Les modes d`identification des cellules souches des glioblastomes

Transcription

Les modes d’identification des cellules souches des glioblastomes
Quillien V
Boyer M et
SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE EN BIOLOGIE ET BIOTECHNOLOGIES
Revue - Mars 2011
Les modes d’identification des cellules souches
des glioblastomes
Matthieu Boyer1, Véronique Quillien2
1
Master 2 Biologie Gestion, Université de Rennes 1, Composante SVE
2
Département de Biologie Clinique, Centre Eugene Marquis et UMR 6061
Boyer M et Quillien V
Matthieu Boyer1, Véronique Quillien2
1
Master 2 Biologie Gestion, Université de Rennes 1, Rennes, France
Département de Biologie Clinique, Centre Eugene Marquis et UMR 6061, Rennes, France
2
Résumé
Les Cellules Souches des Glioblastomes (CSGs) sont les cellules de la tumeur qui ont été identifiées
comme étant responsables de l’initiation et du maintien des glioblastomes (GBMs). Elles partagent les
caractéristiques des Cellules Souches Neurales (CSNs) à savoir la capacité d’auto-renouvellement, la
multipotence et le maintien d’un stade indifférencié. Le premier marqueur utilisé pour identifier les CSGs a
été le CD133 en 2004. Cependant, il a été démontré par de nombreuses études que ce marqueur n’est pas
spécifique des CSGs et que les CSGs CD133- initient également les tumeurs. Nous avons fait un état des lieux
des différents marqueurs étudiés ces dernières années qui pourraient caractériser les CSGs. Nous avons revu
l’ensemble des marqueurs intracellulaires et de surface ainsi que le rôle prédominant du
microenvironnement de la tumeur dans la biologie des GBMs.
Mots clés : Glioblastomes - Cellules souches des glioblastomes - CD133 - Cellules souches neurales Marqueurs intracellulaires et de surface
Sommaire
I.
Introduction .......................................................................................................................................................... 2
II.
Les GBMs et leur initiation .................................................................................................................................... 2
III.
Rappel sur les CSGs ................................................................................................................................................ 3
A.
Différences entre CSGs, CSNs et cellules tumorales non souches ............................................................................ 3
B.
Origine des CSGs ....................................................................................................................................................... 4
C.
Les modes de culture des CSGs ................................................................................................................................ 4
IV.
Le marqueur CD133 ............................................................................................................................................... 5
A.
Définition et caractéristiques du CD133 ................................................................................................................... 5
B.
Le CD133 : un marqueur d’identification et d’isolation des CSGs non spécifique .................................................... 6
V.
Les marqueurs alternatifs d’identification des CSGs .............................................................................................. 7
A.
Les marqueurs intracellulaires .................................................................................................................................. 7
B.
Les marqueurs membranaires de surface .............................................................................................................. 10
C.
Identification des CSGs via l’autofluorescence et le stress ..................................................................................... 13
VI.
Conclusion et perspectives .................................................................................................................................. 13
VII. Remerciements ................................................................................................................................................... 15
VIII. Références bibliographiques ............................................................................................................................... 15
1
I.
Introduction
Les cancers du cerveau et du système nerveux
représentaient dans le monde en 2005 1,7 % des
nouveaux cancers avec 189 000 cas et 2,1 % des décès
par cancers avec 142 000 décès (Parkin et al., 2005). Les
gliomes sont les plus communes des tumeurs primaires
du système nerveux central ; ils représentent en effet 40
% des tumeurs cérébrales et 78 % des tumeurs malignes
du Système Nerveux Central (SNC) chez l’adulte (Buckner
et al., 2007). Les plus communes et les plus agressives
d’entre elles sont les glioblastomes (GBMs) qui sont des
gliomes de grade IV selon l’Organisation Mondiale de la
Santé. La survie médiane des patients atteints par ces
tumeurs est de 15 mois et ce lorsqu’ils suivent un
traitement intensif (Stupp et al., 2005). Bien que les
GBMs soient des cancers relativement rares, ils sont
responsables d’une morbidité et d’une mortalité
extrêmement élevées chez les patients qui en sont
atteints du fait de leur localisation - au niveau du
cerveau, du peu de traitements disponibles et de la
relative inefficacité de ceux-ci (Park et Rich, 2009).
Les GBMs sont constitués de plusieurs types de
cellules dont notablement les Cellules Souches des
Glioblastomes (CSGs). Ces cellules possèdent des
caractéristiques des Cellules Souches Neurales (CSNs)
puisqu’elles sont indifférenciées, pluripotentes et ont la
capacité de s’auto-renouveler. Cependant, elles sont
également tumorigènes et c’est la raison pour laquelle on
pense qu’elles sont à l’origine de l’initiation et du
développement des tumeurs.
L’importance des CSGs est montrée par le lien entre
leur nombre et leurs caractéristiques et le pronostic des
patients. En effet, le pronostic de survie du patient
dépend du nombre de CSGs présentes au sein de la
tumeur mais également des caractéristiques de ces
cellules (Cheng et al., 2009).
Les CSGs étant résistantes aux traitements actuels
contre les GBMs, il semble donc primordial d’identifier et
de cibler de manière spécifique ces cellules pour pouvoir
traiter et éviter les récidives des GBMs.
Cette synthèse reprend dans un premier temps les
grandes caractéristiques des GBMs et des CSGs et fait un
point sur les travaux effectués sur le marqueur initial
utilisé pour l’identification des CSGs, le CD133. Nous
avons ensuite établi une liste des différents marqueurs
identifiés à l’heure actuelle comme étant des marqueurs
spécifiques potentiels des CSGs et alternatifs au CD133.
II.
Les GBMs et leur initiation
Bien que les GBMs présentent des similarités
histologiques,
ces
tumeurs
sont
hétérogènes
génétiquement et phénotypiquement. Ils ne métastasent
que rarement dans les autres organes mais ils se
répandent rapidement dans l’ensemble du cerveau.
Tous les patients atteints de GBMs sont victimes de
récidives. Du point de vue de l’hypothèse « Cellule
Souche Cancéreuse », l’échec des traitements de ces
GBMs est probablement dû en grande partie au fait que
les thérapies ciblent les cellules tumorales proliférantes
et non pas les CSGs qui ont une faible capacité de
prolifération et un potentiel tumorigène important
(Figure 1), potentiel requis pour le développement et le
maintien de la tumeur. Ceci peut expliquer le fait
qu’environ trois quarts des patients décèdent dans les
deux ans suivant leur traitement associant chirurgie,
radiothérapie et chimiothérapie.
Ce sont les CSGs qui sont les plus résistantes à la
radiothérapie et à la chimiothérapie (Bao et al., 2006a ;
Liu et al., 2006). Cette résistance à la radiothérapie, c’està-dire aux radiations ionisantes est due à l’activation de
mécanismes critiques de la réparation de l’ADN incluant
la phosphorylation des protéines de contrôle Chk1 et
Chk2 (Cheng et al., 2009). De nombreuses voies de
signalisation telles celles du BMP, du Notch, de sonic
hedgehog, de PI3 K-Akt-PTEN et de l’EGFR
contribueraient également à la résistance des CSGs aux
chimio et radiothérapies.
2
CSN = Cellule Souche Neurale
CSG = Cellule Souche de Glioblastome
CSN
= Capacité d’auto-renouvellement
CSG
Progéniteurs
neuronaux et
gliaux
Neurones
Oligodendrocytes
Astrocytes
Cellulaires épendymaires
Thérapies
actuelles
Récidive
CSG
Thérapie ciblant
les CSGs
Dégénérescence
de la tumeur
Figure 1 : Différenciation normale des CSNs, initiation de la tumeur et thérapie conventionnelle versus thérapie ciblant les CSGs.
(D’après Hadjipanayis et Van Meir, 2009 ; Schatton et al., 2009)
III.
Rappel sur les CSGs
A. Différences entre CSGs, CSNs et cellules
tumorales non souches
Les CSNs sont principalement localisées dans la zone
subventriculaire (ZSV), entre la couche épendymaire des
ventricules latéraux et le parenchyme du striatum. Elles
maintiennent la neurogénèse chez l’adulte.
Plusieurs terminologies sont employées pour définir
les CSGs. Les différents termes que l’on peut trouver tels
« Cancer Stem Cells », « Glioblastoma Stem Cells »,
«Brain Tumor Stem Cells », « Brain Cancer Initiating
Cells » se reportent tous au terme ici employé de CSGs.
Les CSGs sont des cellules des GBMs présentant les
caractéristiques des CSNs à savoir
qu’elles sont
indifférenciées, pluripotentes et ont la capacité de
s’auto-renouveler. Elles ne représenteraient qu’une
petite partie de la tumeur (0,5 % à 5 %) (Bao et al.,
2006b). Différentes études de localisation ont montré
que les CSGs se concentrent autour des vaisseaux
sanguins montrant qu’elles résident dans des niches
périvasculaires telles leurs analogues saines et dans les
régions d’hypoxie (Calabrese et al. ; 2007, Vlashi et al.,
2009).
Les CSGs ont été identifiées au sein des GBMs pour
la première fois en 2002 par Ignatova et al. puis au sein
des tumeurs cérébrales chez l’enfant dont les
médulloblastomes (Ignatova et al. ; 2002, Hemmati et al.,
2003). Elles ont des propriétés qui les différencient des
autres cellules tumorales du fait de leur haute résistance
aux traitements radio- chimiothérapiques, de leur
expression des voies de développement telles que
Hedgehog, Notch, de la transduction du signal et de
l’activateur de la transcription STAT3.
Cependant, c’est leur potentiel tumorigénique qui
les définit le mieux et les différencient le plus des autres
cellules de la tumeur (Lathia et al., 2010). Une définition
plus précise serait leur capacité à générer des tumeurs
après une transplantation secondaire. Lors de leur
culture in vitro, plusieurs paramètres sont pris en compte
tels le potentiel de survie, la prolifération et l’autorenouvellement.
3
B. Origine des CSGs
Deux mécanismes cellulaires principaux ont été
proposés à ce jour pour expliquer l’origine des CSGs. Le
premier envisage que les CSGs proviendraient de cellules
tumorales différenciées. Le deuxième concept est celui
communément appelé « l’hypothèse CSG ». Selon cette
hypothèse, les CSGs proviendraient de cellules saines et
immatures comme les CSNs et leurs progéniteurs ou de
cellules encore plus différenciées comme les astrocytes
ou les oligodendrocytes. Ce concept, initialement
proposé par Rosemblum et al. en 1982, a été repris et
démontré par deux équipes de recherche indépendantes
(Singh et al., 2003, 2004 ; Galli et al., 2004). Malgré les
nombreuses controverses émises sur les deux
mécanismes, c’est « l’hypothèse CSG » qui semble être la
plus probable à ce jour.
phénotypique, les CSGs de type I sont CD133+ et
poussent en neurosphères alors que les CSGs de type II
se cultivent d’une manière semi-adhérente et sont
CD133-. Les différences moléculaires entre les deux types
de cellules sont l’augmentation de l’expression de
molécules de la matrice extracellulaire et l’activation de
la voie TGFβ/BMP pour les cellules de type II par rapport
à celles du type I.
Les CSGs de type II CD133- proviendraient de CSNs
adultes CD133- situées dans la ZSV et l’hippocampe alors
que les CSGs de type I CD133+ doivent acquérir ou
préserver un phénotype CSN fœtale-like.
C. Les modes de culture des CSGs
Le concept des « CSG » est à l’heure actuelle
toujours sujet à controverses, principalement du fait que
la tumorigénicité n’est pas restreinte à une seule petite
population de cellules au sein des tumeurs (Prestegarden
et Oyvind Enger, 2010). Il est évident que les méthodes
actuelles d’identification des CSGs identifient des cellules
initiatrices des GBMs. Cependant, les GBMs sont très
hétérogènes et les cellules qui les composent ont un très
grand nombre de phénotypes différents. Cette
hétérogénéité laisse difficilement penser que le potentiel
tumorigène de la tumeur soit restreint à une seule et rare
population de cellules au sein de la tumeur. Il est possible
qu’une cellule cancéreuse, pour être tumorigénique, ne
présente pas un ensemble de caractéristiques
intrinsèques mais soit aussi relativement fortement
soumise au microenvironnement. Chaque niche serait le
reflet d’une tumeur différente. Les cellules de GBMs ont
un fort potentiel de plasticité pour augmenter leurs
chances de survie et leur croissance.
Les CSNs qui sont des cellules multipotentes, lors du
développement ou chez l’adulte, se cultivent en présence
de mitogènes sans sérum et donnent ce que l’on appelle
des neurosphères. Ces neurosphères sont des grappes
sphériques de clones de cellules poussant en suspension
qui dérivent donc de cellules souches neurales (Reynolds
et Weiss, 1992). Elles sont composées de cellules souches
multipotentes et de progéniteurs à différents stades de
différenciation.
Les CSGs ont été initialement cultivées en
neurosphères du fait donc de leurs fortes similarités avec
les CSNs. En 2004, les deux équipes qui ont développé
« l’hypothèse CSG » cultivèrent les CSGs de cette
manière (Singh et al., 2004 ; Galli et al., 2004). Singh et al.
ont ensuite isolé les CSGs grâce aux techniques de
cytométrie de flux basé sur leur expression du marqueur
CD133.
Une analyse des différents types de CSGs a été
effectuée sur la base de 24 gènes, distingue deux souscatégories de CSGs : les CSGs de type I arborant une
signature « proneurale » ressemblant sur plusieurs points
aux CSNs fœtales et les CSGs de type II arborant une
signature « mésenchymateuse » ressemblant plutôt aux
CSNs adultes (Lottaz et al., 2010). D’un point de vue
4
IV.
Le marqueur CD133
A. Définition et caractéristiques du CD133
Il existe une confusion terminologique quant à la
définition des termes « CD133 », « Prominin-1 »,
« protéine AC133 » et « AC133 ».
Le CD133 est une glycoprotéine transmembranaire
de surface à cinq domaines transmembranaires
(Figure 2). L’abréviation CD reporte à « Cluster of
Differenciation » ou « Cluster of Designation », et est
utilisé pour les protocoles d’identification des marqueurs
cellulaires de surface chez l’Homme (Fargeas et al.,
2007). Le CD133 est composé de 865 acides aminés et a
un poids de 120 kDa (Shmelkov et al., 2005). L’extrémité
N-terminale est extracellulaire, et elle est composée de
cinq domaines transmembranaires avec deux boucles
extracellulaires et l’extrémité C-terminale est
intracellulaire et composée de 58 acides aminés. Il
possède huit sites potentiels de N-glycosylation.
Le CD133 est l’analogue humain de la Prominin-1
qui a été initialement isolée de cellules souches
neuroépithéliales de souris et localisée dans la
membrane plasmique de protrusions (Weigmann et al.,
1997). L’épitope AC133 est l’épitope extracellulaire du
CD133. Il se compose de huit sites de N-glycosylation
(Miraglia et al., 1997). Plusieurs anticorps monoclonaux
ont été développés pour cibler l’épitope AC133 mais le
principal est AC133. (Fargeas et al., 2003).
L’expression du CD133 dans le cerveau a été
observée uniquement lors des premières étapes du
développement fœtal, les CSNs adultes ne l’exprimant
pas dans la ZSV (Son et al., 2009). Il serait un marqueur
pour l’identification et l’isolation des cellules souches
dans plusieurs tissus tels l’endothélium, le cerveau fœtal,
la moelle osseuse, le foie, le rein, la prostate, le pancréas
et le prépuce (Mizrak et al., 2008).
= Site de
N-glycosylation
Extrémité
N-terminale
Domaine extracellulaire
Domaine intracellulaire
Extrémité
C-terminale
Figure 2 : Vue schématique de la protéine CD133.
Le site de liaison à l’anticorps monoclonal AC133 est situé sur la deuxième boucle extracellulaire. (D’après Kemper et al., 2010)
5
B. Le CD133 : un marqueur d’identification
et d’isolation des CSGs non spécifique
Une expression du CD133 a été observée dans
différents cancers comme le mélanome, le cancer du
foie, l’ostéosarcome, le cancer du colon et le GBM
(Kemper et al., 2010).
C’est Singh et al. qui ont initialement utilisé le CD133
pour identifier et trier les CSGs du reste de la tumeur
(Singh et al., 2004). Après avoir découvert que le
marqueur CD133 identifiait une sous-population de
cellules de GBM présentant les caractéristiques des CSNs,
Singh et al. ont voulu évaluer la capacité d’autorenouvellement de ces cellules. Ils remarquèrent que
seules les cellules CD133+ étaient capables d’initier des
tumeurs.
Plusieurs études ont maintenant avancé la
corrélation entre le pourcentage de cellules CD133+ au
sein des GBMs primaires et la malignité de ceux-ci. En
effet, les cellules CD133+ sont plus abondantes dans les
GBMs et sont presque absentes dans les gliomes de
faible grade (Pallini et al., 2010 ; Thon et al., 2010).
Cependant, le pourcentage de cellules CD133+ est
associé avec un meilleur pronostic de survie au sein des
GBMs récidivants – après radio- et chimiothérapie, et ce
de manière significative. Par ailleurs, il y aurait un
tropisme notable de CSNs endogènes CD133+ au sein de
la tumeur et il semblerait que la radiothérapie favorise la
migration de ces cellules au sein des GBMs récidivants.
naissance à des cellules CD133- (Chen et al., 2010). Ces
trois types de cellules représentent la quasi-totalité des
cellules clonogéniques présentent dans les neurospheres
cultivées de GBMs.
Près de 40 % des GBMs n’expriment pas le marqueur
CD133, suite à une dissociation immédiate de la tumeur
ou durant la culture cellulaire sous conditions de culture
des CSNs (Son et al., 2009). Certaines cellules CD133sont donc des CSGs puisqu’elles poussent en
neurosphères, qu’elles sont clonogéniques, donnent
naissance à des cellules différenciées et sont capables de
former des tumeurs malignes après transplantation chez
les animaux immunodéficients.
Bien que le CD133 ait été identifié comme une
protéine N-glycosylée, le statut de glycosylation
spécifique n’est pas bien compris. Le CD133 peut être α23 sialylé chez les CSNs et chez les CSGs, et les résidus
syaliques s’attachent via « α2-3 linkage » à l’extrémité Nterminale du CD133 (Zhou et al., 2010). Cette sialylation
contribuerait à sa stabilité. En effet, la désialylation du
CD133
par
une
neuraminidase
accélèrerait
spécifiquement sa dégradation par les lysosomes. Par
ailleurs, l’épitope AC133 n’est plus exprimé lors de la
différenciation des CSGs alors que l’expression globale de
la protéine CD133 n’évolue pas (Kemper et al., 2010).
Ceci est cependant à modérer par le fait que de
nombreuses études depuis 2004 ont démontré que les
CSGs CD133- sont également capables de générer une
tumeur in vivo (Beier et al., 2007 ; Joo et al., 2008 ;
Ogden et al., 2008 ; Wang et al., 2008 ; Chen et al., 2010).
Le CD133 n’est donc pas un marqueur d’identification
spécifique des CSGs. Chen et al. ont distingué trois types
de cellules clonogéniques : le premier type de cellules
sont des cellules CD133- et donnent lieu à une culture
contenant des cellules CD133+ et CD133- ; le deuxième
type de cellules sont CD133+ et donnent lieu aux mêmes
types de cellules que le type I ; enfin, le dernier type de
cellules correspond à des cellules CD133- qui donnent
6
V.
Les marqueurs alternatifs d’identification
des CSGs
A. Les marqueurs intracellulaires
SOX2
La protéine SOX2 est un facteur de transcription des
cellules souches et des progéniteurs neuronaux (Graham
et al., 2003). Le gène SOX2 est impliqué dans le maintien
de la capacité d’auto-renouvellement de plusieurs types
de cellules souches dont les CSNs et assure une
production suffisante de chaque type de cellule dans le
cerveau (Gangemi et al., 2009). Le niveau d’expression de
SOX2 est sensiblement identique chez les CSNs que chez
les CSGs.
Les techniques d’immunohistochimie montrent la
présence de SOX2 et Musashi-1 au sein des GBMs. SOX2
est particulièrement localisé dans le noyau chez les CSGs
alors qu’on le retrouve plutôt localisé dans le cytoplasme
chez les cellules saines avoisinantes. Ceci concorde avec
un SOX2 actif au niveau moléculaire au sein des GBMs
(Ehtesham et al., 2009).
L’expression de deux facteurs de transcription, Olig2
et BF1, typique de jeunes CSNs décroît significativement
lorsque SOX2 subit une répression génique chez les CSGs
(Gangemi et al., 2009). Ces mêmes cellules perdent
parallèlement leur potentiel tumorigénique.
SOX2 est donc indispensable au maintien et à l’autorenouvellement des CSNs lorsqu’elles ont acquis des
propriétés cancéreuses, c’est-à-dire lorsqu’elles sont
considérées comme CSGs. En dépit de toutes les
mutations qu’elles ont accumulées, les CSGs ne
prolifèrent plus en absence de SOX2.
BMI1/EZH2
Les protéines du groupe Polycomb (PcG) forment
des complexes multimériques qui participent à la
modification de la séquence des histones entraînant un
silence génique en modifiant l’organisation de la
chromatine (Sparmann et van Lohuizen, 2006). On en
distingue deux groupes : PRC1 (Polycomb Repressive
Complex 1) et PRC2 (Polycomb Repressive Complex 2)
(Levine et al., 2002). BMI1 fait partie du complexe PRC1
et joue un rôle dans la capacité d’auto-renouvellement
de plusieurs lignées de cellules dont les CSNs. EZH2
(Enhancer of Zeste 2) est la sous-unité catalytique du
PRC2 (Valk-Lingbeek et al., 2004).
C’est une
méthyltransférase histonique ciblant la lysine-27 de
l’histone H3. L’histone H3 tri-méthylé représente une des
marques de l’état de silence génique et il est impliqué
dans la régulation de gènes suppresseurs de tumeurs
chez les CSNs.
BMI1 et EZH2 sont tous deux surexprimés au sein
des cellules CD133+ des GBMs (Abdouh et al., 2009).
BMI1 étant également exprimé chez les CSNs, il est donc
vraisemblablement un marqueur du stade de
différenciation des cellules du GBMs, et donc
particulièrement des CSGs (Molofsky et al., 2003). De
plus, l’inhibition de BMI1 induit une inhibition de CD133
et de MUSASHI (Abdouh et al., 2009).
EZH2 est fortement exprimé chez les CSGs,
significativement presque 3 fois plus chez les CSGs que
chez les cellules de GBMs adhérentes (Orzan et al.,
Accepted Article). L’expression d’EZH2 est plus élevée
chez les CSGs que chez les CSNs. L’expression d’EZH2 au
sein de gliomes de faible grade est significativement très
inférieure à celle observée chez les GBMs. BMI1 et EZH2
sont donc nécessaires pour maintenir un stade
d’indifférenciation, de clonogénicité in vitro, de
formation de tumeur in vivo et d’auto-renouvellement
des CSGs.
A20
A20 est une protéine antiapoptotique, aussi connue
sous le nom de TNFAIP3 (Hjelmeland et al., 2010). C’est
une protéine en doigt de zinc connue pour inhiber
l’activation de NF-κB et supposée jouer un rôle dans
l’apoptose.
Les CSGs expriment fortement l’ARNm d’A20 ainsi
que sa protéine en comparaison aux cellules tumorales
non souches, les protégeant ainsi de l’apoptose.
Inversement, une déplétion en A20 diminue la survie des
CSGs et diminue également la croissance de la tumeur.
7
Les CSGs A20+ expriment également Olig2, Sox2 et le
CD133. En effet, seulement 10 % des cellules CD133- sont
A20+ et 8 % des cellules A20- sont CD133+.
A20 est donc présent en forte proportion au sein des
GBMs et il est nécessaire pour le maintien de la
croissance de la tumeur et sa survie. Une augmentation
de l’expression de l’ARNm d’A20 est associée à un
mauvais pronostic de survie.
A20 est donc un enhancer de tumeur au sein des
GBMs ce qui contraste fortement avec sa fonction de
suppresseur de tumeur au sein des lymphomes. Le rôle
d’A20 dans la biologie du cancer est donc dépendant du
contexte et du tissu ce qui est un point important à
préciser.
A20 est donc une cible intracellulaire pour
l’identification des CSGs. Mais tout comme HIF2 α et
BMI-1 qui sont des cibles intracellulaires pour
l’identification des CSGs, il reste difficile à l’heure actuelle
de trier les cellules A20+ du fait de la localisation
intracellulaire de ce marqueur.
Hypoxie et HIF2 α
L'hypoxie consiste en une oxygénation insuffisante
des tissus. In vitro, les conditions hypoxiques sont
généralement recrées sous 1 % d’oxygène. De faibles
niveaux en oxygène induisent le maintien de l’état
embryonnaire des cellules souches pluripotentes en
bloquant leur différenciation (Ezashi et al., 2005).
Les Facteurs Induits par l’Hypoxie (HIFs) sont des
protéines agissant comme facteurs de transcription dans
tous les tissus et régulés par l’absence d’oxygène (Keith
et Simon, 2007). Les HIFs sont des hétérodimères
composés d’une sous-unité α et d’une sous-unité β. Très
instable en normoxie, la sous-unité α subit une
hydroxylation dès sa sortie du noyau, puis est dégradée
par le protéasome cytoplasmique après avoir été
ubiquitinylée. La sous-unité β est quant à elle toujours
stable. En situation d’hypoxie, la sous-unité α devient
stable, car elle n’est plus hydroxylée. Elle est alors
transportée par translocation nucléaire dans le noyau où
elle se lie à la sous-unité β. Le complexe HIF ainsi formé
permettra la transcription de centaines de gènes cibles,
par exemple en se fixant à la séquence HRE (Eléments de
Réponse à l’Hypoxie), ces gènes régulant la survie
cellulaire, la mobilité, le métabolisme et l’angiogénèse
(Harris, 2002). Ce qui relie directement HIF2 α à la
biologie des cellules souches est l’identification du
régulateur de cellules souches Oct4 comme une cible de
HIF2 α (Covello et al., 2006).
Le microenvironnement de la tumeur joue un rôle
indéniable sur celle-ci et bien comprendre son rôle
tumorigène est important pour mieux appréhender la
tumeur dans son ensemble (Soeda et al., 2009). Comme
c’est le cas dans la ZSV pour les CSNs, le
microenvironnement des CSGs joue un rôle prédominant
dans le maintien d’un stade indifférencié des CSGs leur
permettant ainsi de préserver leur multipotence et leur
capacité de prolifération.
L’hypoxie altère les niveaux d’expression de milliers
de gènes dont HIF2 α (mais pas HIF 1 α) qui sont
surexprimés chez les CSGs comparativement aux autres
cellules de la tumeur et aux CSNs (Li et al., 2009). Les
taux d’ARNm de HIF2 α ainsi que sa transcription sont
également plus élevés chez les CSGs que chez les CSNs.
En réalité, les CSGs expriment HIF2 α aussi bien en
conditions de normoxie qu’en hypoxie, assurant ainsi aux
CSGs un avantage de survie et de croissance en activant
les gènes tant in vitro qu’in vivo. Par ailleurs, la plupart
des cellules exprimant HIF2 α co-expriment CD133 bien
que toutes les cellules CD133+ n’expriment pas HIF2 α et
que toutes les cellules HIF2 α+ n’expriment pas le CD133.
Enfin, les patients présentant des nivaux plus importants
de HIF2 α ont un pronostic de survie plus mauvais que
ceux dont les taux d’expression de HIF2 α sont plus
faibles. Ceci serait également corrélé à une augmentation
du nombre des CSGs en conditions hypoxiques (Platet et
al., 2007).
L’hypoxie augmente le maintien des CSGs et
reprogramme des cellules non souches vers un
comportement plus « cellule souche-like » (Heddleston et
al., 2009). Alors que HIF1α est exprimé dans toutes les
cellules néoplasiques et les CSNs, faisant de lui une cible
thérapeutique limitée, HIF2 α est spécifique des CSGs
alors qu’il est détruit dans les CSNs.
8
ALDH1
L’aldéhyde déhydrogénase 1 (ALDH1) est un
marqueur cytoplasmique des cellules souches que l’on
retrouve également exprimé dans de nombreuses
tumeurs malignes (Rasper et al., 2010). En tant que
membre de la famille des enzymes ALDH, ALDH1 catalyse
l’oxydation des aldéhydes intracellulaires et transforme
notamment le rétinol en acide rétinoïque. Ce dernier
module la différenciation et la prolifération cellulaire ce
qui contribuerait au maintien d’un stade indifférencié des
cellules souches.
Un taux cellulaire important d’ALDH1 est impliqué
dans le maintien d’un stade indifférencié des CSGs. Par
ailleurs, ALDH1 est aussi impliqué dans la capacité
clonogénique des CSGs. En effet, seules les CSGs ALDH1+
forment des neurosphères in vitro. ALDH1 possédant
également une capacité de détoxification pourrait être
impliquée dans la protection des CSGs contre le stress
cellulaire en conditions hypoxiques. En tant que protéine
cytosolique, ALDH1 est facilement détectable et on peut
facilement isoler les CSGs ALDH1+ par cytométrie de flux.
Protéasomes 26S
Les protéasomes 26S sont des complexes
protéasiques multicatalytiques comprenant trois activités
protéolytiques différentes : chymotrypsin like, trypsin like
et capsase like (Vlashi et al., 2009). Presque 1 % des
protéines totales des cellules eucaryotes sont des
protéasomes 26S et ce sont des éléments clés de la
régulation de nombreuses fonctions cellulaires incluant le
contrôle du cycle cellulaire, la réparation de l’ADN, la
mort et la survie cellulaire (Pajonk et McBride, 2001). Le
protéasome 26S est également le principal régulateur de
plusieurs procédés de la prolifération cellulaire.
L’activité du protéasome 26S est réduite chez les
CSGs. Ceci s’expliquerait en partie par le fait que la
protéine Rpn2 qui apporte des substrats au niveau de la
sous-unité centrale 20S est pratiquement absente chez
les CSGs (Rosenzweig et al., 2008).
Cette particularité peut être exploitée pour
identifier, suivre les migrations et cibler les CSGs tant in
vitro qu’in vivo. De plus, Rpn2, protéine supposée
amener les substrats au niveau de la sous-unité centrale
20S est pratiquement absente chez les CSGs (Rosenzweig
et al., 2008). Son inhibition cause l’apoptose et la
sensibilisation des cellules à la chimiothérapie et aux
radiations ionisantes (Pajonk et al., 2000 ; Cusack et al.,
2001). Cette réduction de l’activité catalytique du
protéasome 26S expliquerait les forts niveaux
d’expression de deux marqueurs de cellules souches à
savoir BMI1 et la nestine qui sont en réalité deux
substrats du protéasome (Mellodew et al., 2004 ; BenSaadon et al., 2006).
Télomères/Télomérases
Il existe une autre hypothèse pour expliquer
l’initiation et la prolifération des tumeurs, le « modèle de
l’évolution clonale » (Shay et Wright, 2010). Selon cette
théorie, la progression de la tumeur est due à des
variations génétiques des cellules tumorales non
souches. Au contraire des cellules souches saines qui ont
un génome stable diploïde, les cellules souches
cancéreuses sont très souvent aneuploïdes et présentent
un
nombre
significatif
de
réarrangements
chromosomiques.
Les cellules souches saines qui résident dans des
niches spécifiques, et qui sont généralement quiescentes,
ont des télomères relativement longs comparativement à
des cellules somatiques plus différenciées. Les télomères
humains possèdent des séquences répétées d’ADN
TTAGGG associées à des protéines qu’on pense protéger
le génome, et particulièrement les extrémités des
chromosomes (Moyzis et al., 1988). Les télomères de
presque toutes les cellules humaines se raccourcissent
avec les divisions cellulaires successives jusqu’à une taille
critique induisant la « DNA damage signal » souvent
synonyme de sénescence (Shay et Wright, 2002). Les
télomères ont donc deux fonctions : ils protègent les
extrémités des chromosomes et leur nombre est un
indicateur de l’âge de la cellule. Les télomérases
synthétisent l’ADN aux extrémités des chromosomes
protégeant ainsi les cellules de la sénescence. Elles sont
9
exprimées uniquement dans un petit nombre de cellules
saines tels les spermatocytes et certaines cellules
souches somatiques adultes (Wright et al., 1995).
L’expression de la télomérase est donc synonyme
d’immortalité chez les cellules cancéreuses et elle est
réactivée chez les rares cellules ayant échappé à
l’apoptose (Shay et Wright, 2010). En effet, lors du
processus normal de vie d’une cellule, la taille des
télomères diminue progressivement avec la sénescence.
Lorsque la cellule est trop âgée, elle rentre normalement
en apoptose mais, pour 1 cellule sur 10 millions, elle peut
échapper à ce phénomène et devenir cancéreuse. Les
CSGs possèdent de très courts télomères et deviennent
immortelles, en réactivant les télomérases, stabilisant
ainsi les télomères et les protégeant de la destruction de
l’ADN et donc de l’apoptose. Les télomères des CSGs
CD133+ sont plus courts (3,5 kb) que ceux des autres
cellules tumorales. Par ailleurs, la longueur des télomères
des CSGs est en moyenne trois fois moins élevée que
celle des cellules neuronales saines.
Tlx
Le récepteur orphelin nucléaire tailless (Tlx,
NR2E1) est exprimé chez les CSNs au sein de la ZSV
(Monaghan et al., 1995). Tlx est fortement impliqué dans
la capacité d’auto-renouvellement des CSNs et joue donc
un rôle dans leur maintien (Liu et al., 2008). Pten
(Homologue des tensines et phosphatases) inhibe l’autorenouvellement et la prolifération des CSNs dans le
cerveau fœtal (Groszer et al., 2001, 2006).
Le gène Pten est un gène suppresseur de tumeurs
souvent muté ou partiellement perdu au sein des GBMs
et directement lié à Tlx (Chen et al., 2010). Or, Pten est
réprimé par une surexpression de Tlx chez les CSNs. Tlx
jouerait donc un rôle prédominant dans l’initiation des
tumeurs depuis les CSNs de la ZSV. Enfin, la surexpression
de Tlx conduit à une production plus importante de
neurosphères et celles-ci sont plus grosses (Liu et al.,
2010).
B. Les marqueurs membranaires de surface
Les protéines qui sont sécrétées ou situées à la
surface des cellules sont des cibles intéressantes pour les
thérapies puisque les inhibiteurs n’ont pas à traverser la
membrane plasmique.
SSEA-1
SSEA-1 (Stage-Specific Embryonic Antigen 1) est
aussi connu sous le nom de CD15 (leucocyte Cluster of
Differenciation 15), antigène Lewis X et trisaccharide 3fucosyl-N-acetyllactosamine ou FAL (Capela et Temple,
2002). SSEA-1 est un trisaccharide contenant du fucose. Il
a été identifié comme étant un marqueur cellulaire des
CSNs embryonnaires au sein de la ZSV chez l’adulte
(Capela et Temple, 2002, 2006).
Dans l’étude menée par Son et al., seulement sept
des douze lignées des CSGs étudiées étaient CD133+ (Son
et al., 2009). Cependant, plus de 95 % des GBMs
contenaient des CSGs SSEA-1+.
Contrairement aux cellules CD133- et SSEA-1-, les
CSGs SSEA-1+ expriment fortement différents marqueurs
des cellules souches tels que SOX2, BMI1, EZH2, L1CAM,
l’intégrine α6 et Olig2. Tout comme d’autres marqueurs
de cellules souches tels le CD133, l’expression de SSEA-1
diminue significativement avec le stade de différentiation
cellulaire. Les CSGs SSEA-1+ sont fortement
clonogéniques et hautement tumorigéniques in vitro.
Elles sont capables de former des tumeurs secondaires
après passages in vivo et peuvent recréer une tumeur
entière en générant des cellules SSEA-1+ et SSEA-1-.
SSEA-1 est un marqueur qui peut-être utilisé comme
marqueur secondaire pour l’identification des CSGs
CD133-. L’existence de CSGs CD133-/SSEA-1+ montre
qu’il peut être un marqueur des CSGs CD133- (Mao et al.,
2009). Comme le marqueur SSEA-1 est un marqueur des
CSNs, ceci implique une forte relation entre les CSGs et
les CSNs qui pourrait expliquer une partie de leur origine.
10
A2B5
Intégrine α6
A2B5 est exprimé chez les précurseurs d’astrocytes
et d’oligodendrocytes. L’antigène A2B5 étant un épitope
gangliosidique de surface. Le ganglioside d’A2B5, GT3,
caractérise quelques cellules de la substance blanche
subcorticale chez l’Homme qui ont les propriétés des
CSNs (Colin et al., 2006).
L’analyse du microenvironnement périvasculaire
dans lequel demeurent les CSGs apporte des stratégies
alternatives pour l’identification de ces CSGs (Calabrese
et al., 2007). Les protéines de la Matrice Extracellulaire
(MEC) sont des constituants importants des niches
périvasculaires et régulent la prolifération et la migration
des cellules souches saines et tumorales (Gilbertson et
Rich, 2007). La MEC régule également le comportement
cellulaire
via
l’activation
des
récepteurs
hétérodimériques d’intégrine composés de deux sousunités α et β (Hynes, 2002).
L’intégrine α6 est le récepteur de la laminine et elle
forme un hétérodimère avec la sous-unité β1 ou β4.
Cette protéine est fortement exprimée chez les cellules
embryonnaires, hématopoïétiques et chez les CSNs
(Fortunel et al., 2003). Dans le cerveau, la laminine et
l’intégrine α6β1 régulent la croissance et la division des
CSNs et jouent un rôle important dans le maintien de
l’adhésion à la ZSV (Loulier et al., 2009).
Les GBMs contiennent des précurseurs des cellules
gliales exprimant des gangliosides GT3 reconnus par
l’anticorps monoclonal A2B5. Ce dernier identifie
clairement une population de cellules de gliomes
présentant des propriétés tumorigéniques (Ogden et al.,
2008).
Au contraire des cellules A2B5-, les CSGs A2B5+ ont
la capacité de former des tumeurs après xénogreffe. Ces
mêmes cellules possèdent des propriétés similaires aux
CSNs qu’elles soient CD133+ ou CD133-. Elles ont
également la capacité de s’auto-renouveler et peuvent
migrer et se différencier en oligodendrocytes et en
cellules astrogliales (Tchoghandjian et al., 2010). Elles
sont donc multipotentes et elles représentent 70 % des
cellules des GBMs. L’épitope A2B5 est donc requis pour
former des tumeurs in vivo et pour le maintien des
GBMs. Enfin, le pourcentage de cellules A2B5+/CD133+
diffère beaucoup entre les différents patients ce qui peut
s’expliquer par l’hétérogénéité des tumeurs entre
plusieurs GBMs.
L1CAM
L1CAM (Molécule d’Adhésion Cellulaire L1) est une
glycoprotéine de surface aussi appelée CD171 (Bao et al.,
2008). Elle régule principalement la croissance des
cellules neurales, leur survie et leur migration.
L1CAM est surexprimée au sein des GBMs. La
majorité des cellules des GBMs CD133+ sont L1CAM+ et
plus de 99 % des cellules CD133- sont L1CAM-.
Parallèlement, les cellules de GBMs CD133+ expriment
des niveaux de L1CAM significativement bien plus élevés
que les CSNs. L1CAM est également un inducteur de
l’expression d’Olig2.
L’intégrine α6 est fortement exprimée chez les CSGs
(Lathia et al., 2010) et contribue à leur autorenouvellement, croissance, prolifération et survie. La
MEC joue donc un rôle clé dans le maintien des CSGs et la
vascularisation des tissus via l’intégrine α6.
CXCR4
CXCR4 est une protéine G à sept segments
transmembranaires
couplée
à
un
récepteur
transmembranaire initialement identifié comme étant un
cofacteur pour l’entrée du HIV dans les cellules T CD4+
(Feng et al., 1996). C’est un récepteur de surface aux
chémokines et plus particulièrement au ligand protéique,
CXCL12. Tous deux contribuent à la prolifération des
CSNs.
CXCR4 est impliqué dans la dissémination, l’invasion
et la prolifération de nombreux cancers et il est
surexprimé chez les cellules progénitrices des GBMs en
comparaison aux cellules tumorales différenciées
(Balkwill, 2004 ; Ehtesham et al., 2009). Il joue également
un rôle dans leur néovascularisation.
11
Une augmentation de la teneur cellulaire en CXCL12
stimule très significativement la prolifération des CSGs
alors que les cellules tumorales différenciées n’y sont pas
sensibles. Un nombre significatif de CSGs CXCR4+
expriment également le marqueur SOX2.
Interleukine 6/STAT3
L’interleukine 6 (IL6) est une cytokine circulante. Le
signal de transduction canonique à IL6 est initié par le
couplage du ligand IL6 à son récepteur membranaire
hétérodimérique formé d’un récepteur spécifique à IL6
(IL6Rα, gp80) et du récepteur gp130 de transduction du
signal (Wang et al., 2009). L’activation du récepteur
donne lieu à une cascade d’activation intracellulaire dans
laquelle interviennent les tyrosine kinases Jak qui
activent les facteurs de transcription de la famille des
Transducteurs du Signal et Activateurs de Transcription
(STAT) et tout particulièrement STAT3. Il est nécessaire
au maintien de la propagation et de la différenciation des
CSNs (Kishimoto, 2005 ; Sherry et al., 2009). STAT3 est
ensuite activé par phosphorylation de sa tyrosine 705
(Rahaman et al., 2002). IL6 augmente la transcription de
VEGF via STAT3 ce qui expliquerait son rôle dans les
phénomènes d’angiogénèse.
IL6 joue un rôle dans la génération de la tumeur
cérébrale et son taux d’expression est corrélé avec un
mauvais pronostic de survie du patient (Tchirkov et al.,
2007). STAT3 est présent au sein des GBMs et son
expression augmente avec le stade tumoral.
Les récepteurs à IL6, IL6Rα et gp130 sont présents
en plus grande quantité chez les CSGs que dans les
cellules tumorales non souches (Wang et al., 2009). Une
diminution d’IL6 ou de son récepteur diminue
significativement la croissance, la survie et la
tumorigénicité in vitro des CSGs.
Les niveaux de l’ARNm du ligand IL6 (et non de son
récepteur) sont plus élevés chez les cellules tumorales
non souches que chez les CSGs ce qui conforte
l’hypothèse que le ligand IL6 sécrété par les cellules
tumorales non souches pourrait avoir un rôle dans le
maintien des CSGs.
Les CSGs expriment STAT3 phosphorylé sur des
résidus tyrosine et sérine (Sherry et al., 2009). Une
inhibition de STAT3 induit une inhibition de la croissance
et de la formation de neurosphères. De plus, les
neurosphères déjà formées subissent une dissociation.
Ceci s’expliquerait par le rôle de STAT3 dans la régulation
de plusieurs molécules d’adhésion intercellulaire dont
ICAM-1 (Park et al., 2004). Enfin, les CSGs perdent
l’expression des deux marqueurs de CSNs Nestin et Olig2
suite à une inhibition de STAT3.
EPO/EPOR
L’érythropoïétine (EPO) est une cytokine
pléiotropique qui régule dans le cerveau la croissance et
la prolifération des CSNs (Cao et al., 2010). Elle possède
un récepteur transmembranaire, EPOR (Récepteur à
l’EPO) qui est exprimé chez les cellules endothéliales et
les CSNs.
L’EPO pourrait protéger les CSGs de l’apoptose et
son récepteur, l’EPOR joue un rôle dans le maintien et la
progression de la tumeur.
Il existe trois possibilités pour cibler l’EPO ou les
protéines lui étant associées : supprimer l’EPO circulante
avec des anticorps, cibler directement l’EPOR sur les
CSGs pour éviter leur activation, ou cibler les
« downstream regulator » d’EPOR comme STAT3.
Cependant, ces différentes thérapies se heurtent au
problème du ciblage des CSGs sans endommager les
populations de cellules saines. Le problème de la barrière
hémato-encéphalique est aussi à résoudre.
12
C. Identification des CSGs via
l’autofluorescence et le stress
Autofluorescence
Des chercheurs de Genève ont étudié une méthode
originale d’identification des cellules souches de gliomes
(et non CSGs à proprement parlé), ne se basant pas sur
des marqueurs cellulaires mais sur l’autofluorescence
(Clément et al., 2010).
Les cellules de gliomes ayant la capacité d’autorenouvellement et d’initiation de la tumeur ont une
morphologie et une autofluorescence différentes des
autres cellules de la tumeur. Ceci permet leur
identification et leur isolement indépendamment des
marqueurs cellulaires par rapport aux cellules des
gliomes non tumorigènes.
Stress
Il est possible que les CSNs acquièrent un phénotype
de résistance aux traitements avant même de devenir
tumorigéniques (Mousa et al., 2010). Les cellules souches
embryonnaires « stress-resistant » générées in vitro
pourraient être utilisées pour identifier les CSGs et ce
sans avoir besoin d’isoler ces dernières de la tumeur.
L’accumulation de stress dans la cellule est
considérée comme une cause de cancérisation. Exposer
les cellules souches au stress a pour conséquence une
sénescence, peut causer leur mort ou leur survie en
entrant dans un processus de formation néoplasique. Les
cellules « stress-resistant » générées in vitro peuvent
donc permettre de découvrir de nouveaux marqueurs
d’identification de l’agressivité tumorale qui caractérise
en partie les CSGs.
Les deux lignées de cellules, CSGs CD133+ et cellules
souches « stress-resistant » expriment de nombreux
gènes en commun, dont ceux ayant un rôle dans la
résistance et l’agressivité des GBMs.
Cette méthode permettrait non seulement de trouver
de nouveaux marqueurs d’identification des CSGs mais
aussi de tester de nouvelles thérapeutiques sur ce
modèle cellulaire.
VI.
Conclusion et perspectives
De nombreux progrès ont été réalisés au cours des
trente dernières années dans les techniques d’imagerie
et de chirurgie, les chimio- et radiothérapies et la
compréhension
des
phénomènes
moléculaires.
Cependant, le pronostic de survie des patients atteints de
GBMs est très mauvais puisque trois quarts des patients
décèdent à deux ans et ce en dépit des traitements
actuellement disponibles.
Actuellement, les CSGs sont principalement
identifiées grâce aux propriétés qu’elles partagent avec
les CSNs à savoir le maintien d’un stade indifférencié, la
capacité d’auto-renouvellement et la multipotence. C’est
principalement leur capacité à maintenir un organe sain
pour les unes et cancéreux pour les autres qui les
rapprochent le plus. Parallèlement, de nombreuses
études ont à ce jour démontré leur tumorigénicité,
jouant un rôle prédominant dans le maintien de la
tumeur. Elles représentent donc une cible principale pour
les thérapies du fait de ces caractéristiques et de leur
implication dans leur résistance aux traitements actuels.
L’hétérogénéité cellulaire et moléculaire des GBMs
laisse fortement à penser que l’initiation et le maintien
des GBMs ne se restreignent pas à une seule souspopulation de cellules. Un seul marqueur ne peut définir
une CSG, tout comme un seul marqueur ne peut
rarement définir un type de cellule souche somatique
donné. Nous avons revu dans cette synthèse l’ensemble
des marqueurs intracellulaires et de membrane qui
pourraient caractériser les CSGs (Tableaux 1 et 2). Il
semble primordial que d’avantage d’études soient
réalisées en croisant plusieurs de ces marqueurs pour
pouvoir identifier une population de CSGs spécifique. Il
est également nécessaire d’identifier les différentes
classes de CSGs et de comprendre leur rôle au sein de la
tumeur. D’avantage d’analyses génétiques sont requises
parallèlement aux analyses phénotypiques pour mieux
comprendre ces cellules.
13
Il existe plusieurs marqueurs décrits par différentes équipes et pouvant caractériser les CSGs. Ils sont détaillés
dans les deux tableaux ci-dessous.
Tableau 1 : Marqueurs intracellulaires identifiant les CSGs
Marqueur
intracellulaire
Définition et rôle dans l’organisme sain
- Facteur de transcription des cellules souches et des progéniteurs neuronaux
- Impliqué dans le maintien de la capacité d’auto-renouvellement des CSNs
- Protéines du groupe Polycomb
- Rôle dans la capacité d’auto-renouvellement et la suppression des tumeurs chez les CSNs
- Protéine antiapoptotique également appelée TNFAIP3
- Protéine agissant comme un facteur de transcription
- Régule la survie cellulaire, la mobilité, le métabolisme et l’angiogénèse
- Enzyme de la famille ALDH, marqueur cytoplasmique des cellules souches
- Module la différenciation et la prolifération cellulaire des CSNs
- Complexe protéasique multicatalytique
- Régulateur du cycle cellulaire, de la réparation de l’ADN, de la mort et la survie cellulaire
et de la prolifération cellulaire
- Séquences répétées d’ADN aux extrémités des chromosomes
- Protection des extrémités des chromosomes et indicateur de l’âge de la cellule
- Récepteur orphelin nucléaire
- Impliqué dans la capacité d’auto-renouvellement des CSNs
SOX2
BMI1/EZH2
A20
HIF2α
ALDH1
Protéasome 26S
Télomères
Tlx
Tableau 2 : Marqueurs membranaires de surface identifiant les CSGs
Marqueur membranaire
de surface
SSEA-1
A2B5
L1CAM
Intégrine α6
CXCR4
Récepteur à l’interleukine
6 /STAT3
EPOR
Définition et rôle dans l’organisme sain
- Trisaccharide aussi connu sous le nom de CD15 ou LeX1
- Marqueur cellulaire des CSNs
- Epitope gangliosidique de surface
- Identifié chez les précurseurs d’astrocytes et d’oligodendrocytes
- Glycoprotéine de surface aussi appelée CD171
- Régule la croissance des cellules neurales, leur migration et leur survie
- Récepteur de la laminine formant un hétérodimère avec la sous-unité β1 ou β4
- Régule la croissance et la division des CSNs
- Protéine G couplée à un récepteur transmembranaire
- Récepteur de la chemokine CXCL12
- Contribue à la prolifération des CSNs
- Récepteur à IL6, cytokine circulante
- Impliqué dans la propagation et la différenciation des CSNs et rôle dans
l’angiogénèse
- Récepteur à l’EPO, cytokine pléiotropique
- Rôle dans la croissance et la prolifération des CSNs
14
Parallèlement, une analyse fonctionnelle est
également nécessaire à l’identification des CSGs. Le
principal facteur est la capacité des CSGs à reformer une
tumeur après une transplantation secondaire. De plus,
les CSGs ont un degré important de plasticité et ont la
capacité de modifier continuellement leur phénotype
pour multiplier leurs chances de croissance et de survie.
Nous avons pu voir que le microenvironnement de la
tumeur joue un rôle primordial au sein des GBMs. Le
microenvironnement joue en effet un rôle dans
l’acquisition de propriétés des cellules souches chez les
cellules tumorales leur permettant d’acquérir ou de
préserver leur multipotence et leur capacité d’autorenouvellement
et
de
prolifération.
Le
microenvironnement est également impliqué dans la
tumorigénicité des CSGs.
Par ailleurs, les méthodes utilisées pour trier et
cultiver les CSGs diffèrent souvent d’une étude à l’autre.
La méthode actuellement utilisée pour cultiver les CSGs
est la méthode utilisée pour cultiver les CSNs, dans un
milieu sans sérum avec EGF et FGF (Ignatova et al., 2002).
Les CSGs forment ainsi des neurosphères. Par ailleurs, les
chercheurs ont démontré que la méthode de « plating of
single cells » serait plus fiable pour évaluer le potentiel
clonogénique de ces cellules (Singec et al., 2006). De
plus, Bexell et al. ont montré que la formation des
sphères n’est pas nécessaire à l’accumulation des CSGs
(Bexell et al., 2009). La méthode de formation des
neurosphères montre donc des faiblesses pour isoler les
cellules tumorigéniques, identifiées par définition comme
étant des CSGs. Il faut donc rester prudent sur les travaux
effectués in vitro dans des conditions de milieux adaptés
aux cellules souches qui sont par ailleurs nécessairement
différentes des conditions réelles in vivo. De telles études
in vivo sont actuellement encore peu nombreuses de part
leur complexité.
Enfin, et dans la mesure du possible, il est important
d’identifier des marqueurs de CSGs directement
prélevées de tumeurs humaines et qui définissent une
population de cellules tumorigéniques in vivo. Les
marqueurs peuvent être très différents de la souris à
l’homme d’où l’importance de ce critère.
Pour conclure, nous avons vu qu’il est nécessaire de
continuer d’orienter les recherches vers l’identification
des CSGs en les comparant avec les CSNs et les cellules
tumorales non souches. Comprendre les différentes souspopulations de CSGs et leur origine reste une étape clé
dans leur identification et permettra de mieux cibler les
traitements. La meilleure manière d’identifier les CSGs
serait de combiner l’identification de marqueurs
intracellulaire et de surface, le génotypage et le
phénotypage de celles-ci.
VII.
Remerciements
J’adresse mes sincères remerciements à Madame
Véronique Quillien du Département de Biologie Clinique
du Centre Eugene Marquis pour m’avoir accompagné,
ainsi que pour avoir partagé son temps, son expérience
et ses conseils sans lesquels je n’aurais pas pu réaliser
cette synthèse.
Je tiens également à remercier Madame MarieAndrée Esnault, coresponsable du Master Biologie
Gestion, pour m’avoir conseillé lors de la réalisation de ce
document.
VIII.
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Les modes d`identification des cellules souches des glioblastomes

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