Les ureaplasmes en pathologie bovine

ECOLE NATIONALE VETERINAIRE DE LYON
Année 2006 - Thèse n° ……
LES UREAPLASMES EN PATHOLOGIE
BOVINE : EPIDEMIOLOGIE,
DIAGNOSTIC ET MESURES DE
CONTROLE
THESE
Présentée à l’UNIVERSITE CLAUDE-BERNARD - LYON I
(Médecine - Pharmacie)
et soutenue publiquement le 19 octobre 2006
pour obtenir le grade de Docteur Vétérinaire
par
Ingrid BEY
Née le 28 mars 1981
à NEVERS (Nièvre)
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A monsieur le Professeur Rolland ITTI
De la Faculté de médecine de Lyon
Qui nous a fait l’honneur d’accepter la présidence de notre jury de thèse
Hommages respectueux.
A madame le Professeur Dominique LE GRAND
De l’Ecole Nationale Vétérinaire de Lyon
Qui a bien voulu accepter de diriger cette thèse
Merci pour tout son soutien, sa gentillesse et sa disponibilité
Qu’elle trouve ici l’expression de mes remerciements et de mon respect le plus sincère.
A madame le Professeur Véronique Guérin
De l’Ecole Nationale Vétérinaire de Lyon
Qui a aimablement accepté de participer à notre jury de thèse
Avec nos sincères remerciements.
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A mes parents,
Pour leur soutien et pour leur amour ; j’espère que vous êtes fiers de votre fille…
A mon grand-père,
Le seul et l’unique…
A Marie et Pascal,
Mes seconds parents par procuration…
A Julien,
Et au niveau départ qui s’offre à nous…
Et toute sa famille…
A Cécile,
Ma carrée, ma mère de clinique, mon amie pour la vie…
A Claire,
Pour sa compassion, ses bons conseils et son univers dépaysant…
A Emilie,
A nos petits apéros et nos longues conversations, à tout le temps que nous avons passé
ensemble ces deux dernières années, histoire de rattraper celles durant lesquelles nous nous
sommes manquées…
A Tiflette, pour avoir supporté tout ça…
A Julie, Aude-Marie, Zil, Phoebe, Alouch, Estelle, Mag, Hélène, Audrey,
Guillaume, Bart, Boro, Teddy, et ceux que j’oublie,
Sans qui ces 5 années à l’école n’auraient pas été aussi merveilleuses…
A Buzz, Bastien et Nico,
Pour ne m’avoir jamais oubliée malgré la distance…
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Sommaire
Table des illustrations……………………………………………………………………….12
Introduction……………………………………………………………………………….…13
Première partie : étude bactériologique……………………………………….15
I. Les uréaplasmes : des mollicutes particuliers…………………………………………...17
A. Historique de leur découverte... ……………………………..………………………………….….17
B. Phylogénie des mycoplasmes............................................................................................................17
C. Taxonomie des uréaplasmes………………………………………………………………………..18
II. Caractéristiques morphologiques et structurales des uréaplasmes………..…………18
A. Les uréaplasmes : des bactéries polymorphes……………………………………………………...18
B. Les uréaplasmes : des bactéries à structure simplifiée……………………………………………...19
C. Coloration utilisées pour les uréaplasmes………………………………………………………......21
III. Propriétés biochimiques des uréaplasmes……………………………………………..21
A. Propriétés enzymatiques des uréaplasmes.........................................................................................21
B. Particularité des uréaplasmes : l’activité uréase…………………………………………………….22
IV. Propriétés physiques………………………………………………………………….....24
A. Filtrabilité…………………………………………………………………………………………...24
B. Résistance à la température…………………………………………………………………………24
C. Résistance à la lyophilisation…………………………………………………………………….....24
D. Résistance relative aux chocs osmotiques………………………………………………………….24
E. Sensibilité aux ultrasons…………………………………………………………………………….25
V. Culture des uréaplasmes : une culture difficile………………………………………...25
A. Particularités des milieux de culture utilisés pour les uréaplasmes………………………………...25
1. Facteurs favorisant la croissance bactérienne……………………………………………....25
2. Facteurs inhibant la croissance bactérienne………………………………………………...26
B. Aspects des colonies selon le milieu de culture utilisé……………………………………………..27
1. Milieu de culture gélosé…………………………………………………………………….27
2. Milieu de culture liquide…………………………………………………………………....28
C. Courbe de croissance………………………………………………………………………………..29
VI. Structure antigénique…………………………………………………………………...31
A. Etude des antigènes majeurs..............................................................................................................31
B. Variabilité antigénique chez les uréaplasmes………………………………………………………32
C. Identification des sérotypes…………………………………………………………………………32
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Deuxième partie : épidémiologie, pouvoir pathogène et étude clinique….......35
I. Epidémiologie……………………………………………………………………………..37
A. Epidémiologie descriptive……………………………………………………………………….…37
1. Tropisme……………………………………………………………………………………37
2. Variations selon les races…………………………………………………………………...38
3. Influence de l’âge…………………………………………………………………………...38
4. Evolution saisonnière……………………………………………………………………….39
5. Répartition mondiale………………………………………………………………………..39
6. Fréquence de l’infection en France…………………………………………………………40
B. Epidémiologie analytique…………………………………………………………………………...42
1. Transmission horizontale de l’infection…………………………………………………….42
2. Transmission verticale de l’infection…………………………………………………….…43
3. Transmission indirecte de l’infection…………………………………………………….…43
II. Pathogénie………………………………………………………………………………..43
A. Pouvoir pathogène expérimental……………………………………………………………………44
B. Facteurs de pathogénicité : adhérence et virulence…………………………………………………46
III. Etude clinique…………………………………………………………………………...48
A. Infection génitale chez la femelle……………………………………………………..……………48
1. La vulvite granuleuse……………………………………………………………………….48
a) Forme aiguë………………………………………………………………………………...49
b) Forme chronique…………………………………………………………………………...51
2. Effets sur la fertilité et la reproduction……………………………………………………..52
B. Infection génitale chez le mâle……………………………………………………………………..54
C. Infection pulmonaire chez les veaux……………………………………………………………….55
Troisième partie : diagnostic et moyens de lutte……………………………...57
I. Diagnostic………………………………………………………………………………….59
A. Diagnostic clinique différentiel…………………………………………………………………….59
B. Diagnostic de laboratoire…………………………………………………………………………...60
1. Généralités sur les prélèvements…………………………………………………………...60
2. Les milieux de culture utilisés principalement……………………………………………..60
3. Isolement et dénombrement………………………………………………………………...61
a) Mise en évidence de la présence des uréaplasmes……………………………………61
b) Dénombrement……………………………………………………………………………..62
4. Identification sérologique…………………………………………………………………..63
a) Test d’inhibition métabolique…………………………………………………………….63
b) Test d’inhibition de croissance………………………………………………………..…63
c) Identification par dot immunobinding sur membrane de filtration…………………64
d) Apport de la biologie moléculaire………………………………………………………64
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II. Prophylaxie sanitaire…………………………………………………………………….65
A. Traitement de la semence de taureaux……………………………………………………………..65
B. Traitement des ovocytes et des embryons………………………………………………………….67
III. Perspectives vaccinales…………………………………………………………………67
A. Par voie générale…………………………………………………………………………………...67
B. Par voie locale……………………………………………………………………………………...68
IV. Essais thérapeutiques…………………………………………………………………...69
A. Traitement local…………………………………………………………………………………… 70
B. Traitement par voie parentéral…………………………………………………………………….. 70
1. Macrolides …………………………………………………………………………………71
2. Tétracyclines……………………………………………………………………………….71
3. Autres antibiotiques………………………………………………………………………...72
4. Molécules autres……………………………………………………………………………72
Conclusion…………………………………………………………………………………...75
Bibliographie………………………………………………………………………………...77
- 11 -
Table des illustrations
Liste des tableaux
Tableau 1 : Tableau de la classification actuelle des uréaplasmes…...………..18
Tableau 2 : Prévalence d’Ureaplasma diversum dans les 2 populations étudiées
en région Rhône-Alpes……………………………………………………… …41
²Liste des figures
Figure 1 : Courbe de croissance des souches humaines et bovines d’Ureaplasma
diversum, isolées à partir de l’appareil uro-génital d’après TAYLORROBINSON, HAIG et WILLIAMS [82]………………………………………29
Liste des photos
Photo 1 : Colonies d’Ureaplasma diversum sur gélose (vue macroscopique)...19
Photo 2 : Muqueuse vulvaire avec début de granulations chez un animal
séronégatif en IBR……………………………………………………………...50
Photo 3 : Confluence des granulations sur la muqueuse vulvaire d’un animal
séronégatif en IBR……………………………………………………………...50
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Introduction
Le terme de « mycoplasme » est couramment utilisé pour désigner les bactéries de la
classe des Mollicutes. Il y a longtemps que les bactériologistes se sont intéressés aux
mycoplasmes. En effet, ils ont été isolés pour la première fois en 1898 ; il s’agissait alors de
Mycoplasma mycoïdes subsp. mycoïdes biotype Small Colony, l’agent de la péripneumonie
contagieuse bovine [51]. Du fait de leur petite taille et de la difficulté de les cultiver sur des
milieux inertes, les mycoplasmes ont été longtemps assimilés aux virus et aux rickettsies.
Mais on sait actuellement qu’il s’agit de bactéries à part entière, qui représentent les plus
petits organismes vivants capables de se multiplier de façon autonome sans avoir besoin
d’utiliser le métabolisme d’une cellule hôte, à la différence des rickettsies et des virus.
Les mycoplasmes sont caractérisés par l’absence de paroi, ce qui leur a valu d’être
longtemps confondues avec les formes L-bactériennes, formes ayant perdu la capacité de
synthétiser une paroi de manière transitoire ou permanente. Cependant, malgré le même
aspect en « œuf sur le plat » des colonies, les formes bactériennes se différencient par : la
possibilité de réversion vers une forme bactérienne normale, la présence de protéines de
liaisons avec la pénicilline et un taux de guanine + cytosine différent. Du fait de ces
différences, les mycoplasmes ont été regroupés dans une classe taxonomique spécifique [51].
Ce sont des micro-organismes ubiquitaires, présents chez de nombreuses espèces hôtes.
Les uréaplasmes sont des mycoplasmes capables de métaboliser l’urée. Ils ont surtout
été étudiés chez l’homme et chez les bovins. Les espèces identifiées peuvent être
commensales ou pathogènes. Chez les bovins, une espèce pathogène a été identifiée : il s’agit
d’Ureaplasma diversum qui est responsable de lésions de vulvo-vaginites granuleuses et de
troubles de la reproduction (baisse de fertilité, mortalité embryonnaire et avortements). Dans
une moindre mesure, Ureaplasma diversum est également responsable de pneumonies chez
les veaux.
- 13 -
Les études concernant Ureaplasma diversum ont été principalement menées au Canada
où sa présence occasionne d’importantes pertes économiques dans l’industrie de l’élevage.
Ce travail dresse le bilan des données bibliographiques disponibles, à ce jour, sur les
uréaplasmes en pathologie bovine.
Après avoir décrit les différentes particularités de ces mycoplasmes, nous aborderons
l’épidémiologie, la pathogénie et l’étude clinique d’Ureaplasma diversum. Pour finir, nous
nous intéresserons aux techniques de diagnostic disponibles, aux méthodes prophylactiques
pouvant être mises en oeuvre et aux possibilités thérapeutiques.
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PREMIERE PARTIE :
ETUDE BACTERIOLOGIQUE
- 15 -
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I. LES UREAPLASMES : DES MOLLICUTES PARTICULIERS
A. Historique de leur découverte
En 1954, chez des hommes atteints d’infections de la sphère uro-génitale, SHEPARD a
isolé des bactéries différentes des autres mycoplasmes connus [81] : les colonies obtenues
après mise en culture sur milieu gélosé étaient de très petite taille, d’où leur appellation de Tmycoplasmes (T pour « tiny » = minuscule en anglais). Il s’est avéré nécessaire de créer un
nouveau genre dans la famille des Mycoplasmatales pour ces bactéries dont les propriétés
biochimiques étaient particulières par rapport aux autres mycoplasmes. En effet, au lieu de
métaboliser les sucres ou l’arginine, elles utilisent l’urée comme facteur de croissance. La
mise en évidence de l’existence d’une uréase parmi leurs enzymes leur a valu le nom
d’uréaplasmes. La première espèce a été isolée chez l’homme et dénommée Ureaplasma
urealyticum.
Suite à la découverte de SHEPARD, les uréaplasmes ont été isolés chez de nombreuses
espèces et à partir de différents sites anatomiques comme : la sphère uro-génitale de l’homme,
des bovins, du chien, des primates et des oiseaux ; l’oropharynx du chat, des primates et des
oiseaux ; les poumons de veaux.
Le premier uréaplasme bovin a été isolé en 1967 par TAYLOR-ROBINSON [76]. Il
possédait les mêmes caractères biochimiques et culturaux qu’Ureaplasma urealyticum mais
présentait un taux de guanine + cytosine supérieur. En 1974, GOURLAY propose donc de
distinguer la bactérie isolée chez l’homme de celle présente chez les bovins, cette dernière est
alors appelée Ureaplasma diversum [33].
B. Phylogénie des mycoplasmes
De récentes découvertes phylogéniques basées sur l’étude des séquences de la sousunité 16S de l’ARN ribosomique ont permis de démontrer que les mycoplasmes
correspondent à des formes très évoluées, dérivées de bactéries à Gram positif à faible teneur
en guanine + cytosine [51]. Au cours de cette évolution, les mycoplasmes auraient subi des
réductions successives de la taille du génome et la perte de leur paroi.
- 17 -
C. Taxonomie des uréaplasmes
Suite à des études phylogénétiques et phénotypiques, la classe des Mollicutes a été
remaniée en 1993 [5]. Actuellement, la classification des uréaplasmes est donc la suivante :
EMBRANCHEMENT
Protophytes
CLASSE
ORDRE
Mollicutes
Entoplasmatales
GENRE
Spiroplasma
HOTES
Insectes et
plantes
Acholesplasmatales
Acholeplasma
Anaeroplasmatales
Anaeroplasma Ruminants
Mycoplasmatales
Mycoplasma
Ruminants
Homme et
Animal
Ureaplasma
Homme et
animal
Tableau 1 : tableau de la classification actuelle des mycoplasmes
II. CARACTERISTIQUES MORPHOLOGIQUES ET STRUCTURALES
DES UREAPLASMES
A. Les uréaplasmes : des bactéries polymorphes
Ce sont des bactéries dépourvues de paroi d’où leur aspect polymorphe. Les colonies se
caractérisent par leur très petite taille (15 à 60 µm de diamètre).
Contrairement aux colonies de Mycoplasma, elles ne présentent pas cet aspect en « œuf
sur le plat » que l’on attribue aux Mollicutes. Après mise en culture sur milieu liquide, les
uréaplasmes apparaissent sous forme de cellules rondes ou coccobacillaires, d’environ 330
nm de diamètre, isolées ou par paire. En microscopie à fond noir ou en contraste de phase, ces
- 18 -
petites sphères peuvent être confondues avec des artéfacts et biaiser ainsi le diagnostic. La
microscopie électronique permet une meilleure observation de ces organismes.
Photo 1 : Colonies d’Ureaplasma diversum sur gélose (vue macroscopique)
La diversité des formes qui caractérise les uréaplasmes dépendrait de la souche mise en
culture, de l’âge de la culture et de la méthode d’observation. Certains chercheurs (ROTTEM
et al. 1972 ; BLACK et al. 1972) ont observé des formes filamenteuses de 2 µm de longueur
et de 50 à 30 nm de largeur. La forme filamenteuse est rare, il semblerait qu’elle apparaisse
seulement lorsque les colonies sont âgées [77].
En ce qui concerne les formes de multiplication, on observe essentiellement une
reproduction par bourgeonnement, caractéristique des formes cellulaires simples.
B. Les uréaplasmes : des bactéries à structure simplifiée
Les mycoplasmes sont des cellules eucaryotes contenant uniquement les éléments
indispensables et caractéristiques des organismes vivants : des chromosomes, des ribosomes
et une membrane plasmique.
- 19 -
Les uréaplasmes, comme tous les Mollicutes, sont dépourvus de paroi et sont incapables
de synthétiser les peptidoglycanes.
De ces caractéristiques morphologiques découlent de nombreuses particularités parmi
lesquelles :
- une insensibilité aux antibiotiques agissant sur la synthèse de la paroi cellulaire comme
les β-lactamines
- une grande sensibilité aux variations de l’environnement : pH, température…
La membrane cytoplasmique est classique, elle répond au modèle de SINGER et
NICOLSON proposant une structure en mosaïque fluide [95]. Elle mesure de 7 à 10 nm
d’épaisseur et possède une grande souplesse fonctionnelle. Elle est constituée d’une double
couche de phospholipides entre lesquelles flottent des protéines. Parmi ces protéines, on
retrouve des protéines de surface permettant l’adhésion de la bactérie sur la cellule cible.
La membrane est riche en cholestérol : son rôle est de maintenir la fluidité membranaire
lors de variations modérées de température.
En revanche, elle contient peu d’acides gras polyinsaturés facilement oxydables. Cette
particularité semble importante dans la pathogénie et dans l’adhésion à une cellule cible.
Aucune motilité ainsi qu’aucun organite associé généralement à la motilité n’ont été
observés en microscopie électronique [77].
Le génome des uréaplasmes est constitué d’un seul chromosome, circulaire, constitué de
2 brins d’ADN. Il est de très petite taille : 4,1 à 4,8 x 108 Da, ce qui correspond environ à la
moitié d’un chromosome bactérien classique [72]. Les uréaplasmes bovins se distinguent des
espèces rencontrées chez l’homme par la composition en guanine + cytosine de leur ADN. En
effet, chez les uréaplasmes humains, ce taux varie de 26,9 à 28,0 % tandis qu’il est supérieur
chez les espèces bovines : de 28,7 à 30,2 % [36]. Ce critère reste cependant insuffisant pour
classer les souches isolées chez d’autres espèces hôtes [37].
Enfin, il est à noter que chez les mycoplasmes, le codon UGA (codon « stop » dans le
code génétique universel) est devenu un codon tryptophane.
- 20 -
C. Coloration utilisée pour les uréaplasmes
Du fait de l’absence de paroi, les uréaplasmes sont faiblement colorés par la coloration
de Gram [45].
La coloration de MAY-GRÜNWALD-GIEMSA (MGG) et celle de DIENES (bleu de
méthylène associé au bleu azur) mettent en évidence essentiellement des formes rondes ou
coccobacillaires [33].
Mais du fait de leur petite taille, ces colorations sont rarement utilisées et l’observation
de ces bactéries se fait surtout au microscope électronique (x 5000).
Plus couramment, pour les mettre en évidence, on utilisera une de leur propriété
enzymatique : leur capacité à cataboliser l’urée.
III. PROPRIETES BIOCHIMIQUES DES UREAPLASMES
A. Propriétés enzymatiques des uréaplasmes
Les uréaplasmes ne métabolisent pas du tout l’arginine et les autres hydrates de carbone,
comme le font les autres mycoplasmes. Ils ne possèdent pas l’hexokinase nécessaire à leur
transformation.
En ce qui concerne leurs besoins en acides aminés des uréaplasmes, peu de données sont
disponibles. Cependant, ROMANO a montré que la L-histidine interviendrait dans la
stabilisation du pH du milieu de culture [1]. Une enzyme, la L-histidine ammonia-lyase,
l’utiliserait comme substrat. Son activité dépendrait de la présence de groupements thiols.
Néanmoins, son rôle précis reste à définir. Tout comme l’uréase, cette enzyme serait située
dans le cytoplasme des uréaplasmes.
Il a été démontré que les uréaplasmes étaient capables de métaboliser le phosphate
inorganique. L’enzyme responsable de cette réaction, la pyrophosphatase inorganique,
utiliserait les ions Mg
2+
comme cofacteur. Le phosphate inorganique interviendrait comme
substrat ou comme régulateur de certaines réactions métaboliques [16].
- 21 -
Certaines
études
ont
montré
la
présence,
chez
les
uréaplasmes,
d’autres
enzymes classiquement indispensables au métabolisme de base des bactéries : aminopeptidase,
estérase,
ribonucléase,
désoxyribo-nucléase,
ATPase,
adénosine
tri-phosphatase…
Contrairement à l’uréase ou la L-histidine ammonia-lyase, ces enzymes ne sont pas situées
dans le cytoplasme mais sur la membrane plasmique [68].
L’absence d’effervescence après adjonction d’une solution d’H2O2 dans les bouillons de
culture montre que les uréaplasmes sont dépourvus de catalase, comme d’autres mycoplasmes.
Le tétrazolium et le bleu de méthylène ne sont pas métabolisés par les uréaplasmes : cela
signifie qu’ils ne possèdent pas de déshydrogénase.
Par contre, ils possèdent une hémolysine dirigée contre les érythrocytes de cobaye. Une
légère action est observée contre les globules rouges humains et ovins, mais aucune n’a été
observée contre ceux de bovins, de porcins ou d’équins. Lors d’hémolyse, on observe à l’œil
nu des plaques de petite taille : de 0,5 à 2 mm de diamètre.
DAVIS et son équipe ont étudié, par électrophorèse, 3 enzymes spécifiques des
uréaplasmes : l’uréase, la pyrophosphatase et la diaphorase [14]. Ils ont montré que l’uréase
d’Ureaplasma diversum était différente de celle d’Ureaplasma urealyticum et qu’il en était de
même pour la pyrophosphatase et la diaphorase. Egalement, au sein des uréaplasmes bovins,
il a été constaté que chaque représentant des sérogroupes A, B et C possédait une uréase
différente des autres groupes. Des résultats similaires ont été obtenus avec la pyrophosphatase
et la diaphorase. Ainsi, l’hétérogénéité des enzymes spécifiques permet de différencier les
uréaplasmes bovins et humains, voire de différencier les sérogroupes A, B et C au sein des
uréaplasmes bovins.
B. Particularité des uréaplasmes : l’activité uréase
La première particularité des uréaplasmes est d’être les seuls mycoplasmes à utiliser
l’urée comme facteur de croissance. L’urée pénétrerait dans la cellule grâce à des perméases
membranaires. Cette particularité a permis le développement de méthodes biochimiques de
détection et d’identification spécifique des uréaplasmes.
- 22 -
La méthode la plus précise pour mettre en évidence la présence d’une uréase reste
encore l’utilisation d’urée contenant du carbone radioactif 14C. On ajoute de l’urée radioactive
dans un bouillon de culture placé sous agitation pour faciliter l’élimination de CO2 formé lors
de la réaction enzymatique. En suivant la quantité de radioactivité restante, on constate que
l’urée est hydrolysée en présence d’uréaplasmes [77]. Il est important de noter que le carbone
marqué se retrouve à 95 % dans le CO2 émis et qu’il n’est donc pas assimilé par la bactérie
[21].
L’activité de l’uréase semble inhibée par l’acide acétohydroxamique : plus de 95 % de
l’activité serait inhibée par 5 x 10-3 mol/L. Elle serait également sensible à l’urée additionnée
d’un groupement thiol, mais dans une moindre mesure comparativement à l’uréase de Proteus
vulgaris [49]. Autrement dit, l’uréase des uréaplasmes n’est pas similaire à celle isolée dans
d’autres espèces bactériennes ou dans les organismes végétaux, bien qu’elle conserve la
faculté de pouvoir cliver les liaisons C-N de l’urée et produire du dioxyde de carbone et de
l’ammoniac.
Certains auteurs rapportent, qu’en milieu liquide contenant du sérum de veau, on peut
remplacer l’urée par 0,3 mol/L de putrescine ou 0,02 mol/L d’allantoïde. Par contre, d’autres
polyamines comme la cadavérine, la spermidine ou la spermine, ne peuvent pas se substituer à
l’urée.
JOO et al. ont émis l’hypothèse que l’ion carbamate interviendrait dans la réaction
enzymatique de l’hydrolyse de l’urée [52]. Cela n’a pas été confirmé dans les études qui ont
suivi.
Les mécanismes connus mis en jeu lors de l’hydrolyse de l’urée ne libèrent pas
d’énergie. Il est cependant possible que le métabolisme de l’urée soit une source d’énergie
mais on ignore encore par quel procédé. L’urée jouerait un rôle dans la croissance et la
multiplication.
- 23 -
IV. PROPRIETES PHYSIQUES
A. Filtrabilité
Les mycoplasmes ont longtemps été confondus avec des virus car ils n’étaient pas
retenus par les membranes filtrantes de 0,45 µm bloquant normalement les bactéries
« classiques ». Les uréaplasmes sont des cellules de taille encore plus petite : ils ne sont
bloqués que par des membranes de porosité 0,1 µm [33, 53].
B. Résistance à la température
Les uréaplasmes supportent bien les variations de température engendrées par la
congélation et la décongélation : ils sont capables de supporter jusqu’à 20 cycles de
congélation/décongélation. C’est pourquoi, on aura souvent recours à la congélation pour
conserver les prélèvements à apporter au laboratoire pour l’isolement [53].
Par contre, les uréaplasmes sont sensibles aux températures trop élevées. Ils sont tués
s’ils sont chauffés à 56 °C pendant 5 minutes.
C. Résistance à la lyophilisation
Les jeunes colonies d’uréaplasmes peuvent être lyophilisées sans qu’il soit nécessaire de
leur adjoindre un support nutritif particulier. Par ce procédé, certaines cellules peuvent rester
viables après 6 ans de conservation à - 20 à - 60°C et après 2 ans de conservation à 37°C [77].
D. Résistance relative aux chocs osmotiques
Malgré l’absence de paroi, les uréaplasmes possèdent une certaine résistance face aux
pressions osmotiques élevées. Ces bactéries, contrairement aux mycoplasmes, semblent s’être
- 24 -
adaptées grâce à un mécanisme de résistance encore inconnu. En effet, Ureaplasma diversum
a été retrouvé dans les urines de chat qui sont très concentrées. A de telles concentrations, la
perte d’eau intracellulaire est spontanée, suite à une accumulation de solutés osmotiquement
actifs. Mais ces bactéries possèderaient un mécanisme de transport sélectif qui pourrait
contrecarrer la déshydratation cellulaire.
De plus, ROMANO a démontré que seulement 50 % des uréaplasmes humains étaient
détruits par les chocs osmotiques [68].
E. Sensibilité aux ultrasons
D’après ROMANO, les ultrasons restent la meilleure méthode pour lyser les
uréaplasmes, contrairement à la digitonine ou aux chocs osmotiques qui ne détruisent
respectivement que 70 et 50 % des bactéries [68].
V. CULTURE DES UREAPLASMES : UNE CULTURE DIFFICILE
A. Particularités des milieux de culture utilisés pour les
uréaplasmes
C’est l’étude des propriétés biochimiques, enzymatiques et physiques des uréaplasmes
qui a permis d’établir les éléments et conditions nécessaires à leur culture sur milieu inerte.
1. Les facteurs favorisant la croissance bactérienne
Quelque soit le type de milieu utilisé, la température nécessaire à une croissance
optimale est de 37°C. A 22°C, la croissance est considérablement ralentie tandis qu’elle est
rendue impossible à une température supérieure à 42°C : ce sont des bactéries dites
« mésophiles ». A 37°C, il faut attendre environ 50 à 150 minutes entre deux générations
bactériennes [79].
- 25 -
Les uréaplasmes sont des bactéries anaérobies facultatives dont la croissance est
favorisée sous une atmosphère riche en dioxyde de carbone (5 à 15 %) : le plus souvent, on
utilise une atmosphère contenant 95 % d’azote (N2) et 5 % de dioxyde de carbone (CO2).
Le pH optimal pour leur croissance est de 6.
Il est préférable que le milieu contienne un taux de métaux lourds le plus bas possible
[77].
Ce sont des bactéries dont la croissance requiert des stérols pour la constitution de leur
paroi. Le rôle des stérols a été mis en évidence indirectement en incorporant de la digitonine.
La digitonine solubilise les lipides et fait précipiter le cholestérol, le rendant ainsi indisponible
pour les bactéries et la croissance bactérienne est alors inhibée [33].
Le milieu de culture des uréaplasmes nécessite la présence de sérum de cheval ou de
bovin. Par contre, l’utilisation de sérum dialysé ou fractionné ne permet pas leur croissance
[41]. En effet, le sérum apporte aux bactéries le cholestérol indispensable à leur membrane
plasmique par les lipoprotéines qu’il contient, ainsi que d’autres substances nutritives.
La croissance des uréaplasmes est directement liée à la concentration en urée du milieu
[41]. Sans urée, aucune croissance bactérienne n’est possible.
L’urée nécessaire à leur activité enzymatique est soit apportée directement soit apportée
par le sérum ou les protéines d’enrichissement du milieu [52]. Il a été établi que lorsque l’on
incorpore directement l’urée dans le bouillon de culture, la concentration optimale à utiliser
est de 5,6 x 10-3 mol/L.
On retrouve également de l’extrait de levure dans les milieux de culture des uréaplasmes.
Ils apportent des facteurs de croissance indispensables comme la vitamine B, le magnésium
(cofacteur de la pyrophosphatase inorganique entre autres), et des précurseurs d’acides
nucléiques.
2. Les facteurs inhibant la croissance bactérienne
La croissance des uréaplasmes est inhibée en présence de différentes substances :
-
Acétate de thallium : à forte concentration (0,8 %), il inhibe la croissance des
uréaplasmes mais pas celle des mycoplasmes. A faible concentration (0,05 %), son
- 26 -
incorporation dans le milieu inhibe la croissance des uréaplasmes seulement au début
de la mise en culture. Ensuite, le titre atteint des valeurs identiques à celles obtenus en
l’absence d’acétate de thallium au bout de quelques jours d’incubation. C’est pourquoi
on continue quand même d’utiliser cet inhibiteur à faible concentration dans certains
milieux de culture des uréaplasmes [74].
-
5-iodo-2’desoxyuridine (125 µg/mL)
-
hydroxyurée (500 µg/mL)
-
acide acétohydroxamique (1 mmol/L)
Du fait de l’absence de paroi, les uréaplasmes sont totalement insensibles aux
antibiotiques agissant sur la paroi comme les β-lactamines. C’est pourquoi, on incorpore
généralement de la pénicilline dans le milieu de culture pour inhiber la croissance de bactéries
opportunistes.
Ils possèdent également une résistance intrinsèque aux antibiotiques polypeptidiques et à
la rifampicine.
Cependant, ils restent sensibles à certains antibiotiques :
-
les tétracyclines
-
les aminocyclitols : la gentamycine, la kanamycine, la streptomycine, l’érythromycine
-
les macrolides et apparentés
-
les fluoroquinolones
-
le chloramphénicol
B. Aspects des colonies selon le milieu de culture utilisé
1. Milieu de culture gélosé
Les colonies d’uréaplasmes deviennent visibles 24 à 48 heures après mise en culture sur
gélose.
Au microscope, on observe alors de petites colonies (50 à 300 µm de diamètre)
irrégulières. Leur morphologie est très variable : elles peuvent être plates, lisses avec une
- 27 -
surélévation centrale ou encore granuleuse sans démarcation centrale [82]. L’aspect des
colonies d’uréaplasmes reste similaire, quelque soit l’espèce.
La présence de colonies d’uréaplasmes dans le milieu de culture est mise en évidence
grâce à l’action de l’uréase. En effet, dans un milieu additionné de rouge phénol, l’indicateur
coloré passe du jaune au rose en présence d’urée. Lors de l’ajout d’une goutte d’une solution
contenant 10 % d’urée et 2,8 % de chlorure de manganèse, la présence d’urée est alors mise
en évidence par un précipité noir. On peut encore incorporer du chlorure de calcium dans le
milieu pour colorer les bactéries. Cette coloration, basée sur l’hydrolyse de l’urée, permet de
mieux reconnaître les colonies d’uréaplasmes et de ne pas les confondre avec des artéfacts
comme lors de cristallisation de la gélose par exemple.
Généralement, les bactéries sont peu nombreuses par colonie : de 105 à 107 UFC/mL
(Unités Formant Colonies/mL).
2. Milieu de culture liquide
Sur milieu liquide, la croissance bactérienne devient visible 18 à 24 heures après
ensemencement. On observe alors le virage de l’indicateur coloré incorporé, traduisant une
alcalinisation du milieu. Toutefois, certaines contaminations sont susceptibles d’induire le
virage de l’indicateur coloré. En effet, d’après TAYLOR-ROBINSON et FURR,
l’alcalinisation du milieu ne signe pas toujours la présence de colonies d’uréaplasmes [81]. De
faux positifs ont été obtenus après mise en culture de prélèvements génitaux d’origine porcine.
Dans ce cas, le virage coloré apparaît très rapidement (dans les dix minutes suivant
l’ensemencement). Il n’est pas inhibé en présence de tylosine, antibiotique actif sur les
uréaplasmes. En revanche, il disparaît après ré-ensemencement. Sur de telles cultures, aucune
colonie d’uréaplasmes n’a pu être observée. Ces résultats s’expliqueraient par la présence
d’une uréase dans les cellules épithéliales du tractus génital porcin.
En milieu liquide, les uréaplasmes restent viables jusqu’à 2 semaines à 4°C et jusqu’à 5
jours à température ambiante, surtout si le milieu de culture contient un grand nombre de
micro-organismes et si le pH est inférieur à 7. Ils peuvent être conservés jusqu’à 3 mois à 20°C, bien que ce type de conservation soit moins sûr qu’à une température de - 70°C où ils
peuvent survivre presque 10 ans [77].
- 28 -
C.
Courbe de croissance
La comparaison de la courbe de croissance des uréaplasmes bovins et celle des
uréaplasmes humains montre que le pic de croissance d’Ureaplasma urealyticum est atteint
après 26-32 heures d’incubation tandis que celui d’Ureaplasma diversum est atteint plus tard
(après 38 heures d’incubation). Dans les deux cas, le taux de croissance des uréaplasmes est
beaucoup plus élevé que celui des autres mycoplasmes. Après ce temps de croissance
exponentielle, on observe une courte phase stationnaire puis les deux souches d’uréaplasmes
subissent une rapide chute du titre [82]. Les colonies deviennent non viables après 48-72
heures d’incubation. Là encore, ils se démarquent des autres mycoplasmes dont le nombre
diminue plus lentement [79].
pH du milieu de culture
Titre en uréaplasmes
Souche bovine
Souche humaine
Temps d’incubation (en h)
Figure 1 : Courbe de croissance des souches humaines et bovines
d’Ureaplasma diversum, isolées à partir de l’appareil uro-génital d’après
TAYLOR-ROBINSON, HAIG et WILLIAMS [82].
La croissance des uréaplasmes est directement liée à la concentration en urée introduite
dans le milieu de culture. La concentration en urée doit être au minimum de 0,032 mmol/L
- 29 -
pour observer une croissance bactérienne (on obtient 3 x 104 UFC/mL) : le temps de
régénération est alors de 8,4 h. La croissance bactérienne est maximale (8 x 107 UFC/mL)
pour une concentration en urée de 32 mmol/L et le temps de régénération est alors de 1, 6 h.
La croissance des uréaplasmes serait également dépendante du pouvoir tampon du
milieu de culture : elle est maximale pour une concentration en solution tampon de 100
mmol/L alors qu’elle inhibée si la concentration augmente [41].
On pense que la libération d’ammoniac résultant du métabolisme de l’urée provoque ce
déclin rapide du nombre de bactéries selon deux mécanismes différents : l’effet toxique direct
des ions ammonium et l’effet de l’alcalinisation du milieu qui découle de leur libération [21].
En effet, plus la concentration en urée du milieu est élevée, plus la viabilité des colonies
diminue [41].
Mais, contrairement à ce que l’on croyait, l’ajout de substance tampon dans le milieu
pour empêcher les modifications du pH, ne semble pas régler le problème ; et l’ajout de sel
d’ammonium dans le milieu, lorsque le pH est maintenu à 6-6,5, n’entraîne pas la mort
prématurée des bactéries [22]. En effet, lors de l’incorporation d’une solution tampon dans le
milieu de culture, l’augmentation de pH est moins rapide : on constate alors une élévation du
nombre de cellules viables et donc une production d’ammoniac plus importante [83].
Pourtant, la phase de déclin de la courbe de croissance des uréaplasmes montre bien que
soit le milieu s’est appauvri en une substance indispensable à la survie des micro-organismes,
soit il y a production d’une substance toxique pour eux. La libération d’une substance toxique
a été confirmée en diluant les bouillons de culture obtenus après quelques heures d’incubation.
En diluant fortement les bouillons, la croissance bactérienne reprend tandis qu’elle est
légèrement diminuée si la dilution est moindre. Apparemment, ce facteur toxique n’est pas
spécifique d’une souche puisqu’il inhibe également la croissance d’autres souches. Ce facteur
traverserait une membrane de dialyse, serait résistant au chauffage à 56°C pendant 5 minutes
et ne serait pas détruit par une catalase [22]. Ce facteur serait produit par la plupart des
uréaplasmes. Il serait toxique à la concentration obtenue en culture et seulement inhibiteur à
basse concentration.
Cela sous-entend qu’après isolement, les bactéries doivent être repiquées juste après le
virage de l’indicateur coloré pour éviter que ce facteur n’inhibe leur croissance [82].
- 30 -
VI. STRUCTURE ANTIGENIQUE
A. Etude des antigènes majeurs
Parmi les uréaplasmes bovins, on constate que les souches isolées ne sont pas identiques
d’un point de vue antigénique même si elles possèdent un certain nombre d’antigènes en
commun.
Les antigènes étudiés sont essentiellement des antigènes de surface. La production
d’anticorps monoclonaux spécifiques de ces déterminants protéiques a permis de mieux
connaître leur structure. Pour exemple, l’antigène de 96 kDa est spécifique du sérotype 8
d’Ureaplasma urealyticum. Cet antigène exprime au moins 4 épitopes distincts [86]. Aucun
de ces épitopes n’a été retrouvé sur les souches bovines testées. Par contre, on retrouve la
sous-unité 16 kDa (mais pas la sous-unité 17 kDa) commune aux souches bovines et
humaines du sérogroupe A.
Une étude a montré que certaines sous-unités protéiques d’Ureaplasma urealyticum
possèderaient des épitopes suffisamment similaires à certains antigènes du CMH (Complexe
Majeur d’Histocompatibilité) pour que des réactions croisées aient lieu. En effet, lorsque l’on
teste certaines protéines dénaturées d’uréaplasmes, telles que l’uréase, avec des anticorps
monoclonaux produits contre un polypeptide synthétique du CMH (HLA-B27), on constate
que ces anticorps monoclonaux réagissent. Cela suggère que l’uréase des uréaplasmes
possède un épitope proche de celui sur l’antigène du CMH, dont le titre augmente chez les
patients souffrant d’arthrite [15].
La connaissance des antigènes possède surtout un intérêt pratique puisqu’elle permet la
mise au point de tests de diagnostic fondés sur :
-
la mise en évidence d’anticorps spécifiques
-
la recherche directe de l’antigène
-
l’identification des espèces par inhibition de croissance ou par inhibition métabolique
grâce à un antisérum spécifique.
Néanmoins, le pouvoir immunogène des uréaplasmes est faible : les anticorps
neutralisants n’empêchent pas la persistance des bactéries dans l’organisme.
- 31 -
B. Hétérogénéité antigénique chez les uréaplasmes
De nombreuses études ont mis en évidence une hétérogénéité antigénique entre les
souches bovines et les souches humaines.
GOURLAY et HOWARD ont mis en évidence, par inhibition métabolique, que les
souches isolées à partir d’espèces différentes (hommes, bovins, primates, chiens) étaient
sérologiquement distinctes mais qu’elles possédaient néanmoins des antigènes communs [50].
En ce qui concerne l’uréase, des anticorps monoclonaux ont été obtenus contre 5
épitopes distincts de l’enzyme. Tous ne sont pas retrouvés chez chaque espèce d’uréaplasmes.
Soit certains épitopes ne sont pas exprimés, soit leur structure tri-dimensionnelle varie à cause
de légères variations dans leur structure primaire et empêche, par conséquent, leur
reconnaissance par les anticorps monoclonaux [86].
Il semble également que la structure antigénique serait susceptible de changer selon la
composition du milieu de culture utilisé, autrement dit qu’un même sérotype serait capable
d’exprimer différentes compositions des déterminants antigéniques mis en évidence. De ce
fait, il est difficile de proposer des sérotypes distincts pour les uréaplasmes bovins [35].
L’antigénicité serait optimale lorsque les bactéries sont cultivées en présence de sérum de
cheval et d’urée [51].
C. Identification des sérotypes
14 sérovars d’Ureaplasma urealyticum ont été identifiés chez l’Homme et au moins 11
sérotypes différents chez les bovins. Les souches d’uréaplasmes isolées sont antigéniquement
hétérogènes et on s’est longtemps demandé si les sérotypes bovins pouvaient être classés avec
les sérotypes humains ou s’il fallait créer une nouvelle espèce pour les répertorier. Pour
répondre à cette question, il a fallu effectuer d’autres recherches pour établir des critères de
comparaison entre les uréaplasmes humains et les uréaplasmes bovins.
La comparaison par électrophorèse bi-dimensionnelle en gel de polyacrylamide des
différents sérotypes montre des différences significatives. En effet, l’analyse des gels
d’électrophorèse réalisés sur ces bactéries après mise en culture en présence de méthionine
radioactive, montre que les souches humaines et les souches bovines d’uréaplasmes possèdent
des polypeptides tout à fait distincts.
- 32 -
De plus, la composition en acides désoxyribonucléiques de l’ADN des souches
humaines est différente de celle des souches bovines. Le taux de cytosine + guanine est plus
élevé chez les uréaplasmes bovins.
Il a donc été nécessaire de créer une espèce regroupant les uréaplasmes bovins :
Ureaplasma diversum. Cette nouvelle espèce est constituée de 11 sérotypes distincts répartis
en 3 sérogroupes A, B et C sur la base d’analyses uni et bi-dimensionnelle par électrophorèse
sur gel de polyacrylamide [55] :
-
Sérogroupe A : Mmb167, Bu2, A417, T45, T95, T288, lui-même divisé en 3 sousgroupes :
•
A1 : Mmb167, Bu2
•
A2 : A417, T45
•
A3 : T95, T288
-
Sérogroupe B : D48, T74.
-
Sérogroupe C : T315, T71, T44.
Il existe un faible taux de similitudes entre deux souches de sérogroupes différents.
Cette propriété a été exploitée pour l’identification des uréaplasmes bovins. On a choisi 3
souches représentatives de chacun des différents sérogroupes pour obtenir des antisérums et
ainsi définir à quel groupe appartient la souche isolée (test d’inhibition métabolique). Il ne
semble pas exister de protection croisée entre ces 3 sérogroupes.
- 33 -
- 34 -
DEUXIEME PARTIE :
EPIDEMIOLOGIE, POUVOIR
PATHOGENE ET ETUDE
CLINIQUE
- 35 -
- 36 -
I. EPIDEMIOLOGIE
A. Epidémiologie descriptive
1. Tropisme
Les uréaplasmes ont d’abord été considérés comme appartenant uniquement à la flore
commensale de l’appareil génital des bovins mais ils ont été isolés par la suite dans d’autres
tissus répertoriés par TAYLOR-ROBINSON et FURR [81] :
-
urètre, vessie (1968)
-
semence (1969)
-
conjonctive oculaire (1969)
-
appareil respiratoire et poumons (1968).
On sait actuellement qu’ils ont également un rôle de pathogène opportuniste.
On retrouve communément les uréaplasmes chez le mâle et chez la femelle. Chez le
mâle, on l’isole surtout au niveau du prépuce, de la partie distale de l’urètre et dans la
semence. Chez la femelle, on l’isole au niveau de la vulve et du vestibule vaginal
essentiellement. La présence d’uréaplasmes au niveau de l’utérus et du mucus cervico-vaginal
(moins fréquente) signerait l’existence d’une pathologie chez la femelle [74].
Que ce soit chez le mâle ou la femelle, les uréaplasmes semblent coloniser
principalement l’appareil génital distal.
Après abattage, on retrouve souvent des uréaplasmes dans la vessie des vaches infectées
[53]. Leur présence serait due à un reflux de l’urine post mortem.
Il est difficile de déterminer si telle ou telle souche possède un site de prédilection car
des études ont montré que si l’on inocule une souche dans un site anatomique différent du site
de prélèvement, elle pouvait tout de même occasionner des lésions tissulaires [25]. Les
sérotypes bovins ne se limitent pas à des sites anatomiques précis, ni à des conditions
pathologiques spécifiques [50]. De plus, plusieurs sérotypes peuvent être présents chez un
même individu. Néanmoins, TRUSCOTT a établi que le sérogroupe A était le plus répandu en
- 37 -
pathologie génito-urinaire et que le sérogroupe C était le moins représenté [90]. Par contre,
HOWARD et GOURLAY ont montré que le sérgroupe C était le plus représenté dans le
tractus génital mâle [32].
2. Variations selon les races
Une étude a montré que le taux d’isolement d’uréaplasmes chez des vaches laitières et
allaitantes était significativement plus élevé sur des animaux présentant des lésions de vulvite
granuleuse que sur des animaux sans signe clinique, indépendamment du type de production
[59].
PLANTE voulait savoir s’il existait des différences de réceptivité entre les races
Holstein, Jersey, Hereford et Limousine. Aucune différence significative entre les races n’a
été mise en évidence. Les seules différences observées sont dues à des variations individuelles
[63]. Néanmoins, une étude menée au Costa Rica a montré que le risque d’infection était 1,95
fois plus élevé dans la race Jersey que chez les Holstein [46].
Parmi les variations individuelles, on peut également citer la note d’état corporel. Si
celle-ci est inférieure à 5,5, le risque d’infection semble moins élevé (p<0,05) que si elle est
supérieure à 5,5 avant la mise à la reproduction [75].
3. Influence de l’âge
Le tropisme des uréaplasmes diffère selon l’âge des bovins. En effet, chez les jeunes, le
tropisme est plutôt respiratoire avec des pneumopathies tandis que les manifestations sont
génitales avec des troubles de la fécondité et des avortements chez les femelles adultes.
Les uréaplasmes ont toutefois été isolés à partir du tractus uro-génital de veaux de tout
âge, même si la prévalence est plus élevée chez des animaux ayant atteint l’âge de la mise à la
reproduction [11].
Une étude menée au Costa Rica a montré que les génisses et les primipares ont 2,9 fois
plus de risques d’infection que les multipares [46]. Ce risque diminue lorsque le nombre de
gestations augmente.
- 38 -
4. Evolution saisonnière
Une étude menée sur 7 mois a mis en évidence que le taux d’infection était maximal au
milieu de l’hiver (75 %) alors qu’il était minimal au milieu de l’été (37 %) [18]. L’hypothèse
d’une transmission par contact serait alors confirmée puisque l’hiver, les animaux sont
confinés dans un endroit clos où les contacts sont augmentés.
5. Répartition mondiale
Ureaplasma diversum a été isolé partout dans le monde : en Amérique du Nord, en
Amérique du sud, en Asie, en Europe.
Dans le sud de l’Ontario, Ureaplasma est l’un des agents les plus fréquemment
identifiés lors d’avortement. En effet, il a été rapporté qu’Ureaplasma diversum serait à
l’origine de 10 % des avortements répertoriés : le diagnostic étiologique était basé sur
l’isolement de la bactérie et la présence de lésions d’alvéolite et de placentite. Le sérogroupe
le plus représenté serait le sérogroupe B (48 % des avortements dus à Ureaplasma diversum).
RÜHNKE a établi qu’Ureaplasma diversum était l’un des agents les plus fréquents lors
d’avortements en Ontario puisqu’il arrive deuxième sur la liste des agents responsables, après
le virus de la Maladie des Muqueuses. Ureaplasma n’est donc pas un agent à négliger dans
l’étiologie des avortements au Canada.
De plus, les uréaplasmes ont été retrouvés chez 25 % des veaux atteints de
pneumopathie dans ce même pays [23].
En 1972, les premiers cas ont été diagnostiqués au Texas : LIVINGSTON a été le
premier à identifier la présence d’uréaplasmes chez des bovins aux Etats-Unis [12].
En 2000, plusieurs cas de vulvite granuleuse ont été diagnostiqués au Brésil. Des études
plus poussées ont permis d’établir la présence d’Ureaplasma diversum dans les troupeaux
concernés. Il semblerait que des baisses de la fertilité puissent être également rapportées aux
uréaplasmes dans ce pays [12].
En ce qui concerne l’Europe, TAYLOR-ROBINSON et GOURLAY, deux anglais, ont
été les premiers à s’intéresser aux uréaplasmes et à démontrer leur rôle dans la vulvite
granuleuse.
- 39 -
Des cas de vulvite granuleuse ont été diagnostiqués en Ecosse en 1982 [88]. Ces cas ont
été reliés à la présence d’uréaplasmes dans les échantillons prélevés. La contamination des
vaches était essentiellement due à l’utilisation de semence infectée.
En Irlande du Nord, BALL a isolé des uréaplasmes à partir de spermes frais ou congelés
et à partir de lavages prépuciaux avec des taux d’isolement de 46 %, 31 % et 80 %
respectivement [3].
JURMANOVA et son équipe ont également mis en évidence la présence d’uréaplasmes
en République Tchèque [39].
Des études menées sur les mycoplasmes en Belgique ont mis en évidence la présence
d’uréaplasmes chez des veaux atteints de pneumopathie. Néanmoins, leur prévalence est
faible par rapport aux autres mycoplasmes et ils sont souvent associés à d’autres germes [87].
Des résultats similaires ont été rapportés dans une étude danoise [84].
6. Fréquence de l’infection en France
Pour ce qui est de la France, la première et la seule étude répertoriée date de 1991-1992
[47]. Elle a été menée dans une population de bovins laitiers du Rhône et de la Loire.
Ureaplasma diversum a été recherché chez 50 taureaux et 565 vaches appartenant à 20
troupeaux séparés en 2 populations :
-
population 1 : constituée de 10 troupeaux présentant des symptômes de vulvite
granuleuse aiguë
-
population 2 : constituée de 10 troupeaux présentant la forme sub-clinique.
Le but de cette étude était de déterminer si, en France, le taux d’infection était en
corrélation avec l’apparition de lésions de vulvite granuleuse.
Les résultats obtenus sont les suivants :
- 40 -
FEMELLES
PREVALENCE
MALES
Population 1 =
Population 2 =
320 animaux
245 animaux
50 animaux
Lésions de vulvite
80/320
42/245
__
granuleuse
25 %
17 %
Isolement
122/320
105/245
37/50
d’uréaplasmes
38 %
43 %
75 %
Tableau 2 : Prévalence d’Ureaplasma diversum dans les 2 populations étudiées en
région Rhône-Alpes.
Aucun symptôme n’a été observé chez les taureaux de l’étude.
Chez la femelle, les analyses statistiques ont montré qu’il n’y avait pas de différence
significative entre l’infection et la présence de lésions de vulvite granuleuse.
De plus, 18 de ces troupeaux ont fait l’objet d’un suivi de reproduction où étaient
évalués le taux de fertilité (pourcentage de réussite en première insémination) et le taux de
fécondité (pourcentage d’animaux ayant un intervalle vêlage-insémination fécondante
supérieur à 110 jours). Aucune corrélation n’a été mise en évidence entre le taux d’infection
et le taux de fertilité d’une part, ni entre le taux d’infection et le taux de fécondité d’autre part.
Il semblerait donc que les souches présentes dans le Rhône ont un pouvoir pathogène
différent de celles isolées au Canada ou dans d’autres pays. Néanmoins, il faut noter que les
taux d’infection en France (74 % chez le mâle et 40 % chez la femelle) sont loin d’être
négligeables.
Cette étude a permis de déterminer que le sérogroupe B était prédominant chez la
femelle alors que chez le mâle, ce sont les sérogroupes B et C qui prédominent.
L’incidence des uréaplasmes reste difficile à évaluer en France. En revanche, dans les
pays où l’infection est mieux connue (Canada, Ecosse), la prévalence de ces bactéries a été
davantage étudiée et Ureaplasma diversum figure parmi les agents pathogènes majeurs
responsables de troubles de la reproduction chez les bovins.
- 41 -
B. Epidémiologie analytique
1. Transmission horizontale de l’infection
Parmi les matières virulentes, on retrouve : les écoulements vulvaires, le sperme (la
congélation ne détruit pas le germe), l’urine et les liquides utérins.
Chez le mâle, on isole des uréaplasmes au niveau du prépuce, de la partie distale de
l’urètre mais pas les testicules, ni dans les canaux déférents [20]. Cela suggère que la semence
se contamine lors du passage dans les voies génitales basses, pendant la phase d’éjaculation.
Généralement, les mâles sont des porteurs asymptomatiques.
Du fait de leur localisation anatomique, la transmission horizontale des uréaplasmes est
facilitée lors de la manipulation de l’appareil reproducteur, lors d’insémination artificielle, si
la semence est contaminée, ou lors de monte naturelle.
La transmission horizontale s’explique par l’activité sexuelle qui débute à la puberté
mais il faut noter que des uréaplasmes ont été également isolés chez le jeune taureau (10
mois). La contamination pourrait se faire à la naissance, lors de la mise-bas, mais l’examen du
sperme depuis la naissance jusqu’à la puberté ne permet pas de mettre en évidence des
uréaplasmes.
Il semblerait que les uréaplasmes colonisent surtout la vulve et le vagin et ne soient que
très rarement isolés à partir du tractus génital proximal. Ainsi, la contamination de l’utérus
aurait lieu par le sperme pendant l’accouplement [27].
Cependant, le fait de retrouver des lésions de vulvite granuleuse chez des génisses qui
n’ont pas encore été mises à la reproduction signe l’existence d’un autre mode de
transmission horizontale. On suggère une transmission par contact entre l’appareil respiratoire
externe et le tractus génital [27]. En effet, du fait de leur faible capacité de survie dans le
milieu extérieur, les uréaplasmes ne peuvent se transmettre que par contact étroit. Cela
expliquerait pourquoi le taux d’infection est plus élevé en hiver qu’en été.
- 42 -
Il semblerait également qu’une transmission de la bactérie soit possible par l’urine. En
effet, les uréaplasmes ont été fréquemment isolés à partir de muqueuse vésicale [11].
2. Transmission verticale de l’infection
La transmission peut être verticale : le fœtus se contamine lors de son passage par les
voies génitales où résident les bactéries ou par les sécrétions nasales lorsque la mère lèche son
petit juste après la naissance [53].
3. Transmission indirecte de l’infection
La transmission indirecte a été évoquée par FISH et son équipe [20]. En effet, dans un
même centre d’insémination, 27 taureaux sur 28 étaient porteurs d’uréaplasmes. Ils étaient
manipulés par le même personnel, susceptible d’avoir répandu l’infection par le matériel de
prélèvement.
Les chiens présents dans les exploitations ont également été suspectés de répandre
l’infection par léchage ou ingestion des annexes fœtales [45].
II. PATHOGENIE
Selon le postulat de KOCH formulé en 1876, un agent peut être associé à une affection
s’il suit 4 conditions :
- le pathogène suspecté doit toujours être associé aux mêmes symptômes sur un hôte
malade donné
- il doit pouvoir être isolé en culture pure à partir de l’hôte malade
- il doit pouvoir être ré-inoculé à un hôte sain : les symptômes doivent apparaître chez
l’hôte inoculé et doivent être identiques à ceux observés chez l’hôte de départ
- le pathogène doit pouvoir être ré-isolé à partir de l’hôte contaminé, mis en culture pure
et être identique à l’agent initialement isolé.
- 43 -
Bien que l’on retrouve assez fréquemment des uréaplasmes chez les animaux présentant
des lésions de vulvite granuleuse, des avortements, des endométrites, des salpingites… le lien
entre leur présence et la pathologie observée n’est pas forcément évident. En effet, l’isolement
d’uréaplasmes ne s’accompagne pas toujours de symptômes et la présence simultanée d’autres
germes potentiellement pathogènes ne permet pas toujours de conclure.
A. Pouvoir pathogène expérimental
Pour déterminer le rôle exact de ces bactéries, on doit avoir recours à des animaux
axéniques de l’espèce hôte, ce qui est très lourd à réaliser chez les bovins. Comme compromis,
les scientifiques ont eu recours à l’inoculation intra-mammaire. En effet, la glande mammaire
des bovins constitue un environnement gnotobiotique dans lequel des cultures peuvent être
facilement inoculées [25].
Ainsi, la virulence de souches d’uréaplasmes a pu être évaluée sur ce type de modèle et
il a été démontré que l’inoculation de certaines souches issues de prélèvements pathologiques
induisait une mammite clinique. La mamelle constitue donc un bon modèle expérimental pour
évaluer la virulence des souches d’Ureaplasma diversum, et ce quel que soit leur site
d’isolement pathologique, comme le démontre GOURLAY. En effet, cet auteur a démontré
que 4 souches isolées chez des veaux présentant une pneumopathie, 1 souche isolée à partir de
kérato-conjonctivite et 2 souches sur 4 isolées à partir du tractus génital induisaient une
mammite clinique après inoculation par voie intra-mammaire.
Cette expérimentation a également permis de mettre en évidence le fait que certaines
souches puissent passer la barrière d’espèces : l’inoculation intra-mammaire de certaines
souches bovines peuvent induire une mammite clinique chez la chèvre. Par contre, les souches
isolées chez l’homme, chez les primates et chez les carnivores ne sont pas pathogènes pour le
tissu bovin puisqu’aucune mammite n’a été observée après inoculation [80].
La colonisation d’un organe ne suffit pas, il faut aussi que la bactérie affecte les tissus
concernés [25]. En effet, toutes les souches testées sont capables de coloniser les organes
isolés mais ne possèdent pas forcément un effet cyto-pathogène.
Après inoculation vulvaire d’uréaplasmes chez des génisses indemnes de lésions de
vulvite granuleuse et sérologiquement négatives en leptospirose, brucellose et rhinotrachéite
- 44 -
infectieuse bovine, on observe l’apparition de signes cliniques de la vulvite granuleuse. Des
résultats similaires ont été obtenus après inoculation intra-utérine et intra-cervicale. La
présence d’Ureaplasma diversum est donc souvent associée aux lésions de vulvites dans les
études qui ont été menées sur le sujet.
Les uréaplasmes sont également associés à des problèmes de fertilité.
En effet, RÜHNKE a montré que si l’on inoculait des uréaplasmes à des génisses, le
taux de gestation était seulement de 20 % (taux évalué en mesurant le taux de progestérone
dans le sang) alors qu’il était de 100 % chez les génisses témoins [72]. En effet, après
inoculation, les animaux peuvent revenir en chaleur après la mise à la reproduction, remplir
puis avorter avant le 90ème jour de gestation ou avorter autour du terme… Occasionnellement,
un veau peut naître malgré tout mais sera chétif et faible. Egalement, l’inoculation
d’Ureaplasma diversum dans le liquide amniotique d’un embryon bovin provoque un
avortement ou une mise-bas prématurée donnant naissance à un veau chétif [54].
En 1984, RÜHNKE et son équipe ont publié une étude concernant 74 bovins avortés ou
nés prématurément [73]. Ils ont isolé Ureaplasma diversum chez 13 d’entre eux. Aucun autre
agent infectieux responsable d’avortement chez les bovins n’a été isolé. Par contre, certaines
bactéries (Escherichia coli, Yersinia pseudotuberculosis, Streptococcus) et quelques
mycoplasmes ont été retrouvés dans les échantillons contenant des uréaplasmes. Mais il s’agit
probablement de contaminations secondaires.
Le pouvoir pathogène diffère selon la souche isolée. Certaines souches sont virulentes,
d’autres sont avirulentes, ce qui rend difficile la compréhension de la pathogénie. Il existe
sans doute d’autres facteurs inconnus permettant de justifier les différences de virulence.
RÜHNKE a d’ailleurs réussi à identifier des séquences d’ADN spécifiques des souches
virulentes [10]. Il semblerait aussi que le nombre d’uréaplasmes (107) colonisant les tissus
conditionnerait l’apparition de lésions mais que leur présence seule ne suffirait pas pour
aboutir aux affections observées : Ureaplasma diversum serait un germe opportuniste [13].
En conclusion, les uréaplasmes appartiennent à la flore commensale du tractus génital et
avec l’intervention d’autres facteurs (encore inconnus), ils sont à l’origine de l’apparition de
signes cliniques [74]. Parmi ces éventuels facteurs, on peut citer le titre en uréaplasmes
(critère utilisé chez l’homme), certaines conditions épidémiologiques ou la présence d’autres
germes [80].
- 45 -
Les uréaplasmes, à eux seuls, ne semblent pas suffire pour justifier les symptômes
observés.
B. Facteurs de pathogénicité : adhérence et virulence
La capacité d’un micro-organisme à adhérer à une cellule-hôte est un facteur de
virulence important et constitue la première étape de l’infection. En ce qui concerne les
uréaplasmes, cette étape est primordiale puisque c’est un agent pathogène extra-cellulaire [74].
On sait aujourd’hui, grâce à des expérimentations in vitro, qu’Ureaplasma diversum
adhère au sperme via à un récepteur sulfoglycolipidique. Cette liaison interviendrait dans les
interactions spermatozoïdes-ovule, d’où les baisses de fertilité constatées en présence
d’uréaplasmes [74]. Ce récepteur est commun à toutes les espèces colonisées par les
uréaplasmes [19].
Cependant, il n’a pas été possible de mettre en évidence une altération des
spermatozoïdes.
Ureaplasma diversum est également capable de se fixer à l’épithélium de l’endomètre
bovin, à la zone pellucide des embryons et à l’ovocyte [53]. Les uréaplasmes adhèrent
fortement à la zone pellucide des embryons puisque cette adhésion résiste à plusieurs lavages
répétés et à l’action de la trypsine. Cependant, on ignore si cette fixation est spécifique ou s’il
s’agit simplement de liaisons hydrophobes ou électrostatiques. Dans tous les cas, cette liaison
des uréaplasmes à la morula bovine n’induit aucune altération de l’embryon [8].
GOURLAY et al. ont démontré que seulement certaines souches étaient virulentes alors
que d’autres non [81]. Mais il reste encore à déterminer ce qui leur confère ou non leur
pouvoir pathogène. Ceci est d’autant plus difficile que les souches dites pathogènes peuvent
appartenir à chacun des trois sérogroupes A, B ou C [59].
Pour comprendre le mécanisme d’action des uréaplasmes sur les cellules du tractus
génital, SANDERSON a mis en culture Ureaplasma diversum avec des cellules d’oviducte
bovin. Il observe alors une baisse de l’activité ciliaire des cellules. Il constate également un
rapprochement étroit, entre les uréaplasmes et les cellules, à l’origine d’un effet ciliostatique
- 46 -
et une baisse significative de calmoduline, régulateur calcique intra-cellulaire, diminuant
indirectement l’activité ciliaire [74].
De plus, on pense que la libération d’ammoniac par l’uréase est à l’origine de la toxicité
cellulaire. C’est ce que l’étude menée par LIGNON et KENNY sur cette enzyme a démontré
[48]. En effet, en essayant d’immuniser des rats avec des extraits d’uréaplasmes, ils ont
observé que les animaux mouraient systématiquement. Ils ont donc constaté que l’uréase
possédait un effet létal. Les animaux intoxiqués présentaient les symptômes suivants :
agitation, polypnée, perte de l’équilibre, hyperactivité puis coma. Les souris convulsaient puis
finissaient par mourir. La mort était précipitée par la moindre stimulation. Cette évolution
suggère une neurotoxicité qui rappelle celle de l’ammoniac. Cet effet toxique pourrait donc
provenir de l’ammoniac libéré par l’activité uréasique.
La perte d’activité ciliaire et la destruction des cellules d’oviducte semblent être un
mécanisme important dans l’origine de la baisse de fertilité causée par les uréaplasmes.
Lorsque l’on met en culture des cellules épithéliales et des cellules stromales de
l’endomètre bovin avec Ureaplasma diversum, on constate une diminution de la production
de prostaglandine E2 par les cellules épithéliales et de prostaglandine F2α par les cellules
stromales, le tout sans altération de la viabilité cellulaire. Les prostaglandines constituent un
important régulateur de la reproduction et interviennent dans les modifications physiologiques
de l’utérus. Une baisse de production induite par la présence d’uréaplasmes semble à l’origine
des problèmes de reproduction associés, bien que les mécanismes impliqués ne soient pas
encore élucidés [42].
En plus de l’élaboration de substances toxiques, on suppose une action indirecte par
l’activation de macrophages ou autres cellules immunitaires qui sécréteraient alors des
substances altérant l’épithélium ou déséquilibrant l’homéostasie nécessaire à l’établissement
et au maintien de la gestation. Les substances libérées, les cytokines, varient selon le type de
cellules immunitaires stimulées (leucocytes sanguins, cellules spléniques, macrophages).
Ureaplasma diversum semble stimuler la production d’IL1 (InterLeukine 1) et de TNFα
(Tumor Necrosis Factor α) suite à l’émission d’un signal reçu par les leucocytes mononucléés
du sang périphérique. Les deux cytokines pro-inflammatoires, IL1 et TNFα, ne semblent pas
entraver la formation des blastocytes et le développement des embryons. Mais, Ureaplasma
diversum stimule également la production L’IFN-τ, molécule spécifique du trophoblaste
bovin jouant un rôle important dans l’établissement de la gestation [13].
- 47 -
III. ETUDE CLINIQUE
Ureaplasma diversum est surtout associé à des lésions de vulvite granuleuse et à des
altérations de la fertilité des animaux.
Chez la femelle, les lésions de vulvite apparaissent essentiellement en région ventrale, 3
à 6 jours après la mise à la reproduction. On constate également des avortements, des
mortalités embryonnaires et des retours en chaleur dans les troupeaux concernés. Ces
symptômes peuvent réapparaître par vague sur une période 4 ans.
Chez le mâle, aucun symptôme n’apparaît. Parfois, on peut observer une balanopostite
mais le mâle est, le plus souvent, un porteur sain.
Chez les veaux, les signes cliniques se déclarent dès le plus jeune âge. On observe les
symptômes classiques d’une pneumonie : toux, dyspnée, hyperthermie.
A. Infection génitale chez la femelle
Deux entités cliniques sont particulièrement rattachées à Ureaplasma diversum : la
vulvite granuleuse et l’infertilité bovine.
1. La vulvite granuleuse
Cette affection est connue depuis la fin du XIXème siècle [45]. De nombreux agents
infectieux et non infectieux ont été mis en cause : virus de l’IBR (Rhinotrachéite Bovine
Infectieuse), Ureaplasma diversum, Mycoplasma bovigenitalium… Les uréaplasmes ont été
mis en cause lorsqu’une étude a rapporté qu’Ureaplasma diversum était présent chez 100 %
des vaches atteintes de vulvite granuleuse aiguë [70]. Et, en comparant le taux d’isolement
d’uréaplasmes chez les animaux présentant des symptômes avec celui des animaux sans
signes cliniques, il a été constaté une différence significative permettant d’affirmer que les
uréaplasmes étaient impliqués dans la vulvite granuleuse [69].
- 48 -
La vulvite granuleuse apparaît sous différentes formes : la forme aiguë qui se caractérise
par la présence d’un écoulement vulvaire purulent et la forme chronique sans écoulement.
a) Forme aiguë [45, 53]
La forme aiguë apparaît 3 à 6 jours après la mise à la reproduction des animaux. Au
départ, seulement quelques vaches présentent des lésions puis l’infection s’étend rapidement
aux autres vaches du troupeau.
On observe alors :
- un écoulement muco-purulent plus ou moins marqué, qui peut aller de la simple
souillure du périnée jusqu’à la présence d’un écoulement suffisamment abondant pour
s’accumuler sur la litière. Il dure 3 à 10 jours puis la maladie évolue vers la forme chronique :
les écoulements s’éclaircissent pendant l’oestrus mais peuvent réapparaître aux chaleurs
suivantes.
- une inflammation et une congestion de la vulve qui devient alors douloureuse,
- le développement de granulations de 1 à 2 mm de diamètre, de couleur gris-marron
clair à rouge avec une légère surélévation centrale, regroupés autour du clitoris et pouvant
s’étendre jusqu’aux parois latérales de la vulve. Ces granules envahissent rarement
l’épithélium vaginal en avant du méat urinaire et plus rarement encore le plafond du vagin.
Les granulations sont généralement séparées mais peuvent confluer si elles sont
présentes en très grand nombre. La coalescence des granulations fait alors apparaître des
crêtes résultant de plis et d’ondulations de la muqueuse. Ils apparaissent 1 à 5 jours après
inoculation vulvaire. Ils persistent plusieurs mois puis diminuent en diamètre et en nombre.
- 49 -
Photo 2 : Muqueuse vulvaire avec
début de granulations chez un animal
séronégatif en IBR.
Photo 3 : Confluence des
granulations sur la muqueuse vulvaire
d’un animal séronégatif en IBR.
Histologiquement, ces granules correspondent à des accumulations de lymphocytes
incluant quelques autres cellules plasmatiques dans l’épithélium. Généralement, il s’agit de
cellules mononucléées.
Généralement, la maladie évolue sous forme chronique mais, aux chaleurs suivantes, les
signes cliniques peuvent réapparaître sous la forme aiguë. Les rechutes sont fréquentes ; cela
- 50 -
suppose que des bactéries persistent malgré tout dans la vulve lorsque les granules
disparaissent [53]. Lors de ré-infection, les symptômes sont moins marqués et la phase aiguë
est raccourcie voire absente.
Dans tous les cas étudiés, il n’y a pas d’atteinte de l’état général de l’animal : pas
d’hyperthermie, ni d’anorexie.
b) Forme chronique [45]
La forme chronique est caractérisée par l’absence d’écoulement purulent. Par contre, on
observe un écoulement muqueux abondant qui rend difficile le diagnostic de chaleurs. Cette
phase se caractérise également par une régression de l’inflammation et des granulations
vulvaires.
Le plus souvent, les symptômes disparaissent en quelques semaines et la muqueuse
vaginale retrouve un aspect normal en 6 semaines à 3 mois. Néanmoins, l’analyse
bactériologique de prélèvements vaginaux montre que la persistance des uréaplasmes dans le
tractus génital peut aller jusqu’à 3 mois [74].
Dans 10 % des cas, on peut voir apparaître des formations kystiques blanches, de 2 à 5
mm de diamètre, disposées en grappes ou en ligne, sur la paroi dorso-latérale de la vulve ou
sur la commissure dorsale du vestibule vaginal. En phase aiguë, ces kystes laissent apparaître
un exsudat blanc crémeux qui s’épaissit en phase chronique, ce qui indique alors le passage
d’une vulvite granuleuse. Ces nodules sont peu observés autour du clitoris mais peuvent être
visibles au niveau de l’anneau cervical externe.
Histologiquement, ces kystes correspondent à une accumulation de cellules lymphoïdes
dans l’épithélium.
La maladie peut provoquer des épizooties pendant la phase aiguë puis devient
endémique au sein du troupeau ; les symptômes réapparaissent de nombreuses fois sur une
période de 4 ans [18].
- 51 -
Il semblerait que les uréaplasmes soient également capables de provoquer des
endométrites, des salpingites ou encore des cervicites mais dans de rares cas [45]. Ces
affections seraient à l’origine des baisses de fertilité observées dans les cheptels touchés. En
effet, dans la forme sub-clinique, on n’observe pas de lésions proprement dites mais les suivis
de reproduction révèlent une baisse de fertilité à l’échelle du troupeau.
2. Effet sur la fertilité et la reproduction
Le lien entre les uréaplasmes et la baisse de fertilité observée dans les troupeaux est
encore moins facile à établir. Cependant, les chercheurs constatent que, lors d’épidémie de
vulvite granuleuse, le troupeau présente une baisse de fertilité. Les vaches atteintes peuvent
passer inaperçues : c’est la baisse des performances de reproduction du troupeau qui orientera
la suspicion (baisse de fertilité, avortements, naissance de veaux faibles) [53].
Les uréaplasmes sont fréquemment isolés à partir du prépuce, de la partie distale de
l’urètre ou encore de la semence de taureau donc on suppose que l’accouplement (lors de
monte naturelle ou lors d’insémination artificielle) véhiculerait les bactéries du mâle jusqu’au
tractus génital femelle. En effet, dans les troupeaux présentant de la vulvite granuleuse aiguë,
on constate une baisse du taux de gestation marquée, pouvant aller jusqu’à 20 % et pouvant
persister jusqu’à 6 mois.
En ce qui concerne les mortalités embryonnaires, on sait que les 2 premières semaines
de gestation constituent une période critique pour l’embryon car son développement nécessite
des conditions particulières au niveau utérin. Des interactions entre l’embryon et l’utérus
doivent s’établir pour que le milieu utérin devienne favorable à la nidation. Une inflammation
du tractus génital durant cette période critique est suffisante pour perturber la gestation.
Les uréaplasmes sont capables d’adhérer à la zone pellucide de l’embryon. Cependant,
aucune altération cellulaire de celui-ci n’a été mise en évidence en microscopie électronique.
Il semblerait que l’embryon joue surtout un rôle de vecteur de la bactérie dans l’utérus où elle
provoquerait des endométrites et/ou des cervicites et une baisse de production des
prostaglandines [53]. Une étude a montré que, lors de transferts embryonnaires, 10 % des
- 52 -
liquides embryonnaires étaient contaminés par les uréaplasmes et que cette contamination
pouvait aboutir à une baisse de 18 % du taux de gestation [72].
Les avortements dus à Ureaplasma diversum sont généralement sporadiques mais des
épidémies peuvent avoir lieu. Les avortements sont rarement associés à des signes cliniques
de vulvite granuleuse.
Ils ont lieu au milieu voire en fin de gestation. Ils s’accompagnent généralement de
rétention placentaire.
Macroscopiquement, le fœtus est souvent bien préservé. Seuls les poumons et les
annexes fœtales présentent des anomalies.
Les poumons sont oedématiés et indurés. On observe une pneumonie interstitielle non
suppurative diffuse et une légère accumulation de neutrophiles et de macrophages dans les
voies aériennes.
Parfois, des accumulations lymphoïdes péri-bronchiques peuvent être
présentes.
Les annexes embryonnaires (amnios et allanto-chorion) entre les cotylédons sont
épaissies, opaques, de couleur blanc à marron. Les cotylédons sont plus foncés et les
caroncules sont adhérentes. L’amnios présente des lésions caractéristiques : elles sont
multifocales ou étendues localement, avec une hémorragie plus ou moins marquée, avec
nécrose, fibrose et minéralisation. Les vaisseaux des annexes fœtales peuvent présenter une
légère vascularite [73].
Une étude a montré que les uréaplasmes du sérogroupe B étaient les plus représentés
lors d’avortement en Ontario [69].
Si la mise-bas est prématurée, le veau qui naît présente une détresse respiratoire et,
généralement, ne survit pas [45].
Les lésions observées sont identiques à celles obtenues par inoculation intra-amniotique :
cette constatation constitue un argument supplémentaire dans le rôle joué par les uréaplasmes
dans les avortements.
- 53 -
B. Infection génitale chez le mâle
Les uréaplasmes font également partie de la flore commensale du tractus génital mâle.
Ils sont fréquemment isolés à partir de lavages prépuciaux et dans la semence, plus rarement
dans le liquide séminal, la muqueuse vésicale, les ampoules et les vésicules séminales. Par
contre, on ne retrouve pas d’uréaplasmes ni dans les testicules, ni dans les canaux déférents
[45]. Cela laisse suggérer que la contamination de la semence survient durant l’éjaculation par
les bactéries présentes au niveau du prépuce [20].
Le plus souvent, les porteurs sont asymptomatiques. Cependant, les uréaplasmes ont été
clairement associés à de la balanopostite chez le mâle. Egalement, le taux d’isolement des
uréaplasmes dans la semence et dans les lavages prépuciaux est significativement supérieur
chez les animaux présentant des symptômes que chez les animaux cliniquement sains [62].
Trois jours après l’inoculation d’uréaplasmes dans les vésicules séminales, on constate
des lésions inflammatoires aiguës qui peuvent persister 8 semaines. L’inflammation laisse
place à une fibrose interstitielle chronique. Les uréaplasmes ne sont isolés que pendant les 4
premières semaines d’infection, pas au-delà. Toutefois, aucune pathologie de ce type n’a été
rapportée dans les conditions naturelles [45].
Bien que fréquemment présents dans la semence de taureaux, les uréaplasmes n’ont
jamais été associés à une quelconque baisse de la qualité du sperme.
L’équipe de SPRECHER a étudié la qualité du sperme chez des taureaux porteurs ou
non d’uréaplasmes [78]. Les anomalies morphologiques observées (spermatozoïdes
microcéphales, avec flagelle enroulé, avec angle aigu entre la tête et la pièce intermédiaire) ne
semblent pas liées à la présence d’uréaplasmes. L’étude du volume de l’éjaculat, du nombre
de spermatozoïdes par millilitre et de leur motilité ne révèle pas de différence significative
entre les animaux porteurs et les témoins. Cependant, les recherches de WANG et de son
équipe en pathologie humaine ont montré que la présence des uréaplasmes s’accompagne
d’une augmentation de la viscosité et d’une baisse du pH de la semence [96].
- 54 -
C. Infection pulmonaire chez les veaux
De nombreuses études ont été réalisées sur le pouvoir pathogène des mycoplasmes pour
l’appareil respiratoire. Le rôle d’Ureaplasma diversum est moins bien étudié.
Les uréaplasmes ont été isolés pour la première fois à partir de poumons de veaux en
1968 [24].
En 1970, GOURLAY a inoculé Ureaplasma diversum à des veaux âgés de 3-4 semaines
et n’ayant pas reçu de colostrum [26]. Parmi les 16 animaux inoculés, 13 ont présentés des
signes cliniques de broncho-pneumonie : toux, dyspnée et hyperthermie. Le rythme
respiratoire était supérieur à 60 mouvements par minute et à l’auscultation, on entendait des
râles bronchiques à l’inspiration.
L’examen macroscopique des poumons des veaux concernés montrait des zones de
pneumonie sur les lobes antérieurs.
L’examen histopathologique a montré une inflammation bronchique importante avec
collapsus alvéolaire. Lors de la section des voies aériennes, la présence d’un important
exsudat bronchique a été notée. Parfois, des zones d’hyperplasie lymphocytaire péribronchique ont pu être observées.
En 1979, MUENSTER, chercheur canadien, s’intéresse à l’incidence des uréaplasmes
par rapport aux autres mycoplasmes sur des veaux âgés de 3 à 10 jours atteints de pneumonie
6 à 21 jours après la mise en lots [56]. Il constate que la survenue des problèmes respiratoires
est plus fréquente durant la période hivernale ou lorsque les animaux sont transportés par
temps froid.
Il démontre également que Mycoplasma dispar est l’agent le plus représenté (56 %)
suivi en seconde position par Ureaplasma diversum (44 %). Ce résultat est légèrement plus
faible que ceux obtenus par GOURLAY (55 %) et par BITSCH (52 %) mais reste tout de
même élevé [56].
Bien qu’Ureaplasma diversum présente un certain pouvoir pathogène expérimental pour
l’appareil respiratoire des jeunes bovins, et qu’il soit assez fréquemment isolé lors de
pneumopathies, on ne cerne pas encore son impact réel lors d'infection naturelle.
- 55 -
- 56 -
TROISIEME PARTIE :
DIAGNOSTIC ET MOYENS DE
LUTTE
- 57 -
- 58 -
I. DIAGNOSTIC
A. Diagnostic clinique différentiel
D’autres agents infectieux peuvent être à l’origine de vulvite granuleuse [84] :
- Des bactéries : Mycoplasma bovigenitalium
- Des virus : le virus de la Rhinotrachéite Infectieuse Bovine (IBR) est responsable de
l’exanthème vésiculeux coïtal. Cependant, cette forme clinique semble avoir
disparu en France.
Et de nombreux autres agents infectieux peuvent occasionner des troubles de la fertilité.
Parmi ceux-ci, nous pouvons citer :
- Des bactéries : Brucella abortus, Listeria monocytogenes, Coxiella burnetti,
Leptospira interrogans, Campylobacter fetus, Chlamydophila abortus, Salmonella
enterica,
- Des virus : virus de l’IBR (Rhino-trachéite Infectieuse Bovine), virus de la maladie
des muqueuses (ou Bovine Viral Diarrhea (BVD)), Herpes Virus de type 1,
- Des protozoaires : Neospora caninum, Toxoplasma gondii,
- Des champignons : Aspergillus fumigatus
Chez les veaux, les agents responsables de pneumopathie sont nombreux. On retrouve :
- Des mycoplasmes : M. bovis, M. dispar,
- D’autres bactéries : Pasteurella multocida et Mannheimia haemolytica, Actinomyces
pyogenes, Histophilus somni
- Des virus : virus respiratoire syncytial bovin (BRSV), virus parainfluenza 3, virus de
la BVD, coronavirus, adénovirus
Du fait de la multitude d’agents pouvant être impliqués, le diagnostic de certitude passe
obligatoirement par la mise en évidence, par le laboratoire, de la présence d’uréaplasmes.
- 59 -
B. Diagnostic de laboratoire
Lors d’avortement, le diagnostic passe par la mise en évidence de la présence de la
bactérie à partir du placenta et du fœtus (poumons et contenu stomacal).
La culture des uréaplasmes, tout comme celle des mycoplasmes, est difficile, ce qui rend
délicat le diagnostic de laboratoire. Il est important de tenir compte de la nature fragile de ces
bactéries, d’utiliser des techniques adaptées pour prélever les échantillons appropriés et de les
soumettre à des conditions de conservation adéquates. Les uréaplasmes ont la particularité
d’être les seuls mycoplasmes à métaboliser l’urée en ammoniac et en dioxyde de carbone.
Cette caractéristique a permis de mettre au point des méthodes de détection et d’identification
de ces bactéries.
1. Généralités sur les prélèvements [53]
La recherche des uréaplasmes peut s’effectuer sur différents tissus (placenta, poumons
fœtaux lors d’avortement), sur des fluides (contenu stomacal et liquides embryonnaires de
foetus avortés par exemple), ou encore des écouvillonnages de la muqueuse vaginale (dans les
zones d’inflammation intense lors de vulvite granuleuse).
Ces prélèvements doivent être acheminés au laboratoire d’analyse dans les 2 jours ; audelà, ils doivent être conservés congelés.
Pour l’acheminement au laboratoire, les écouvillons doivent toujours être placés dans un
milieu de transport comme le milieu de Stuart ou le milieu de Amies (sans charbon). On peut
également utiliser un milieu de transport spécifique des uréaplasmes : les milieux A3B, Remel,
Lexena, KS.
2. Les milieux de cultures utilisés
Le milieu utilisé par la plupart des laboratoires est le milieu de HAYFLICK modifié.
C’est un milieu liquide permettant la culture des mycoplasmes mais contenant, en plus, des
extraits de levures, du sérum de cheval, de l’urée, du rouge phénol et de la pénicilline [45].
Les uréaplasmes étant naturellement résistants aux β-lactamines, la pénicilline est utilisée
pour limiter les contaminations bactériennes issues du prélèvement.
- 60 -
Parmi les milieux utilisés, on trouve également les géloses A8 et A6D et les bouillons
10B de SHEPARD et U9. Dans le milieu U9, c’est le rouge phénol est qui est l’indicateur de
la production d’ammoniac tandis que dans le milieu A6D, c’est le chlorure de manganèse.
Dans l’étude menée en France, les milieux utilisés sont ceux décrits par TAYLORROBINSON en 1968, modifiés comme suit [47] :
MILIEU LIQUIDE
MILIEU SOLIDE
−
Bacto PPLO broth (DIFCO)
Rouge de phénol à 1 ‰
20 g/L
Agar Noble (DIFCO)
12 g/L
Bacto PPLO broth (DIFCO)
20 g/L
20 mL/L Rouge de phénol à 1 ‰
Sérum de cheval non chauffé
200 mL/L
Extraits frais de levure à pH 6
100 mL/L Extraits frais de levure à pH 6
Urée à 10 %
Sérum de cheval non chauffé
10 mL/L Urée à 10 %
Amoxicilline
2 g/L
Amoxicilline
−
L-cystéine à 0,9 %
−
Sulfate de manganèse à 3 %
Eau bi-distillée
700 mL/L
Solution tampon après
avoir ajusté le pH à 6,0
Eau bi-distillée
20 mL/L
200 mL/L
100 mL/L
10 mL/L
2 g/L
10 mL/L
5 mL/L
700 mL/L
Solution tampon après
40 mL/L avoir ajusté le pH à 6,0
40 mL/L
Tableau 2 : Exemple de composition d’un milieu liquide et d’un milieu solide
3. Isolement et dénombrement
a) Mise en évidence de la présence des uréaplasmes
L’isolement et l’identification des uréaplasmes dans les échantillons prélevés sont une
étape difficile. Selon TAYLOR-ROBINSON, la meilleure méthode pour isoler les
uréaplasmes consiste à mettre en culture les bactéries sur milieu liquide et à ré-ensemencer la
culture sur milieu liquide ou sur gélose contenant les substances indispensables à leur
croissance.
Les bactéries sont cultivées à 37°C pendant 18-24 heures.
- 61 -
L’identification des uréaplasmes passe essentiellement par la mise en évidence de leur
activité uréasique.
Lorsque les bactéries sont mises en culture en milieu liquide, l’ajout de rouge phénol
permet la mise en évidence de l’activité uréasique. En effet, la libération d’ammoniac
provoque un virage coloré du jaune au rouge. Cependant, ce test n’est fiable qu’en présence
d’antibiotique, comme l’amphotéricine B par exemple, qui évite les réactions faussement
positives consécutives à la présence de Candida ou de champignons lorsque les échantillons
proviennent du tractus génital femelle [76].
En milieu solide, on peut utiliser, comme indicateur de la production d’ammoniac, soit
une solution de chlorure de manganèse à 0,8 % (apparition d’une coloration intense marrondoré à la surface des colonies), soit du chlorure de cobalt, soit de l’acétate de cobalt. Ces tests
ont l’avantage d’être extrêmement rapides (résultats en 5-10 secondes), de pouvoir être
réalisés à température ambiante et d’être plus spécifiques que la coloration au rouge phénol
[76].
L’utilisation du chlorure de manganèse, cependant, n’est valable que sur des colonies
âgées de moins de 48 heures. Si les colonies sont plus âgées, le nombre de faux-positifs
augmente. C’est pourquoi on préfère employer du sulfate de manganèse et non du chlorure de
manganèse sur gélose.
La méthode la plus spécifique reste malgré tout le marquage avec de l’urée radioactive
car le virage coloré peut également être dû à la présence d’uréase issue des cellules de la
sphère génitale contenues dans le prélèvement [81].
b) Dénombrement
Après avoir mis en évidence la présence d’uréaplasmes, il est possible de les dénombrer
par 2 méthodes différentes [79] :
- dénombrement par CCU (« color-changing unit ») : 1 CCU correspond à la plus
grande dilution de mycoplasmes en suspension produisant un virage de l’indicateur coloré
utilisé)
- par comptage des colonies sur milieu gélosé. Le résultat est donné en UFC/mL
(unités formant colonies).
- 62 -
Le plus souvent, le dénombrement n’excède pas 106 à 107 UFC/mL dans un bouillon de
culture. On note que 1 UCC équivaut à 70 % d’1 UFC et qu’on détermine qu’une CFU
contient 1,2 x 10-14 g de protéines [41].
4. Identification sérologique
a) Test d’inhibition métabolique (IM)
Ce test consiste à visualiser l’inhibition de croissance des bactéries en mettant en
évidence, dans le milieu culture, l’absence de différents substrats métabolisés par les
organismes à l’aide d’indicateurs colorés.
PURCELL et son équipe ont mis au point un test coloré basé sur la production d’uréase
par les uréaplasmes.
LYN et son équipe ont développé un test dérivé du précédent pour déterminer les
sérotypes des souches humaines isolées. Ce test a été repris par PURCELL pour établir que
les uréaplasmes bovins étaient sérologiquement distincts [65]. Il a remplacé le test
d’immunofluorescence, technique la plus utilisée jusqu’alors.
Néanmoins, si le nombre de souches à traiter devient trop important, cette technique
devient très fastidieuse.
Ce test est moins utilisé que le test d’inhibition de croissance car il a beau être plus
sensible, il est moins spécifique [61].
b) Test d’inhibition de croissance
Ce test a été décrit par BLACK [6]. Il consiste à incorporer au milieu de croissance des
uréaplasmes un sérum polyclonal contenant des anticorps inhibiteurs.
Ce sérum hyper-immun est obtenu par immunisation de lapins IOPS (Indemne
d’Organismes Pathogènes Spécifiques) avec un antigène total correspondant à une espèce ou
à un sérogroupe d’uréaplasmes. De ce fait, il est constitué d’une population hétérogène
d’anticorps qui reconnaissent divers épitopes de l’antigène et diffèrent par leur spécificité,
leur affinité et leur isotype.
- 63 -
En milieu solide, le résultat est considéré comme positif si la zone d’inhibition de
croissance de la souche est supérieure à 2 mm de large [32].
c) Identification par dot immunobinding sur membrane de
filtration
Cette technique immuno-enzymatique sur membrane, déjà utilisée pour l’identification
des mycoplasmes bovins, a été appliquée par POUMARAT à l’identification sérologique des
uréaplasmes [64]. Elle détecte les antigènes externes des uréaplasmes après fixation des
bactéries sur une membrane par aspiration. Du fait de leur petite taille, cette technique
nécessite l’utilisation d’une membrane filtrante de porosité 0,1 µm.
Les différents sérotypes sont identifiés à l’aide de sérums hyper-immuns spécifiques
obtenus sur lapins IOPS.
Cette technique est simple et rapide puisqu’elle est réalisée en 2 ou 3 heures. Elle est
également facilement reproductible, ce qui pourrait contribuer à l’amélioration du diagnostic
bactériologique des uréaplasmes chez les bovins.
d) Apport de la biologie moléculaire
L’isolement des uréaplasmes à partir de prélèvements étant difficile, il est indispensable
de mettre au point des techniques d’isolement fiables. C’est pourquoi une technique PCR
(Polymerase Chain Reaction) basée sur l’amplification d’une région codant pour la sous-unité
16S de l’ARN ribosomique a été mise au point au Brésil [11]. Cette technique a pour but de
faciliter la détection des uréaplasmes par les laboratoires qui ne sont pas spécialistes de ces
bactéries. En effet, la technique PCR ne requiert pas de mise en culture. Elle est donc moins
exigeante en ce qui concerne le transport et la préparation des prélèvements. De plus,
l’avantage de cette technique est d’être plus rapide que la mise en culture puisqu’elle ne
nécessite qu’une journée et non 2 ou 3 jours.
Dans l’étude de CARDOSO, 168 écouvillons vaginaux ont été prélevés et la présence
d’uréaplasmes a été évaluée par deux techniques : la culture bactérienne et la méthode PCR
mise au point. Ureaplasma diversum a été identifié sur 89 échantillons (52,9 %) en utilisant la
- 64 -
PCR et sur seulement 60 échantillons (35,7 %) par la mise en culture. Ces résultats indiquent
une meilleure sensibilité de la PCR par rapport à l’isolement.
II. PROPHYLAXIE SANITAIRE
La connaissance des modes de transmission de l’infection est essentielle.
La prophylaxie sanitaire passe principalement par le traitement de la semence et celui
des embryons employés dans la reproduction assistée. En effet, la congélation n’affecte en
rien la survie des bactéries.
Il va sans dire qu’une bonne hygiène du matériel et du manipulateur lors de
l’insémination artificielle et du transfert d’embryons reste indispensable pour que ces mesures
soient efficaces. Cela consiste, entre autres, à envelopper la sonde de transfert d’une
protection lors de l’introduction dans le vagin.
A. Traitement de la semence de taureaux
En 1977, on découvre que la rosaramycine et la minocycline semblent efficaces. De plus,
la rosaramycine semble être bien tolérée par les spermatozoïdes [89]. La minocycline élimine
les uréaplasmes présents dans le sperme contaminé naturellement ou artificiellement
lorsqu’elle est utilisée à la posologie de 500 µg/L [91]. Associée à la lincospectine, efficace
uniquement contre les mycoplasmes dans le traitement du sperme [39], elle permet
l’élimination simultanée des mycoplasmes et des uréaplasmes. Néanmoins, l’utilisation de la
minocycline est efficace si le sperme est traité à une température optimale de 35 °C pendant
15 minutes. Or, une température aussi élevée n’est pas conseillée pour obtenir une bonne
qualité du sperme.
Plus tard, TRUSCOTT a effectué une recherche sur l’efficacité de l’association
antibiotique lincomycine-spectinomycine-tylosine dans le traitement de la semence de taureau.
L’objectif de cette étude était de comparer l’efficacité de cette association avec d’autres
antibiotiques. Cette association semble bactéricide si on utilise une dose 2 à 4 fois plus élevée
- 65 -
que la concentration minimale inhibitrice [93]. Il en est de même avec la tiamuline et la
déclomycine. Par contre, la gentamycine et la rosoxacine ne semblent pas efficaces.
L’association gentamicine-tylosine-lincomycine utilisée dans le traitement de la
semence de taureau semble aussi réduire efficacement le nombre d’uréaplasmes et de
mycoplasmes [72].
L’efficacité des antibiotiques contre les uréaplasmes n’est pas suffisante. En effet, avant
de pouvoir proposer un protocole de traitement des semences de taureaux, il faut s’assurer que
les molécules utilisées ne soient pas toxiques pour les spermatozoïdes, ce qui dépend de la
dilution utilisée pour mettre le sperme en paillettes.
Au Canada, désormais, le traitement de la semence de taureaux inclut l’association
d’antibiotiques suivante :
- Gentamycine 500 µg/mL
- Tylosine 100 µg/mL
- Lincomycine 300 µg/mL
- Spectinomycine 600 µg/mL
En France, ce n’est pas la même association d’antibiotiques que l’on utilise mais elle
reste équivalente :
- Pénicilline
- Streptomycine
- Lincomycine
- Spectinomycine
Pour l’anecdote, d’autres molécules ont été étudiées en 1994 pour le traitement de la
semence comme l’hématoporphyrine. Cette molécule photosensible s’est montrée efficace
contre les uréaplasmes sur le sperme mais les concentrations nécessaires à l’élimination de ces
bactéries se sont avérées nocives pour les spermatozoïdes [19].
- 66 -
B. Traitement des ovocytes et des embryons
On a constaté que les uréaplasmes adhèrent fortement à la zone pellucide des embryons
[71]. En effet, des auteurs ont montré la persistance d’uréaplasmes viables après 10 lavages
successifs des embryons [9]. Cependant, on ignore encore la nature des liaisons mises en jeu.
On sait que la trypsine a peu d’action sur ces liaisons puisqu’on retrouve des bactéries sur 98
% des embryons traités à la trypsine. Il semble, malgré tout, que la trypsine soit plus efficace
dans le traitement des ovocytes frais ou congelés.
Etant donné que le lavage des embryons ne suffit pas à éliminer les uréaplasmes liés à la
zone pellucide, un traitement à base d’antibiotiques s’avère nécessaire. L’association
d’antibiotiques (gentamycine, tylosine, spectinomycine, lincomycine) utilisée dans le
traitement de la semence se montre efficace pour le traitement des embryons et des ovocytes.
III. PERSPECTIVES VACCINALES
Peu de recherches ont été effectuées sur la réponse immunitaire mise en jeu lors
d’infection utérine mais la nature transitoire de l’infection suggère l’existence d’une immunité
efficace.
Aucune réaction croisée entre les souches du sérogroupe A et du sérogroupe B n’a été
démontrée. Par contre, il semblerait qu’il existe une protection croisée possible entre les
souches d’un même sérogroupe et que, par conséquent, une immunisation contre les
différentes souches pourrait être possible à partir de 3 préparations d’antigènes [32].
La compréhension des mécanismes immunitaires locaux (au niveau du tractus génital)
est essentielle pour le développement de méthodes d’immunisation.
A. Par voie générale
MULIRA et SAUNDERS ont vacciné des génisses, par voie sous-cutanée, en utilisant,
comme antigènes, des uréaplasmes tués [57]. La vaccination induit une forte augmentation
d’immunoglobulines (Ig) G1 et G2 dans le sérum et dans les sécrétions cervico-vaginales.
Jusque là, on savait que la plupart des IgG étaient apportées par le sérum ; désormais, on sait
- 67 -
qu’une faible partie est produite localement. Par contre, par voie sous-cutanée, la vaccination
n’induit aucune production d’IgA et seulement une faible production d’IgM. Or, dans les
conditions naturelles d’infection, ce sont les IgA qui prédominent.
Au cours de cet essai, tous les animaux vaccinés ou non, ont développé des signes
cliniques de vulvite granuleuse après inoculation d’uréaplasmes.
En conclusion, la vaccination sous-cutanée stimulerait la production d’anticorps
spécifiques mais non protecteurs.
B. Par voie locale
MULIRA et SAUNDERS ont mesuré la quantité d’immunoglobulines produites chez
des génisses suite à des injections intra-vaginales d’uréaplasmes et observé la sensibilité de
ces génisses à une inoculation ultérieure [58].
Lors d’inoculation dans la sous-muqueuse vaginale de cellules entières fractionnées aux
ultrasons ou de membranes cellulaires additionnées d’adjuvant, on constate qu’une réponse
immunitaire humorale locale se met en place, avec une prédominance des immunoglobulines
G1 et G2 dans le sérum et dans le mucus cervico-vaginal. On observe également une faible
augmentation des Ig A dans les sécrétions cervico-vaginales mais très peu d’IgM. La
production d’IgA semble caractéristique de la vaccination intra-vaginale.
Lorsque l’on inocule des antigènes membranaires sans adjuvant, la quantité d’IgG1 et
d’IgG2 est moindre.
Les scientifiques qui ont mené cette étude ont été confrontés à un problème :
l’inoculation d’uréaplasmes après vaccination a entraîné le développement de lésions
caractéristiques de vulvite granuleuse chez toutes les génisses vaccinées ainsi que sur les
témoins. Les animaux sont restés positifs durant toute la période d’observation de 35 jours.
Cette infection a stimulé la réponse des IgA spécifiques du mucus cervico-vaginal.
De ce fait, la production d’anticorps par la vaccination n’est pas suffisante pour lutter
contre Ureaplasma diversum [58].
Néanmoins, l’augmentation du titre d’IgA semble être suivi d’une diminution du
nombre d’uréaplasmes dans le vagin et une régression des signes cliniques, ce qui suggère que
la réponse immunitaire humorale locale est partiellement protectrice.
- 68 -
L’inoculation intra-vaginale d’uréaplasmes lysés stimule la production d’IgG dans le
sérum et les sécrétions cervico-vaginales et une faible production d’IgA dans le mucus
cervico-vaginal. Cependant, aucune protection immunitaire n’est associée. Ce sont les IgA qui
sont les anticorps protecteurs mais la faible quantité produite semble insuffisante. Cela
s’explique sans doute par la faible quantité d’uréaplasmes inoculés et par l’injection intravaginale de ceux-ci, qui ne semble pas mimer ce qui se passe dans les conditions naturelles.
De plus, dans cette expérimentation, on ne prend pas en compte le rôle de la réaction
immunitaire cellulaire : face au manque de protection des anticorps, elle doit jouer un rôle
important.
CAMPBELL et son équipe ont réussi à obtenir des clones recombinants à partir de
cellules d’E. coli et de souches virulentes ou de souches avirulentes d’uréaplasmes [10]. Les
clones sont capables d’exprimer des polypeptides propres aux souches virulentes ou propres
aux souches avirulentes. Cette avancée génétique permettrait peut-être, à long terme, de
mettre au point des vaccins puisque jusqu’à maintenant, aucun essai n’a été concluant.
En l’absence de prophylaxie vaccinale, il est important d’établir un traitement efficace
afin de contrôler les épidémies pouvant survenir dans un troupeau.
IV. ETUDE THERAPEUTIQUE
Certains antibiotiques ne semblent pas avoir la même efficacité selon les études. C’est le
cas, entre autres, des tétracyclines et de l’érythromycine. C’est pourquoi il est intéressant
d’avoir recours à l’antibiogramme. Néanmoins, les souches d’uréaplasmes forment de très
petites colonies et sont en trop faible quantité pour pouvoir être exploitables, dès les premiers
passages sur gélose, dans le cadre d’un antibiogramme. Par contre, en milieu liquide, il est
plus aisé de suivre leur croissance dès les premiers repiquages.
Quoiqu’il en soit, la technique de l’antibiogramme reste difficile à mettre en œuvre.
C’est pourquoi les chercheurs se sont tournés vers une autre méthode développée chez
l’homme par BONISSOL : la méthode des Concentrations Minimales Inhibitrices (CMI) [7].
Certaines données sont transférables aux infections bovines. Il faut tout d’abord s’assurer que
la molécule utilisée est efficace contre les uréaplasmes et mesurer ensuite la CMI, c’est-à-dire
- 69 -
la plus basse concentration d’antibiotique nécessaire pour inhiber le virage de l’indicateur
coloré résultant du métabolisme de l’urée.
La CMI est difficile à évaluer car il a été montré que le temps d’incubation faisait varier
sa valeur [43]. Par contre, la CMI des antibiotiques est peu influencée par l’inoculum de la
souche lorsque celui-ci est compris entre 100 et 100 000 UCC/mL : cela permet d’analyser
l’antibio-sensibilité sans titrage préalable.
Lorsque l’on teste l’efficacité d’un antibiotique sur une souche particulière d’uréaplasme,
le site de prélèvement de cette souche ne semble pas influer sur les résultats de la CMI.
A. Traitement local
Les tétracyclines ont été utilisées avec succès en lavage intra-utérin 1 jour après
l’insémination pour augmenter la fertilité d’un troupeau qui présentait des problèmes de
reproduction liés aux uréaplasmes (repeat-breeding) [18]. La posologie utilisée était de 1g
d’oxytétracycline par animal. On peut donc envisager un traitement pour augmenter le taux de
fertilité des élevages touchés. Cependant, sachant que le taux de fertilité revient à la normale
en 2 ou 3 cycles oestraux donc ce traitement ne doit pas être trop agressif sinon, il sera plus
nocif que bénéfique.
B. Traitement par voie parentérale
Les uréaplasmes sont naturellement résistants à certains antibiotiques. C’est le cas pour
les β-lactamines agissant sur la paroi, les uréaplasmes en étant dépourvus. Ils sont également
résistants aux sulfamides et au triméthoprime car ils ne synthétisent pas l’acide folique.
Les uréaplasmes sont sensibles aux antibiotiques inhibant la synthèse protéique et
bloquant la réplication ou la transcription de l’ADN mais il ne faut pas oublier que l’efficacité
in vitro ne préjuge pas totalement de l’efficacité in vivo.
- 70 -
1. Macrolides
Parmi les premiers antibiotiques utilisés dans le traitement des infections à Ureaplasma,
on peut noter l’érythromycine. Elle a été très utilisée chez l’homme mais son efficacité est
variable [7]. La lincomycine, apparentée aux macrolides et fréquemment utilisée contre les
mycoplasmes, est inefficace contre les uréaplasmes.
L’administration de tylosine a montré une diminution du nombre de porteurs parmi les
vaches infectées par les uréaplasmes. Cette molécule a été utilisée à la posologie de 10 mg/kg
en injection intra-musculaire pendant 5 jours. On a observé une amélioration de la congestion
vulvaire et une diminution du nombre et de la taille des nodules chez les vaches atteintes de
vulvite granuleuse après une semaine de traitement. De plus, on a constaté que l’amélioration
des signes cliniques s’accompagnait de la disparition des uréaplasmes dans les prélèvements
vulvaires effectués. Néanmoins, l’amélioration des signes cliniques semble moindre chez les
génisses : les lésions persistent après l’arrêt du traitement [27].
2. Tétracyclines
Un essai thérapeutique à base de chlortétracycline (350 mg/animal/jour pendant 30 jours)
a été mis en place dans un élevage de Floride touché par une baisse de fertilité élevée (8-15 %)
chez 450 génisses de 13 à 15 mois, présentant de nombreuses lésions vaginales (95 % des
animaux touchés) et bactériologiquement positives à Ureaplasma diversum dans 35 % des cas.
Le troupeau, correctement vacciné contre le virus de l’IBR, le Parainfluenza 3, Leptospira et
Campylobacter fetus, a été divisé en deux groupes de 225 animaux : l’un traité avant la mise à
la reproduction et l’autre non traité. Le lot traité montre une augmentation significative du
taux de gestation à J35. Par contre, on ne constate qu’une légère diminution, non significative,
du nombre de contrôles bactériens positifs à Ureaplasma, sans doute à cause d’une durée de
traitement inappropriée [66]
Parmi les tétracyclines, la minocycline semble être l’antibiotique de choix puisque 89,1
% des souches humaines isolées y sont sensibles [7]. La minocycline a largement été utilisée
dans les années 70, en particulier, pour sa demi-vie plus longue que celle des autres
tétracyclines. En ce qui concerne l’oxytétracycline, seulement 44,6 % des souches y sont
- 71 -
sensibles [7]. Ainsi, au sein d’une même famille d’antibiotiques, les tétracyclines, on peut
observer des variations importantes de sensibilité des souches d’Ureaplasma.
Toutefois, de nombreux cas de rechute ont été signalés avec réapparition de la bactérie
et des signes cliniques après l’arrêt du traitement [7]. Dans ces cas, aucun antibiogramme
n’avait été effectué. De plus, on ne peut pas écarter l’association des uréaplasmes avec
d’autres agents infectieux non recherchés.
3. Autres antibiotiques
Les fluoroquinolones de troisième génération semblent prometteuses dans le traitement
des infections à Ureaplasma diversum.
Les synergistines seraient également efficaces.
On peut encore citer, à partir de l’étude menée par KISHIMA sur 66 souches
d’Ureaplasma diversum : furamizole, tiamuline, érythromycine, malidomycine, mitomycine,
doxycycline, kitasamycine, tylosine [43].
TRUSCOTT a comparé l’efficacité in vitro de deux antibiotiques contre différentes
souches d’uréaplasmes : la rosaramycine et la minocycline. Les deux antibiotiques possèdent
une bonne action inhibitrice contre ces bactéries. Dans la plupart des cas, la rosaramycine est
bactéricide pour les uréaplasmes à la concentration minimale inhibitrice tandis que la
minocycline est seulement bactériostatique [89].
Dans de nombreuses études, le chloramphénicol a prouvé son efficacité contre les
uréaplasmes. Cependant, nous n’en parlerons pas ici car c’est un antibiotique interdit
désormais chez les animaux de rente, du fait de la présence de résidus dans les produits de
consommation.
4. Molécules autres
En 1983, KENNY a démontré l’efficacité du flurofamide contre les uréaplasmes [40].
C’est un inhibiteur de l’uréase dont la concentration minimale inhibitrice est faible : 0,1 à 3,2
mcg/mL selon la souche mise en présence. Cette faible CMI peut justifier son utilisation
comme agent thérapeutique.
- 72 -
Son efficacité a été testée sur de la semence de taureaux contaminée lors du procédé de
dilution du sperme [92]. Des concentrations de flurofamide allant jusqu’à 1cg/mL ont été
utilisées et ne semblent pas être délétères pour les spermatozoïdes. Cependant, à de telles
concentrations, le flurofamide ne diminue pas le titre en uréaplasmes dans les semences
diluées. Cela s’explique par le fait que, lors du procédé de dilution du sperme, l’exposition
des bactéries au flurofamide est insuffisante pour que l’activité inhibitrice se mette en place.
D’autres molécules ont été utilisés chez l’homme : en 1995, des inhibiteurs de la pompe
à protons ont été testés contre Ureaplasma urealyticum : oméprazole et lansoprazole [60]. Ces
molécules avaient fait leurs preuves contre l’activité uréasique d’Helicobacter pylori. Elles
inhibent également la production d’ATP à partir de l’urée par les uréaplasmes. Cela laisse
supposer que ce sont les mêmes mécanismes mis en jeu : le blocage du groupement
thiosulfate situé sur une cystéine de l’enzyme. L’utilisation de ces molécules chez les bovins
en pratique n’est pas envisageable à cause de leur prix.
Enfin, il faut souligner le fait qu’en production animale, quelle que soit la molécule
utilisée, va se poser le problème des délais d’attente relatifs à ces antibiotiques. Ils sont
souvent longs et leur utilisation représentera par conséquent un handicap, particulièrement en
production laitière. Il faudra donc préjuger de l’intérêt économique et médical de la mise en
place d’un traitement.
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BEY Ingrid
LES UREAPLASMES EN PATHOLOGIE BOVINE :
EPIDEMIOLOGIE, DIAGNOSTIC ET MESURES DE CONTROLE
Thèse Vétérinaire : Lyon , le 19 octobre 2006
RESUME :
Les uréaplasmes sont les plus petits mycoplasmes connus, capables de produire une
uréase et d’utiliser l’urée comme facteur de croissance. Une espèce pathogène a été isolée chez
les bovins : Ureaplasma diversum, responsable de lésions de vulvite granuleuse et de troubles
de la reproduction chez la femelle.
La mise en culture et l’identification des uréaplasmes est difficile, ce qui constitue un frein au
diagnostic de la pathologie. Néanmoins, les uréaplasmes semblent être présents partout dans le
monde et occasionner de nombreuses pertes économiques, en particulier au Canada. Les
uréaplasmes ont également été mis en évidence en France mais les souches identifiées dans
notre pays semblent être moins virulentes.
Face à des lésions de vulvite granuleuse ou des troubles de la reproduction dus aux
uréaplasmes, plusieurs traitements peuvent être mis en place. Cependant, avant d’établir un
traitement, il est nécessaire de tester à quels antibiotiques est sensible la souche isolée pour
éviter les échecs thérapeutiques. Généralement, la lutte contre les uréaplasmes passe surtout
par la prophylaxie sanitaire.
MOTS CLES :
- Ureaplasma diversum
- Bovins
- Vulvite granuleuse
- Troubles de la reproduction
JURY :
Président :
1er Assesseur :
2ème Assesseur :
Monsieur le Professeur Roland ITTI
Madame le Professeur Dominique LE GRAND
Madame le Professeur Véronique GUERIN
DATE DE SOUTENANCE :
19 octobre 2006
ADRESSE DE L’AUTEUR :
Saint Péraville
58270 SAINT BENIN D’AZY
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