NAIRE DOIT CONNAITRE A PROPOS DES MALADIES
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NAIRE DOIT CONNAITRE A PROPOS DES MALADIES
UNE MENACE CACHEE ? CINQ FACTEURS CLES QUE TOUT VETERINAIRE DOIT CONNAITRE A PROPOS DES MALADIES VECTORIELLES CHEZ LE CHAT Edward B. Breitschwerdt Institute for Comparative Medicine, Department of Clinical Sciences, College of Veterinary Medicine, North Carolina State University, Raleigh, NC, USA And Galaxy Diagnostics Inc. Research Triangle Park, NC 27709 Fait #1:A un degré non négligeable, l’importance potentielle de plusieurs maladies infectieuses vectorielles chez le chat n’a pas été suffisamment étudiée par les praticiens vétérinaires ou les chercheurs académiques. De par le monde, les puces, les moustiques et les tiques sont considérés comme les vecteurs les plus importants pour la transmission d’un large spectre d’agents infectieux qui peuvent provoquer des maladies chez le chien. Cependant, à l’exception de Dirofilaria immitis (vers du cœur félin), Cytauxzoon felis (cytauxzoonose féline) et Bartonella henselae (bartonellose féline), les pathogènes du chien transmis par les puces ou les tiques n’ont pas été détectés ou en tout cas ont été très peu étudiés chez le chat. Comme la dirofilarioses cardiaque et la cytauxzoonose sont des infections vectorielles bien reconnues chez le chat, ces maladies ne seront pas traitées en détail dans cette présentation. En revanche, de nouvelles informations concernant la pathogénicité deBartonella spp chez le chat seront abordées. Fait #2:Les vétérinaires associent les maladies transmises par des tiques aux chiens et pas aux chats. C’est une erreur grossière. Le fait de ne pas inclure les infections transmises par les tiques dans les diagnostics différentiels chez le chat conduit à ne pas effectuer les tests pour détecter ces pathogènes vectoriels. Ceci mène à des erreurs de diagnostic, à des échecs thérapeutiques et finalement à un manque criant de publications quant au rôle des pathogènes transmis par les tiques dans les maladies infectieuses chez le chat. Tout comme les chiens, les chats peuvent être affectés par plusieurs pathogènes transmis par les tiques et notamment : Anaplasma platys, Anaplasma phagocytophilum, Babesia spp,Borrelia burgdorferi, Cytauxzooon felis, et Ehrlichia spp. À ce jour, l’infection par C.felis, une maladie des félins domestiques transmise par les tiques souvent fatale n’a pas été rapportée chez le chien ou chez l’homme. Les pathogènes transmis par les tiques ont des durées de transmission qui varient fortement, allant de 4 heures à 24-48 heures après la morsure et l’attachement de la tique sur son hôte pour le passage réussi des organismes infectieux. Bien que les données de laboratoire fassent défaut, les observations cliniques ont montré une transmission rapide de C. felis. En effet des chats sont morts malgré les affirmations des propriétaires quant à l’usage régulier des produits acaricides historiquement disponibles sur le marché. Dans une étude récente de laboratoire, l’utilisation d’un collier dont la matrice polymère est imprégnée d’imidaclopride 10% fluméthrine 4.5% (Seresto®, Bayer) a permis de prévenir la transmission de C. felis par Amblyomma americanum à des chats.1 Donc, il existe des produits disponibles dans le commerce qui peuvent prévenir la transmission par les tiques du pathogène responsable de la maladie vectorielle la plus mortelle chez les chats en Amérique du Nord. Anaplasmose féline Des preuves moléculaires récentes indiquent que les chats d’Amérique du Nord et d’Europe peuvent être infectés par A. phagocytophilum. En plus des travaux du Dr. Michael Lappin à la Colorado State University, notre laboratoire a amplifié et séquencé l’ADN de A. phagocytophilum ADN à partir d’échantillons sanguins prélevés sur des chats vivants dans des régions où Ixodes scapularis est endémique.2Nous avons aussi amplifié l’ADN de A. phagoctyophilum sur le sang d’un petit nombre de chats du sud-est des États-Unis qui présentaient des anomalies hématologiques consistantes avec une infection par A. phagocytophilum (anémie non régénérative, thrombocytopénie ou pancytopénie). L’infection par A. platys a récemment été décrite comme provoquant une légère thrombocytopénie sur un chat du Brésil, observation basée sur la visualisation d’inclusion dans les plaquettes (morulae). Plus récemment, notre groupe de recherches a documenté une infection persistante à A. platys chez un chat présentant une plasmacytose splénique et une gammapathie monoclonale ; ce chat était infecté par trois pathogènes transmis par les puces : B. henselae, Bartonellakoehlerae et “Candidatus Mycoplasma haemominutum”. En se basant sur les preuves sérologiques, on peut conclure qu’une infection par Bartonella, probablement chronique par nature, peut induire une hyperglobulinémie chez le chat.3 La co-infection par de multiples pathogènes vectoriels est un scénario clinique bien reconnu chez le chien mais il a rarement été rapporté (ou recherché) chez le chat. Babésiose féline Comme récemment revu par le groupe européen Advisory Board on Cat Diseases, 4 Babesia spp ont été décrites chez des chats domestiques du Brésil, de l’Inde, d’Israël, de France, d’Allemagne, de Pologne, de Thaïlande, d’Afrique du Sud, du Soudan et du Zimbabwe. À ce jour pourtant, des infections par Babesia spp n’ont pas été décrites chez les chats domestiques en Amérique du Nord. Babesia felis est endémique en Afrique du Sud, tandis que Babesia cati l’est en Inde. Babesia leo infecte les lions en Afrique du Sud. Les Babesia qui infectent les chiens comme Babesia canis canis, une espèce voisine de Babesia microtis ; B. canis presentii ; et B. canis vogeli, ont été décrites chez les chats domestiques d’Espagne et du Portugal, d’Israël et de Thaïlande. Une grosse Babesia sp infecte les panthères de Floride mais son caractère infectieux pour les chats domestiques demeure inconnu à ce jour. Comme B. canis vogeli est transmis de manière endémique par Rhipicephaleus sanguineus aux chiens sur quasi tout le territoire des États-Unis, il est plausible d’envisager une infection des chats par ce protozoaire pathogène. Étant donné que R. Sanguineus préfére infester les chiens, il est possible que la transmission de B. canis vogeli aux chats soient moins fréquentes. Néanmoins, tant qu’on n’utilisera pas de manière routinière des panels diagnostiques sérologiques et moléculaires pour tester les chats malades (comme cela se fait couramment chez le chien), l’importance de la babésiose chez le chat en Amérique du Nord demeurera inconnue. Ehrlichiose féline Des morulae, témoins de l’infection par Ehrlichia sp, ont été décrites sur des frottis sanguins obtenus sur des chats au Brésil, en France, au Kenya et aux États-Unis. Notre groupe de recherches a décrit une infection E. canis-like sur des jeunes chats du sud-est des États-Unis et de l’est du Canada.5Basé sur des tests PCR - amplification et séquençage d’ADN – l’ADN amplifié de Ehrlichia provenant du sang de ces chats était 100 % similaire aux séquences d’ADN d’E. canis obtenu sur des isolats canins d’E. canis. Nous avons décrit ces infections félines comme ”E. canis-like”, essentiellement parce que des anticorps ne pouvaient pas être détectés à partir de tests d’antigènes immunofluorescents (IFA) en utilisant des antigènes d’E. canis. De manière intéressante, le sérum de ces trois chats contenait des anticorps antinucléaires. Les manifestations prédominantes de la maladie sur les trois chats nord-américains comprenaient : (1) une polyarthrite accompagnée de fièvre ; (2) une hypoplasie ou une dysplasie médullaire accompagnée d’une pancytopénie; et (3) une anémie et une thrombocytopénie. Des études sérologiques vont également dans le sens d’une association entre thrombocytopénie, hyperglobulinémie et polyarthrite chez les chats possédant des anticorps E. canis. L’ADN de E. canis a été amplifié par PCR et confirmé par séquençage chez les chats domestiques et les félins sauvages (11/72 animaux, 15%) au Brésil, ce qui apporte des preuves supplémentaires que les chats domestiques peuvent être infectées par E. canis.6 Plus récemment, nous avons confirmé l’infection par Ehrlichia chaffeensis, Ehrlichia ewingii et E. Canis chez le chat.7Par conséquent, les chats peuvent être infectés par les mêmes espèces d’Ehrlichia que celles qui provoquent morbidité et mortalité chez les chiens et les êtres humains. Les travaux récents d’Italie 8 et d’Espagne9 ont également documenté un spectre de pathogènes transmis par les tiques comme Ehrlichia et Babesia spp. chez des chats domestiques et sauvages ainsi que dans les tiques trouvées sur ces animaux. Fait #3:Les puces pourraient fort bien contribuer davantage à de graves problèmes de santé chez les chats, les chiens et les êtres humains que ce que nous considérons actuellement en médecine humaine et vétérinaire. La puce commune du chat (Ctenocephalides felis), qui infeste chats, chiens, renards, ratons laveurs, opossums, coyotes et autres mammifères sauvages se retrouve dans toutes les régions tropicales, subtropicales et tempérées du monde. Ctenocephalides felis est connue pour porter et éventuellement transmettre B. henselae, Bartonella clarridgeiae, B. koehlerae, Bartonella quintana, Mycoplasma hemo felis, Rickettsia felis,Wolbachia spp, et Dipylidium caninum.10Les puces de chats sont la source majeure des infections zoonotiques à Bartonella spp et transmettent également R. felis aux gens partout dans le monde. Bartonellose féline L’étendue de l’aspect pathogène de Bartonella spp chez le chat reste à déterminer. Comme on retrouve une bactériémie à B.henselae chez 25% à 41% des chats sains dans différentes parties du monde, le bacterium était considéré comme non pathogène. Cependant, des données récentes ont mis en évidence des variations dans la virulence de différentes souches de B. henselae. Les lignées les plus pathogènes transmises par les puces sont capables de provoquer endocardite, myocardite et mortalité chez le chat.11,12On a aussi pu montrer que la bactériémie à B. Henselae mise en évidence par culture était corrélée avec la gingivite/stomatite féline tandis que la sérologie ne permettait pas une corrélation statistique.13Comme les tests sérologiques ne permettent pas de différencier les souches virulentes de B. henselae des non-virulentes, les études séro-épidémiologiques ont fourni des résultats contradictoires quant au rôle de B. henselae dans la fièvre, la lymphadénopathie, la stomatite ou la gingivite observées chez ces chats. L’ADN de B. henselae et la production intrathécale d’anticorps ont été mis en évidence chez les chats présentant la forme neurologique de la maladie. L’immunosuppression associée aux virus FeLV ou FIV semble augmenter la pathogénicité de l’infection par B. henselae chez le chat. Dans la revue effectuée par Guptill,14 des chats infectés expérimentalement par B. henselae ont développé de la fièvre, une lymphadénopathie, des symptômes neurologiques légers et des troubles de la reproduction. Chez les chats infectés expérimentalement avec B. henselae et B. clarridgeiae, l’examen post-mortem se révèle sans particularité ; en revanche, on trouve des lésions histopathologiques comme une hyperplasie des ganglions lymphatiques périphériques, une hyperplasie folliculaire splénique, une cholangite/péricholangite lymphocytaire, une hépatite lymphocytaire, une myocardite lymphoplasmocytaire et une néphrite interstitielle lymphocytaire.15Lorsqu’on les regroupe, ces découvertes justifient un traitement antibiotique chez les chats séropositifs ou bactériémiques présentant les manifestations de cette maladie. Le diagnostic de l’infection à Bartonella doit être confirmé après culture de l’organisme à partir du sang ou des tissus (ganglions lymphatiques ou valvules cardiaques en cas d’endocardite) ou en amplifiant les séquences spécifiques de l’ADN de Bartonella à partir de sang ou de tissus en utilisant la méthode PCR. L’introduction récente d’un milieu de culture liquide, le BAPGM (Bartonella alpha Proteobacteria growth medium) a facilité la mise en évidence de Bartonella spp sur des échantillons de sang provenant de chats, de chiens, de chevaux, d’êtres humains et de mammifères marins. L’utilisation du BAPGM nous a également permis d’isoler B. vinsonii subsp. berkhoffii sur un chat atteint d’ostéomyélite.16 La plate-forme diagnostique BAPGM est disponible pour tester des échantillons provenant d’animaux ou de patients humains auprès de Galaxy Diagnostics (www.galaxydx.com).Expérimentalement et cliniquement, la doxycycline n’est pas un antibiotique efficace pour l’élimination des infections à Bartonella chez le chat.17Actuellement, nous soignons les chats malades avec une bactériémie prouvée en combinant la doxycycline (5 mg/kg BID) et la pradofloxacine (5 mg/kg BID) pendant six semaines. Dans deux études de laboratoire, l’utilisation d’un topique à base d’imidaclopride et de moxidectine ou un collier dont la matrice polymère est imprégnée d’imidaclopride 10% fluméthrine 4.5% (Seresto®) ont permis de prévenir la transmission de B. henselae par les puces de chats.18,19 Hémoplasmose féline Au cours des dernières années, les informations cliniques concernant des infections à hémoplasmes chez le chien, le chat et l’homme se sont rapidement répandues. Les mycoplasmes hémotropiques (connus précédemment sous le nom de Haemobartonella ou Eperythorozoon spp) peuvent provoquer une anémie hémolytique chez le chat, le chien et d’autres espèces animales. L’arrivée des tests diagnostic PCR qui ciblent précisément des séquences de gènes spécifiques à l’organisme a permis de démontrer que l’infection par Mycoplasma spp est une découverte fréquente chez les chats sains comme chez ceux qui présentent une anémie. Tout comme B. henselae, ces bactéries sont très probablement transmises par les puces. Elles provoquent des infections intravasculaires chroniques et fonctionnent probablement comme facteurs primaires ou cofacteurs dans l’expression de la maladie, y compris dans l’anémie. Comme pour B. henselae, des preuves expérimentales de la transmission salivaire directe de Mycoplasma spp entre chats sont de plus en plus nombreuses. Comme c’est le cas pour les virus FeLV et FIV, les agressions entre chats sont probablement un mode important de transmission des Mycoplasma hémotropiques. Fait #4:La prévention régulière et efficace des infestations par les puces et les tiques est plus importante que jamais dans l’histoire de la médecine vétérinaire. Comme décrit plus haut, il existe de plus en plus de preuves du rôle des pathogènes transmis par les puces et les tiques dans l’étiologie de nombreuses maladies du chat. En outre, comme la plupart de ces pathogènes sont considérés comme zoonotiques, il est d’une importance critique de prévenir l’infestation par les puces et les tiques pour le chat mais aussi pour les membres de la famille. Fait # 5:Les vétérinaires ont une obligation morale et ont fait le serment de protéger la santé animale et humaine. Bien que peu reconnus par le grand public, les vétérinaires ont un rôle critique à jouer en santé publique. C’est à eux d’éduquer leurs clients pour la prévention des infestations par les puces et les tiques. Ils doivent aussi collaborer et interagir avec les médecins locaux pour la prévention des maladies infectieuses vectorielles d’importance zoonotique. La prévention des piqûres de moustiques et l’élimination des infestations par les puces et les tiques permettent de prévenir l’apparition des maladies vectorielles chez les animaux de compagnie comme chez leurs propriétaires. Nous avons décrit précédemment une bactériémie à B. quintana chez une femme sur laquelle on avait fait des prélèvements au niveau d’une plaie infectée consécutive à la morsure à la main par un chat.20Deux mois plus tard, le chat errant qui avait provoqué la morsure a été capturé et on a pu démontrer que lui aussi présentait une bactériémie à B. quintana. L’étude d’une cohorte de 392 patients qui avaient des contacts professionnels avec des animaux ou qui étaient massivement exposés aux arthropodes,21a mis en évidence que 31.9% d’entre eux présentaient une bactériémie à une ou plusieurs Bartonella spp lorsqu’on combinait les résultats de PCR et des cultures BAPGM réalisées à partir de sang ou de sérum. Bien que cette prévalence élevée de bactériémie soit probablement biaisée par le choix de la population (individus à risque ou malades), ce travail démontre que les infections intravasculaires à Bartonella spp sont bien plus fréquentes chez les patients immunocompétents que ce qui était précédemment suspecté. Par tests IFA (immunofluorescence), seulement 75 des 128 patients (58.6%) PCR-positifs étaient séropositifs sur un panel des 5 antigènes Bartonella spp.21Dans une autre étude, l’ADN de Bartonella vinsonii subsp. berkhoffii, B. henselae, ou les deux organismes a été amplifié et séquencé à partir de sang, de cultures BAPGM enrichies ou de tissus d’autopsie prélevés sur 4 membres de la famille.22L’anamnèse et les résultats microbiologiques issus de cette famille étayent la possibilité d’une transmission humaine périnatale de Bartonella spp. Une bactériémie à B. koehlerae a été mise en évidence chez 8 patients immunocompétents (y compris 4 vétérinaires) par amplification PCR et séquençage de l’ADN soit avant, soit après enrichissement BAPGM d’une culture de sang.23Parmi les symptômes présentés par les patients bactériémiques à B. koehlerae, on retrouve souvent fatigue, insomnie, douleurs articulaires, migraines, pertes de mémoire et douleurs musculaires. Quatre de ces patients étaient également affectés par B. Vinsonii subsp. Berkhoffii genotype II. Dans une autre étude, 296 patients examinés par un rhumatologue, la prévalence des anticorps contre B. henselae, B. koehlerae, ou B. vinsonii subsp. Berkhoffii était de 62% et une bactériémie à Bartonella spp a été mise en évidence sur 41.1% de ces patients.24 Une co-infection par B. henselae, A. platys, et “Candidatus Mycoplasma hematoparvum” a été récemment rapportée chez un vétérinaire qui présentait depuis deux ans des épisodes de convulsions.25Des antécédents d’exposition à des animaux ou à des vecteurs arthropodes semblent augmenter le risque pour les professionnels de la santé animale de combiner une infection à B. henselae et aux Mycoplasma spp.hémotropiques.26 Ces travaux de recherche et d’autres publications mettent en avant le rôle de plus en plus important des organismes transmis par les puces et les tiques qui infestent les chats domestiques et les animaux sauvages comme pathogènes pour l’homme. Ceci souligne l’importance de l’approche “One Health”. REFERENCES 1. Mason V, Reichard M, Thomas J, et al. Efficacy of an imidacloprid 10%/flumethrin 4.5% collar (Seresto®, Bayer) for preventing the transmission of Cytauxzoonfelis to domestic cats by Amblyommaamericanum. Parasitol Res 2013;112:S11-S20. 2. Lappin MR, Breitschwerdt EB, Jensen WA, et al. Molecular and serological evidence of Anaplasmaphagocytophilum infection in cats in North America.J Am Vet Med Assoc 2004;225:893-896. 3. Whittemore JC, Hawley JR, Radecki SV, et al. Bartonellaspecies antibodies and hyperglobulinemia in privately owned cats. J Vet Intern Med 2012;26:639-644. 4. Hartmann K, Addie D, Belák S, et al. Babesiosis in cats: ABCD guidelines on prevention and management. J Feline Med Surg 2013;15:643-646. 5. Breitschwerdt EB, Abrams-Ogg AC, Lappin MR, et al. Molecular evidence supporting Ehrlichiacanis-like infection in cats.J Vet Intern Med 2002;16:642-649. 6. André MR, Adania CH, Machado RZ, et al. Molecular and serologic detection of Ehrlichia spp. in endangered Brazilian wild captive felids. J Wildl Dis 2010;46:10171023. 7. Hegarty BC, Qurollo BA, Thomas B, Park K, Chandrashekar R, Beall MJ, Thatcher B, Breitschwerdt EB. Serological and molecular analysis of feline vector-borne anaplasmosis and ehrlichiosis using species-specific peptides and PCR.Parasit Vectors. 2015;8:320. 8. Pennisi MG, Persichetti MF, Serrano L, Altet L, Reale S, Gulotta L, Solano-Gallego L. Ticks and associated pathogens collected from cats in Sicily and Calabria (Italy).Parasit Vectors 2015;8:512. 9. Millán J, Proboste T, Fernández de Mera IG, Chirife AD, de la Fuente J, Altet L. Molecular detection of vector-borne pathogens in wild and domestic carnivores and their ticks at the human-wildlife interface. Ticks Tick Borne Dis2015; Nov 18. pii: S1877-959X. 10. Rolain JM, Franc M, Davoust B, et al. Molecular detection ofBartonellaquintana, B. koehlerae, B. henselae, B. clarridgeiae, Rickettsia felis, and Wolbachiapipientis in cat fleas, France.Emerg Infect Dis 2003;9:338-342. 11. Perez C, Hummel JB, Keene BW, Maggi RG, Diniz PPVP, Breitschwerdt EB. Successful treatment of Bartonellahenselae endocarditis in a cat. J Feline Med Surg 2010;12:483-486. 12. Varanat M, Broadhurst J, Linder K, Maggi M, Breitschwerdt E. Identification of Bartonellahenselae in 2 cats with pyogranulomatous myocarditis and diaphragmatic myositis. Vet Pathol2012;49:608-611. 13. Sykes JE, Westropp JL, Kasten RW, Chomel BB. Association between Bartonella species infection and disease in pet cats as determined using serology and culture.J Feline Med Surg2010;12:631-636. 14. Guptill L.Feline bartonellosis. Vet Clin North Am Small AnimPract 2010;40:1073-90. 15. Kordick DL, TT Brown, KO Shin, EB Breitschwerdt. Clinical and pathological evaluation of chronic Bartonellahenselaeor Bartonellaclarridgeiaeinfection in cats. J ClinMicrobiol 1999;37:1536-1547. 16. Varanat M, Travis A, Maggi RG, Breitschwerdt EB. Isolation of Bartonellavinsoniisubspberkhoffiigenotype II from a cat with recurrent osteomyelitis. J Vet Intern Med 2009;23:1273-1277. 17. Kordick DL, MG Papich, EB Breitschwerdt. Efficacy of enrofloxacin or doxycycline for treatment of Bartonellahenselae or Bartonellaclarridgeiae infection in cats. Antimicrob Agents Chemother1997;41:2448-2455. 18. Bradbury CA, Lappin MR. Evaluation of topical application of 10% imidacloprid-1% moxidectin to prevent Bartonellahenselae transmission from cat fleas. J Am Vet Med Assoc 2010;236:869-873. 19. Lappin MR, Davis WL, Hawley JR et al. A flea and tick collar containing 10% imidaclopridand 4.5% flumethrin prevents flea transmission of Bartonellahenselae in cats. Parasit Vectors 2013;25:6:26. 20. Breitschwerdt EB, RG Maggi, B Sigmon, WL Nicholson. Isolation of Bartonellaquintanafrom a woman and a cat following putative bite transmission. J ClinMicrobiol2007;45:270-272. 21. Breitschwerdt EB, Maggi RG, Duncan AW, et al. Bartonellaspecies in blood of immunocompetent persons with animal and arthropod contact. Emerg Infect Dis 2007;13:938-941. 22. Breitschwerdt EB, Maggi RG, Farmer P, Mascarelli PE. Molecular evidence of perinatal transmission of Bartonellavinsoniisubsp. berkhoffii and B. henselae to a child. J ClinMicrobiol 2010;48:2289-2293. 23. Breitschwerdt EB, Maggi RG, Mozayeni BR, Bradley JM, Hegarty BC, Mascarelli PE. Isolation or PCR amplification of Bartonellakoehlerae from human blood. Parasit Vectors 2010;3:76. 24. Maggi RG, Mozayeni BR, Pultorak EL, Hegarty BC, Bradley JM, Correa M, Breitschwerdt EB. Bartonellaspp. bacteremia and rheumatic symptoms in patients from Lyme disease-endemic region. Emerg Infect Dis 2012;18:783-791. 25. Maggi RG, Mascarelli PE, Havenga LN, NAidoo V, Breitschwerdt EB. Co-infection with Anaplasmaplatys, Bartonellahenselaeand Candidatus Mycoplasma hematoparvum in a veterinarian. Parasit Vectors2013;6:106. 26. Maggi RG, Compton SM, Trull CL, Mascarelli PE, Mozayeni BR, Breitschwerdt EB. Infection with hemotropicMycoplasma sp. in people with and without extensive arthropod and animal contact. J ClinMicrobiol 2013;51:3237-3241.