2008 - WHYCOS

CHAPITRE 7
QUALITÉ DE L’EAU ET ÉCOSYSTÈMES AQUATIQUES
7.1
GÉNÉRALITÉS
Ce chapitre examine les aspects généraux des
mesures de la qualité de l’eau et plus particulièrement les mesures concernant les rivières, les canaux,
les lacs, les réservoirs et les eaux souterraines. On
trouvera des exposés plus détaillés dans certaines
publications citées en référence (OMM, 1998; PNUE/
OMS/UNESCO/OMM, 1992) et dans certaines publications spécialisées sur la qualité biologique de l’eau
(American Public Health Association et American Water
Works Association, 1999; Genin et al., 1997). On
trouvera des conseils concernant l’échantillonnage
pour la chimie et les isotopes et les techniques analytiques dans une longue liste de références de l’Agence
internationale de l’énergie atomique (AIEA).
connaissance des conditions locales. Cette fréquence
pourra être adaptée après prise et analyse d’un certain
nombre d’échantillons, et selon les substances
présentes avérées, leur concentration et leur
variabilité.
Le choix des stations d’échantillonnage dépend aussi
de l’utilisation actuelle et prévue de l’eau, des objectifs ou normes de qualité de l’eau du cours d’eau ou
du lac, de l’accessibilité des sites potentiels d’échantillonnage (propriétaires, routes, pistes d’atterrissage),
de l’existence de services tels que l’électricité, et des
données de qualité de l’eau déjà disponibles. La
figure I.7.1 montre les différentes étapes pour le
choix des stations d’échantillonnage.
7.2.1
7.2
Besoins particuliers du
contrôle de la qualité de l’eau
Le contrôle de la qualité des eaux peut être organisé
de différentes façons: soit par un réseau de stations
à long terme judicieusement placées, soit par répétition de campagnes de courte durée ou par
l’approche la plus courante qui combine les deux
précédentes.
Pour ce qui est de l’emplacement des stations on
devrait tenir compte des facteurs suivants:
a) Accessibilité et temps de transport jusqu’au
laboratoire (pour les échantillons susceptibles
de se détériorer);
b) Main-d’œuvre disponible, financement, moyens
de traitement disponibles sur le terrain et en
laboratoire;
c) Considérations relatives aux différentes juridictions concernées;
d) Tendances démographiques;
e) Climat, géographie et géologie;
f) Centres potentiels de développement industriel
et urbain;
g) Sécurité du personnel.
La fréquence de l’échantillonnage dépend des objectifs du réseau, de l’importance accordée à la station,
du niveau des valeurs mesurées, de la variabilité
spatiale des paramètres étudiés et, bien sûr, du financement disponible. Sans information préalable, on
choisira une fréquence arbitrairement fondée sur la
Paramètres spécifiques de
la qualité des eaux
Les grandeurs caractérisant la qualité des eaux
peuvent être classées de différentes manières, on
peut distinguer:
a) Les propriétés physiques telles que température, conductivité électrique, couleur, turbidité;
b) Des grandeurs dépendant de la composition
de l’eau comme le pH, l’alcalinité, la dureté,
le potentiel Eh ou la pression partielle de gaz
carbonique;
c) Les composants chimiques inorganiques tels
que l’oxygène dissous, les carbonates et bicarbonates, les chlorures, les fluorures, les sulfates,
les nitrates, l’ammonium, le calcium, le magnésium, le sodium, le potassium, les phosphates
et les métaux lourds;
d) Les composants organiques tels que les phénols,
les hydrocarbures chlorés, les hydrocarbures
aromatiques polycycliques et les pesticides;
e) Les composants biologiques, qu’ils soient
d’ordre micrologique, soit des bactéries comme
les coliformes fécaux, ou s’apparentent à la
macrofaune comme les vers, le plancton et les
poissons ou la végétation.
7.2.2
Qualité des eaux de surface
Les objectifs du programme d'étude définissent
souvent avec précision les meilleurs emplacements
pour le prélèvement d'échantillons dans un
système de rivière ou de lac. Par exemple, pour
déterminer les effets d'un effluent sur un cours
d'eau récepteur, les échantillons devront être
I.7-2
GUIDE DES PRATIQUES HYDROLOGIQUES
prélevés en amont et en aval du rejet. Dans d'autres
cas, les lois antipollution ou les exigences imposées pour l'utilisation particulière d'une masse
d’eau définiront la localisation et la fréquence de
l’échantillonnage. Par exemple, une autorisation
de déverser une eau polluée dans les eaux de
surface pourra préciser les modalités de contrôle
de qualité, telles que l'emplacement du prélèvement des échantillons, leur nombre, la fréquence
et les grandeurs à analyser.
Les stratégies d'échantillonnage ne seront pas les
mêmes selon le type de masse d’eau ou de medium,
par exemple selon que l'on s'intéresse à l'eau ellemême, aux sédiments ou aux biotopes. Si l’objectif
poursuivi concerne l’impact des activités humaines
sur la qualité des eaux dans un bassin de rivière
donné, celui-ci peut être subdivisé en régions
naturelles et en régions anthropisées. Ces dernières
peuvent être à leur tour subdivisées en zones
agricoles, résidentielles ou industrielles. Lors
d'études concernant les précipitations acides, la
sensibilité du sol revêt un caractère primordial. Les
figures I.7.2 et I.7.3 donnent quelques exemples
du choix d’emplacements de stations d'échantillonnage dans des systèmes de rivières et de lacs,
en fonction d'objectifs spécifiques.
La collecte d’informations pertinentes sur la région
à contrôler est une étape essentielle de l’évaluation
Inventaire des usages de
l’eau présents et futurs
Inventaire des facteurs
présents et prévus
influençant la qualité
de l’eau
Information
Bilan des ressources
potentielles,
utilisées ou non
Collecte des
données de qualité
disponibles
Préparation des cartes
de qualité et d’usage
Besoin en données
Évaluation des
besoins des usages
Évaluation des impacts
sur la qualité
Information requise
Planification du contrôle
Sites possibles
Collecte des données
Critique
Suivi intensif
Inspection de
la convenance des sites
Sites choisis
Échantillonnage et analyse
Figure I.7.1. Schéma du choix des sites d’échantillonnage de qualité des eaux
CHAPITRE 7. QUALITÉ DE L’EAU ET ÉCOSYSTÈMES AQUATIQUES
Frontiè re interna tionale
X1
Ville importante
X2
X
8
Région peu développée
et peu peuplée
Loisirs et
X3
pêche
X
6
X
Zone urbaine fortement 7
industrialisée
4X
Irrigation
X5
X8
X5
Mer
Station
1
2
3
4
5
6
7
8
Critères
Aval immédiat d’une frontière internationale
Dérivation pour l’alimentation publique d’une
grande ville
Zone importante pour la pêche, les loisirs et
le tourisme
Dérivation pour une irrigation agricole de
grande ampleur
Limite de la zone estuarienne d’une grande
rivière
Dérivation pour une importante alimentation
industrielle
Aval d’un rejet industriel et effluent important
influençant la rivière principale
Station de référence, eau pure en l’état
Figure I.7.2. Site de surveillance en rivière
X
X
10
isi
rs
X
9
10
11
12
Dans les eaux de surface, la distance de mélange
complet à l’aval d’un point de rejet est grossièrement proportionnelle à la vitesse du courant et au
carré de la largeur du chenal. Pour les rivières peu
profondes, l’homogénéité verticale est atteinte
presque immédiatement après le point de rejet. Le
mélange latéral est habituellement obtenu bien
plus lentement. Aussi, pour les grandes rivières à
courant rapide le mélange peut ne pas être complet
plusieurs kilomètres après la source polluante. Les
lacs peuvent être stratifiés verticalement en raison
de la température ou d'arrivées d'eau salines de
haute densité.
Divers protocoles sont recommandés pour un
échantillonnage représentatif dans la section
transversale d'une rivière. On peut par exemple
prélever six échantillons à analyser sur trois verticales de la section, à deux profondeurs différentes,
ou échantillonner à la profondeur moyenne au
quart, à la moitié et aux trois quarts de la largeur
de la rivière, ou encore à des intervalles réguliers
sur toute la largeur du cours d'eau. Si l'on n'obtient
pas d'échantillon représentatif, il est conseillé de
choisir un autre emplacement à proximité, immédiatement à l'amont ou à l'aval. Une autre
possibilité consiste à analyser un échantillon
composite pondéré en fonction du débit, provenant du mélange d'échantillons prélevés sur des
verticales de la section.
11
X
Station
de la qualité des eaux. Cette information devra
tenir compte des aspects géologiques, hydrologiques et climatiques. Les informations concernant
les aspects démographiques et les prévisions
d’utilisation de l’eau (prises d’eau, rejets; drainage,
plans d’irrigation, et régulation des débits) sont
également pertinentes.
Le mélange longitudinal dans une rivière au débit
irrégulier ou cyclique ne jouera qu'un rôle secondaire quant à l'emplacement du site de prélèvement.
Il est nécessaire de prendre en compte les conséquences de cette caractéristique du débit au
moment de décider de la fréquence d'échantillonnage et lors de l'interprétation des résultats.
9
Lo
I.7-3
Critères
Affluent d’alimentation principal
Qualité générale de l’eau du lac
Alimentation en eau d’une grande ville
Effluent du lac
Figure I.7.3. Site de surveillance sur lac
12
Pour les stations lacustres, il est recommandé de
prélever des échantillons pendant cinq jours
consécutifs durant la période la plus chaude de
l'année ainsi que pendant cinq jours consécutifs
chaque trimestre.
Autrement on devrait prélever au moins six fois
par année avec, en plus, des prélèvements occasionnels aléatoires au cours des périodes comme la
stratification estivale, le moment du brassage des
I.7-4
GUIDE DES PRATIQUES HYDROLOGIQUES
eaux suivant cette stratification, sous la glace
lorsque le plan d'eau est gelé et en période de fonte
des neiges et de ruissellement.
De façon analogue des échantillons en rivière
devraient être pris, si cela est possible, après les
averses et durant les épisodes de fonte des neiges et
de ruissellement.
La représentation graphique de certaines grandeurs
en fonction du temps peut faire apparaître des
variations cycliques qui ne sont pas dues à des
fluctuations aléatoires.
Pour la détection de tels cycles, il faut que l'intervalle d'échantillonnage ne soit pas plus long que le
tiers de la durée du plus court de ces cycles, et que
la prise d'échantillons s'étende sur une période au
moins dix fois plus longue que la durée du plus
long d'entre eux. Par conséquent, des cycles de
longue période ne seront pas détectés lors des
études préliminaires, mais seront mis en évidence
lors de l’exploitation du réseau. Pour détecter ces
variations cycliques, il est recommandé de prélever
des échantillons aléatoires, par exemple à différents
jours de la semaine ou à différentes heures du jour.
7.2.3
Qualité de l’eau des précipitations
Les aspects particuliers concernant la qualité des
précipitations, en particulier l’appareillage pour
l’échantillonnage, sont traités dans la section 3.16.
En général, les sites d’échantillonnage devraient
être choisis de façon à donner une information
précise et représentative de la variation spatiotemporelle des teneurs en composants chimiques
intéressants. Il faut tenir compte de certains facteurs
importants tels que la direction des vents dominants, l’origine des composés analysés, la fréquence
des précipitations (pluie, neige ou grêle) ainsi que
des autres processus météorologiques susceptibles
de modifier la composition de l’eau. Les points
suivants devraient être pris en considération:
a) Il ne devrait pas y avoir de source de pollution
telle que du trafic aérien, du trafic routier ou du
trafic par voie navigable à moins d’1 km du site
d’échantillonnage;
b) Aucun dépôt en surface de produits agricoles, de
combustibles ou d’autres matériaux exogènes
ne devrait se trouver à moins d’1 km du site;
c) Les échantillonneurs devraient être installés
en terrain plat, non aménagé, de préférence
enherbé et être entourés d’arbres distants de
plus de 5 m des appareils de prélèvement.
Aucune source de pollution pouvant être transportée par le vent (champs labourés, routes non
asphaltées) ne devrait se trouver à proximité.
Les zones où se forment des tourbillons verticaux, les zones sous le vent d’un obstacle, les
crêtes balayées par le vent et les toits de bâtiments, devraient particulièrement être évités
en raison des fortes turbulences;
d) Aucun objet d’une taille supérieure à celle de
l’échantillonneur ne devrait se trouver à moins
de 5 m du site;
e) Pour tout objet plus haut que l’échantillonneur, la distance devrait être supérieure à
2,5 fois la différence de hauteur entre les deux.
Il faudra faire tout particulièrement attention à
la présence de fils métalliques aériens;
f) La prise du collecteur devrait se trouver au
moins un mètre au-dessus de la couverture
végétale avoisinante afin d’éviter que des matériaux indésirables n’y pénètrent, par transport
éolien ou par éclaboussement;
g) Les clapets et détecteurs des échantillonneurs
automatiques ainsi que les éventuels systèmes de
réfrigération pour l’été ou de chauffage antigel
durant l’hiver doivent être alimentés en énergie.
Si celle-ci est fournie par des lignes électriques,
elles ne devront pas être aériennes. Si on utilise
des générateurs, leur échappement devra être
suffisamment éloigné de l’échantillonneur et
situé sous le vent;
h) Pour des études à l’échelle continentale, les sites
devraient être de préférence isolés et situés en
milieu rural, sans source de pollution continue
à moins de 50 km dans la direction des vents
dominants et à moins de 30 km dans les autres
directions.
Ces conditions ne peuvent pas toujours être satisfaites dans leur ensemble. La description des stations
de mesure doit se référer à ces conditions et indiquer
les caractéristiques exactes de l'emplacement choisi.
Sur les grands lacs, les précipitations peuvent être
moins importantes au large que sur le littoral et la
proportion des particules solides grossières y être
plus faible. La collecte d'échantillons au milieu d'un
lac se fait en installant l'échantillonneur sur une
bouée, un rocher, un haut-fond ou une petite île.
L’échantillonnage des précipitations peut être
réalisé pour chaque événement pluvieux ou pour
un mois complet. Dans ce dernier cas, la pluie doit
être conservée pendant cette période avant d’être
analysée.
L'analyse des échantillons provenant d'un épisode
de précipitation précis permet de déterminer les
polluants qui sont associés à un orage particulier.
Complétée par une analyse des vents, elle permet
de définir des sources probables d'émissions
CHAPITRE 7. QUALITÉ DE L’EAU ET ÉCOSYSTÈMES AQUATIQUES
polluantes. Cependant, ce système d'échantillonnage est très sensible. On pourra appliquer ici les
mêmes considérations statistiques concernant la
fréquence d'échantillonnage que celles évoquées
pour le prélèvement d'eau de surface.
7.2.4
Qualité des eaux souterraines
La qualité des eaux souterraines est susceptible
d’être influencée et détériorée par les activités
anthropiques. Les pollutions ponctuelles comprennent les fosses d’aisance et les fosses septiques, les
fuites d’égouts municipaux et d’étangs à eaux
usées, les lessivats des décharges et des champs
d’épandage, les déperditions des stabulations, les
rejets industriels, les eaux de refroidissement des
puits de recharge, et les fuites des réservoirs
d’hydrocarbures et des oléoducs. La qualité des
eaux souterraines d’importantes zones géographiques peut être dégradée du fait des colatures, de
la recharge des aquifères par des effluents de
stations d’épuration ou des effluents industriels,
par des intrusions d’eaux provenant d’aquifères
fortement salés ou par l’intrusion d’eaux marines
dans les aquifères côtiers.
Des échantillons d’eau peuvent être collectés à
partir de puits artésiens ou de puits de pompage. Le
pompage doit durer assez longtemps pour que
l’échantillon soit représentatif de l’aquifère et non
du puits. Cela est particulièrement nécessaire pour
les puits ouverts ou lorsqu’un puits comporte un
revêtement sujet à la corrosion. Des pompes
portables sont nécessaires pour échantillonner des
puits qui n’en sont pas équipés. Pour échantillonner à différentes profondeurs un équipement
mécanique ou pneumatique pour isoler une zone
donnée devrait être employé. Les échantillons
concernant les nappes superficielles, les parties
saturées au sein de couches peu perméables peuvent
souvent être obtenus en y faisant descendre un
piézomètre à la hauteur voulue. Les variables de
base définissant la qualité des eaux superficielles
peuvent être utilisées pour la surveillance des eaux
souterraines, à l’exception de la turbidité qui ne
pose généralement pas de problème.
Un grand nombre d’informations hydrogéologiques peuvent être nécessaires pour concevoir un
programme d’échantillonnage des eaux souterraines. Il faudrait connaître les niveaux d’eau, les
gradients hydrauliques, la vitesse et la direction des
écoulements. La vitesse de l’écoulement souterrain
dans les aquifères est extrêmement variable. Elle
peut aller d’un mètre par an dans les régions plates
où la recharge est faible à plus d’un mètre par
seconde dans les aquifères karstiques. Il faudrait
I.7-5
aussi établir un inventaire des puits, des forages
ainsi que des sources alimentées par l’aquifère, et
une carte de l’utilisation du sol devra être levée.
L’utilisation de puits existants pour la collecte des
échantillons d’eau (et des niveaux de l’eau) est une
solution économique, même s’ils ne sont pas
toujours situés au meilleur endroit ou construits
avec des matériaux inertes. Il est préférable d’utiliser des puits encore en activité et pompés
occasionnellement plutôt que de choisir un puits
inutilisé. Les puits abandonnés ou inexploités sont
souvent en mauvais état: tubage endommagé ou
percé, système de pompage corrodé. D’ordinaire, il
est difficile d’y mesurer les niveaux d’eau et ils
peuvent présenter un certain danger.
Les variations de la qualité des eaux souterraines
peuvent être très lentes et des programmes de prélèvements mensuels, saisonniers, voire même annuels
suffisent généralement à les appréhender. Dans
certains cas, comme par exemple les aquifères alluviaux abondamment alimentés par le réseau
hydrographique superficiel, la variabilité temporelle
de la qualité de l’eau peut être très significative.
7.2.5
Qualité des sédiments
La plupart des critères utilisés pour choisir les
emplacements de mesure, exposés dans les sections
précédentes, sont aussi applicables à l’échantillonnage des sédiments (se référer aux sections 5.5.3 et
5.5.4). Nous ne décrirons donc ci-dessous que des
recommandations spécifiques supplémentaires.
Pour la mesure de transport solide d’une rivière, il
est nécessaire de placer les sites d’échantillonnage
près de stations de jaugeage, afin de pouvoir disposer à tout moment de données débitmétriques
précises. Il faudrait éviter d’installer un échantillonneur juste en amont d’un confluent, car les
prélèvements risquent d’être faussés par le phénomène du remous. Dans les cours d’eau trop profonds
pour être traversés à gué, les échantillonneurs pourraient être placés sous un pont ou à proximité d’un
téléphérique. Les prélèvements depuis des ponts se
feront de préférence en amont de l’ouvrage. Dans
les zones à fortes turbulences, comme au voisinage
de piliers de ponts, les échantillons sont rarement
représentatifs. Il faudrait se méfier des accumulations de débris ou de déchets sur les piles, car ils
peuvent sérieusement influencer l’écoulement et
donc la répartition des sédiments. Un échantillon
intégré résultant de prélèvements provenant de
plusieurs points répartis sur toute la hauteur d’eau
et mélangés proportionnellement à leur charge
moyenne de sédiments peut être considéré comme
I.7-6
GUIDE DES PRATIQUES HYDROLOGIQUES
représentatif, pour autant que le brassage latéral
soit suffisant.
Dans les rivières à écoulement rapide, les meilleurs
endroits pour effectuer des prélèvements de sédiments du fond sont les méandres, les coudes du
chenal et les bancs alluviaux au milieu du chenal
ou, plus généralement, toute zone abritée où la
vitesse de l’eau est à son plus bas.
Les sites d’échantillonnage devraient être accessibles lors des crues, car c’est durant ces périodes
que le transport solide est le plus important.
La détermination, en rivière, de la charge polluante
maximale peut se présenter de deux façons
différentes:
a) Si la pollution est ponctuelle, les prélèvements
devraient être faits durant les périodes d’eaux
basses, lorsque les apports de polluants sont le
plus concentrés;
b) Si les polluants sont d’origine diffuse (ruissellement de nutriments ou de pesticides provenant
de terrains agricoles), les prélèvements devront
être effectués durant les périodes de crues,
lorsque les polluants sont lessivés du sol vers le
cours d’eau.
Si l’un des objectifs poursuivi est de quantifier le
transport solide dans une rivière, il faudrait se
souvenir que le moment où la concentration des
sédiments est maximale ne correspond pas forcément au moment où le débit est le plus fort. Par
exemple, une succession de forts débits aboutira
progressivement à une diminution des concentrations de sédiments car la diminution des matériaux
mobilisables provoque un effet de tarissement. Sur
les lacs, le site d’échantillonnage de base devrait se
trouver au centre géographique du plan d’eau. Si
sa superficie est très importante (supérieure à
500 km2), l’installation de plusieurs stations de
base peut s’avérer nécessaire. Dans le cas où différents types de sédiments doivent être prélevés, on
peut utiliser les informations provenant de relevés
acoustiques (écho-sondeurs), qui permettent
d’identifier le type de matériaux couvrant le fond
(sable, gravier, vase) et indiquent la présence d’une
stratification sous la surface.
Des sites d’échantillonnage secondaires devraient
être placés entre la station de base et l’embouchure
des principaux affluents ou les sources de pollution.
La stratégie habituelle consiste à placer des points
de prélèvement sur l’axe longitudinal du lac, en
complétant au besoin par des points placés sur des
axes transversaux. En général, pour un lac de taille
moyenne, trois à cinq stations donnent une bonne
approximation de la qualité des sédiments.
Cependant, il sera probablement nécessaire d’augmenter la densité de ce réseau si l’on veut réaliser
des études statistiques valables.
La fréquence d’échantillonnage dans les lacs est
conditionnée par la concentration généralement
faible des matières en suspension. Les pièges à sédiments devraient être utilisés durant les périodes de
productivité maximale et minimale d’algues, ainsi
qu’au moment où les apports de sédiments par les
rivières sont les plus élevés. Lors d’échantillonnages
répétés de sédiments reposant au fond des lacs, il
faut tenir compte de la vitesse d’accumulation de
nouveaux matériaux. Dans les bassins versants situés
sous des climats tempérés froids, on compte une
épaisseur moyenne de 0,1 à 0,2 mm par an. Une
période d’échantillonnage de cinq ans peut s’avérer
trop courte pour fournir des informations nouvelles
valables, à moins qu’il ne s’agisse de détecter la
présence de substances polluantes récentes.
7.3
Méthodes d’échantillonnage
[SHOFM E05]
L’échantillonnage est la procédure de prélèvement
d’une quantité représentative d’eau d’une rivière,
d’un lac ou d’un puits. Les méthodes d’échantillonnage dépendent de nombreux facteurs, dont le type
de matériau devant être échantillonné, le type
d’échantillon et le paramètre de qualité à analyser,
lesquels déterminent à leur tour l’équipement et les
procédures à utiliser.
Les méthodes d’échantillonnage devraient être
adaptées à diverses caractéristiques telles que:
a) La stabilité: les composants n’évoluent pas au
cours du temps;
b) La quasi-stabilité: les composants évoluent au
cours du temps mais peuvent être stabilisés
pour une période allant jusqu’à 24 heures par
un traitement approprié;
c) L’instabilité: les composants évoluent rapidement et ne peuvent pas être stabilisés.
Les groupes a) et b) regroupent des composants qui
seront analysés en laboratoire alors que ceux du
groupe c) devront être mesurés in situ.
7.3.1
Types d’échantillons d’eau
7.3.1.1
Échantillon ponctuel
Des échantillons ponctuels simples sont utiles
lorsqu’on désire caractériser la qualité de l’eau en
CHAPITRE 7. QUALITÉ DE L’EAU ET ÉCOSYSTÈMES AQUATIQUES
un point précis. Ils peuvent aussi être utilisés pour
établir un historique de la qualité de l’eau sur des
intervalles de temps relativement courts. Un échantillon discret instantané ou ponctuel est prélevé en
un lieu et à une profondeur donnés. Un échantillon
ponctuel cumulé selon la profondeur est obtenu
par prélèvement le long de la hauteur de la colonne
d’eau en un lieu et à un moment donnés.
7.3.1.2
Une méthode couramment utilisée est celle dite des
sections égales dans laquelle les verticales sont
également espacées à travers le canal. La méthode
des sections d’égal débit demande une connaissance détaillée de la distribution des débits dans la
section transversale pour diviser celle-ci par des
verticales espacées de façon à ce que les sections
qu’elles délimitent soient proportionnelles à
l’accroissement du débit.
Échantillons composés
Un échantillon composé est obtenu par mélange
de plusieurs échantillons afin d’obtenir une valeur
moyenne de la qualité de l’eau pendant la période
d’échantillonnage. On peut pratiquer un échantillonnage discret ou continu et les proportions du
mélange sont calculées sur la base du temps ou du
débit. Une partie de l’échantillon composé sera
alors analysé. Un avantage évident de ce procédé
est l’économie réalisée par la réduction du nombre
d’échantillons à analyser. Mais d’un autre côté des
échantillons composés ne peuvent pas détecter un
changement des paramètres observés qui se
produirait pendant la période d’échantillonnage.
Il y a deux principaux types d’échantillons
composés: séquentiel et proportionnel au débit.
Un échantillon composé séquentiel est obtenu par
pompage continu ou par mélange de volumes
égaux d’eau prélevés à intervalles réguliers.
Un échantillon composé proportionnel est obtenu,
en pompant proportionnellement au débit, en
mélangeant des volumes égaux d’eau prélevés à des
intervalles de temps inversement proportionnels au
débit, ou en mélangeant des volumes d’eau proportionnels au débit collectés à intervalles réguliers.
7.3.2
I.7-7
Prélèvement d’un échantillon
représentatif
Pour l’échantillonnage d’une section uniforme et
homogène d’un bief de courant, la collecte d’échantillons cumulés le long d’une seule verticale peut
convenir. Pour des petits cours d’eau, un échantillon ponctuel simple prélevé au centre du courant
est en général suffisant.
Dans d’autres cas, le nombre d’échantillons à prélever dépendra de la largeur, de la profondeur, du
débit, de la quantité de sédiments en suspension
transportés et de la vie aquatique présente.
Trois à cinq verticales suffisent en général, un plus
petit nombre étant suffisant pour des canaux étroits
ou peu profonds.
7.3.3
Prélèvement pour l’analyse des
isotopes stables de l’eau
Afin de compléter l’étude de la qualité de l’eau, il
est intéressant de prendre en considération les
isotopes stables de la molécule d’eau (oxygène-18 et
deutérium). Dans les zones côtières par exemple,
l’analyse des isotopes stables en surface et dans les
eaux souterraines est utile pour déterminer si la
salinité des eaux continentales est due aux pollutions anthropiques, aux activités agricoles ou à des
eaux salines en provenance de l’amont. Les isotopes
permettent aussi la localisation des aquifères,
l’étude des relations entre les eaux superficielles et
souterraines ou la détection de phénomènes naturels affectant les eaux tels que le mélange ou
l’évaporation. On trouvera dans (Mook 2000, 2008)
une information détaillée sur ce type d’utilisation
des isotopes stables.
Les analyses isotopiques sont réalisées dans des
laboratoires spécialisés, mais les protocoles
d’échantillonnage sont très simples. Les protocoles
d’échantillonnage particuliers au prélèvement et
au conditionnement des échantillons isotopiques
sont les suivants:
a) Utiliser des bouteilles de verre teinté ou de
plastique de haute densité (10 à 60 ml), généralement d’une contenance de 50 ml avec des
bouchons hermétiques (renforcés à l’intérieur
par un tampon en plastique);
b) Rincer trois fois les récipients avec l’eau à
échantillonner;
c) Remplir la bouteille à ras bord; cela évite l’évaporation qui pourrait enrichir l’eau et la vapeur
résiduelles. Si elles doivent être transportées
par avion, les bouteilles ne devraient pas être
totalement remplies et le bouchon devrait être
isolé par une couche de paraffine;
d) Les échantillons de neige devraient être
recueillis dans des sacs de plastique propres (en
utilisant des gants anticontamination), puis
progressivement fondus avant d’être placés
dans les récipients;
e) Les échantillons de glace sont conservés sous
forme solide jusqu’au laboratoire;
I.7-8
GUIDE DES PRATIQUES HYDROLOGIQUES
f) Les échantillons ne devraient pas être filtrés,
sauf s’ils ont été en contact avec une huile
(utilisée pour protéger de l’évaporation l’eau de
pluie collectée);
g) On peut conserver les échantillons longtemps
(plus d’un an) dans un environnement sombre
et frais.
7.3.4
7.3.4.2
Mesure de la radioactivité
On trouvera, à la fin de ce chapitre dans la bibliographie (USGS, 1984; AIEA, 2004) et les lectures
complémentaires, des instructions détaillées pour
l’analyse des radio-isotopes liés à la qualité de l’eau,
ainsi que les récipients conseillés et les méthodes de
conservation.
7.3.4.1
isotopes radioactifs descendants peuvent avoir un
comportement géochimique très différent de ces
derniers. La Commission internationale de protection radiologique recommande des valeurs
maximales admissibles dans les eaux.
Sources de radioactivité de l’eau
La radioactivité de l’eau peut être naturelle ou d’origine anthropique. Les principales sources naturelles
proviennent de l’érosion des roches contenant des
minéraux radioactifs et de la retombée des nucléides
issus du rayonnement cosmique. Les plus importantes sources dues à l’activité humaine sont les
mines d’uranium, les industries nucléaires, les essais
d’armes atomiques et les applications pacifiques de
matériel et engins nucléaires, en particulier la
production d’énergie.
Les principaux radioéléments présents naturellement dans les eaux de surface et souterraines sont
l’uranium, le radium-226, le radium-228, le radon,
le potassium-40, le tritium et le carbone-14. Tous,
excepté les deux derniers, proviennent de minéraux
radioactifs. Dans les régions où les minéraux
radioactifs sont abondants, l’uranium naturel est le
plus important de ces éléments présents dans l’eau.
Le tritium et le carbone-14 sont produits par
l’action du rayonnement cosmique sur l’azote de la
haute atmosphère. Le tritium (3H) retombe en
précipitation sous forme d’eau tritiée tandis que le
carbone radioactif s’incorpore au gaz carbonique de
l’atmosphère.
Le tritium comme le carbone radioactif sont également produits par les essais d’armes thermonucléaires
et sont à présent utilisés pour la datation des eaux
souterraines (temps écoulé entre la recharge de
l’aquifère et l’échantillonnage). Depuis 1970 l’industrie nucléaire a probablement été la plus grande
source de tritium. En ce qui concerne l’eau les deux
radio-isotopes artificiels les plus préoccupants sont
le strontium-90 et cesium-137.
Bien que leur occurrence, leur distribution et leur
transport soient régis par ceux de leur parent, les
Collecte et conservation des
échantillons pour les mesures
de radioactivité
Les récipients utilisables (généralement des
bouteilles d’une contenance de 4 l) sont en polypropylène, polyéthylène ou en Téflon. Ils doivent
être prétraités en laboratoire en les remplissant
d’acide nitrique concentré pendant une journée, en
les rinçant d’abord avec un détergent; puis plusieurs
fois avec de l’eau hautement déminéralisée.
Pour le tritium, les échantillons doivent être collectés dans des flacons en plastique de haute densité
contenant de 0,5 à 1 l.
Pour le carbone-14, selon les exigences d’un laboratoire spécialisé, on peut prélever un litre d’eau dans
des flacons de précision ou dissoudre 2,5 g de précipité dans plus de 100 l d’eau en cas de faible contenu
en carbone.
Le principal problème de la conservation de ces
échantillons est l’adsorption par les parois du
conteneur ou par les matières en suspension. Pour
analyser les quantités totales de radioéléments et
minimiser l’adsorption, on ajoute 2 ml d’HCl
concentré par litre, ou d’acide nitrique à 1 %.
Généralement, afin de réduire les coûts d’analyse, il
est conseillé d’analyser un échantillon composé
annuel en mélangeant des parties égales entre elles
de chaque échantillon mensuel.
Si le niveau de radioactivité est significativement
supérieur à celui de l’environnement, les échantillons mensuels sont analysés individuellement
pour identifier celui ou ceux qui ont un niveau de
radioactivité supérieur à la normale.
7.3.5
Équipements et techniques
d’échantillonnage
7.3.5.1
Échantillonneurs ponctuels
Les échantillonneurs ponctuels peuvent être classés
en appareils convenant seulement pour des constituants volatils comme des gaz dissous et appareils
pouvant être utilisés pour des constituants non
volatils. Il existe des échantillonneurs ponctuels
instantanés (en surface ou à une profondeur
I.7-9
CHAPITRE 7. QUALITÉ DE L’EAU ET ÉCOSYSTÈMES AQUATIQUES
donnée) et des échantillonneurs intégrateurs qui
peuvent être utilisés pour prélever de l’eau en vue
de déterminer ses constituants non volatils.
Une méthode approximative pour obtenir un échantillon cumulé intégrant la profondeur serait de faire
descendre un appareil échantillonneur ouvert au
fond de la masse d’eau et de le remonter à une vitesse
constante telle que la bouteille soit juste remplie
lorsqu’elle atteint la surface. Un échantillonneur
métallique peut être utilisé dans ce cas. C’est un
dispositif, parfois fabriqué en métal, maintenant des
bouteilles d’échantillonnage. Celles-ci sont placées
dans l’échantillonneur et maintenues au niveau du
col par un support. Parfois ces dispositifs sont équipés de poids pour leur assurer une descente verticale
dans des courants très forts.
Dans les canaux peu profonds il n’est pas possible
d’obtenir une mesure intégrale le long d’une verticale. Dans de tels cas il faut aussi faire attention de ne
pas troubler le fond de la rivière au moment de la
prise d’échantillon. On peut alors creuser un trou
dans le fond, laisser le courant se stabiliser et effectuer le prélèvement jusqu’au bord supérieur du trou.
Des échantillonneurs ponctuels sont utilisés à une
profondeur donnée. Un appareil approprié est
descendu à la profondeur désirée, activé et récupéré.
Sont fréquemment utilisés dans ce but la bouteille
de Van Dorn, l’échantillonneur de Kemmerer et les
échantillonneurs dits à pompe.
a) Bouteille de Van Dorn – Cet appareil
(figure I.7.4) est indiqué pour les profondeurs
de 2 m. Sa configuration horizontale convient
pour des échantillons proches du fond, au
niveau de l’interface eau-sédiments;
b) Échantillonneur de Kemmerer – C’est le plus
vieux modèle d’échantillonneur vertical à
commande opérée par messager. Il est communément utilisé pour des masses d’eau d’une
profondeur d’1 m et plus. Le volume des échantillonneurs de Kemmerer (figure I.7.5) va de 0,5
à 8 l;
c) Pompes – Trois types de pompes peuvent être
utilisées pour prélever des échantillons à des
profondeurs déterminées: à diaphragme, péristaltique et rotative. Les pompes à diaphragme
sont en général manuelles; par contre les deux
autres requièrent une source d’énergie ce qui
limite leur utilisation sur le terrain. Les pompes
péristaltiques ne sont pas recommandées pour
le prélèvement d’échantillons pour l’analyse de
la chlorophylle à cause des dommages qu’elles
peuvent causer aux cellules algales. Toutes les
pompes doivent avoir une constitution interne
telle qu’elles ne puissent pas contaminer l’eau
de l’échantillon. Les tuyaux d’entrée et de
sortie doivent être aussi exempts de matières
contaminantes.
Les bouteilles de Van Dorn ont un avantage par
rapport à l’échantillonneur de Kemmerer: leurs
bouchons ne restant pas dans la trajectoire du
courant d’eau traversant l’appareil, ils ne causent ni
remous ni gêne.
Un échantillonneur multiple (figure I.7.6) permet le
prélèvement simultané au même point de plusieurs
Messager
Câble
Câble
Câble
Messager
Clapet de
fermeture
Clapet de
fermeture
Messager
Mécanisme de déclanchement
Clapet de
fermeture
Corps (PVC
ou acrylique)
Mécanisme
de déclanchement
Robinet de vidange
Configuration horizontale
Robinet de
vidange
Configuration verticale
Figure I.7.4. Bouteille de Van Dorn
Corps
(PVC, laiton
ou nickelé)
Clapet de
fermeture
Figure I.7.5. Échantillonneur de Kemmerer
I.7-10
GUIDE DES PRATIQUES HYDROLOGIQUES
échantillons de volumes égaux ou différents.
Chaque échantillon est collecté dans une bouteille
individuelle. Quand les volumes sont égaux, il est
possible d’obtenir des informations sur la variabilité instantanée entre des échantillons analogues.
Les appareils peuvent être modifiés pour accueillir
différents nombres et tailles de bouteilles en fonction des exigences de programmes particuliers. Ceci
peut être obtenu en modifiant la taille des coupelles,
la longueur des manchons et la forme et la taille des
ouvertures situées dans le couvercle en acrylique
transparent.
7.3.5.2
Échantillonneur à oxygène dissous
La figure I.7.7 représente un modèle typique
d’échantillonneur pour la concentration en
oxygène dissous et la demande biologique en
oxygène (DBO). Cet échantillonneur doit être
remonté ouvert, ce qui fait qu’un certain mélange
avec les couches supérieures est possible. Certains
échantillonneurs ponctuels équipés de purgeurs
de fond peuvent être utilisés en faisant pénétrer
l’échantillon par le fond du récipient d’analyse.
Les prélèvements devraient être collectés au
moyen de bouteilles pour échantillonnage de
DBO à goulot étroit équipées de bouchons en
verre biseauté pour empêcher l’entrée d’air dans
l’échantillon. Cet appareil n’est pas indiqué pour
les prélèvements dans les chenaux peu profonds.
Dans ce cas l’agitation de l’échantillon devrait
être minimisée en inclinant légèrement la
bouteille pour échantillonnage de DBO vers l’aval
du courant.
7.3.5.3
Échantillonneurs automatiques
L’éventail des échantillonneurs automatiques va
d’appareils complexes permettant des programmes
variés d’échantillonnage, ayant besoin de sources
d’énergie extérieures et d’un abri permanent, à des
appareils simples, portables et autonomes comme
la bouteille submergée au débit de remplissage
contrôlé par un lent échappement de l’air. Ces
appareils sont souvent programmés pour opérer sur
une période de 24 heures.
Ces appareils réduisent les coûts de personnel
lorsque de fréquents prélèvements sont requis. Si
le site est équipé de moyens automatiques de
mesure des débits, certains échantillonneurs automatiques peuvent fournir des prélèvements
composés proportionnels aux débits. Des modèles
d’échantillonneurs ponctuels ou composés sont
disponibles.
7.3.5.4
Procédures d’échantillonnage
suivant la station, la localisation et
la saison
Sur le terrain, des situations variées déterminent
laquelle des techniques d’échantillonnage différentes sera requise. Quelques considérations
pratiques relatives à la localisation et aux saisons
adaptées aux prélèvements sont exposées
ci-dessous. Les procédures détaillées sont données
dans le Manual on Water Quality Monitoring:
Planning and Implementation of Sampling and Field
Testing (WMO-No. 680).
Câble
Messager
Mécanisme de
déclanchement
Conduit de
remplissage
Corps
(nickelé)
Bouteille DBO
Coupe
Figure I.7.6. Échantillonneur multiple
Figure I.7.7. Échantillonneur d’oxygène dissous
CHAPITRE 7. QUALITÉ DE L’EAU ET ÉCOSYSTÈMES AQUATIQUES
Les prélèvements à partir de ponts sont souvent
préférables parce qu’ils offrent une facilité d’accès
et assurent des conditions de sécurité quels que
soient le débit ou le temps. Cependant la circulation automobile sur le pont constitue un risque
potentiel à considérer.
Le bateau procure une plus grande souplesse et réduit
les temps de déplacement entre les points de prélèvement. Ces derniers doivent être repérés par
triangulation à partir de repères terrestres. Il faut là
aussi considérer les risques de la navigation, des
crues et des tempêtes (section 8.5). L’utilisation d’aéronefs, dont les hélicoptères, est souple et rapide
mais coûteuse. Des essais ont montré que les perturbations de l’eau sous les hélicoptères n’avaient pas
d’effet significatif même sur les échantillons pour
l’oxygène dissous. Les prélèvements à partir des rives
ne devraient être envisagés que si aucune alternative
n’est possible. L’échantillon devrait être prélevé en
écoulement turbulent ou là où l’eau est profonde et
le courant rapide. Un échantillonneur métallique est
souvent utilisé lorsque le prélèvement a lieu à partir
du rivage, des rives du chenal ou depuis un quai.
L’échantillonnage de la glace et de la neige en conditions hivernales demande des techniques quelque
peu différentes. Les recommandations de sécurité
soulignées dans la section 8.9 doivent être suivies. La
neige devrait être dégagée de la surface de la glace
pour obtenir une aire de travail convenable.
7.4
PRÉPARATION DES CAMPAGNES
DE TERRAIN
7.4.1
Préparation générale
a) Réunir les instructions précises sur les
procédures d’échantillonnage;
b) Préparer un itinéraire à partir du planning
d’échantillonnage (voir aussi la section 2.4.3);
c) Préparer les listes des équipements et matériels
nécessaires;
d) S’assurer que toutes les bouteilles ont été
nettoyées selon les procédures normalisées;
e) S’assurer que le laboratoire a préparé les réactifs
chimiques et les étalons nécessaires pour la
campagne;
f) Préparer une liste de contrôle (voir la section
7.4.3 ci-après).
7.4.2
Choix du volume des échantillons
Les volumes à prélever dépendent de la nature et du
nombre de grandeurs à mesurer, de la méthode
I.7-11
d’analyse et de la concentration prévue des éléments
à analyser. Le personnel de laboratoire spécifiera les
volumes requis. Ceux-ci peuvent être déterminés en
établissant une liste de tous les constituants pouvant
être sauvegardés dans les mêmes conditions, en
totalisant les volumes nécessaires pour la préparation et l’analyse et ensuite en multipliant par deux
pour une double analyse et par trois pour une triple.
Il faudrait garder à l’esprit les points suivants:
a) Lorsque le contact avec l’air doit être évité, le
récipient contenant l’échantillon devrait être
rempli complètement;
b) Lorsque l’échantillon doit être fortement agité
avant analyse, le récipient ne devrait pas être
rempli complètement;
c) Lorsque les deux exigences précédentes doivent
être satisfaites, il faudrait remplir complètement la bouteille et lui ajouter des morceaux
d’un solide propre, stérile et chimiquement
inerte comme par exemple des billes de verre;
d) Lorsque l’échantillon contient des particules
discrètes comme des matériaux insolubles, des
bactéries ou des algues, un volume plus important que d’habitude peut être nécessaire afin de
minimiser les erreurs.
7.4.3
Liste de contrôle préalable à la
campagne sur le terrain
a) Vérifier et étalonner les appareils de mesure
(pH, conductivité, oxygène dissous, turbidité)
et les thermomètres;
b) Refaire le plein de réactifs pour la détermination de l’oxygène dissous aussi bien que de
ceux nécessaires à la conservation chimique;
c) Obtenir des solutions tampons fraîches; les pH
de ces solutions devant être proches des valeurs
attendues sur le terrain;
d) Se procurer une solution de KCl pour les sondes
à pH;
e) Se procurer les cartes routières, les descriptions
des emplacements des stations, les bordereaux pour les relevés de terrain, les bouteilles
d’échantillonnage, les étiquettes, les échantillonneurs, les conservateurs, les pipettes et les
équipements manuels;
f) Se procurer du matériel d’écriture, des métrages
de corde supplémentaire et une boîte à outils
complète;
g) Se procurer des câbles électriques si l’équipement comprend un chargeur de campagne;
h) Se procurer de l’eau distillée (résistivité de
18.2 MΩ) et des gobelets propres pour les
mesures de pH, les blancs et les tampons;
i) Si une filtration est nécessaire sur le terrain, se
procurer un appareil de filtration et des filtres
parfaitement propres;
I.7-12
GUIDE DES PRATIQUES HYDROLOGIQUES
j) Si on doit réaliser un échantillonnage microbiologique, se procurer des flacons stériles et
des glacières. Celles-ci sont recommandées
pour le stockage de tous les échantillons;
k) Vérifier le contenu de la trousse de première
urgence.
7.5
Mesures de terrain
7.5.1
Mesures automatiques
Pour certains appareillages, l’eau est pompée et les
mesures sont effectuées sur la rive. D’autres instruments utilisent des sondes immergées effectuant
des mesures in situ. Un type d’appareil plus récent
est autonome, alimenté par une batterie et peut
fonctionner jusqu’à 300 m de profondeur.
Habituellement, les grandeurs mesurées automatiquement sont le pH, la température, la conductivité,
la turbidité, l’oxygène dissous, les chlorures, le
potentiel redox, le niveau, le rayonnement solaire
et l’absorption UV.
7.5.2
Grandeurs mesurées sur le terrain
La conductivité, le pH, l’oxygène dissous, la
température, la couleur et la transparence peuvent
évoluer au cours du stockage et devraient donc
être mesurés sur le terrain aussitôt que possible
après le prélèvement.
La personne effectuant le prélèvement doit aussi
observer toute caractéristique inhabituelle de la
masse d’eau à échantillonner, et toute modification
depuis la précédente campagne d’échantillonnage.
Ces observations qualitatives peuvent concerner
une couleur inhabituelle, une odeur, une couche de
surface ou des objets flottants. Toute caractéristique
particulière de l’environnement telle que précipitations, vent violent, ruissellement d’orage, dégel,
devrait être notée.
7.5.2.1
Mesure du pH
Le pH d’une eau naturelle non polluée dépend
surtout de l’équilibre entre le gaz carbonique, les
bicarbonates et les carbonates. La concentration du
gaz carbonique peut être modifiée par les échanges
à l’interface air-eau ainsi que par les processus de
photosynthèse et de décomposition. Les modifications de pH sont causées par les pluies acides, les
rejets industriels, le drainage des mines et le lessivage des minéraux. Le pH est un important critère
de qualité de l’eau car il conditionne la possibilité
de vie aquatique et de bien des ses usages. Dépendant
de la température, il est indispensable que la mesure
du pH et celle de la température soient concomitantes Idéalement le pH est mesuré in situ à l’aide
d’un appareil de mesure numérique à électrode
combinant mesure du pH et de la température.
Le pH peut aussi être mesuré colorimétriquement
avec des solutions tampons contenant des indicateurs colorés. Cette méthode est généralement
moins précise et est limitée aux eaux contenant peu
de substances colorées et de faible turbidité. Sur le
terrain, le pH-mètre devrait être réétalonné avant
chaque lecture avec une solution tampon appropriée et conformément au manuel d’instructions. Il
faut mettre les flacons de solutions tampons et les
électrodes à la bonne température en les plongeant
dans l’échantillon.
Il faut faire très attention à prévenir l’entrée d’eau
dans les flacons tampons. Si les électrodes n’ont pas
été récemment utilisées ou rangées au sec pendant
plusieurs jours, elles peuvent avoir besoin de 10 à
20 minutes pour se stabiliser. Il faudrait protéger le
pH-mètre des grands écarts de température pendant
les mesures, car ceux-ci affectent la stabilité du
système électronique et la précision de la mesure.
Si les électrodes ont été stockées au sec pendant une
longue période, la membrane de verre devrait être
trempée dans une solution de KCl à 3 mol/l,
pendant 12 à 24 h avant usage. Les pH-mètres
peuvent avoir un réservoir de stockage des sondes
qui devrait être rempli d’électrolyte. Les électrodes
de verre qui n’ont pas été conditionnées avant
usage peuvent ne pas se stabiliser et nécessiter de
fréquents réétalonnages.
Si le pH-mètre présente une dérive et que la sonde
a été stockée et conditionnée correctement, il
peut être nécessaire que celle-ci soit elle-même
remise à niveau en rajoutant une solution de KCl
à 3 mol/l.
En cas de dérive persistante, il faudrait plonger
l’électrode dans de l’hydroxyde d’ammonium.
Comme toute pièce d’un équipement, la sonde doit
toujours être protégée de la boue, du gel et des
manipulations brutales.
7.5.2.2
Mesure de la conductivité
La conductivité est un indicateur de la concentration
en ions provenant de sels, acides et bases nonorganiques dissous dans l’eau. La relation entre la
conductivité et la concentration en sels minéraux
dissous est linéaire pour la plupart des eaux
naturelles.
CHAPITRE 7. QUALITÉ DE L’EAU ET ÉCOSYSTÈMES AQUATIQUES
Il est préférable de mesurer la conductivité in situ.
La conductivité dépend de la température, le
conductimètre devrait fournir une valeur soit pour
une température de référence (en général 20 ou
25 °C) soit pour la température de l’échantillon.
Cela est important pour calculer et comparer la
conductivité de l’échantillon à un moment de référence donné.
Avant toute mesure, les récipients devant contenir
les échantillons et les sondes devraient être rincés
plusieurs fois avec l’eau à échantillonner. Il ne
faudrait pas utiliser pour la mesure de la conductivité le même échantillon que pour la détermination
du pH, car le KCl diffuse à partir de l’électrode du
pH-mètre.
L’instrument devrait être réétalonné sur le terrain
avant chaque lecture. On devrait utiliser pour
cela une solution de KCl de conductivité la plus
proche possible des valeurs attendues sur le
terrain. L’appareillage de mesure de la conductivité doit bénéficier de la même attention et de la
même maintenance que tous les équipements
fragiles. L’exactitude des mesures impose que le
conductimètre soit protégé de la boue, des chocs
et du gel.
L’exactitude de la mesure dépend du type d’instrument, de la façon dont il a été étalonné et de la
conductivité réelle de l’échantillon. Avec une
sélection judicieuse du type d’appareil et un étalonnage soigneux, on peut atteindre une incertitude
de ± 5 % à pleine échelle sur une gamme de température allant de 0 à 40 °C, avec une compensation
automatique de la température.
7.5.2.3
Mesure de l’oxygène dissous
La concentration en oxygène dissous est importante pour l’évaluation de la qualité des eaux de
surface et le contrôle du traitement des eaux
usées.
Il existe deux méthodes pour la mesure de l’oxygène dissous. La première s’effectue in situ et utilise
une sonde polarimétrique ou potentiométrique
(oxymètre). La seconde se fait par l’analyse chimique
de Winkler. En suivant cette dernière, on procède à
l’addition de réactifs (solution de chlore de Mn++ et
de iodure basique) dans l’échantillon au moment
où il est prélevé ce qui permet la fixation de l’oxygène. L’analyse est réalisée ensuite au laboratoire,
sur un échantillon conservé à l’abri de la lumière.
Une autre méthode de terrain, basée sur le même
principe, la méthode de Hach, utilise des réactifs
prédosés.
I.7-13
Les concentrations présentant de grandes variations
au cours de la journée, les mesures temporelles
in situ sont recommandées.
Pour la méthode chimique il faudrait prélever trois
échantillons d’eau avec l’échantillonneur à oxygène
dissous (section 7.3.5.2). La concentration en
oxygène dissous des échantillons peut être mesurée
avec un oxymètre ou par la méthode chimique de
Winkler. La valeur retenue devrait être la moyenne
d’au moins deux lectures différentes l’une de l’autre
par moins de 0,5 mg l–1.
Dans les méthodes électrochimiques, la sonde
réagit à l’activité de l’oxygène et non à la concentration. Ainsi, de l’eau douce saturée en oxygène
donne la même lecture qu’une eau salée saturée en
oxygène à la même pression et à la même température, bien que la solubilité de l’oxygène dans l’eau
salée soit plus faible. Il faudrait donc tenir compte
de la salinité, de la température et de la pression
atmosphérique au moment du prélèvement.
Dans la méthode de Winkler il existe des perturbations lorsque les échantillons sont très colorés ou
turbides, contiennent des substances facilement
oxydables ou d’autres substances perturbatrices.
Cette méthode est très utilisée en laboratoire en
raison de sa précision de la mesure de l’oxygène
dissous.
La méthode utilisant la sonde peut être utilisée
lorsque les résultats sont à ± 0,5 à 1,0 mg l–1 de la
vraie valeur et sont suffisants pour les objectifs de
l’étude. Si la concentration en oxygène dissous est
relativement élevée, la précision est correcte mais la
concentration en oxygène peut parfois se révéler
très faible. Il est alors important d’utiliser une sonde
neuve et soigneusement étalonnée.
7.5.2.4
Mesure de la température
La température peut être prise à l’aide d’une grande
variété de thermomètres, comprenant les thermomètres à alcool ou toluène, à mercure, bilames ou
électriques. Cette dernière catégorie comprend les
thermocouples et des modèles moins transportables
tels que les thermistors ou les thermomètres à quartz
ou à résistance. Certains appareils utilisés pour la
mesure de l’oxygène dissous, le pH, le Eh ou la
conductivité sont également susceptibles de mesurer
la température.
Avant d’utiliser le thermomètre il faut le rincer avec
une partie de l’eau de l’échantillon. Pour la mesure,
on immerge le thermomètre dans l’échantillon
pendant approximativement 1 min ou jusqu’à ce
I.7-14
GUIDE DES PRATIQUES HYDROLOGIQUES
que la lecture se stabilise. Le thermomètre ne doit
être placé dans aucun des flacons destinés au
laboratoire. La valeur de la température en degrés
Celsius devrait être enregistrée sur le bordereau de
terrain.
En général l’exactitude nécessaire pour des mesures
de température de l’eau est de ± 0,1 °C. Cependant,
dans bien des cas, une incertitude de ± 0,5 °C est
tolérable et bien souvent les résultats statistiques
de températures sont arrondis au degré Celsius le
plus proche. Ainsi, il est important de préciser les
besoins de façon à choisir le thermomètre le plus
approprié.
7.5.2.5
Mesure de la turbidité
La turbidité est une mesure optique des particules
en suspension tels qu’argile, limon, matière organique, plancton et micro-organismes. La turbidité
affecte en fait tous les usages de l’eau et en augmente
les coûts de traitement. Chaque fois que cela est
possible la turbidité doit être mesurée in situ. Ceci
peut se faire par des méthodes optiques (en unités
de turbidité Jackson ou JTU) ou néphélométriques
(en unités de turbidité néphélométriques, ou NTU).
Avec le turbidimètre à bougie de Jackson, l’épaisseur de suspension à partir de laquelle le contour de
la bougie d’usage devient indistinct est comparée
avec des suspensions étalonnées.
Les méthodes néphélométriques sont préférables
car leur précision, leur sensibilité et leur applicabilité à une large gamme de valeurs de la turbidité
sont meilleures. Elles mesurent la diffusion de la
lumière par les particules en suspension. Cependant
des instruments de conceptions différentes peuvent
donner des résultats différents pour le même échantillon. La couleur de l’échantillon comme des
variations dans les sources lumineuses peuvent
causer des erreurs. Ces problèmes peuvent être
minimisés en utilisant un instrument mesurant
simultanément les rayons de lumière diffusés et
transmis le long d’un même parcours.
Pour utiliser un turbidimètre, il faudrait établir des
courbes d’étalonnage pour chaque plage de turbidité
en utilisant des solutions étalonnées appropriées. Il
faudrait utiliser au moins un étalon pour chaque
plage en s’assurant que le turbidimètre donne des
indications stables pour tous les domaines de sensibilité. Il faudrait agiter vigoureusement l’échantillon
avant analyse. Pour s’assurer de l’homogénéité des
résultats, les lectures devraient toujours être faites
dans le même laps de temps après homogénéisation
de l’échantillon (par exemple 10 secondes). Il est
important de transvaser l’échantillon rapidement et
d’effectuer les mesures de turbidité en triple
exemplaire.
La qualité des résultats obtenus avec un turbidimètre donné dépend de la fréquence de l’étalonnage
à une solution étalon de formazine et de la façon
d’utiliser l’appareil. D’une façon générale, les
néphélomètres utilisés en laboratoire doivent avoir
une précision de ± 1 FTU (Formazin Turbidity Unit)
dans la gamme de 0 à 10 FTU, et de ± 5 FTU dans la
gamme de 0 à 100 FTU au niveau de confiance de
95 %. L’incertitude des absorptiomètres varie considérablement mais devrait au moins donner ± 10 %
de l’échelle totale, pour n’importe quelle gamme de
turbidité.
En pratique, les performances des turbidimètres
dépendent largement de leur configuration optique.
Pour les enregistrements qui traitent des échantillons en flux permanent, donnant des mesures en
continu, il faut que leurs surfaces optiques puissent
résister à l’encrassement par la croissance des algues
ou l’accumulation des sédiments, afin d’éviter la
dérive de l’étalonnage et la perte de sensibilité.
7.5.2.6
Mesure de la couleur
La véritable couleur est observée après filtration ou
centrifugation. La couleur résulte de la présence
d’ions métalliques, d’humus et de tourbe, de
plancton et de rejets industriels. La couleur est
importante pour l’alimentation en eau potable, les
eaux de lavage et de traitement ou les utilisations
récréatives.
Les teintes ordinairement présentes dans les eaux
naturelles peuvent être comparées à des mélanges
d’acide chloroplatinique et d’hexahydrate de chlorure cobalteux. Comme cette méthode ne convient
pas à une pratique sur le terrain, la détermination
de la couleur peut être obtenue par comparaison
visuelle de tubes remplis de l’eau à étudier avec des
disques de verre colorés standardisés.
Les eaux mélangées à certains effluents industriels
peuvent avoir des teintes si différentes de celles des
mélanges de platine-cobalt que la comparaison est
inappropriée sinon impossible. Dans ce cas, un
photomètre à filtre peut suffire, bien qu’un spectrophotomètre à double rayon soit préférable lorsque
l’échantillon peut être amené au laboratoire.
7.5.2.7
Mesure de la transparence
La transparence de l’eau dépend de sa couleur et de
sa turbidité. Une mesure de la transparence peut
être la profondeur, en mètres, à laquelle un disque
CHAPITRE 7. QUALITÉ DE L’EAU ET ÉCOSYSTÈMES AQUATIQUES
de 20 à 30 cm de diamètre, peint de quadrants
blancs et noirs, appelé disque de Secchi, disparaît
lorsqu’il est descendu lentement et verticalement
dans l’eau. Une mire de papier blanc est parfois
utilisée à la place du disque. Les mesures sont
habituellement faites sur les lacs ou autres masses
d’eau profondes et sont utiles pour apprécier les
conditions biologiques.
7.5.2.8
Résumé des procédures de terrain
Quelles que soient les grandeurs étudiées, une
procédure de routine devrait être suivie dans chaque
station d’échantillonnage. Ce qui suit constitue un
résumé général des procédures à suivre:
a) Étalonner les appareils;
b) Titrer le thiosulfate de sodium lorsqu’on utilise
la méthode de Winkler pour l’oxygène dissous;
c) Mesurer in situ le pH, la conductivité, l’oxygène
dissous, la température et la turbidité;
d) Rincer toutes les bouteilles avec de l’eau
échantillonnée à l’exception de celles qui
contiennent des conservateurs ou qui doivent
servir à la mesure de l’oxygène dissous ou aux
analyses bactériologiques;
e) Prélever et conserver les échantillons selon les
instructions du manuel;
f) Remplir le bordereau de terrain avec exactitude
selon les instructions du manuel;
g) Mettre les bouteilles dans un conteneur de
transport approprié;
h) Étiqueter les cartons et porter sur le bordereau
de terrain les informations demandées.
7.6
SUIVI BIOLOGIQUE ET
ÉCHANTILLONNAGE POUR LES
ANALYSES BIOLOGIQUES
La surveillance environnementale est principalement basée sur les techniques d’analyse
physico-chimiques pour évaluer la concentration
dans l’eau des polluants, des sédiments et des
organismes vivants. Le principal inconvénient de
ces méthodes pourrait être le manque d’informations
fournies concernant l’impact chimique réel sur les
êtres vivants. De plus, certains groupes de toxiques
ne sont pas détectables. Les raisons en sont:
a) Ces molécules influencent les organismes
vivants à des concentrations inférieures au seuil
de détection;
b) De nouvelles molécules peuvent apparaître;
c) Le devenir de ces polluants toxiques dans
l’environnement est mal connu (dans ce cas
le problème est celui de l’identification des
produits dérivés à analyser).
I.7-15
Le très grand nombre de polluants potentiels à
rechercher dans l’environnement rend ces méthodes extrêmement coûteuses. Enfin, si les analyses
chimiques nous informent quant à la présence ou
non d’un polluant dans différents compartiments
des écosystèmes (eau, sol, sédiments ou organismes), elles sont de toute façon insuffisantes pour
prévoir le comportement réel des substances
toxiques sur les organismes car les nombreuses
interactions entre polluants, et entre polluants et
organismes n’ont pas été prises en considération.
Les analyses biologiques sont en mesure d’intégrer
les interactions entre l’ensemble des polluants
présents et les organismes, et permettent de diagnostiquer l’impact de la pollution sur les organismes
des écosystèmes de façon plus réaliste.
Le suivi biologique est l’étude de la réponse, à tous
les degrés d’organisation biologique (moléculaire,
biochimique, cellulaire, physiologique, histologique,
morphologique et écologique) du vivant aux polluants. Cette définition (McCarthy et Shugart, 1990)
identifie les niveaux d’observation suivants:
a) Au niveau intra-individuel, un biomarqueur
est la réponse biologique détectée sur une
échelle interne à l’individu à la présence d’une
substance dans l’environnement (van Gestel et
van Brummelen, 1996). Cette réponse mesurée
dans un organisme ou dans ses émanations
montre un écart à l’état normal. Par exemple,
la modification d’une activité enzymatique due
à un processus de défense de l’organisme. Les
biomarqueurs sont également les modifications
moléculaires, biochimiques, physiologiques,
histologiques et morphologiques spécifiques
observées dans les populations animales et
végétales après leur exposition aux polluants;
b) Au niveau des individus ou des organismes on
atteindra un bio-indicateur par la mesure des
fonctions vitales d’une entité biologique qui,
en raison de sa spécificité écologique, réagit à
un polluant par une modification spécifique
des ses foncions vitales (Kirschbaum et Wirth,
1997). Il pourra par exemple s’agir d’une altération de la croissance d’un microinvertébré;
c) Au niveau des populations et de leur implantation, l’analyse hydrobiologique obtient des
données intégrées sur la qualité de l’eau globale.
Il existe des indices biologiques permettant
l’étude de tout ou partie des espèces établies
dans un écosystème et des variations de leur
composition et structure du fait de facteurs
anthropiques. Il devient alors possible de définir
des classes de qualité par un inventaire normalisé de certaines espèces. Par exemple l’indice
biologique environnemental utilise la faune
des macroinvertébrés comme un intégrateur de
I.7-16
GUIDE DES PRATIQUES HYDROLOGIQUES
compartiments. Un échantillonnage normalisé
prenant en compte différents types d’habitats
révèle la qualité de l’écosystème par la présence
ou l’absence de groupes faunistiques indicateurs.
À l’étape actuelle du suivi biologique, les études
utilisant les biomarqueurs concernent la recherche
de nouvelles méthodes d’évaluation de la santé
d’organismes vivants, et leur application pratique à
un plus grand nombre de techniques efficaces de
surveillance de la pollution. Les méthodes fondées
sur les biomarqueurs utilisées en routine sont
encore rares, mais les études actuelles montrent
qu’il est déjà possible de détecter des zones polluées
en s’intéressant à la santé des organismes qui y
vivent. Les méthodes basées sur les études menées
au niveau de l’organisme ou de la population sont
utilisées dans les réseaux de suivi biologique.
L’échantillonnage microbiologique de la faune et
de la flore le sera bientôt.
De plus il existe aussi des méthodes relatives à
l’évaluation globale des capacités auto-épuratrices
des rivières. La DBO, exposée dans ce chapitre, est
celle la plus largement utilisée.
7.6.1
Analyses microbiologiques
La présence de coliformes fécaux indique un
mauvais traitement des eaux usées. L’absence
complète de coliformes et spécialement de coliformes fécaux est exigée par l’Organisation
mondiale de la santé pour toute alimentation en
eau potable. D’autres micro-organismes responsables de maladies humaines sont parfois présents,
tels que les agents du choléra et de la typhoïde, les
salmonelles, les pseudomonas et certains animaux
monocellulaires comme ceux responsables des
amibiases.
Pour refléter précisément les conditions microbiologiques au moment du prélèvement, il est très
important que les échantillons destinés à l’analyse
microbiologique soient collectés de façon aussi
aseptique que possible.
Les échantillons sont habituellement prélevés dans
des flacons stériles à large goulot, de 200 ou 500 ml,
en verre ou en plastique non toxique, équipés de
bouchons à vis. Les récipients en plastique doivent
être vérifiés en vue de s’assurer qu’ils ne relâchent
pas de particules microscopiques susceptibles d’être
confondues avec des bactéries lors du comptage.
Certains récipients en caoutchouc ou en métal
peuvent avoir un effet bactériostatique. Si les
bouteilles ont un couvercle celui-ci doit avoir une
bordure de silicone supportant l’autoclave. Si elles
sont bouchées, leur goulot doit être couvert avec un
papier rigide stérile, ou une feuille d’aluminium
fixée à l’aide d’une ficelle ou d’un élastique.
Chaque fois que cela sera possible les échantillons
devraient être analysés immédiatement après le
prélèvement. Si cela n’est pas le cas les échantillons
devraient être stockés dans l’obscurité, dans de la
glace fondante. Le stockage dans ces conditions
minimise les problèmes de multiplication et d’extinction jusqu’à 30 heures après le prélèvement.
Les échantillons ne devraient jamais être congelés.
Si les échantillons sont susceptibles de contenir
des concentrations en métaux lourds (cuivre,
nickel ou zinc) supérieures à 0,01 mg l–1, leurs
effets bactériostatiques ou bactéricides doivent
être atténués par addition d’acide éthylène
diamine tétracétique (EDTA) à raison de 0,3 ml de
solution à 15 % pour chaque 125 ml d’eau à étudier
(Moser et Huibregtse, 1976). Le chlore résiduel
devrait être détruit par addition de thiosulfate de
sodium dans la proportion de 0,1 ml de solution à
10 % pour chaque échantillon de125 ml.
7.6.2
Organismes multicellulaires
Il y a plusieurs catégories d’espèces multicellulaires
pouvant être suivies pour différentes raisons. Les
poissons, au sommet de la chaîne alimentaire aquatique, sont un indicateur de différents aspects de la
qualité de l’eau selon leur espèce et leur âge. Les
macro-invertébrés benthiques (organismes vivant
sur ou près du fond et pouvant être retenus par un
tamis normal) sont des indicateurs des pollutions
récentes du fait de leur faible mobilité et de leur
sensibilité au stress. Le périphyton est constitué des
plantes sessiles fixées sur différentes surfaces. Les
organismes qui croissent dans la couche attenante
sont parmi les premiers producteurs de matière
organique aquatique, particulièrement dans les
zones peu profondes. Les macrophytes sont de
grandes plantes, souvent enracinées, couvrant de
vastes zones en eau peu profonde et pouvant gêner
la navigation ou les usages récréatifs d’un plan
d’eau. L’ensemble des petits organismes végétaux et
animaux flottant librement dans l’eau forme le
plancton. Le phytoplancton, constitué principalement d’algues dont la croissance est une mesure
indirecte, entre autres, de la concentration en
constituants chimiques nutritifs. Le zooplancton
est présent à toutes les profondeurs aussi bien dans
les eaux courantes que stagnantes.
Beaucoup de ces organismes peuvent être gênants
pour le traitement des eaux. Les algues par exemple,
bouchent les filtres, consomment le chlore, affectent
CHAPITRE 7. QUALITÉ DE L’EAU ET ÉCOSYSTÈMES AQUATIQUES
défavorablement l’odeur et le goût de l’eau et
peuvent être toxiques. D’autres espèces peuvent être
les vecteurs d’organismes responsables de maladies,
tels les escargots porteurs de la larve du ver de Guinée
ou de schistosomes.
Les poissons peuvent être capturés de façon active
avec des seines, des chaluts, par pêche électrique ou
chimique, avec ligne et hameçon ou de façon
passive avec des filets maillants, des trémails, des
nasses et des pièges. Les macro-invertébrés peuvent
être prélevés de plusieurs façons selon leur habitat
et d’autres caractéristiques. Outre les filets, il existe
des échantillonneurs à plateaux multiples ou à
panier. Ils sont laissés suspendus en place par des
flotteurs pour des périodes de quatre à huit semaines
et remontés avec précaution à la surface avec un
filet par en dessous pour récupérer les spécimens.
Le plancton peut être prélevé avec l’échantillonneur décrit ci-dessus dans la section 7.3. Il existe
aussi des appareils spécialement conçus pour le
plancton comme la trappe à plancton de Juday qui
peut recueillir plus de 5 l d’eau à la profondeur désirée et filtre le plancton. Elle est plutôt coûteuse et
difficile à utiliser à partir d’un bateau. L’étude du
zooplancton requiert de grands échantillons et on
peut utiliser un filet calibré en nylon. Le périphyton
peut être échantillonné en exposant, dans le site,
des barres flottantes ou ancrées pendant au moins
deux semaines.
Pour les macrophytes, on peut utiliser un râteau de
jardin dans les eaux peu profondes ou une drague
pour les plus grandes profondeurs. À partir d’un
bateau, on peut utiliser un faucard ou un simple
grappin. Dans certains cas un appareil respiratoire
de plongée autonome s’est révélé utile.
Il est recommandé d’ajouter un colorant approprié
tel que le rose bengale avant toute fixation.
Ultérieurement les spécimens conservés peuvent
être reconnus par un personnel moins qualifié en
biologie grâce au fait que la couleur les fait ressortir
par rapport à l’arrière plan. Des méthodes de conservation des spécimens multicellulaires sont données
dans le tableau I.7.1. Certains praticiens préfèrent
utiliser le lugol plutôt que le formaldéhyde pour le
périphyton et le plancton.
7.6.3
Demande biochimique en
oxygène
Le rejet de matières organiques polluantes, dans
une masse d’eau conduit à un mécanisme naturel
d’épuration par un processus d’oxydation biochimique. L’oxydation biochimique est un processus
I.7-17
microbien qui utilise les substances polluantes
comme source de carbone, tout en consommant
l’oxygène dissous dans l’eau pour la respiration. La
vitesse d’épuration dépend de nombreux facteurs
dont la température et la nature de la matière organique. La quantité d’oxygène dissous consommé
par un échantillon d’eau d’un certain volume pour
l’oxydation biochimique durant une période de
cinq jours à 20 °C a été retenue comme mesure de
la qualité de l’échantillon et est connue sous le nom
de demande biochimique d’oxygène ou DBO.
L’oxydation n’est en aucune façon complète en
cinq jours, et pour certains objectifs on peut utiliser
des périodes d’incubation plus longues. Cette
période d’incubation peut être indiquée par un
suffixe, par exemple DBO5 ou DBO20, les résultats
étant exprimés en milligrammes d’oxygène par
litre.
La DBO est définie comme la quantité totale d’oxygène nécessaire aux micro-organismes pour oxyder
la matière organique dégradable, le rythme de
l’oxydation biochimique étant proportionnel à la
quantité restante de matière organique non
oxydée. Ainsi le test de la DBO est utilisé pour estimer l’importance et la vitesse de la désoxygénation
qui se produira dans un cours d’eau ou un lac où
l’on rejette des matières organiques. Cependant la
prévision des effets d’un tel rejet est plus compliquée, d’autres facteurs pouvant intervenir qui ne
sont pas pris en compte dans la mesure de la DBO.
Par exemple, il est possible que les matières organiques en suspension se déposent sur le fond dans
un cours d’eau à faible vitesse, juste en aval du
rejet, là où cela peut avoir un effet considérable sur
la teneur locale en oxygène dissous. La présence de
benthos, de végétaux enracinés et d’algues planctoniques, influence également la teneur en
oxygène dissous à l’échelle journalière.
De sérieuses difficultés dans la mesure de la DBO
peuvent provenir de la présence de bactéries
nitrifiantes qui oxyderont l’ammoniac et les
composés organiques azotés en nitrites et nitrates.
Les fortes concentrations en polluants des
effluents industriels peuvent aussi poser quelques
problèmes, car elles peuvent supprimer l’oxydation biochimique dans le cours d’eau récepteur
dans des conditions naturelles. Dans ce cas, on
peut avoir à diluer l’échantillon avec de l’eau pure
et l’ensemencer avec l’eau d’un effluent d’égout
contenant les micro-organismes nécessaires au
démarrage du processus d’oxydation biochimique. Des techniques spéciales de préparation
peuvent devoir être mises au point pour traiter
l’échantillon à tester.
I.7-18
GUIDE DES PRATIQUES HYDROLOGIQUES
Tableau I.7.1. Techniques appropriées pour la conservation des échantillons
Analyses biologiques. Les variables biologiques à déterminer sont en général nombreuses et peuvent varier quelquefois d’une espèce
à une autre. Il est pour cette raison impossible de dresser une liste exhaustive de toutes les précautions à prendre afin de conserver les
échantillons pour ce type d’analyses. Les informations ci-dessous sont donc relatives à certaines variables généralement étudiées pour
divers groupes animaux ou végétaux. Il faut noter qu’avant d’entreprendre quelque étude détaillée que ce soit, il est essentiel de choisir
les variables pertinentes.
1
Comptage et
détermination
Macro-invertébrés
benthiques
2
3
4
5
Plastique ou verre
Addition d’éthanol
Laboratoire
1 an
Poisson
Plastique ou verre
Addition de 10 % (m/m) de
formaldehyde, 3 g de borate
de sodium décahydrate et 50 ml
de glycérol par litre
Laboratoire
1 an
Macrophyton
Plastique ou verre
Addition de 5 % (m/m) de
formaldéhyde
Laboratoire
Périphyton
Plastique ou verre
opaque
Addition de 5 % (m/m) de
formaldéhyde neutre et
stockage à l’obscurité
Laboratoire
1 an
Phytoplancton
Plastique ou verre
opaque
Addition de 5 % (m/m) de
formaldéhyde ou de mentholate et stockage à l’obscurité
Laboratoire
6 mois
Zooplancton
Plastique ou verre
Addition de 5 % (m/m) de
formaldéhyde ou de solution
de lugol
Laboratoire
Matière fraîche et
sèche
Macro-invertébrés
benthiques
Macrophytes
Calorimétrie
Macro-invertébrés
benthiques
Plastique ou verre
Refroidissement entre 2 et 5 °C
Sur le terrain
ou au
laboratoire
24 hours
L’analyse devra être
réalisée dès que
possible et dans les
24 heures
Sur le terrain
Filtration et refroidissement
entre 2 et 5 °C
Congélation à – 20 °C
Congélation à – 20 °C
Filtration et congélation à
–20 °C
Laboratoire
6 mois
Laboratoire
Laboratoire
Laboratoire
6 mois
6 mois
6 mois
Plastique ou verre
Refroidissement entre 2 et 5 °C
puis filtration et stockage dans
un dessicateur
Laboratoire
24 heures
L’analyse devra être
réalisée de préférence
dès que possible et
de toutes les façons
dans les 24 heures
Plastique ou verre
Refroidissement entre 2 et 5 °C
Congélation à – 20 °C
Laboratoire
36 heures
Laboratoire
36 heures
La période de
conservation variera
selon la méthode
d’analyse
Plastique ou verre
Phytoplancton
Zooplancton
Tests de toxicité
De préférence cette
analyse devra être
réalisée dès que
possible
Ne pas congeler
à – 20 °C
Périphyton
Phytoplancton
Zooplancton
Poisson
Masse de cendres
Macro-invertébrés
benthiques
Macrophyton
Périphyton
Phytoplancton
6
CHAPITRE 7. QUALITÉ DE L’EAU ET ÉCOSYSTÈMES AQUATIQUES
7.6.3.1
Méthodes de mesure
Plusieurs méthodes ont été mises au point pour
mesurer la DBO. La plus courante est la méthode de
dilution, mais les techniques manométriques,
quoique encore utilisées surtout pour la recherche,
peuvent être parfois avantageuses, par exemple
pour le contrôle des eaux d’égout. Théoriquement,
on devrait analyser l’échantillon immédiatement
après son prélèvement dans l’effluent, le cours
d’eau ou le lac. Si cela n’est pas possible, l’échantillon doit être conservé à une température de 3 à
4 °C pour ralentir le processus d’oxydation biochimique. Si l’on estime que la DBO d’un échantillon
dépasse 7 mg l–1, alors une dilution convenable et/
ou un ensemencement de l’échantillon sont nécessaires. Pour que le résultat soit valable, il faut qu’il
reste un excès d’oxygène dissous à la fin de la
mesure.
La DBO se calcule à partir de la dilution volumétrique de l’échantillon et d’après la différence des
concentrations en oxygène dissous (section 7.5.2.3)
avant et après une période d’incubation de cinq
jours. Durant cette période, on devrait maintenir
une température de 20 °C, protéger l’échantillon de
l’oxygène atmosphérique et le garder dans l’obscurité pour réduire l’effet de la photosynthèse des
plantes vertes. Cependant, l’oxygène consommé
par la respiration des algues est inclus dans la
mesure. Pour les échantillons où la nitrification
peut se produire pendant la mesure, on ajoute de
l’allylthiourée (ATU) avant l’incubation. Dans ce
cas, le résultat apparent de la DBO correspond
seulement aux matières polluantes carbonées. La
vitesse d’oxydation biochimique peut être estimé
par l’incubation de cinq échantillons identiques en
dosant l’oxygène dissous dans le premier flacon le
1er jour, dans le deuxième flacon le 2ème jour, dans
le troisième flacon le 3ème jour, dans le quatrième
flacon le 4ème jour, et dans le cinquième flacon le
5ème jour. Sur un graphique, les points représentatifs
du logarithme de la DBO en fonction du temps,
devraient être alignés. L’extrapolation à l’infini de
cette droite donne directement une estimation de
la DBO carbonée finale, qui mesure la quantité
totale d’oxygène nécessaire pour oxyder les matières
organiques décomposables.
7.6.3.2
Précision de la mesure
La mesure de la DBO n’est pas très précise. Si l’on
veut exploiter statistiquement les résultats, on doit
diluer et faire incuber (et ensemencer, si nécessaire)
plusieurs échantillons dans des conditions identiques et calculer une DBO moyenne. Il a été
proposé de substituer la mesure manométrique à la
I.7-19
méthode par dilution afin d’obtenir une plus grande
précision. Il faudrait garder à l’esprit que les
deux méthodes ne sont pas toujours directement
comparables (Montgomery, 1967). La méthode
manométrique fournit une indication de l’oxydabilité biologique d’un échantillon en moins de
cinq jours.
7.7
FILTRATION SUR LE TERRAIN ET
PROCÉDURES DE CONSERVATION
7.7.1
Filtration
Pour séparer les particules en suspension des
éléments dissous il est recommandé de filtrer
l’échantillon. La centrifugation demande un équipement plus lourd et la décantation beaucoup de
temps et ces deux méthodes présentent des difficultés d’étalonnage et peuvent augmenter les risques
de contamination. La filtration devrait être effectuée sur le terrain, pendant ou immédiatement
après le prélèvement et doit être suivie de mesures
de conservation appropriées.
Les concentrations totales en métaux peuvent être
déterminées en utilisant un autre échantillon, non
filtré, prélevé au même moment. Cet échantillon
doit être soumis à une digestion acide complète en
laboratoire qui transforme les métaux en composés
solubles dans l’eau.
Les échantillons destinés à l’analyse des constituants organiques sont filtrés immédiatement après
prélèvement à l’aide d’un filtre en fibre de verre ou
d’une membrane métallique. Les constituants organiques dissous sont analysés dans le filtrat et les
particules non solubles dans le résidu.
L’absorption des substances dissoutes par la matière
du filtre peut poser de sérieux problèmes.
Les meilleurs matériaux à utiliser pour la filtration
des substances minérales sont des filtres organiques
(polycarbonate, acétate de cellulose ou Téflon) et
des filtres en fibre de verre pour les composés
organiques.
Le filtre et l’appareil de filtration devraient être
préparés en laboratoire et préalablement rincés avec
une partie de l’échantillon avant que le filtrat ne
soit collecté. Ceci peut se faire en jetant les 150 à
200 premiers millilitres de filtrat. Une pompe électrique ou manuelle doit être utilisée pour créer le
vide dans l’appareil de filtration. Si on utilise une
pompe électrique il faut disposer d’un accès à un
I.7-20
GUIDE DES PRATIQUES HYDROLOGIQUES
réseau électrique ou d’un groupe électrogène
mobile. Le vide peut causer un changement de pH
dû à la perte de gaz carbonique, et provoquer la
précipitation de certains métaux. Pour cette raison
et pour réduire les pertes dues à l’adsorption par les
parois du conteneur, les échantillons destinés à
l’analyse des métaux sont souvent acidifiés.
7.7.2
Techniques de conservation
Entre le moment où l’échantillon est prélevé et
celui où il est analysé en laboratoire, des changements physiques, chimiques et biochimiques
peuvent se produire. En conséquence, ou bien on
devrait raccourcir dans la mesure du possible cet
intervalle de temps, ou bien l’échantillon devrait
être traité pour sa conservation.
Pour quelques constituants, la conservation n’est
pas possible et les mesures doivent être effectuées
sur le terrain. Cependant, même si le constituant
est raisonnablement stable, il est généralement
nécessaire de conserver l’échantillon, par divers
procédés comme de garder les échantillons dans
l’obscurité, additionner des conservateurs
chimiques, baisser la température pour retarder les
réactions éventuelles, utiliser la congélation, et
l’extraction des constituants à l’aide de solvants ou
d’une colonne de chromatographie de terrain.
7.7.2.1
Récipients
L’usage de récipients appropriés est très important
pour la préservation de l’intégrité de l’échantillon
particulièrement lorsque la concentration d’un
constituant est faible. Les laboratoires fournissent
généralement leurs spécifications. De nombreuses
publications fournissent des recommandations
concernant le type de récipient qui devrait être
utilisé dans les cas particuliers (Clark et Fritz, 1997).
Les principaux matériaux utilisés pour les récipients
sont le plastique et le verre. Le borosilicate est inerte
vis-à-vis de nombreux produits et il est recommandé lorsque les échantillons sont destinés à
l’analyse des composés organiques. Le polyéthylène
est économique et absorbe peu d’ions métalliques.
Il est utilisé pour des échantillons dont des éléments
inorganiques doivent être analysés. Les récipients
en polyéthylène ne devraient pas être utilisés pour
l’étude des traces organiques comme les pesticides,
et de quelques substances volatiles qui peuvent
diffuser à travers les parois en plastique. Les échantillons photosensibles nécessitent des récipients
opaques ou en verre non-actinique. Des bouteilles à
goulot étroit munies d’un pointeau en verre sont
utilisées pour les gaz dissous. Les récipients pour les
échantillons destinés à l’analyse microbiologique
doivent être stérilisés.
Pour le dépistage des éléments on devrait n’utiliser
que le polyéthylène basse ou haute densité (LDPE et
HDPE). On peut trouver aujourd’hui des récipients
jetables. Ils doivent être décontaminés avant
utilisation. Ils doivent être conservés au moins
24 heures dans un solution ultra pure à 10 %
de HNO 3 puis rincés dans une eau ultra pure
(18,2 MΩ cm–1) et conservés dans des sacs en
polyéthylène jusqu’à leur utilisation sur le terrain
(Pearce, 1991).
Les couvercles des flacons sont des sources potentielles de problèmes. Les bouchons de verre doivent
être rodés, particulièrement pour les échantillons
alcalins. Hormis lorsqu’ils sont en Téflon, les bords
de couvercles peuvent introduire des contaminants ou absorber des éléments traces. Plus la
concentration de l’élément à analyser est faible,
plus ces aspects deviennent importants.
7.7.2.2
Addition de conservateurs
chimiques
Cette méthode est utilisée pour la plupart des
métaux dissous et pour les herbicides phénolés.
Certaines analyses biologiques demandent aussi
une conservation chimique.
En règle générale il est préférable d’utiliser une solution relativement concentrée d’agent conservateur;
l’influence sur la dilution de l’échantillon d’un
petit volume de solution conservatrice sera alors
faible ou négligeable.
L’interférence éventuelle du conservateur dans
l’analyse demande que les procédures soient suivies
attentivement. Par exemple un acide peut altérer la
distribution des matières en suspension et peut
conduire à la dissolution de particules colloïdales
ou métalliques. Ici l’ordre filtration d’abord et
acidification ensuite devient très important.
7.7.2.3
Congélation
Lorsqu’il est impossible de réaliser les analyses
assez rapidement, on peut avoir recours à la
congélation pour l’analyse des ions majeurs à
savoir chlorures, sulfates et nitrates. La congélation n’est toutefois pas une technique générale de
conservation car elle peut causer des modifications physiochimiques comme par exemple la
formation de précipités ou la perte de gaz dissous
qui peuvent affecter la composition de l’échantillon. Les composantes solides de l’échantillon
CHAPITRE 7. QUALITÉ DE L’EAU ET ÉCOSYSTÈMES AQUATIQUES
changent aussi lors de la congélation et de la
décongélation et le retour à l’équilibre doit être
suivi par une homogénéisation très rapide avant
de commencer toute analyse. Les échantillons
d’eau ne devraient jamais être congelés dans une
bouteille en verre.
7.7.2.4
Réfrigération
La réfrigération à 4 °C est une technique courante
de conservation. Dans certains cas elle peut affecter
la solubilité de certains éléments et provoquer leur
précipitation. La réfrigération est souvent utilisée
en conjonction avec des réactifs chimiques.
7.7.2.5
Aspects pratiques de la conservation
Un aspect important dans la conservation est de
suivre une procédure rigoureuse de façon que
chaque échantillon nécessitant d’être sauvegardé
soit traité immédiatement. Ceci est particulièrement important lorsque des conservateurs
chimiques sont utilisés, car de tels additifs peuvent
ne pas produire sur l’aspect de l’échantillon de
changement facilement détectable. Il peut être
préférable de marquer chaque échantillon traité
pour s’assurer qu’aucun n’est oublié ou traité plus
d’une fois.
La sécurité et la précision de l’utilisation de
conservateurs sur le terrain requièrent aussi des
précautions spéciales. Des pipettes automatiques
prédosées assurent l’exactitude de l’opération sur
place ainsi que l’élimination du risque d’aspiration
d’acide par la bouche. Il est souvent commode
d’ajouter le conservateur en laboratoire avant que
le conteneur ne soit envoyé sur le terrain. Une
autre possibilité est d’utiliser des fioles scellées
contenant des agents conservateurs prédosés identifiés par des codes couleur ou par des étiquettes.
Bien que plus coûteuse, cette méthode a l’avantage
de simplifier les procédures sur le terrain et de
réduire les possibilités d’erreur et de contamination.
7.8
TÉLÉDÉTECTION ET QUALITÉ
DES EAUX SUPERFICIELLES
La télédétection permet d’obtenir une caractérisation des modifications spatiales et temporelles que
l’on obtient aussi par d’autres méthodes. Elle n’est
cependant pas aussi précise que les mesures sur le
terrain. De plus il faudrait mettre au point une
interprétation des images satellitaires en termes de
qualité de l’eau et du sol. Les applications de la
I.7-21
télédétection à l’évaluation des matières en
suspension ont été abordées au chapitre 5. On
abordera ici les applications concernant la caractérisation du couvert végétal, la salinité et la
température de l’eau.
Il existe deux catégories de satellites, selon leur
source d’énergie. Les satellites passifs ont besoin
de la lumière solaire pour saisir l’image d’objets
situés sur la surface terrestre. Ils travaillent généralement dans la partie visible et infrarouge du
spectre et fournissent ce qu’on appelle des images
optiques. Les satellites actifs ont leur propre source
d’énergie. Ils travaillent dans le domaine hyperfréquence (micro-ondes) du spectre et fournissent
ce qu’on appelle des images radar.
De plus on peut distinguer les images satellitaires
selon quatre critères de base:
a) Crénelage spatial correspondant à la taille du
pixel. Il y a des crénelages de petite taille (pixel de
1 km ou plus, comme pour NOAA, ou les images
SPOT de végétation ou météorologiques), de
taille moyenne (pixel de 20 m ou plus, comme
pour Landsat MSS et TM et les images SPOT
1 à 4) et de très grande taille (pixel de 10 m ou
moins comme pour SPOT 5 ou IKONOS);
b) Crénelage spectral correspondant à la longueur
d’onde dans laquelle l’image est prise;
c) Fréquence de passage du satellite;
d) Crénelage radiométrique correspondant à la
capacité du détecteur de capter l’émittance du
rayonnement reçu.
Le choix d’une image satellitaire dépend de
nombreux facteurs. En premier lieu la taille de la
zone étudiée doit être prise en considération. Il ne
sera pas possible d’étudier un marécage de 20 km2
avec une image NOAA basée sur un faible crénelage
spatial. On choisira le crénelage spectral selon les
objectifs du programme. On peut par exemple
conseiller une image optique pour étudier la turbidité de l’eau. Il faut enfin qu’il y ait synchronisation
entre la variabilité temporelle du phénomène
étudié et la fréquence de passage du satellite
au-dessus de la zone étudiée.
7.8.1
Étude de la qualité de l’eau
dans les domaines du visible et de l’infrarouge
Dans le domaine allant du visible au proche infrarouge, la réponse radiométrique de l’eau pure est
celle d’un corps noir absorbant toute radiation
incidente. Cette propriété bien connue est utilisée
pour localiser facilement les surfaces d’eaux libres
sur les images satellitaires.
I.7-22
GUIDE DES PRATIQUES HYDROLOGIQUES
Certains facteurs, comme la salinité ou la turbidité,
la composition du sol ou la présence de végétation,
altèrent la réponse radiométrique de l’eau, qui peut
alors être utilisée pour caractériser en retour ces
facteurs.
La meilleure corrélation positive entre la réponse
radiométrique et la turbidité se trouve dans la
gamme du vert (Bonn, 1993). Cela fournira indirectement des indications sur la salinité. De fait on
observe généralement une corrélation négative
entre turbidité et salinité. Lorsque la salinité
augmente, elle provoque une floculation suivie
d’une sédimentation des matières en suspension et
donc la diminution de la turbidité.
La réponse radiométrique de l’eau dans le proche
infrarouge peut être perturbée par les matières en
suspension ainsi que par un lit peu profond
(Chuvieco, 2000). Dans les eaux peu profondes,
l’absorption est faible et la réflectance est importante (due à la forte réflectance du fond). Cet effet
est toutefois complexe, car le comportement radiométrique des sols dépend de leur composition
chimique, de leur texture, de leur structure et de
leur humidité. C’est ainsi qu’un sol argileux aura,
par exemple, une réflectance beaucoup plus faible
qu’un sol sableux. La gamme de réflectance des sols
est très étendue, allant des sols légers (sableux,
calcaires et même gypseux), qui reflètent bien la
radiation solaire, aux sols sombres (argileux, riches
en matière organique) qui absorbent presque la
totalité de la radiation (Bonn et Rochon, 1993).
7.8.2
Étude de la qualité de l’eau dans
le domaine des hyperfréquences
(micro-ondes)
Le domaine des hyperfréquences permet une
certaine pénétration de l’eau. Il est possible de différencier l’état, rugueux ou lisse ou de la surface selon
la réponse respectivement lambertienne ou symétrique. Une image radar, par exemple peut être
utilisée si la rugosité est due à la présence de vagues.
Ces applications ont été également exploitées pour
détecter des anomalies superficielles telles que celles
dues à des rejets inconsidérés d’hydrocarbures. On
a pu démontrer, théoriquement et pratiquement,
que la radiométrie hyperfréquence peut être utilisée
pour étudier la salinité et la minéralisation globale
de l’eau (Shutko, 1985, 1986, 1987). En fait, l’émissivité dans le domaine des micro-ondes est sensible
aux variations de la conductivité de l’eau et donc à
sa composition.
La télédétection dans le domaine de l’infrarouge
thermique et des micro-ondes peut être utilisée
pour déterminer la température de surface de l’eau
(exemples dans Engman et Gurney, 1991). Les
radiations hyperfréquences ne sont pas très
sensibles aux conditions atmosphériques et peuvent
donc être utilisées plus souvent, mais avec une
moindre résolution que les radiations infrarouges
(Shutko, 1985, 1986).
Bibliographie et lectures complémentaires
La réflectance de la végétation est faible dans la
partie visible du spectre, mais elle est très élevée
dans le proche infrarouge. La faible réponse de la
végétation dans le visible résulte de la forte absorption de la chlorophylle, particulièrement dans le
rouge, alors la forte réponse dans le proche infrarouge est due à la structure cellulaire des feuilles. Il
sera donc conseillé d’utiliser des images optiques
pour étudier la présence de végétaux dans les eaux
peu profondes (Shutko, 1986, 1990; Gross et al.,
1987).
Différentes imageries, en particulier celles du
Coastal Zone Colour Scanner (CZCS) ou d’AVHRR
(OMM, 1993), ont été utilisées pour l’évaluation
des quantités de chlorophylle dans les océans et les
estuaires. Cette évaluation est limitée aux cas où les
concentrations en matières en suspension est assez
basse pour ne pas masquer la réflectance de la
chlorophylle (Ritchie et al., 1992). L’étude des
macrophytes et de la végétation aquatique peut
généralement être abordée selon ces mêmes
principes (Ackleson et Klemas, 1987).
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