genoa, Italy
Mme Isabelle BIHANNIC
[email protected]
Laboratoire Interdisciplinaire des Environnements
Continentaux
Vandoeuvre Lès Nancy
Mme Marie-Claire BLACHE
[email protected]
Physiologie de la Reproduction et des
Comportements
Nouzilly
Mme Amandine BLANCO
[email protected]
Biologie Cellulaire de la Pathogénie Bactérienne
Lyon
Mr Baptiste BLOCHET
[email protected]
Laboratoire Kastler Brossel
Paris
Mme Susanne BOLTE
[email protected]
Institut de Biologie Paris-Seine
Paris
Mr Antonino BONGIOVANNI
[email protected]
Bio Imaging Center Lille
Lille
148
Mr Arnaud BONNOMET
[email protected]
plateforme imagerie de l'URCA
Reims
Mme Anais BOUISSOU
[email protected]
TOULOUSE
Mr Pierre BOURDONCLE
[email protected]
Institut Cochin
Paris
Mr Dominique BOURGEOIS
[email protected]
GRENOBLE
Mme Lola BOUTIN
[email protected]
CRCNA
Nantes
Mme Lysiane BROCARD
[email protected]
Interdisciplinary Institute for Neurosciences
villenave d'ornon
Mme Marine CABILLIC
[email protected]
Bordeaux
Mme Anna CAMPALANS
[email protected]
Institut de Radiobiologie Cellulaire et Moléculaire
Fontenay aux roses
Mme Astrid CANIVET
[email protected]
Centre de Physiopathologie de Toulouse Purpan
TOULOUSE
Mme Anne CANTEREAU-BECQ
[email protected]
Signalisation et transports ioniques membranaires
Poitiers
Mme Mireille CARRERE
[email protected]
Institut Pasteur
Paris
Mme Elsa CASTELLANI
[email protected]
Institut de Biologie du Développement
Marseille
Mme Laetitia CAVELLINI
[email protected]
Laboratoire de Biologie Moléculaire et Cellulaire des
Eucaryotes
Paris
149
Mme Stéphanie BOSCH
[email protected]
Centre de Biologie Intégrative
TOULOUSE
Mr Laurent BOURDIEU
[email protected]
Institut de Biologie de l'Ecole Normale Supérieure
Paris
Mr Nicolas BOURG
[email protected]
Institut des Sciences Moléculaires d'Orsay
Orsay
Mme Camille BOUTIN
[email protected]
MARSEILLE
Mme Sophie BRASSELET
[email protected]
Institut FRESNEL
Marseille
Mr Corey BUTLER
[email protected]
BORDEAUX
Mr Clément CABRIEL
[email protected]
Orsay
Mr Alexis CANETTE
[email protected]
Plate-forme de Microscopie et Imagerie des Microorganismes, Animaux et Aliments
JOUY-EN-JOSAS
Mr Sylvain CANTALOUBE
[email protected]
TOULOUSE
Mme Marcelina CARDOSO DOS SANTOS
[email protected]
Institut d'Electronique Fondamentale
Orsay
Mme Gabrielle CARRON
[email protected]
Institut Cochin
Paris
Mr Julien CAU
[email protected]
Montpellier RIO Imaging Facility
Montpellier
Mr Christophe CHAMOT
[email protected]
SFR BioSciences
Lyon
Mme Delphine CHAMOUSSET
[email protected]
Centre de Biochimie Structurale
MONTPELLIER
Mme Marie-Thérèse CHARREYRE
[email protected]
Laboratoire Ingénierie des Matériaux Polymères
Lyon
Mme Elodie CHATRE
[email protected]
PLATIM - ENS
Lyon
Mr Bertrand CINQUIN
[email protected]
Laboratoire de Biotechnologie et de Pharmacologie
Appliquée
Cachan
Mme Caroline CLERTE
[email protected]
Montpellier
Mr Mayeul COLLOT
[email protected]
Laboratoire de Biophotonique et Pharmacologie
Illkirch
Mme Geneviève CONEJERO
[email protected]
Biochimie et Physiologie Moléculaire des Plantes
Montpellier
Mr Fabrice CORDELIÈRES
[email protected]
Bordeaux
Mr IvãN COTO HERNÃNDEZ
[email protected]
Orsay
Mme Lydia DANGLOT
[email protected]
Paris
Mr Sylvain DE ROSSI
[email protected]
Montpellier RIO Imaging
Montpellier
Mr Franck DEBARBIEUX
[email protected]
Institut de Neuroscience de la Timone
Marseille
Mme Claire CHARDES
[email protected]
Marseille
Mme Sylvette CHASSEROT-GOLAZ
[email protected]
Institut des Neurosciences Cellulaires et
Intégratives
Strasbourg
Mr Arnaud CHEVROLLIER
[email protected]
Biologie Neurovasculaire et mitochondriale
intégrée
Angers
Mr Chevalier CLÉMENT
[email protected]
IFR BIOSIT
Rennes
Mr Bruno COLICCHIO
[email protected]
MIPS (Modélisation, Intelligence, Processus et
Systèmes)
Mulhouse
Mr Benjamin COMPANS
[email protected]
Bordeaux
Mr Vincent CONTREMOULINS
[email protected]
PARIS
Mme Jennifer CORIDON
[email protected]
Centre Interdisciplinaire de Recherche en Biologie
Paris
Mr Stephane DALLONGEVILLE
[email protected]
Unité d'Analyse d'Images Biologiques
Paris
Mr Aurélien DAUPHIN
[email protected]
Institut du Cerveau et de la Moelle épinière - ICM
Paris
Mr Matthieu DEBAILLEUL
[email protected]
Systèmes)
Mulhouse
Mr Didier DECIMO
[email protected]
Centre International de Recherche en Infectiologie
Lyon
150
Mme Annick DEDIEU
[email protected]
IBCP
LYON
Mr Jean Christophe DELOULME
[email protected]
Grenoble Institut des Neurosciences
Grenoble
Mr Brice DETAILLEUR
[email protected]
Marseille
Mme Vicky DIAKOU
[email protected]
Montpellier
Mme Séverine DOMENICHINI
[email protected]
Institut des Sciences des Plantes de Paris-Saclay
ORSAY
Mme Valérie DROUET
[email protected]
plate-forme cochin imagerie
PARIS
Mme Nelly DUBRULLE
[email protected]
laboratoire de reproduction et développement des
plantes
LYON
Mr Alexandre DUFOUR
[email protected]
Bioimage Analysis Unit
Paris
Mme Amandine DURAND-TERRASSON
[email protected]
Centre d'imagerie quantitative Lyon Est
Lyon
Mme Stephanie DUTERTRE-SIOEN
[email protected]
IFR BIOSIT
RENNES
Mme Aurore ESTEVE
[email protected]
Laboratoire d'analyse et d'architecture des
systèmes
TOULOUSE
Mr Mathieu FALLET
[email protected]
Centre d'immunologie de Marseille Luminy
Marseille
151
Mme Bérangére DELEGLISE
[email protected]
Alexion R&D France
PARIS
Mr Simon DESJARDINS
[email protected]
Plate-forme Imagerie Cellulaire Pitié-Salpêtrière
Paris
Mme Viviane DEVAUGES
[email protected]
King's College London
London
Mr Alain DIETERLEN
[email protected]
Systèmes)
Mulhouse
Mr Dam-Bé DOUTI
[email protected]
Institut FRESNEL
MARSEILLE
Mme Laurence DUBREIL
[email protected]
Plateforme APEX
Nantes
Mme Marilyne DUFFRAISSE
[email protected]
Institut de Genomique Fonctionnelle de Lyon
LYON
Mr Guillaume DUPUIS
[email protected]
Centre de photonique biomédicale
Orsay
Mme Béatrice DUREL
[email protected]
Institut Cochin
PARIS
Mr Jason ECARD
[email protected]
PICT-IBiSA-Institut Curie
PARIS
Mr Orestis FAKLARIS
[email protected]
Paris
Mr Cyril FAVARD
[email protected]
CPBS
Montpellier
Mr Arnold FERTIN
[email protected]
TIMC-IMAG
La Tronche
Mr Vincent FITZPATRICK
[email protected]
Laboratoire des Matériaux et du Génie Physique
Grenoble
Mme Irène FONDON
[email protected]
Université de Séville
Espagne
Mr Denis FORTUN
[email protected]
Laboratoire d'imagerie biomédicale
Lausanne
Mme Perrine FRERE
[email protected]
UPMC
PARIS
Mr Alessandro FURLAN
[email protected]
Molecules
Villeneuve d'Ascq
Mr Joseph GALLAGHER
[email protected]
Saint Martin d'Heres
Mr Laurent GELMAN
[email protected]
Friedrich Miescher institut
Basel
Mr David GENY
[email protected]
Centre de Psychiatrie et Neurosciences
Paris
Mme Maéva GESSON
[email protected]
Institut de Biologie de Valrose
Nice
Mr Philippe GIRARD
[email protected]
Paris
Mr Mariano GONZALEZ PISFIL
[email protected]
Molecules
Villeneuve d'Ascq
Mr Jean-Bernard FICHE
[email protected]
Montpellier
Mr Rémy FLORES-FLORES
[email protected]
Marseille
Mr Pierre FONTANAUD
[email protected]
Institut de Génomique Fonctionnelle
Montpellier
Mme Françoise FOURNET
[email protected]
Biologie des plantes et Innovation
AMIENS
Mme Carole FRINDEL
[email protected]
Centre de Recherche En Acquisition et Traitement
des Images pour la Santé
Villeurbanne Cedex
Mme Frederique GAITS-IACOVONI
[email protected]
Institut des Maladies Métaboliques et
Cardiovasculaire
TOULOUSE
Mme Carole GAURON
[email protected]
Collège de France
Paris
Mme Christel GENOUD
[email protected]
Friedrich Miescher institut
Basel
Mme Virginie GEORGET
[email protected]
Montpellier
Mr Jean-François GILLES
[email protected]
Institue Biologie Paris-Seine
Paris
Mr Mathieu GONIN
[email protected]
UMR Diversité - Adaptation - Developpement des
plantes
Montpellier
Mr Nicolas GOUDIN
[email protected]
Plateforme d'imagerie cellulaire Necker
Paris
152
Mme Chloé GUEDJ
[email protected]
Institut Curie
Paris
Mr Thomas GUILBERT
[email protected]
Institut Cochin / Plate-Forme Cochin Imagerie
PARIS
Mr Basile GURCHENKOV
[email protected]
cellulaire
Illkirch-Graffenstaden
Mr Olivier HAEBERLE
[email protected]
Systèmes)
Mulhouse
Mr Laurent HÉLIOT
[email protected]
Molecules
Villeneuve d'Ascq
Mme Joyce HEUNINCK
[email protected]
Institut de Génomique Fonctionnelle
Montpellier
Mr Eric HOSY
[email protected]
bordeaux
Mme Marie IRONDELLE
[email protected]
plateforme d'imagerie cellulaire et tissulaire
Paris
Mr Alexandre JAOUEN
[email protected]
CERIMED
Marseille
Mr Arnim JENETT
[email protected]
Tefor Core Facility
Gif-sur-Yvette
Mr Pierre JOUCHET
[email protected]
Orsay
153
Mme Claire GUÉNÉ
[email protected]
Institut FRESNEL
Marseille
Mme Elvire GUIOT
[email protected]
cellulaire
Illkirch
Mme Irina GUTSCHE
[email protected]
Grenoble
Mr Etienne HARTE
[email protected]
Chimie et Biologie des Membranes et Nano objets
Pessac
Mme Mélanie HENRY
[email protected]
Molecules
Villeneuve d'ascq
Mr Niko HILDEBRANDT
[email protected]
ORSAY
Mr Philippe HULIN
[email protected]
Plate forme MicroPICell
Nantes
Mr Daniel ISNARDON
[email protected]
Centre de Recherche en Cancérologie de Marseille
Marseille
Mme Helene JAVOT
[email protected]
BIOLOGIE VEGETALE ET MICROBIOLOGIE
ENVIRONNEMENTALES
Saint Paul Lez Durance
Mr Sébastien JENNI
[email protected]
Laboratoire de synthèse des assemblages
moléculaires multifonctionnels
Strasbourg
Mr Ludovic JULLIEN
[email protected]
Laboratoire PASTEUR
Paris
Mr Charles KERVRANN
[email protected]
INRIA Rennes - Bretagne Atlantique
Rennes
Mr Simon LACHAMBRE
[email protected]
Plateau MRI-CRBM
Montpellier
Mme France LAM
[email protected]
Institut de Biologie Paris-Seine
Paris
Mme Corinne LAPLACE-BUILHE
[email protected]
PLATE-FORME IMAGERIE ET CYTOMETRIE
VILLEJUIF
Mr Romain LE BARS
[email protected]
Plateforme Imagerie Gif
Gif-sur-Yvette
Mr Hugo LE GUENNO
[email protected]
Institut de Microbiologie de la Méditerranée
Marseille
Mr Thomas LE SAUX
[email protected]
Ecole Normale Superieure
Paris
Mme Sandrine LECART
[email protected]
Centre de photonique biomédicale
Orsay
Mr Ludovic LECONTE
[email protected]
Institut Curie
Paris
Mme Delphine LEGUILLOU
[email protected]
Laboratoire d'Imagerie Biomédicale
Paris
Mr Florian LEVET
[email protected]
Bordeaux
Mr Guy LHOMOND
[email protected]
Biologie du Développement
Villefranche sur Mer
Mr Prathap Kumar KOTHAPALLI
[email protected]
ANIMAL PHYSIOPATHOLOGY AND BIOTHERAPIES OF
MUSCLE AND NERVOUS SYSTEM
NANTES
Mr Matthieu LAGARDÈRE
[email protected]
Bordeaux
Mme Mylène LANCINO
[email protected]
Institut Pasteur
Paris
Mr Marc LARTAUD
[email protected]
Plate forme histologie et imagerie vegetale Cirad
Montpellier
Mr Corentin LE NÉZET
[email protected]
Molecules
Villeneuve d'ascq
Mme Corinne LEBRETON
[email protected]
Institut Imagine, hôpital Necker
Paris
Mr Yohan LECOMTE
[email protected]
Bordeaux
Mr David LEGLAND
[email protected]
Biopolymers, Interactions & Assemblies
Nantes
Mme Sandrine LÉVÊQUE-FORT
[email protected]
orsay
Mr Daniel LEWANDOWSKI
[email protected]
Institut de Radiobiologie Cellulaire et Moléculaire
Fontenay aux Roses
Mr Tong LI
[email protected]
Laboratoire de biologie cellulaire et moléculaire du
contrôle de la prolifération
TOULOUSE
154
Mme Laetitia LIGAT
[email protected]
Centre de recherche en Cancérologie de Toulouse
TOULOUSE
Mme Corinne LORENZO
[email protected]
Institut des Technologies Avancees en science du
Vivant
TOULOUSE
Mr Jean-Baptiste LUIZET
[email protected]
Laboratory of Molecular Microbiology and
Structural Biochemistry
Lyon
Mme Adeline MALLET
[email protected]
Citech, Ultrapole
PARIS
Mme Maria MANICH
[email protected]
Institut Pasteur
Paris
Mr Xavier MARQUES
[email protected]
Paris
Mme Sophie MASSOU
[email protected]
Interdisciplinary Institute for Neurosciences
brodeaux
Mr Benjamin MATHIEU
[email protected]
PARIS
Mr Benoit MAURY
[email protected]
CYMAGES
Montigny le bretonneux
Mr Amine MEHIDI
[email protected]
Bordeaux
Mme Chryslène MERCY
[email protected]
Laboratory of Molecular Microbiology and
Structural Biochemistry
Lyon
Mr Francois MICHEL
[email protected]
Institut de neurobiologie de la Méditerrannée
MARSEILLE
155
Mme Jeanne LINARÈS
[email protected]
nanosciences
Talence
Mme Claire LOVO
[email protected]
Plateforme d'Expertise en anatomie pathologique
pour la recherche
Nantes
Mr Sébastien MAILFERT
[email protected]
Centre d'immunologie de Marseille Luminy
Marseille
Mr Thomas MANGEAT
[email protected]
TOULOUSE
Mr Sébastien MARAIS
[email protected]
Bordeaux
Mr Patrice MASCALCHI
[email protected]
Bordeaux
Mr Julio MATEOS LANGERAK
[email protected]
Institut de Génétique Humaine
Montpellier
Mr Cedric MATTHEWS
[email protected]
Marseille
Mme Anne MAZARS
[email protected]
Cardiovasculaire
TOULOUSE
Mr Luc MERCIER
[email protected]
MN3T
Strasbourg
Mme Fabienne MEROLA
[email protected]
Laboratoire de Chimie Physique
Orsay
Mme Magali MONDIN
[email protected]
Nice
Mme Karine MONIER
[email protected]
Centre de Recherche Léon Bérard
Lyon
Mr Baptiste MONTERROSO
[email protected]
Unité de Glycobiologie structurale et fonctionnelle
Lille
Mme Delphine MURIAUX
[email protected]
Centre des agents pathogenes et biologie pour la
sante
MONTPELLIER
Mr Steven NEDELLEC
[email protected]
micropicell
nantes
Mr Frédérick NIEPCERON
[email protected]
Institut des Molécules et des Matériaux du Mans
Le Mans
Mme Elodie NOIROT
[email protected]
Plateforme Dimacell
Dijon
Mr Thomas OLIVIER
[email protected]
Laboratoire H Curien
Saint-Etienne
Mr Stéphane ORY
[email protected]
Institut des Neurosciences Cellulaires et Intégratives
Strasbourg
Mme Sabine PALLE
[email protected]
Laboratoire H Curien
Saint-Etienne
Mme Perrine PAUL-GILLOTEAUX
[email protected]
SFR F. Bonamy
Nantes
Mr David PECQUEUR
[email protected]
Observatoire Océanologique de Banyuls sur Mer
Banyuls sur Mer
Mme Tatiana PETITHORY
[email protected]
Mulhouse
Mme Nadine PEYRIÉRAS
[email protected]
CNRS BioEmergences
Gif/Yvette
Mr Serge MONNERET
[email protected]
Institut FRESNEL
Marseille
Mr Philippe MOREAU
[email protected]
Saint Martin d'Heres
Mr Jerome MUTTERER
[email protected]
Institut de Biologie Moléculaire des Plantes
strasbourg
Mme Valérie NICOLAS
[email protected]
Plate-forme d'imagerie cellulaire
Chatenay-Malabry
Mr Maxence NOEL
[email protected]
Villeneuve d'Ascq
Mme Maelle OGIER
[email protected]
Institut de Mécanique des Fluides de Toulouse
TOULOUSE
Mr Antonio ORTIZ
[email protected]
CNRS BioEmergences
Gif/Yvette
Mr Guillaume PAKULA
[email protected]
Laboratoire d'Optique et Biosciences
Palaiseau
Mr Olivier PASCUAL
[email protected]
Institut Neuromyogène
Lyon
Mr Thierry PÉCOT
[email protected]
INRIA Rennes - Bretagne Atlantique
Rennes
Mr Francesco PEDACI
[email protected]
montpellier
Mme Alexandra PETRETO
[email protected]
Orsay
Mr Laurent PIEUCHOT
[email protected]
Mulhouse
156
Mr Rémi PILLOT
[email protected]
Observatoire Océanologique
Banyuls
Mme Marie-Aude PLAMONT
[email protected]
Département de Chimie, ENS
Paris
Mr Sven POTELLE
[email protected]
Lille
Mr Sylvain PRIGENT
[email protected]
Biogenouest
Rennes
Mr Damien RAMEL
[email protected]
TOULOUSE
Mr Jérôme RECH
[email protected]
Laboratoire de microbiologie et génétique
moléculaire
Toulouse
Mme Stefanie REICHELT
[email protected]
Cambridge University
Cambridge
Mr Fabrice RICHARD
[email protected]
Marseille
Mr Hadrien ROBERT
[email protected]
Institut FRESNEL
Marseille
Mr Philippe RONDÉ
[email protected]
Illkirch
Mr Olivier ROSSIER
[email protected]
Bordeaux
Mr Julien ROUL
[email protected]
Laboratoire d'analyse et d'architecture des
systèmes
TOULOUSE
157
Mr Tristan PIOLOT
[email protected]
Institut Curie
PARIS
Mr Renaud POINCLOUX
[email protected]
TOULOUSE
Mme Cecile POUZET
[email protected]
Plateforme Imagerie TRI - FR AIB
Toulouse/Castanet Tolosan
Mme Julie QUOYER
[email protected]
Paris
Mme Adeline RAUSCH
[email protected]
CNRS BioEmergences
Gif sur Yvette
Mme Gaelle RECHER
[email protected]
nanosciences
Talence
Mr Andreas REISCH
[email protected]
Illkirch
Mr Franck RIQUET
[email protected]
Villeneuve d'Ascq
Mr Pascal ROMANS
[email protected]
Banyuls sur mer
Mr Brice RONSIN
[email protected]
TOULOUSE
Mr Vincent ROUGER
[email protected]
McGIll University
Montreal
Mr David ROUSSEAU
[email protected]
Centre de Recherche En Acquisition et Traitement
des Images pour la Santé
Villeurbanne
Mr Christian ROUVIERE
[email protected]
Biologie du Développement
villefranche/mer
Mr Sophie SALOMÉ - DESNOULEZ
[email protected]
PLATE-FORME IMAGERIE ET CYTOMETRIE
Villejuif
Mme Yasmina SAOUDI
[email protected]
Grenoble Institut des Neurosciences
GRENOBLE
Mme Béatrice SATIAT-JEUNEMAITRE
[email protected]
Institut de Biologie Intégrative de la Cellule
Gif sur Yvette
Mr Thierry SAVY
[email protected]
CNRS BioEmergences
Gif sur Yvette
Mr Sebastien SCHAUB
[email protected]
Nice
Mme Margaux SCHMELTZ
[email protected]
Laboratoire d'Optique et Biosciences
Palaiseau
Mme Lucie SENGMANIVONG
[email protected]
Paris
Mr Bertrand SIMON
[email protected]
Systèmes)
Mulhouse
Mme Puja SINGH
[email protected]
genotoxic stress and cancer
orsay
Mme Marie-Noëlle SOLER
[email protected]
Institut Curie
Orsay
Mme Paulette SOUILLARD
[email protected]
Gestionnaire GDR MIV
TIMC-IMAG, La Tronche
Mr Pierre-Olivier STRALE
[email protected]
Bordeaux
Mr Jean SALAMERO
[email protected]
Paris
Mme Sophie SANCHEZ-FERANDIN
[email protected]
Banyuls-sur-mer
Mme Amélie SARRAZIN
[email protected]
Montpellier
Mr Julien SAVATIER
[email protected]
Institut FRESNEL
Marseille
Mr Damien SCHAPMAN
[email protected]
PRIMACEN
MONT SAINT AIGNAN Cedex
Mr Emmanuel SCHAUB
[email protected]
Institut de Physique de Rennes
Rennes
Mme Morgane SÉBERT
[email protected]
Institut de Recherche en Santé Digestive
Toulouse
Mr Romain SIKORA
[email protected]
Paris
Mme Clémence SIMON
[email protected]
Villeneuve d'Ascq
Mr Florian SIZAIRE
[email protected]
Institut de Génétique et Développement de Rennes
Rennes
Mr Alex SOSSICK
[email protected]
Gurdon Institute
Cambridge, UK
Mr Ferréol SOULEZ
[email protected]
Laboratoire d'imagerie biomedicale
Lausanne
Mr Vincent STUDER
[email protected]
BORDEAUX
158
Mr Patrick TAUC
[email protected]
Laboratoire de Biotechnologie et de Pharmacologie
Appliquée
CACHAN
Mr Stefan TERJUNG
[email protected]
Advanced Light Microscopy Facility, EMBL
Heidelberg
Mme Corinne TESSIER
[email protected]
France Bio Imaging
Paris
Mr Olivier THOUMINE
[email protected]
Bordeaux
Mr Nicolas TISSOT
[email protected]
L'Oréal R&D
France
Mr Olivier TRASSARD
[email protected]
Institut Biomédical de Bicêtre
Le Kremlin-Bicêtre
Mme Nayana TUSAMDA
[email protected]
Mulhouse Cedex
Mr Yves USSON
[email protected]
TIMC-IMAG
LA TRONCHE
Mr François WAHARTE
[email protected]
Paris
Mme Pascale WINCKLER
[email protected]
Plateforme Dimacell
Dijon
Mr Madjid ZANOUN
[email protected]
Cardiovasculaire
TOULOUSE
Mme Monika ZMOJDZIAN
[email protected]
Laboratoire GReD
Clermont-Ferrand
159
Mr Jérémie TEILLON
[email protected]
Centre Interdisciplinaire de Recherche en Biologie
Paris
Mme Christine TERRYN
[email protected]
Plateau technique en Imagerie Cellulaire et
Tissulaire
REIMS
Mr Eric THIÉBAUT
[email protected]
Centre de Recherche Astrophysique de Lyon
St Genis Laval
Mr Christoph THUMSER
[email protected]
Euro-BioImaging Industry Board
Leica, Germany
Mr Marc TRAMIER
[email protected]
Institut de Génétique et Développement de Rennes
Rennes
Mr François TREUSSART
[email protected]
Laboratoire Aimé Cotton
Orsay
Mme Laure TWYFFELS
[email protected]
Center for Microscopy and Molecular Imaging
Gosselies
Mr Virgile VIASNOFF
[email protected]
Biomechanics of Cell Contacts
Singapore
Mme Elisabeth WERKMEISTER
[email protected]
Bio Imaging Center Lille
LILLE
Mme Luciane ZABIJAK
[email protected]
Plate forme ICAP
Amiens
Mr Chong ZHANG
[email protected]
Université de Barcelone
Espagne
LISTE DES INTERVENANTS
Cédric P. ALLIER
[email protected]
CEA, LETI
Grenoble, France
Pierre BON
[email protected]
Laboratoire Photonique Numérique et Nanosciences
(LP2N)
Bordeaux, France
Rajaa BOUJEMAA-PATERSKI
[email protected]
Research Institute for Technology and Life Science (CEA)
Grenoble, France
Daniel CHOQUET
[email protected]
Institut interdisciplinaire de Neurosciences
Bordeaux, France
Antoine COULON
[email protected]
Institut Curie
Paris, France
Georges DEBRÉGEAS
[email protected]
Laboratoire Jean Perrin
Paris, France
Barbara di VENTURA
[email protected]
Universität Heidelberg
Heidelberg, Deutschland
Michele DIGMAN
[email protected]
University of California Irvine
Irvine, USA
Jan ELLENBERG
[email protected]
EMBL
Paul M. W. FRENCH
[email protected]
Imperial College London
London, United Kingdom
Nils GAUTHIER
[email protected]
European School of Molecular Medicine
Milan, Italia
Olivier GRIESBECK
[email protected]
Max-Planck-Institute of Neurobiology
Martinsried, Deutschland
Paul BEARD
[email protected]
Arezki BOUDAOUD
[email protected]
Laboratoire de Reproduction et
Développement des Plantes
Lyon, France
Jakub CHOJNACKI
[email protected]
University of Oxford
Oxford, United Kingdom
Mathieu COPPEY
[email protected]
Institut Curie
Paris, France
Olivier COUTURE
[email protected]
Institut Langevin
Paris, France
Olivier DESTAING
[email protected]
Institut Albert Boniot
Grenoble, France
Alberto DIASPRO
[email protected]
University of Genoa
Genova, Italia
Nathalie DOSTATNI
[email protected]
Institut Curie
Paris, France
Alexandra FRAGOLA
[email protected]
Laboratoire Physique et Etude de Matériaux
Paris, France
Rémi GALLAND
[email protected]
Interdisciplinary Institute for Neuroscience
Bordeaux, France
Benny GEIGER
[email protected]
Weizmann Institute of Science
Rehovot, Israel
Mike HEILEMANN
[email protected]
Institute of Physical and Theoretical Chemistry
Frankfurt, Deutschland
160
Lionel HERVE
[email protected]
CEA, LETI
Grenoble, France
Ori KATZ
[email protected]
The Hebrew University of Jerusalem
Jerusalem, Israel
Edward A. LEMKE
[email protected]
EMBL
Hideaki MIZUNO
[email protected]
KU Leuven, Department of Chemistry
Leuven, The Netherlands
Adam PACKER
[email protected]
Eirini PAPAGIAKOUMOU
[email protected]
Neurophotonics Laboratory
Paris, France
Eric ROTTINGER
[email protected]
Institute for Research on Cancer and Aging
Nice, France
Tomothy A. RYAN
[email protected]
Cornell University
New York, USA
Jean-Baptiste SIBARITA
[email protected]
Interdisciplinary Institute for Neuroscience
Bordeaux, France
Antoine TRILLER
[email protected]
Institut de Biologie de l’ENS (IBENS)
Paris, France
Pierre VINCENT
[email protected]
Institut de Biologie Paris Seine
Paris, France
Thorsten WOHLAND
[email protected]
National University of Singapore
Singapore
Chris XU
[email protected]
Cornell University
Ithaca, USA
161
Ignacio IZEDDIN
[email protected]
Institut Langevin
Paris, France
Wesley LEGANT
[email protected]
Janelia Farm Research Campus
Ashburn, Virginia, USA
[email protected]
XLIM Laboratory
Limoges, France
François N D LEC
[email protected]
EMBL
Francesca PALOMBO
[email protected]
University of Exeter
Exeter, United Kingdom
Darcy S. PETERKA
[email protected]
Columbia University
New York, USA
Aurélien ROUX
[email protected]
University of Geneva
Geneva, Switzerland
Ivo F. SBALZARINI
[email protected]
Center for Systems Biology Dresden
Dresden, Deutschland
Willy SUPPATTO
[email protected]
Laboratory for Optics & Biosciences
Palaiseau, France
Cathie VENTALON
[email protected]
Institut de Biologie de l’ENS (IBENS)
Paris, France
Paul W. WISEMAN
[email protected]
McGill University
Montréal, Canada
Katarina WOLF
[email protected]
Radboud University Medical Centre
Nijmegen, The Netherlands
162
163
164
165

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