IDEIA Herpes Simplex Virus [FR]

Key Code TSMX7845
www.oxoid.com/ifu
Europe +800 135 79 135
CA 1 855 805 8539
US 1 855 2360 190
ROW +31 20 794 7071
IDEIA Herpes Simplex
Virus
FR
K605711-2
96
Test immuno-enzymatique amplifié pour la recherche du Virus
Herpes Simplex dans les échantillons cliniques humains.
1.
UTILISATION PREVUE
Le test IDEIA™ Herpes Simplex Virus (HSV) est un test immunoenzymatique amplifié qualitatif pour la détection directe du virus
Herpès Simplex (HSV) dans les échantillons cliniques humains de
patients symptomatiques.
2.
RESUME
Le HSV est un virus enveloppé à ADN dont la morphologie est
semblable à celle d’autres virus de la famille des Herpesviridae. Il
en existe deux types antigéniquement distincts appelés virus de
type 1 et virus de type 2.
Le test IDEIA HSV contient tous les réactifs nécessaires pour
détecter le HSV dans les échantillons cliniques. Ce test peut
s’effectuer en moins de deux heures à l’aide d’un équipement et
de procédures de dosage immuno-enzymatique classiques et il
assure une sensibilité (93,6%) et une spécificité (97,8%) générales
excellentes par rapport aux méthodes de cultures cellulaires de
référence.
3.
PRINCIPE DU TEST
Le test IDEIA HSV utilise des anticorps monoclonaux murins
spécifiques, et un système d’amplification enzymatique3.
L’antigène HSV (commun aux virus de type 1 et de type 2), présent
dans les échantillons cliniques, est lié par l’anticorps monoclonal
murin adsorbé à la surface du micropuits en plastique. Le conjugué
d’anticorps monoclonal murin et d’enzyme se lie à l’antigène «
capturé », à la suite de quoi l’enzyme catalyse la conversion du
substrat en produit.
Ce produit fait l’objet d’une seconde réaction enzymatique
produisant une modification de couleur. Le processus de
coloration est interrompu par l’ajout d’acide. Une couleur dont
l’intensité se situe notablement au-dessus des niveaux du fond est
révélatrice de la présence de l’antigène HSV dans les échantillons
cliniques (voir la Section 9).
Remerciements
Les anticorps monoclonaux utilisés dans ces tests proviennent
du Département de pathologie de l’Université de Cambridge
(Cambridge), au Royaume-Uni4.
4.
DEFINITIONS
Les symboles suivants sont utilisés dans l’ensemble des
informations relatives au produit.
Référence du catalogue
Les virus HSV de types 1 et 2 sont fréquemment responsables
d’infections superficielles de la cavité buccale, de la peau, des yeux
et des organes sexuels1,2. Les atteintes du système nerveux central
(méningoencéphalite), et les infections graves généralisées chez
les nouveaux-nés et les patients immunodéprimés sont beaucoup
plus rares. Après la phase de primo-infection, le virus continue
à exister sous forme latente dans les tissus du système nerveux
d’où il peut être excrété, sous l’action de certains stimuli, pour
entraîner une récurrence des symptômes.
A l’heure actuelle, il existe deux grandes méthodes diagnostiques
permettant de détecter le virus HSV dans les échantillons
cliniques. La première consiste à isoler le virus viable sur cultures
cellulaires, puis à l’identifier par immunologie ou à l’aide d’un
microscope électronique1,2. La seconde démontre directement la
présence d’antigène viral dans les échantillons cliniques à l’aide
d’un anticorps monoclonal marqué à la fluorescéine ou d’un
dosage immuno-enzymatique.
L’isolement du virus sur des cultures cellulaires monocouches
est difficile, long et coûteux, et il exige un niveau de qualification
technique que l’on trouve rarement dans la plupart des
laboratoires.
Le test IDEIA HSV est un test diagnostique permettant de détecter
directement l’antigène viral de l’herpès dans les échantillons
cliniques. Il utilise des anticorps monoclonaux pour rechercher
les antigènes HSV 1 et HSV 2, et un système d’amplification
enzymatique pour amplifier le signal du test3. Le dosage immunoenzymatique est simple à effectuer, et il détecte le virus HSV
dans les échantillons cliniques et dans les cultures cellulaires plus
rapidement que la méthode par isolement du virus.
Consulter les instructions d’utilisation
N
Contenu suffisant pour <N> tests
Fabricant
Dispositif médical de diagnostic In vitro
Utiliser jusque
Code du Lot
Limites de température
5.
REACTIFS FOURNIS
96 – Chaque kit contient suffisamment de réactifs pour
permettre 96 déterminations. - La date de péremption du kit
est indiquée sur l’étiquette extérieure de la boîte.
5.1.
CONTENU DU TEST IDEIATM HSV
Un livret d’instructions d’utilisation.
Une plaque de 96 micropuits sous emballage,
composée de 12 barrettes sécables de 8
micropuits tapissés d’anticorps monoclonal
murin anti-HSV. Une poche plastique
refermable est fournie pour le stockage des
micropuits inutilisés.
Le kit contient un flacon de chacun des produits suivants :
100mL de milieu de transport : un détergent
non-ionique dans un tampon contenant un
colorant, un agent antimicrobien et un agent
antimoussant.
3mL de contrôle positif : un broyat inactivé
de cellules HeLa infectées par le HSV dans
un tampon contenant une protéine et un
détergent.
12mL de contrôle négatif : solution tampon
contenant un agent antimicrobien, un
colorant et un agent antimoussant.
7mL de conjugué : anticorps monoclonal
murin (fragment Fab d’amorce) conjugué
à la phosphatase alcaline dans un tampon
stabilisant contenant un colorant et un agent
antimicrobien.
125mL de tampon de lavage concentré (x10) :
solution tampon Tris contenant un détergent
et un agent antimicrobien.
13mL d’amplificateur A : sels inorganiques
et solution d’enzymes tampon contenant
du nitro bleu de tetrazolium et un agent
antimicrobien.
13mL d’amplificateur B : solution de NADPH
stabilisée.
13mL de solution d’arrêt : 1mol/L d’acide
phosphorique.
5.2. PREPARATION, STOCKAGE ET REUTILISATION DES
COMPOSANTS DU KIT
La composition du kit IDEIA HSV permet de tester jusqu’à 12 lots
d’échantillons. Pour des performances optimales, il convient de
stocker tous les composants du kit inutilisés en respectant les
consignes données.
5.2.6
5.2.1
IDEIA PCE Chlamydia/HSV Wash Buffer Concentrate (X10) 125mL
(Code S603930-2).
Micropuits
tapissés
d’anticorps
monoclonal
-
Ouvrir la poche contenant la microplaque en coupant le long du
joint. Séparer le nombre de micropuits requis, puis les fixer sur le
support. Replacer les micropuits inutilisés dans la poche plastique
refermable avec le dessicateur, refermer soigneusement la
poche et stocker à une température comprise entre 2-8°C. Les
micropuits peuvent être utilisés au cours des six semaines suivant
la première ouverture à condition qu’ils aient été conservés selon
les instructions.
5.2.2
Milieu de transport -
Fourni prêt à l’emploi. Mélanger soigneusement le milieu de
transport avant toute utilisation.
La présence d’un agent antimoussant dans le milieu de transport
lui confère un aspect trouble qui n’affecte en rien le test et n’est
pas le signe d’une contamination microbienne.
5.2.3
Contrôle positif -
Prêt à l’emploi. Stocker le contrôle positif inutilisé à une
température comprise entre 2-8°C.
5.2.4
Contrôle négatif -
Prêt à l’emploi. Stocker le contrôle négatif inutilisé à une
température comprise entre 2-8°C.
5.2.5
Conjugué -
Prêt à l’emploi. Stocker le conjugué inutilisé à une température
comprise entre 2-8°C.
Tampon de lavage concentré -
Fourni concentré x10. Préparer une solution de lavage
fraîchement dosée en ajoutant 1 unité de tampon de lavage
concentré à 9 unités d’eau désionisée ou distillée. Vous disposez
de suffisamment de solution concentrée pour préparer jusqu’à
100mL de tampon de lavage fraîchement dosé pour chaque
barrette de 8 micropuits. Préparer uniquement la quantité de
tampon de lavage fraîchement dosé requis pour la journée (voir
la Section 8.2.10). Stocker le reste de la solution concentrée à une
température comprise entre 2-8°C.
Ne pas conserver le tampon de lavage fraîchement dosé inutilisé
en vue d’une utilisation future (voir la Section 8.2.10).
5.2.7
Amplificateur A -
Prêt à l’emploi. Stocker l’amplificateur A inutilisé à une
température comprise entre 2-8°C.
5.2.8
Amplificateur B -
Prêt à l’emploi. Stocker l’amplificateur B inutilisé à une
température comprise entre 2-8°C.
5.2.9
Solution d’arrêt -
Prêt à l’emploi. Stocker la solution d’arrêt inutilisé à une
température comprise entre 2-8°C.
6.
REACTIFS SUPPLEMENTAIRES
6.1. REACTIFS
Eau fraîchement désionisée ou distillée pour la préparation du
tampon de lavage.
6.2. ACCESSOIRES
Les produits suivants doivent être utilisés avec le kit IDEIA HSV.
Pour toute information complémentaire, veuillez contacter votre
filiale ou votre distributeur local(e) Oxoid.
IDEIA HSV Extraction Buffer 10mL (Code S601230-2).
IDEIA HSV Blocking Reagents (Code S603330-2).
IDEIA HSV Transport Medium 100mL (Code S605530-2).
7.
MATERIEL
Le matériel suivant est nécessaire :
Flacons avec bouchon à vis propres
Vortexer
Papier absorbant propre (pour sécher les micropuits en les
tapotant)
Pipettes de précision et embouts jetables permettant de
dispenser 50µL à 1,000µL, ou pastettes graduées permettant de
dispenser 200µL d’échantillon (facultatif)
Récipient pour élimination des déchets contenant un désinfectant
actif approprié
Incubateur à 37°C
Appareil de lavage pour microplaques (facultatif) ou matériel
adapté au lavage de barrettes de huit micropuits (voir la Section
10.4.4). Remarque : si moins de 8 micropuits de test doivent être
lavés dans un laveur automatique équipé d’un support pour 8
micropuits, il faut veiller à remplir entièrement la barrette à
l’aide de micropuits vides.
Spectrophotomètre ou lecteur de plaques EIA capable de lire
l’absorbance à 490nm (longueur d’onde de référence de 620-
650nm) avec plaque pour 96 micropuits répartis en barrettes de
8 puits. (facultatif : voir la Section 10.5 intitulée Interprétation
des résultats).
8.
PRECAUTIONS D’EMPLOI
- Pour diagnostic in vitro. L’utilisateur doit maîtriser les
procédures générales de laboratoire et être spécifiquement
formé à l’emploi de ce test.
8.1. MESURES DE SECURITE
8.1.1
Les réactifs suivants contiennent 15mmol/L d’azide de
sodium, qui est un produit toxique: milieu de transport,
conjugué, tampon de lavage concentré, contrôle positif,
contrôle négatif et amplificateur A. L’azide de sodium
est susceptible de réagir avec le plomb et le cuivre pour
former des azides métalliques hautement explosifs.
Toujours éliminer les solutions contenant de l’azide en
rinçant avec de grandes quantités d’eau.
8.1.2
La solution d’arrêt contient 1mol/L d’acide
phosphorique. Eviter le contact avec la peau et les yeux
en portant un vêtement de protection approprié et un
appareil de protection des yeux.
8.1.3
Le contrôle positif contient de l’antigène HSV dont il
a été démontré qu’il n’est pas infectieux. Néanmoins,
ce contrôle doit être manipulé et éliminé avec les
précautions s’appliquant aux produits potentiellement
infectieux. Le contrôle positif renferme également un
détergent (1% v/v). Eviter tout contact avec la peau.
8.1.4
Ne pas manger, boire, fumer, conserver ou préparer de
la nourriture, ni utiliser des cosmétiques dans les lieux
d’utilisation.
8.1.5
Ne pas pipeter avec la bouche.
8.1.6
Porter des gants jetables au cours des manipulations
de échantillons cliniques et toujours se laver les mains
après avoir travaillé avec des matières potentiellement
infectieuses.
8.1.7
Eliminer tous les échantillons cliniques et les réactifs
conformément aux réglementations locales en vigueur.
8.1.8
Fixe toxicologique disponible pour les utilisateurs
professionnels, sur demande.
8.2. PRECAUTIONS TECHNIQUES
8.2.1
Ne pas utiliser les composants après la date d’expiration
imprimée sur les étiquettes. Ne pas mélanger ni
intervertir différents lots de réactifs.
8.2.2
Les réactifs sont fournis à des concentrations dosées
fixes. Les performances du test seront altérées si les
réactifs sont modifiés ou stockés dans des conditions
autres que celles décrites dans la Section 5.2.
8.2.3
Eviter toute contamination des réactifs.
8.2.4
En cas d’utilisation d’un compte-gouttes, vérifier que
tous les contrôles et réactifs sont ajoutés de façon
identique (les performances du kit risquent d’être
affectées négativement en cas d’utilisation conjointe de
pipettes et de compte-gouttes).
8.2.5
Eviter de réaliser plusieurs échantillonnages à partir
de réactifs d’amplification. Transférer la quantité de
produit requise dans un récipient approprié et propre.
Ne pas replacer le réactif en trop dans le flacon comptegouttes.
8.2.6
Utiliser des pipettes jetables ou des embouts de pipettes
distincts pour chaque échantillon, contrôle ou réactif
(si un flacon compte-comptes n’est pas utilisé) afin
d’éviter toute contamination croisée entre échantillons,
contrôles ou réactifs car cela risquerait de fausser les
résultats.
8.2.7
Stocker l’eau désionisée ou distillée destinée à la dilution
des réactifs concentrés dans des conteneurs propres
afin d’empêcher toute contamination microbienne.
8.2.8
Vérifier, à tous les stades du test, qu’aucune
contamination croisée n’a lieu entre les micropuits. Il est
primordial de veiller à ce que le conjugué ne puisse pas
contaminer d’autres réactifs ou matériels. Si la méthode
retenue n’utilise pas de compte-gouttes, il convient
d’affecter une pipette distincte à la manipulation du
conjugué, et une autre à celle des réactifs d’amplification.
Eviter tout dépôt ou éclaboussure de conjugué sur le
bord du micropuits. En effet, la présence de conjugué
séché sur le bord du micropuits risquerait d’affecter
négativement les performances du test.
8.2.9
Ne pas réutiliser les micropuits.
8.2.10 Ne pas conserver le tampon de lavage fraîchement
dosé inutilisé en vue d’une utilisation future. Lorsqu’ils
ne sont pas utilisés, les réservoirs à tampon de lavage
doivent être rincés avec de l’eau désionisée ou distillée,
puis sécher à l’air libre.
8.2.11 Le système d’amplification enzymatique est un
détecteur de molécules de phosphatase alcaline
particulièrement sensible. Il est très important de
veiller à ce que tout conjugué non lié soit supprimé des
micropuits par un lavage approfondi avant l’ajout des
réactifs d’amplification. Pour connaître les techniques
de lavage approfondi des micropuits, voir la Section
10.4.4. Un lavage incomplet risque de générer des
résultats incorrects.
8.2.12 Le matériel de lavage manuel ou automatique ne doit
présenter aucune contamination microbienne, et il
doit être étalonné et entretenu conformément aux
instructions du fabricant.
8.2.13 Les solutions salines tamponnées (PBS) au phosphate et
les autres solutions de lavage contenant du phosphate
ne doivent pas être utilisées dans le cadre de ce dosage
afin de ne pas inhiber l’enzyme du conjugué, ce qui
affecterait négativement les performances du test. Le
matériel de lavage utilisé conjointement à des solutions
de lavage au phosphate doit être amplement rincé à
l’aide d’eau désionisée ou distillée avant l’amorçage
avec le tampon IDEIA PCE Chlamydia/HSV Wash Buffer
(Code S603930-2) fraîchement dosé.
9.
PRELEVEMENT ET PREPARATION DES SPECIMENS
Les échantillons prélevés en respectant les indications suivantes
peuvent être testés avec le kit IDEIA HSV :
comprise entre 2-8°C pendant 12 mois, ou jusqu’à la date de
péremption indiquée sur l’étiquette du flacon. A température
ambiante (15-30°C), ils se conservent six mois.
9.3. TRAITEMENT DES ECHANTILLONS
9.3.1 Ecouvillons dans un milieu de transport IDEIA HSV
Échantillons prélevés dans un milieu de transport IDEIA HSV
(voir la Section 9.3.1)
Échantillons prélevés en milieu de transport pour isolement
viral en culture cellulaire monocouche (voir la Section 9.3.2).
9.1. MILIEU DE TRANSPORT
S’il faut utiliser le milieu de transport IDEIA HSV lors du
prélèvement des échantillons, verser 1mL d’aliquote de milieu de
transport de échantillon dans des flacons propres à bouchon à vis.
Les aliquotes de 1mL peuvent être conservées à une température
Remarque : Vortexer ou mixer soigneusement le milieu de
transport avant de le verser ou de l’utiliser. Le milieu de transport
contient un agent antimoussant pouvant lui conférer un aspect
trouble. Ceci n’affecte en rien le test et n’est pas le signe d’une
contamination microbienne. Le milieu de transport contient
un détergent puissant qui rend les échantillons impropres à la
culture cellulaire.
9.2. PRELEVEMENT DES SPECIMENS
Pour une détection optimale du virus HSV dans les échantillons
cliniques, il convient de prélever correctement les échantillons.
Le prélèvement d’échantillons sur une lésion doit être effectué
à l’aide d’un écouvillon stérile par du personnel qualifié. Les
échantillons doivent être prélevés de façon à contenir autant de
colonies infectées que possible. L’emploi d’écouvillons stériles à
extrémité en coton ou en Dacron® et tige en plastique ou papier
compressé est recommandé.
Les crèmes, pommades, lotions, glace, alcool, solutions de
bétadine, produits à base de zinc ou bains de siège réduisent
tous notablement le contenu viral du prélèvement. Il faut donc,
autant que possible, éviter d’utiliser ces traitements avant le
prélèvement des échantillons, ou signaler leur utilisation au
médecin au moment du prélèvement sur la lésion.
9.2.1
Echantillons cliniques
Pour les ulcères, frotter fermement avec l’écouvillon afin de
prélever le plus grand nombre possible de cellules infectées et
d’exsudat à la base de l’ulcère. Si le prélèvement s’effectue sur
une vésicule, inciser celle-ci avec précaution, collecter le fluide sur
l’écouvillon et frotter la base de la lésion avec l’écoutillon. Placer
l’écouvillon dans un flacon propre à bouchon à vis contenant
un milieu de transport approprié. Traiter les lésions pustulaires
comme les vésicules. Il est également possible d’ajouter des
échantillons de croûte à du milieu de transport dans un flacon
à bouchon à vis, ou de les envoyer sous forme de frottis sec.
Conserver les échantillons à une température comprise entre
2-8°C pendant 3 jours au maximum.
Des échantillons rectaux ou recto-anaux contaminés par des
matières fécales risquent de produire des résultats érronément
positifs. Dans ce cas, utiliser les réactifs IDEIA HSV Blocking
Reagents (Code S603330-2).
9.2.2
Echantillons cervicaux
symptomatiques
provenant
de
patientes
Si des lésions sont visibles, frotter ces lésions fermement. Sinon,
effectuer un frottis du col de l’utérus. Retirer l’écouvillon en
veillant à ne pas toucher la paroi vaginale et le placer dans un
flacon à bouchon à vis contenant le milieu de transport approprié.
Conserver les échantillons à une température comprise entre
2-8°C pendant 3 jours au maximum.
Vortexer les échantillons avant de les tester et passer à la Section
10.2.
9.3.2
Ecouvillons en milieu de transport pour isolement viral
Le tampon IDEIA HSV Extraction Buffer (Code S601230-2) est
nécessaire au traitement des frottis recueillis dans un milieu
de transport de laboratoire pour isolement viral. Le traitement
des échantillons à l’aide du test IDEIA HSV ne doit s’effectuer
qu’après l’inoculation des cultures cellulaires monocouches car
un traitement à l’aide de tampon d’extraction concentré rend les
échantillons impropres à l’isolement viral.
Ajouter 100µL de tampon d’extraction (Code S601230-2) à 900µL
de milieu de transport viral. Traiter l’échantillon en respectant la
procédure décrite dans la Section 10.2.
Ne pas utiliser le milieu de transport fourni dans le kit pour
traiter les frottis en milieu de transport viral car l’extraction de
l’antigène HSV du frottis ne s’effectuerait pas de façon optimale.
10.
MODE OPERATOIRE
VEUILLEZ CONSULTER LA SECTION 8.2,
TECHNIQUES, AVANT DE REALISER LE TEST.
PRECAUTIONS
10.1. PREPARATION DES CONTROLES
Contrôle négatif
Vortexer le contrôle négatif pendant 15 secondes au moins.
Ajouter le réactif directement dans les micropuits voulus.
Contrôle positif
Vortexer le contrôle positif pendant 1 minute. Ajouter le réactif
directement dans le micropuits voulu. Si nécessaire, il est possible
de tester un contrôle supplémentaire présentant un niveau de
réactivité moins élevé afin de contrôler les performances du kit.
10.2. TRAITEMENT DES ECHANTILLONS ET DES CONTROLES
Vortexer tous les échantillons traités (voir la Section 9.3) et
les contrôles pendant 15 secondes avant de les ajouter aux
micropuits.
10.3. STOCKAGE DES ECHANTILLONS TRAITES
Après leur traitement, les échantillons peuvent être conservés
pendant 4 semaines au maximum à –20°C. Si les échantillons ont
été congelés, il convient de les laisser décongeler à température
ambiante (15-30°C), puis de les vortexer vigoureusement pendant
au moins une minute immédiatement avant de procéder au test.
10.4. PROCEDURE DU DOSAGE
Il est conseillé d’utiliser la même méthode (embouts de pipette,
flacons compte-gouttes ou sondes automatiques), pendant toute
la procédure de test, pour ajouter les réactifs aux micropuits.
Dans le cas de petits lots de tests, l’utilisation de flacons comptegouttes permet d’éviter l’introduction de plusieurs embouts de
pipette dans les flacons de réactifs.
10.4.1 Ajout d’échantillons et de contrôles
Placer le nombre de micropuits nécessaire sur le support de
micropuits. Ajouter 200µL d’échantillon dans les micropuits
appropriés. Ajouter 6 gouttes (ou 200µL) de contrôle négatif
et de contrôle positif dans des micropuits séparés. (Chaque lot
d’échantillons testé devrait contenir au moins trois micropuits de
contrôle négatif et un micropuits de contrôle positif).
10.4.2 Ajout de conjugué
Après l’ajout de tous les échantillons et des contrôles, ajouter
1 goutte (ou 50µL) de conjugué à chaque micropuits. Ne pas
introduire de pipette ou de bout de flacon compte-gouttes dans
les micropuits lors de l’ajout de conjugué. Ceci risquerait en
effet d’induire une contamination croisée des micropuits. Eviter
également de toucher ou de contaminer le sommet ou le bord
des micropuits avec du conjugué car cela risquerait d’affecter
négativement les performances du test.
10.4.3 Première incubation
Placer un couvercle sur les plaques et incuber les micropuits
pendant 90 minutes, à une température comprise entre 35-37°C,
dans une chambre humide.
10.4.4 Lavage des micropuits
Laver les micropuits à l’aide de tampon de lavage fraîchement
dosé (voir la Section 5.2.6).
La technique de lavage utilisée a un impact majeur sur
les performances du test (voir la Section 8.2.10). Veiller à
complètement remplir (avec au moins 350µL de tampon de
lavage fraîchement dosé) puis vider les puits.
Il est primordial de réaliser quatre cycles de lavage, à l’aide de
techniques automatiques ou manuelles, comprenant une période
d’imprégnation de 2 minutes lors du deuxième lavage, ou une
période d’imprégnation totale de 2 minutes sur l’ensemble du
cycle.
Lavage manuel
En cas de lavage manuel des micropuits, aspirer ou faire tomber
le contenu des micropuits. Utiliser ensuite du tampon de lavage
fraîchement dosé pour remplir complètement les micropuits,
puis les vider entièrement. Entre chaque étape du processus de
lavage, veiller à ôter tout tampon de lavage restant en tapotant
les micropuits renversés sur un morceau de papier absorbant
propre.
Il est possible d’évaluer visuellement les micropuits dans les 30
minutes suivant l’ajout de la solution d’arrêt. Si des micropuits
présentent une coloration dont l’intensité est difficilement
interprétable par comparaison au contrôle négatif, il est conseillé
de les lire aussi photométriquement (voir la Section 10.5.2).
négatifs. Si la valeur d’absorbance de l’un des contrôles négatifs
ne se situe pas dans la gamme acceptée, il convient de l’exclure
et de recalculer la moyenne en se basant sur les deux autres
valeurs. Si deux des valeurs d’absorbance des contrôles négatifs
sont inacceptables, le test doit être répété.
résultat positif avec le IDEIA HSV, il est recommandé d’utiliser les
réactifs de blocage IDEIA HSV Blocking Reagents (Code S6033302). Le test de blocage destiné à vérifier des résultats constitue une
méthode de contrôle de qualité de certains aspects de la collecte
des échantillons.
10.5.2 Lecture photométrique
Calcul de la valeur de coupure
La valeur de coupure est déterminée en ajoutant 0,15 à la valeur
d’absorbance moyenne des contrôles négatifs.
12.
LIMITES DE PERFORMANCES
12.1. La qualité des échantillons joue un rôle déterminant
dans le succès des tests diagnostiques. Les échantillons
prélevés doivent contenir autant d’antigène viral que
possible (voir la Section 9). Un résultat négatif n’exclut
donc pas la possibilité d’une infection au HSV.
La lecture photométrique des micropuits doit s’effectuer dans
les 30 minutes suivant l’ajout de la solution d’arrêt. Mélanger
le contenu des micropuits et lire l’absorbance de chaque puits
à l’aide d’un spectrophotomètre approprié ou d’un lecteur de
plaque EIA pouvant lire l’absorbance à 490nm. Vérifier que le
fond des micropuits est propre avant de procéder à la lecture, et
vérifier qu’aucun corps étranger n’est présent dans les micropuits.
Le lecteur doit effectuer un blanc sur l’air (c’est-à-dire en l’absence
de plaque sur le support) avant que la plaque ne soit scannée.
4En outre, si le spectrophotomètre, ou le lecteur de plaque EIA,
permet l’utilisation d’une longueur d’onde de référence de 620650nm, une lecture à double longueur d’onde doit être effectuée
afin d’éliminer toute interférence possible causée par des
aberrations telles que la présence de poussière ou de marques
sur la surface optique des micropuits.
10.6. RESUME DE LA PROCEDURE DE DOSAGE IDEIA HSV
Lavage automatique
Les appareils de lavage automatiques doivent être programmés
pour effectuer quatre cycles de lavage et pour inclure une période
d’imprégnation de 2 minutes sur l’ensemble du cycle de lavage.
Les appareils de lavage doivent être correctement étalonnés afin
d’assurer un remplissage et un vidage complets des micropuits
entre chaque lavage. Après le dernier lavage, la plaque doit
être renversée et tapotée sur du papier absorbant pour faire
disparaître toute trace de tampon de lavage.
10.4.6 Seconde incubation
Placer un couvercle sur les plaques et incuber les micropuits
pendant 30 minutes, à une température comprise entre 35-37°C,
dans une chambre humide.
10.4.7 Arrêt de la réaction
Ajouter 2 gouttes (ou 100µL) de solution d’arrêt dans chaque
micropuits. Mélanger soigneusement. Le produit coloré est stable
pendant 30 minutes. Ne pas exposer à la lumière du soleil car un
blanchissage optique du produit coloré risquerait de se produire.
10.5. INTERPRETATION DES RESULTATS DES TESTS
10.5.1 Lecture à l’œil nu
Détermination photométrique
Le micropuits du contrôle positif doit avoir une valeur
d’absorbance supérieure à 0,50 unité d’absorbance. Si tel le n’est
pas cas, il faut recommencer le test.
Détermination photométrique
Les échantillons cliniques dont les valeurs d’absorbance sont
supérieures à la valeur de coupure sont positifs (voir la Section
11.1). Un résultat se situant à 0,015 unité d’absorbance de la
valeur de coupure doit faire l’objet d’une interprétation prudente,
et il faut recommencer le test ou prélever d’autres échantillons
sur le patient. Les résultats du patient ne doivent pas être pris
en compte si les contrôles se situent hors de la plage des valeurs
escomptées.
10.4.5 Ajout d’amplificateur
Eviter de toucher les micropuits avec les embouts de comptegouttes ou de pipettes lors de l’ajout des amplificateurs A et
B car cela risquerait d’induire une contamination croisée des
micropuits.
Détermination à l’œil nu
Le micropuits du contrôle positif devrait présenter une couleur
rouge/magenta facilement identifiable par rapport aux contrôles
négatifs. Si tel n’est pas le cas, les résultats du test ne doivent
pas être déterminés visuellement. Il convient en effet de les lire
photométriquement, ou de répéter le test.
11.3. SPECIMENS
Détermination à l’œil nu
Tout échantillon présentant une couleur rouge/magenta plus
soutenue que celle des contrôles négatifs est positif. Tout échantillon
dont la couleur est moins intense, ou semblable, à la couleur des
contrôles négatifs est négatif. Un échantillon présentant une
coloration rose pâle proche de celle des contrôles négatifs doit être
lu photométriquement, ou être testé à nouveau. Une alternative
consiste à prélever d’autres échantillons sur le patient.
L’efficacité d’un lavage manuel est accrue si le tampon de lavage
est introduit de façon inclinée afin de produire un vortex dans les
micropuits. Après le dernier lavage, la plaque doit être renversée
et tapotée sur du papier absorbant afin de faire disparaître toute
trace de tampon de lavage.
Ajouter 2 gouttes (ou 100µL) d’amplificateur A dans chaque
micropuits.
Ajouter 2 gouttes (ou 100µL) d’amplificateur B dans chaque
micropuits.
11.2. CONTROLE POSITIF
Comme indiqué dans la Section 10.4.1 (Ajout d’échantillons et de
contrôles), chaque dosage doit inclure un micropuits contenant
un contrôle positif.
11.
CONTROLE DE QUALITE ET INTERPRETATION DES
RESULTATS DES TESTS
11.1. CONTROLE NEGATIF
Comme indiqué dans la Section 10.4.1 (Ajout d’échantillons et de
contrôles), chaque dosage doit inclure trois micropuits contenant
un contrôle négatif.
Détermination à l’œil nu
Tous les puits de contrôle négatif devraient être incolores, ou ne
présenter qu’une légère coloration rose. Si tel n’est pas le cas, les
résultats du test ne doivent pas être déterminés visuellement. Il
convient en effet de les lire photométriquement, ou de répéter
le test.
Détermination photométrique
Les valeurs d’absorbance individuelles du contrôle négatif doivent
être inférieures ou égales à 0,30 unité d’absorbance. Les valeurs
d’absorbance individuelles du contrôle négatif doivent se situer
à ± 0,05 unité d’absorbance de la moyenne des trois contrôles
11.4. INTERPRETATION ET VERIFICATION DES RESULTATS DU
TEST
11.4.1 Interprétation des résultats du test
Le tableau ci-dessous explique comment interpréter les résultats
et les conclusions qu’il convient d’en tirer.
Tableau 11.4
Résumé de l’interprétation et des conclusions
recommandées des résultats
Résultat
OD > CO + 0,015
Interprétation
Positif*
OD = CO ± 0,015
Equivoque*
OD < CO - 0,015
Négatif
Conclusions recommandées
Présence présumée d’antigène HSV
(aucun test de blocage effectué)
Impossible de déterminer le
résultat. Effectuer un nouveau test.
Pas d’antigène HSV détecté
OD = Optical Density ou densité optique (unités d’absorbance)
CO = Cut-off ou coupure = Moyenne des contrôles négatifs + 0,15
unité d’absorbance
* Les résultats positifs et équivoques doivent être vérifiés.
11.4.2 Vérification des résultats du test
S’il s’avère nécessaire de vérifier les échantillons présentant un
12.2. Pour obtenir des performances de test optimales, nous
recommandons d’utiliser un tampon d’extraction ou
un milieu de transport IDEIA HSV. Les caractéristiques
de performance de ce test lorsque d’autres milieux de
cultures sont utilisés n’ont pas été validées.
12.3. Les caractéristiques de performance de ce test lorsqu’il
est utilisé avec des échantillons provenant de patients
asymptomatiques, avec du liquide céphalo-rachidien, avec
une biopsie tissulaire, avec des échantillons d’exsudats
oculaires ou dans le cadre d’une confirmation de culture
de tissus n’ont pas été validées.
12.4. Ce test détecte les types 1 et 2 du virus Herpès Simplex,
mais il ne permet pas de les différencier.
12.5. Ce test ne doit pas constituer la seule méthode utilisée
pour diagnostiquer le HSV lorsqu’une césarienne est
envisagée. Les résultats de cultures précédentes (s’il en
existe) et le jugement clinique doivent prévaloir.
12.6. Il peut arriver que ce test détecte la présence de virus HSV
ou d’antigènes HSV non viables ou négatifs en culture.
12.7. Les résultats des tests doivent être interprétés en se
basant également sur les études épidémiologiques
et les évaluations cliniques du patient, et sur d’autres
procédures diagnostiques.
13.
VALEURS ESCOMPTEES
Les taux de positivité peuvent varier en fonction de la prévalence
du HSV parmi les différentes populations, des emplacements
géographiques, des modes de prélèvement des échantillons, de
leur manipulation, de leur conservation et de leur transport, des
pratiques sexuelles et de l’environnement sanitaire général de la
population étudiée.
Le virus Herpès simplex affecte l’homme dans le monde entier et
80% de la population adulte des pays occidentaux aura développé
une primo-infection, qui la plupart du temps, sera demeurée
aymptomatique9. Après la primo-infection, environ 45% des
patients atteints d’herpès oral et 60% des patients atteints
d’herpès génital souffrent de récidives10.
Les infections oculaires herpétiques sont la première cause de
consultations en services d’ophtalomologie10. Le virus HSV a
été mis en évidence dans l’appareil génital de 0 ,3 à 5,4% des
hommes, et de 1,0 à 8,0% des femmes venant consulter dans les
services de traitement des MST11,12.
Lors de la primo infection et des récidives symptomatiques, des
lésions peuvent apparaître sur le derme, les muqueuses buccales,
le pharynx, l’appareil génital ou les yeux. Chez les nouveaux-nés et
les patients immunodéprimés, l’infection peut s’étendre à d’autres
organes tels que les poumons, le cerveau, le foie, la rate, etc.
L’antigène HSV peut également être trouvé, et utilisé pour cultiver
le virus, dans les lésions vésiculaires, ainsi que dans la salive ou les
sécrétions d’autres sites infectés tels que les yeux, le pharynx ou
l’appareil génial. Dans les cas d’herpès disséminé, il est également
possible de cultiver le virus HSV à partir de tissus infectés, par
exemple à partir d’une biopsie du cerveau chez des patients
atteints d’encéphalite herpès simplex.
Après l’apparition de la maladie et le développement des lésions,
la probabilité de détecter la présence du virus HSV décroît avec
le temps. Lorsque les lésions s’ulcèrent, forment des croûtes et
guérissent, il devient improbable de pouvoir isoler le virus. Il est
donc nécessaire de prélever les échantillons le plus tôt possible
après l’apparition des lesions5,6. Lors d’une étude, il a été possible
d’isoler le virus dans 94% des échantillons provenant de lésions
vésiculaires, dans 87% des échantillons de lésions pustulaires,
dans 70% des échantillons d’ulcères et dans 27% des échantillons
de croûtes7.
14.
CARACTERISTIQUES DE PERFORMANCE SPECIFIQUES
Tous les résultats communiqués supposent que les méthodes de
culture cellulaire sont sensibles et spécifiques à 100%.
14.1. ETUDES CLINIQUES
Le test IDEIA HSV a été évalué par quatre laboratoires
diagnostiques indépendants par rapport aux systèmes de culture
cellulaire établis.
Un total de 1375 échantillons cliniques humains ont été testés à
l’aide du test IDEIA HSV, et les résultats comparés à ceux obtenus
par les systèmes de culture cellulaire utilisés par les centres
d’essai (Tableau 14.1). Lors de ces études, l’incidence d’infection
au HSV (par culture cellulaire) a été comprise entre 12,7 et 36,9%.
Dans le cadre du test IDEIA HSV, chaque échantillon a été considéré
comme positif lorsque la lecture d’absorbance de l’échantillon à
492nm était supérieure à la valeur de coupure recommandée
(voir la Section 11.1). Un échantillon a été considéré comme
positif dans la culture cellulaire lorsque l’effet cytopathique
caractéristique du HSV a été observé.
Les cultures cellulaires positives ont été typées par
immunofluorescence directe dans deux des centres d’essai.
Sur les 37* échantillons positifs typés au Centre 1, 15 (40,5%)
étaient de type 1, et 22 (59,9%) étaient de type 2. Au Centre 4, 14
échantillons sur 71 (19,7%) étaient de type 1, et 57 sur 71 (80,3%)
étaient de type 2.
*(4 échantillons positifs n’étaient pas disponibles pour les études
de typage).
Les résultats du test IDEIA HSV étaient conformes aux résultats
des cultures cellules de 1302 des 1375 échantillons, ce qui
correspond à une conformité de 94,7%.
La résolution des 29 résultats de test IDEIA HSV divergents du
fait d’un « faux positif » après consultation des renseignements
cliniques disponibles permit d’obtenir une conformité générale
finale de 96,8% (1331/1375).
14.2. PERFORMANCES
Sensibilité*
Globalement, la sensibilité du test IDEIA HSV est de 93,6%
(307/328).
Spécificité*
Globalement, la spécificité du test IDEIA HSV est de 97,8%
(1024/1047).
Valeurs prévues*
Globalement, les valeurs positives et négatives prévues du test
IDEIA HSV sont de 93,0% (307/330) et de 98,0% (1024/1045)
respectivement.
15.
REFERENCES
*Après résolution de 29 résultats de test IDEIA HSV divergents
présentant un « faux positif » (voir le Tableau 14.2)
1.
Adam E. (1982)
14.3. PRECISION DU DOSAGE
Le Tableau 14.2 présente les résultats des études sur la précision
du dosage du test IDEIA HSV.
2.
Herpes simplex virus infections. In Herpes virus infections clinical aspects
Glaser R, ed. Marcel Dekker Inc New York pp 1-55.
Nahmias AJ and Josey WE (1976)
Epidemiology of herpes simplex virus 1 and 2. In Viral infections of
humans, Epidemiology and control.
Evans AS, ed J Wiley and Sons, London pp 253-271.
Stanley CJ, Johannsson A and Self CH (1985)
Les suspensions de contrôle de trois niveaux d’antigène HSV dans
un milieu de transport IDEIA HSV ont été dosées trois fois en
trois occasions (pour un total de 9 dosages). Les résultats sont
exprimés en unités d’absorbance à 492nm. Les plages observées
pour les CV intra-dosage et inter-dosage étaient comprises entre
1,2 et 6,6%, et entre 5,0 et 8,4% respectivement.
14.4. REACTIVITE CROISEE
Les organismes répertoriés dans la liste présentée ci-dessous,
à des concentrations approchant 107 organismes/ml dans les
cultures non virales, et 50-100% d’effet cytopathogène (CPE) dans
les cultures virales, se sont révélés non-réactifs au test IDEIA HSV.
Acholeplasma laidlawii
Acinetobacter spp
Aeromonas spp
Bacteroides spp
Campylobacter spp
Candida spp
Citrobacter spp
Chlamydia trachomatis
Clostridium spp
Cytomegalovirus
Enterobacter spp
Virus Epstein Barr
Escherichia coli
Gardnerella spp
Haemophilus influenzae
Klebsiella spp
Lactobacillus spp
Listeria spp
Mycoplasma spp
Neisseria gonorrhoeae
Peptococcus spp
Peptostreptococcus spp
Proteus spp
Pseudomonas spp
Salmonella spp
Serratia spp
Shigella spp
Staphylococcus aureus (souche Cowan 1)
Staphylococcus spp (coag.nég)
Staphylococcus spp (coag. pos)
Peptococcus spp
Trichomonas spp
Ureaplasma urealyticum
Virus Varicella zoster
Veillonella spp
Tableau 14.1 :
Comparaison des résultats obtenus par le test
IDEIA HSV et la culture cellulaire
TEST IDEIA HSV
ETUDE
%
D’INCIDENCE SENSIBILITE
PAR CULTURE
VALEURS PREVUES
SPECIFICITE
*
POSITIVES
*
*
1 (RU)
35,3%
(41/116)
90,2%
(37/41)
90,2%
(37/41)
98,7%
(74/75)
98,7%
(74/75)
97,3%
(37/38)
97,3%
(37/38)
94,9%
(74/78)
94,9%
(74/78)
2 (RU)
36,9%
(89/241)
89,9%
(80/89)
90,2%
(83/92)
94,1%
(143/152)
96,0%
(143/149)
89,9%
(80/89)
93,3%
(83/89)
94,1%
(143/152)
94,1%
(143/152)
3 (RU)
12,7%
(98/774)
94,9%
(93/98)
95,5%
97,5%
(106/111) (659/676)
99,4%
(659/663)
84,5%
(93/110)
96,4%
(106/110)
99,2%
(659/664)
99,2%
(659/664)
4 (USA)
29,1%
(71/244)
95,8%
(68/71)
96,4%
(81/84)
92,5%
(148/160)
73,1%
(68/93)
87,0%
(81/93)
98,0%
(148/151)
98,0%
(148/151)
Total
85,5%
(148/173)
93,0%
93,6%
95,2%
97,8%
(278/299) (307/328) (1024/1076) (1024/1047)
84,2%
93,0%
(278/330) (307/330)
98,0%
98,0%
(1024/1045) (1024/1045)
*
Les données présentées dans ces colonnes ont été
recalculées après résolution des 29 résultats IDEIA
présentant un « faux positif ». Ces échantillons provenaient
de patients dont les résultats avaient été positifs sur un site
adjacent, dont les partenaires étaient infectés par le virus
HSV ou qui présentaient des antécédents de la maladie.
Tableau 14.2 :
Reproductibilité intra-dosage et inter-dosage
du test IDEIA HSV
Niveau
d’antigène
Intra-dosage (n=3)
JOUR 1
Inter-dosage (n=9)
JOUR 2
4.
5.
6.
7.
8.
9.
Enzyme amplification can enhance both the speed and the sensitivity
of immunoassays.
Journal of Immunological Methods 83: 89-95.
Buckmaster A (1987)
Monoclonal antibodies to HSV. In Herpes Simplex Virus: New
technologies in diagnostics. Eds Freke A and Sherwood D. Boots-Celltech
Diagnostics Ltd. Symposium Proceedings pp 16-20.
Drew WL and Rawls WE (1985)
Herpes Simplex Viruses
Chapter 64 in Manual of clinical Microbiology, Fourth edition, eds by
Lennette EH, Balows A, Hausler WJ Jr and Shadomy HJ, published by
American Society for Microbiology, pp 705-710.
Lennette DA (1985)
“Collection and Preparation of Specimens for Virological Examination”,
Chapter 61 in Manual of Clinical Microbiology, Fourth edition, eds by
Lennette EH, Balows A, Hausler WJ Jr and Shadomy HJ, published by
American Society for Microbiology, pp 687-693.
Moseley RC, Corey L, Benjamin D, Winter C and Remington ML (1981)
Comparison of Viral Isolation, Direct Immunofluorescence and Indirect
Immunoperoxidase Techniques for Detection of Genital Herpes Simplex
Virus Infection.
Journal of Clinical Microbiology 13: 913-918.
“The (herpes) helper (1984)” published by the American Social Health
Association, Box 100, Palo Alto, CA 94302. Fall 1984 pp 7.
Nahmias AJ and Roizman B (1973)
Infection with herpes-simplex virus 1 and 2.
New England Journal of Medicine 289: 667-74.
10. Longson M (1987)
Herpes simplex in Principles and Practice of Clinical Virology (eds AJ
Zuckerman et al), John Wiley and Sons Limited. Chapter 1.1 pp 3-20.
11. Corey L, Adams HG, Brown ZA and Holmes (1983)
NEGATIVES
*
3.
JOUR 3
Moyenne
ET
% CV
Moyenne
SD
% CV
Moyenne
ET
% CV
Moyenne
SD
% CV
Négatif
0,105
0,005
4,9
0,104
0,006
5,4
0,108
0,005
4,6
0,106
0,005
5,0
Positif, bas
0,275
0,010
3,5
0,287
0,010
3,7
0,247
0,003
1,2
0,270
0,019
7,0
Positif, élevé
1,279
0,079
6,2
1,205
0,080
6,6
1,100
0,037
3,4
1,195
0,100
8,4
Genital herpes simples virus infection: clinical manifestations course
and complications.
Annals International Medicine 98: 918-72.
12. Corey L and Holmes KK (1983)
Genital herpes simplex virus infections: current concepts in diagnosis,
therapy and presentation.
Annals International Medicine 98: 973-83.
CONSEIL TECHNIQUE ET SERVICE CLIENTELE
IFU X7845 Révisé Décembre 2013
OXOID Limited, Wade Road, Basingstoke,
Hampshire, RG24 8PW, Royaume-Uni
Pour toute information, veuillez contacter votre filiale ou votre
distributeur local(e) Oxoid.