IMAGEN Respiratory Syncytial Virus (RSV) [DE]

IMAGEN Respiratory
Syncytial Virus (RSV)
K610211-2..........................50 Tests
DE
1. ZWECKBESTIMMUNG
Der IMAGEN™ Respiratory Syncytial Virus (RSV) Test ist ein
qualitativer Immunfluoreszenztest zum direkten Nachweis von
RSV in klinischen Proben.
2. EINFÜHRUNG
Das Respiratory Syncytial Virus ist ein mit Hülle („envelope“)
versehes, kugelförmiges RNA-Virus aus der Familie der
Paramyxoviridae und gehört zur Gattung der Pneumoviren.
Diese Gattung umfaßt vier Spezies: humanes RSV, bovines RSV,
Pneumovirus der Maus und Rhinotracheitisvirus des Truthahns1,2.
RSV ist die wichtigste Ursache von Erkrankungen der unteren
Luftwege bei Säuglingen und Kleinkindern und verursacht
jedes Jahr saisonal bedingte epidemieartige Erkrankungen der
Atemwege3,4. Die Übertragung des RSV erfolgt durch virushaltige
Tröpfchen aus dem Nasen-/Rachensekret infizierter Personen.
Die Infektion manifestiert sich durch eine Vielzahl von
Symptomen, die von Rhinitis bis zur Pneumonie reichen können
und von Faktoren wie Alter, Geschlecht und sozioökonomischem
Umfeld der infizierten Personen beeinflusst werden5. Bei ca.
50% der während des ersten Lebensjahres infizierten Säuglinge
können Erkrankungen der unteren Luftwege, wie Bronchitis,
Bronchiolitis, Bronchopneumonie und Pseudokrupp auftreten
und einen Krankenhausaufenthalt erforderlich machen6.
Säuglinge mit vorbestehenden Komplikationen wie einer
kongenitalen Herzerkrankung, bronchopulmonärer Dysplasie
und kongenitalen oder anderen Immundefekten können für
schwere, teilweise lebensgefährliche Infektionen mit RSV anfällig
sein7,8. Wiederholte, weniger schwere Infektionen kommen
in allen Altersgruppen vor und führen bei Kindern und älteren
Personen gelegentlich zu Pneumonien9,10.
Koinfektionen von RSV mit anderen Mikroorganismen können
zu einem verstärktem Schweregrad der Atemwegserkrankungen
führen9,11,12. Ausbrüche in Altersheimen gehen mit einer
erheblichen Erkrankungsrate und gelegentlicher Morbidität
einher. Zu nosokomialer Übertragung von RSV, mit in der
Folge längeren Krankenhausaufenthalten zwecks Behandlung
der infizierten Kinder, kommt es in Kinderkliniken und
Kindergärten13,14,15,16,17,18.
Die Labordiagnose von RSV ist für die Behandlung der
Patienten wichtig und hilft außerdem bei der Kontrolle von
Ausbrüchen15,16,17,19.
Zu den herkömmlichen Methoden, die zur Labordiagnose
von RSV Infektionen angewendet werden, gehört der direkte
Nachweis des Virus oder von Virusproteinen in klinischen Proben
wie nasopharyngealen Absaugsekreten und die Isolierung von
lebensfähigem Virus aus mit Nasen-/Rachensekret beimpften
einschichtigen Zellkulturen20,21.
Die Isolierung von RSV aus klinischen Proben kann über
kontinuierliche Zelllinien wie HeLa-Zellen und Hep2-Zellen
erfolgen, auf denen sich ein charakteristischer zytopathischer
Effekt (CPE) - die Synzytia-Bildung – einstellen kann. Eine
erfolgreiche Diagnose durch Isolierung des Virus ist zeitaufwendig
und es kann 5 bis 20 Tage dauern, ehe sich der charakteristische
CPE entwickelt. Die Isolierung von RSV wird durch die Labilität
des Virus und die Insensitivität einiger Zellkulturen zusätzlich
kompliziert22. Zellkulturverfahren sind teuer, arbeitsaufwendig
und für eine schnelle Diagnose von RSV-Infektionen ungeeignet.
Ein direkter Immunfluoreszenztest, bei dem spezifische
monoklonale Antikörper eingesetzt werden, bietet eine
schnelle, empfindliche und spezifische Methode für den direkten
Nachweis von RSV in klinischen Proben wie nasopharyngealen
Absaugsekreten.
Zulässiger Temperaturbereich
5. GELIEFERTE REAGENZIEN
50 - Jeder Testkit enthält ausreichend Reagenzien für die
Durchführung des Tests an 50 Patientenproben oder an 50
Zellkulturpräparationen.
- Die Haltbarkeit des Testkits ist auf
dem äußeren Verpackungsetikett vermerkt.
5.1. IMAGEN RSV TESTKIT
Eine Gebrauchsanleitung.
2 x als Positivkontrolle vorgesehene
Objektträger mit 1 Vertiefung und
Azeton fixierten humanen Epithelzellen
(HEp-2), die mit RSV infiziert sind.
IMAGEN RSV ist ein direkter Immunfluoreszenztest zum
schnellen Nachweis und zur schnellen Identifikation von RSV in
humanen klinischen Proben.
Im Test werden drei monoklonale Antikörper eingesetzt, um
die spezifischen Strukturproteine nachweisen zu können, die
von allen Stämmen des humanen Respiratory Syncytial Virus
exprimiert werden.
3. TESTPRINZIP
Der IMAGEN RSV Test enthält Fluoresceinisothiocyanat (FITC )
konjugierte monoklonale Antikörper. Die konjugierten Antikörper
binden spezifisch an die in allen Stämmen des humanen
RSV vorliegenden Virusantigene. Das Reagenz wird in einem
direkten Einschritt-Immunfluoreszenzverfahren verwendet.
Die Proben werden mit dem Reagenz, das FITC konjugierte
Antikörper enthält, 15 Minuten inkubiert und anschließend wird
überflüssiges Reagenz mit phosphatgepufferter Kochsalzlösung
(PBS) abgewaschen. Die gefärbte Fläche wird eingedeckt
und mit einem Epifluoreszenz-Mikroskop ausgewertet. Falls
RSV -Antigen vorliegt, ist in infizierten Zellen eine charakteristische
helle, granuläre, apfelgrüne Fluoreszenz zu beobachten, die im
Kontrast zur roten Hintergrundfärbung nicht infizierter Zellen
steht.
Anerkennung
Der in diesem Test verwendeten monoklonalen Antikörper
stammt aus dem „Institute for Research on Animal Diseases“,
Compton, Berkshire, Großbritannien.
4. DEFINITIONEN
Die nachfolgenden Symbole wurden
Produktbeschreibung angewandt:
überall
Produktcode und Bestellnummer
Gebrauchsanweisung beachten
N
Inhalt ausreichend für ‚n’ Ansätze
in
der
REAGENZIEN
UND
Frisches Azeton (zur Fixierung).
Phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS), pH 7,5, zum Waschen
der gefärbten Proben und zur Probenvorbereitung.
6.2. ZUBEHÖR UND GERÄTE
Die folgenden Produkte sind für die Anwendung zusammen mit
IMAGEN RSV bestimmt. Weitere Informationen können von der
zuständigen Oxoid-Niederlassung oder vom zuständigen Händler
angefordert werden.
Teflonbeschichtete Mikroskop Objektträger mit jeweils einer
Vertiefung von 6mm Durchmesser (100 Objektträger pro
Gebinde) sind bei der zuständigen Oxoid Niederlassung oder
dem Händler erhältlich (Code-Nr. S611430-6).
IMAGEN RSV Positive Control Slide (Code-Nr. S610830-2).
Jeweils ein Fläschchen der folgenden Reagenzien:
Ein
Fläschchen
mit
3mL
Eindeckmedium. Das Eindeckmedium
enthält eine Hemmsubstanz gegen
lichtbedingtes Ausbleichen in einer
Glyzerinlösung (pH 10,0).
Ein Fläschchen mit 1,4mL IMAGEN
RSV-Testreagenz. Das Reagenz besteht
aus einer Mischung von gereinigten,
murinen, monoklonalen Antikörpern,
die RSV-spezifisch und FITC-konjugiert
sind. Die monoklonalen Antikörper
sind gegen das Fusionsprotein und das
Nukleoprotein von RSV gerichtet.
5.2. ANSETZEN, LAGERUNG UND ERNEUTE VERWENDUNG
DER KIT-KOMPONENTEN
Um optimale Leistung der Kit-Komponenten sicherzustellen,
müssen alle nicht genutzten Komponenten in Übereinstimmung
mit den folgenden Anleitungen gelagert werden:
5.3. POSITIVE KONTROLLOBJEKTTRÄGERAls Positivkontrolle dienende Objektträger werden einzeln
in versiegelten und mit Stickstoff gefüllten Kunststoffbeuteln
geliefert. Nicht verwendete Objektträger bei 2 - 8°C lagern. Vor
dem Öffnen den Objektträger 5 Minuten lang Raumtemperatur
(15-30°C) annehmen lassen.
Die Objektträger müssen unmittelbar nach dem Öffnen der
Folienhüllen angefärbt werden.
7. AUSSTATTUNGEN
Es werden folgende Ausstattungen benötigt:
Präzisionspipette und Einmal-Pipettenspitzen, 25µL
Waschtrog
Deckgläser zum
Durchmesser
Gebrauchsfertig. Bei 2 - 8°C aufzubewahren. Das Eindeckmedium
wird vor Gebrauch 5 min auf Raumtemperatur (15 - 30°C)
gebracht.
In-Vitro-Diagnostikum
5.5. REAGENZ -
Verwendbar bis
Gebrauchsfertig. Das Reagenz wird bei 2 - 8°C im Dunkeln
aufbewahrt und vor Gebrauch 5 min auf Raumtemperatur
(15 - 30°C) gebracht.
Eindecken
eines
Testareals
mit
6mm
Nicht fluoreszierendes Immersionsöl
Epifluoreszenz-Mikroskop mit einem Filtersystem für
FITC (maximale Anregungswellenlänge 490nm, mittlere
Emissionswellenlänge 520nm) und für 200 400fache
Vergrößerung
Inkubator für 37°C
Niedertourige Zentrifuge
Schleim Extraktor zur Gewinnung von nasopharyngealen Proben
8. VORSICHTSMASSNAHMEN
- In-Vitro-Diagnostikum. Personen, die Tests mit desem
Produkt durchführen, müssen in die Durchführung eingewiesen
sein und über entsprechende Laborerfahrung verfügen.
8.1. SICHERHEITSMASSNAHMEN
8.1.1
Das IMAGEN RSV-Testreagenz enthält 15mmol/L
Natriumazid. Natriumazid ist ein Gift, das mit Blei
und Kupferleitungen reagieren und hochexplosive
Metallazide bilden kann. Beim Entsorgen der
azidhaltigen Materialien immer mit viel Wasser spülen.
8.1.2
RSV auf den positiven Kontrollobjektträgern hat sich in
Zellkulturen nachweislich als nicht infektiös erwiesen;
trotzdem sind sie als potentiell infektiös zu handhaben
und zu entsorgen.
8.1.3
Das Reagenz enthält Evans Blau. Evans Blau ist
möglicherweise karzinogen; Hautkontakt ist deshalb
unbedingt zu vermeiden.
8.1.4
Bei Verwendung des Eindeckmediums muss vorsichtig
vorgegangen werden, da es Hautirritationen
verursachen kann. Falls es zu einem Kontakt kommt,
muss die Haut mit Wasser abgewaschen werden.
8.1.5
Essen, Trinken, Rauchen, Aufbewahren und Zubereiten
5.4. EINDECKMEDIUM -
Hersteller
Chargenbezeichnung
6. ZUSÄTZLICH
BENÖTIGTE
ERFORDERLICHES ZUBEHÖR
6.1. REAGENZIEN
von Speisen sowie Schminken sind im für Arbeiten
vorgesehenen Bereich (Labor) verboten.
8.1.6
Reagenzien dürfen nicht mit dem Mund pipettiert
werden.
8.1.7
Beim Handhaben von klinischen Proben und infizierten
Zellen immer Einweghandschuhe tragen und nach
dem Umgang mit infektiösen Stoffen immer die Hände
waschen.
8.1.8
Alle klinischen Proben entsprechend den geltenden
gesetzlichen Vorschriften entsorgen.
8.1.9
Von fachlich qualifizierten Anwendern kann ein
Sicherheitsdatenblatt angefordert werden.
8.2. TECHNISCHE VORSICHTSMASSNAHMEN
8.2.1
8.2.2
8.2.3
Reagenzien dürfen nach Ablauf des auf den Etiketten
vermerkten Verfalldatums (Verwendbar bis:) nicht mehr
verwendet werden. Reagenzien aus verschiedenen
Chargen dürfen nicht vermischt oder gegeneinander
ausgetauscht werden.
Die
Reagenzien
werden
in
festgelegten
Arbeitskonzentrationen geliefert. Die Testleistung
wird beeinträchtigt, falls Reagenzien modifiziert oder
unter anderen als den in Abschnitt 5 spezifizierten
Bedingungen gelagert werden.
Die erforderliche Menge phosphatgepufferter
Kochsalzlösung (PBS) ist am Tag der Anwendung frisch
anzusetzen.
8.2.4
Mikrobielle Kontamination der Reagenzien muss
vermieden werden.
8.2.5
Die Reagenzien dürfen nicht tiefgekühlt werden.
9. GEWINNUNG UND VORBEREITUNG DER PROBEN22
Gewinnung und Vorbereitung der Proben sind für die Diagnose
von RSV mittels direkter Immunfluoreszenz oder Zellkultur
Methoden von grundlegender Bedeutung. Das zu testende
Material muss vom Infektionsgebiet und während des
Höhepunkts der Virenfreisetzung („viral shedding“) gewonnen
und so vorbereitet werden, dass es intakte Zellen enthält, die
frei von Schleimresten sind.
Das am besten geeignete Probenmaterial ist nasopharyngeales
Absaugsekret, in dem sich bei korrekter Gewinnung jeweils eine
große Anzahl von Epithelzellen der Atemwege befindet.
9.1. NASOPHARYNGEALE ABSAUGSEKRETE
Gewinnung
Proben aus dem nasopharyngealen Bereich durch eine Sonde
(Größe8) in einen Mukusextraktor gewinnen. Mukusextraktor
und Schlauchmaterial müssen so schnell als möglich zur
Verarbeitung ans Labor weitergeleitet werden. Für die
direkte Immunfluoreszenzanfärbung müssen Verfahren der
Zellseparation genutzt werden. Anhand dieser Techniken
gewonnenes Proben- oder Überstandsmaterial kann für das
Inokulieren von Kulturen genutzt werden.
Zellseparation
Falls notwendig, der Probe vor Zentrifugation 2mL
phosphatgepufferte Kochsalzlösung zugeben, um die Viskosität
zu vermindern und den Schleim zu verdünnen. Den Schleim
Extraktor bei Raumtemperatur (15 - 30°C) 10 Minuten bei
380g zentrifugieren. Den Überstand, der für Zellkulturen
verwendet werden kann, entfernen. Das Zellsediment in 2mL
PBS suspendieren und die Zellen in einer Pipette größeren
Durchmessers vorsichtig auf und ab pipettieren oder in einem
Vortex Gerät vorsichtig mischen bis der Schleim aufbricht und
das Zellmaterial freigegeben wird.
10.4.ZUSETZEN VON EINDECKMEDIUM
11.2.3 Zu wenig Zellen
Einen Tropfen IMAGEN RSV Eindeckmedium in die Mitte
jeder Vertiefung geben und mit einem Deckglas eindecken;
sicherstellen, dass dabei keine Luftblasen entstehen.
Heftiges Pipettieren/Mischen ist zu vermeiden, um eine
Beschädigung der Zellen zu verhindern. Sobald sich eine
gleichmäßige Suspension gebildet hat, je nach Bedarf weitere
PBS zugeben und nach Zugabe der zusätzlichen PBS wieder
Pipettieren oder Mischen, um die Zellen weiter zu waschen.
Jegliche sichtbaren, bis zu diesem Stadium noch verbliebenen
Mukusteilchen entfernen und entsorgen. Überschüssiger Schleim
muss entfernt werden, weil sonst eine adäquate Penetration
des Reagenzes verhindert wird, was zu einer unspezifischen
Fluoreszenz führen kann.
Die gesamte Vertiefung, in der sich die gefärbte Probe
befindet, mit einem Epifluoreszenz Mikroskop untersuchen.
Wie in Abschnitt 11 beschrieben, sollte die Fluoreszenz bei 200
500facher Vergrößerung sichtbar sein. (Die besten Ergebnisse
werden erzielt, wenn die Proben unmittelbar nach dem Anfärben
abgelesen werden; Proben können aber auch bis zu 72 Stunden
bei 2 - 8°C im Dunkeln aufbewahrt werden).
Falls die in der Vertiefung des Objektträgers befindliche
Präparation zu wenig Zellen aufweist, wird der Rest der
klinischen Probe 10 Minuten bei 380 g und Raumtemperatur
(15 - 30°C) noch einmal zentrifugiert. Die Zellen werden in einer
kleineren Menge PBS resuspendiert (25µL), bevor sie wieder auf
die Testfläche des Objektträgers aufgebracht werden. Alternativ
kann eine neue klinische Probe angefordert werden.
Falls das ganze Sekret in der Ernährungssonde verbleibt und
nichts davon den Mukus Extraktor erreicht, das gesamte
Sekret aus der Sonde in PBS herauswaschen. Das wird am
besten erreicht, indem eine Pasteur Pipette in das Sondenende
eingeführt wird, das sich am Schleim Extraktor befand. Die
entsprechende Flüssigkeit in die Sonde saugen und wiederholt
hinausdrücken, bis sich das an der Sondenwand befindliche
Sekret gelöst hat. Die so erhaltene Suspension wird solange auf
und ab pipettiert, bis der Schleim aufgebrochen ist.
11.1.1 Positive Kontrollobjektträger
Vorbereitung der Objektträger
Nach der Zellseparation wird die Zellsuspension bei
Raumtemperatur (15-30°C) 10 Minuten bei 380g zentrifugiert
und der Überstand entsorgt. Das Zellsediment in ausreichend
PBS resuspendieren, um jeglichen verbliebenen Schleim zu
verdünnen und gleichzeitig eine hohe Zelldichte beizubehalten.
25µL des resuspendierten Zellsediments in die 6mm große
Vertiefung eines Mikroskopobjektträgers geben. Die Probe bei
Raumtemperatur (15-30°C) gründlich trocknen lassen und in
frischem Azeton bei Raumtemperatur (15-30°C) 10 Minuten
fixieren. Wird die Probe nicht sofort angefärbt, ist sie über Nacht
bei 4°C aufzubewahren oder, falls eine längere Aufbewahrung
vorgesehen ist, bei –20°C einzufrieren.
10. TESTVERFAHREN
VOR DURCHFÜHRUNG DES TESTVERFAHRENS SIND
DIE IN ABSCHNITT 8.2 AUFGEFÜHRTEN TECHNISCHEN
VORSICHTSMASSNAHMEN ZU BEACHTEN.
10.1.ZUSETZEN DES REAGENZES
25µL IMAGEN RSV Reagenz zu der fixierten Zellpräparation auf
dem Objektträger (siehe Abschnitt 9) oder auf einen positiven
Kontrollobjektträger geben. Sicherstellen, dass das Reagenz die
gesamte Testfläche bedeckt.
10.2.ERSTE INKUBATION
Die Objektträger 15 Minuten bei 37°C in einer feuchten Kammer
inkubieren. Das Reagenz darf nicht auf der Probe eintrocknen,
da es sonst zu einer unspezifischen Färbung kommt.
10.3.WASCHEN DES OBJEKTTRÄGERS
Überschüssiges Reagenz mit phosphatgepufferter Kochsalzlösung
abwaschen und den Objektträger anschließend in einem
Schüttelbad, das PBS enthält, 5 Minuten vorsichtig waschen.
PBS vom Objektträger abfließen lassen und bei Raumtemperatur
(15 - 30°C) trocknen.
10.5.BLESEN DES OBJEKTTRÄGERS
11. INTERPRETATION DER TESTERGEBNISSE
11.1.KONTROLLEN
Beim Kontrollobjektträger, der gemäß Abschnitt 10 angefärbt
wurde, sollten Zellen mit intrazellulären zytoplasmatischen
Granula sichtbar werden, die, im Gegensatz zum roten
Hintergrund gegengefärbten Materials, eine apfelgrüne
Fluoreszenz aufweisen. Diese Zellen sind etwas größer als
Epithelzellen der Atemwege, weisen aber bei Infektion mit
RSV ähnliche zytoplasmatische Fluoreszenz auf. Positive
Kontrollobjektträger müssen verwendet werden, um überprüfen
zu können, dass das Testverfahren ordnungsgemäß durchgeführt
wurde.
11.1.2 Negative Kontrolle
Falls eine negative Kontrolle erwünscht ist, empfiehlt sich die
Verwendung von nicht infizierten, intakten Zellen des Typs, der
zur Kultur und Isolierung von RSV verwendet wird. Die Zellen
sind wie in Abschnitt 10 beschrieben zu präparieren, zu fixieren
und anzufärben.
11.2.KLINISCHE PROBEN
11.2.1 Erscheinungsbild RSV infizierter Zellen
RSV infizierte Epithelzellen der Atemwege weisen apfelgrüne,
fluoreszierende, intrazelluläre, zytoplasmatische Granula auf.
In späteren Stadien der Infektion kann RSV Antigen auf isolierte
Bereiche des Zytoplasmas beschränkt sein, die als kleine, schlecht
definierte Granula einzeln oder in Gruppen sichtbar werden.
Nicht infizierte Zellen sind bei Gegenfärbung mit Evans Blau rot
gefärbt.
11.2.2 Interpretation
Eine positive Diagnose wird gestellt, wenn eine oder mehrere
Zellen der fixierten, angefärbten Probe die typische Fluoreszenz
aufweisen.
Eine negative Diagnose wird gestellt, wenn die fixierten,
angefärbten Proben nach Anfärbung mit dem Reagenz keine
Fluoreszenz aufweisen.
Bei direkt angefärbten nasopharyngealen Absaugsekretproben
müssen mindestens 20 nicht infizierte Epithelzellen der
Atemwege auf dem Objektträger sichtbar sein, um ein negatives
Ergebnis zu rechtfertigen. (Siehe unter 11.2.3, wenn zu wenig
Zellen vorliegen).
12. BEGRENZUNGEN DER METHODE
12.1.Das FITC Reagenz kann Stämme von Staphylococcus aureus,
die große Mengen Protein A enthalten, unspezifisch
anfärben. Dies ist auf eine nicht immunbedingte
Wechselwirkung zwischen Protein A und dem Fc Teil des
monokonalen Antikörpers zurückzuführen; derartige
Beobachtungen wurden auch bei anderen Fluoreszenztests
gemacht, die auf monoklonalen und polyklonalen
Antikörpern basieren23. Bei diesen Färbungen erhält wird
aber nicht das typische intrazelluläre Fluoreszenzmuster
erhalten, das bei RSV infizierten Zellen beobachtet
wird (beschrieben in Abschnitt 11.2.1) und sie sind als
unspezifisch zu interpretieren.
12.2.Es darf nur das mit dem Kit gelieferte Eindeckmedium
verwendet werden.
12.3.Das Erscheinungsbild der erzielten Fluoreszenz kann
abhängig vom Typ des Mikroskops und der benutzten
Lichtquelle unterschiedlich sein.
12.4.Es empfiehlt sich, zum Abdecken der gesamten 6mm
großen Vertiefung 25µL Reagenz zu verwenden. Eine
Reduzierung dieses Volumens kann zu Schwierigkeiten
beim Abdecken der von der Probe eingenommenen Fläche
führen und die Empfindlichkeit herabsetzen.
12.5.Alle
Reagenzien
werden
in
festgelegten
Arbeitskonzentrationen geliefert. Die Testleistung kann
beeinträchtigt werden, falls Reagenzien modifiziert
oder unter anderen als den in Abschnitt 5 spezifizierten
Bedingungen gelagert werden.
12.6.Wird RSV nicht nachgewiesen, kann das die Folge
verschiedener Faktoren sein: Probengewinnung zu
einem ungeeigneten Zeitpunkt der Krankheit, unkorrekte
Probengewinnung und/oder unkorrekte Handhabung der
Proben usw. Ein negatives Ergebnis schließt die Möglichkeit
einer RSV-Infektion nicht aus.
12.7.Das Vorliegen von RSV in nasopharyngealen Sekreten
schließt nicht notwendigerweise die Möglichkeit einer
begleitenden Infektion mit anderen Pathogenen aus9,12.
Die Testergebnisse sind zusammen mit verfügbaren
Informationen aus epidemiologischen Untersuchungen,
der klinischen Diagnose des Patienten und anderen
diagnostischen Verfahren zu interpretieren.
12.8.Die Ergebnisse sollten im Zusammenhang mit
epidemiologischen Informationen, dem klinischen
Erscheinungsbild und anderen diagnostischen Verfahren
interpretiert werden.
13. ERWARTETE WERTE
Die Nachweisrate für RSV wird vom Zeitpunkt der
Probengewinnung und von Handhabung, Aufbewahrung und
Transport der Proben beeinflußt. Sie hängt außerdem vom Alter,
dem allgemeinen Gesundheitszustand, den geographischen
Verhältnissen und dem sozioökonomischen Status der
getesteten Personenkreise ab. Respiratory Syncytial Viren
herrschen in der ganzen Welt vor und sind mit signifikanten
saisonalen Atemwegsinfektionen in gemäßigten und tropischen
Klimazonen assoziiert. In gemäßigten Klimazonen erfolgt der
jährliche Ausbruch von RSV-Infektionen vorwiegend während
der Wintermonate. Erkrankungen der unteren Luftwege
sind während diesen Perioden häufiger und RSV ist für 20%
der Atemwegsinfektionen verantwortlich. Deshalb wird
erwartungsgemäß während der saisonalen Ausbrüche eine
signifikante Anzahl von nasopharyngealen Absaugsekreten
RSV-positiv sein. RSV-Infektionen treten in allen Altersgruppen
auf, die Symptome sind bei Säuglingen jedoch am ernsthaftesten.
50% aller Säuglinge machen während ihres ersten Lebensjahres
eine RSV-Infektion durch. RS Viren sind für Ausbrüche von
Atemwegsinfektionen in Krankenhäusern, insbesondere
Kinderstationen und Altersheimen verantwortlich, wo sie mit
erhöhten Krankheits und Mortalitätsraten in Verbindung stehen.
14. SPEZIFISCHE LEISTUNGSKRITERIEN
14.1.KLINISCHE STUDIEN
Der IMAGEN RSV-Test wurde in zwei klinischen Prüfzentren
an nasopharyngealen Sekreten von stationär behandelten
Säuglingen, die Symptome einer Atemwegsinfektion aufwiesen,
ausgewertet.
Im Prüfzentrum 1 wurden 305 während den Winterepidemien
1982-83 und 1983-84 gewonnene Proben mit dem IMAGEN
RSV-Test und mit dem Standard Test zur RSV-Diagnose
(Virusisolierung auf einschichtigen HeLa-Zellkulturen und
indirekter Immunfluoreszenztest mit polyklonalen Antikörpern
vom Rind) des Zentrums getestet. Ein Ergebnis wurde als positiv
betrachtet, wenn entweder der indirekte bovine polyklonale
Immunfluoreszenztest oder die Gewebekultur positiv ausfielen.
Bei 8 Proben, bei denen im indirekten Immunfluoreszenztest
eine unspezifische Bindung auftrat, wurde die Diagnose allein
auf dem Ergebnis der Zellkultur erstellt.
Das Prüfzentrum 2 testete 200 während der Winterepidemie
1983-84 gewonnene Proben und 50 bekannt positive Proben
aus Epidemien der vorangegangenen 5 Jahre mit dem IMAGEN
RSV-Test und dem indirekten Immunfluoreszenztest unter
Verwendung polyklonaler Antikörper. Zum Zeitpunkt der
Probengewinnung wurde auch die Beimpfung einer Kultur zur
Virusisolierung vorgenommen; diese wurde jedoch bei Proben,
die im Immunfluoreszenztest positiv ausfielen, abgebrochen.
Im Immunfluoreszenztest RSV-negative Proben und Proben von
Patienten, bei denen eine Infektion mit einem zweiten Virus
zusätzlich zur RSV-Infektion als möglich erachtet wurde, wurden
auch in der Zellkultur getestet. Das Ergebnis wurde als positiv
betrachtet, wenn entweder der indirekte Immunfluoreszenztest
oder die Zellkultur positiv ausfielen. Bei 8 Proben erwies
sich das Antigen nach der Objektträgeraufbewahrung als
verdorben (was anhand einer Veränderung des indirekten
Immunfluoreszenztestergebnisses
nach
Lagerung
und
Beobachtung einer schwachen Fluoreszenz mit beiden
Reagenzien nachgewiesen wurde).
Mit dem IMAGEN RSV-Test wurde für bekannt positive
Proben, die im Verlauf von 5 aufeinanderfolgenden Epidemien
gewonnen wurden, eine RSV-Infektion diagnostiziert, ein
Beweis dafür, dass die verwendeten monoklonalen Antikörper
gegen stabile RSV-Antigene gerichtet sind. Daher ist es
unwahrscheinlich, dass die diagnostische Leistungsfähigkeit des
Reagenzes durch bekanntermaßen auftretende geringfügige
Antigenveränderungen beeinträchtigt wird2,24.
15. LITERATUR
oncurrent respiratory syncytial virus and influenza A infections
C
in the instiutionalized elderly and chronically ill.
Die Ergebnisse beider Studien sind in Tabelle 14.1 dargestellt.
Von den 547 getesteten Proben korrelierte der IMAGEN RSV
Test mit dem Standard Test zur RSV-Diagnose in 525 Fällen
(Korrelation = 96%). Empfindlichkeit und Spezifität des IMAGEN
RSV-Tests betrugen insgesamt 93% bzw. 98%, wenn von einer
100% igen Spezifität und Empfindlichkeit der Standardmethoden
ausgegangen wird.
1.Frankl R.I.B., Fauquet C.M., Knudson D.L., Brown F. (1992)
Ann Intern Med 1: 430-431.
lassification and Nomenclature of Viruses. Fifth Report of the
C
International Committee on Taxonomy of Viruses. Archives of
Virology Supplement 2, Spurger Velacy, New York, pp 245-246.
13.Hall C.B., McBride J.T., Gala C.L., Hildreth S.W.,
Die Vorhersagewerte für positive und negative Tests betrugen
98% bzw. 94%.
Empfindlichkeit, Spezifität und Aussagewerte wurden berechnet
wie oben beschrieben25.
Tabelle 14.1 Vergleich der Testergebnisse zwischen dem
IMAGEN RSV Test und dem an zwei klinischen Prüfzentren
angewendeten Standard Test zur RSV Diagnose
TEST ERGEBNIS
Standardtest
Neg
Pos
Pos
Neg
Schnabel K.C. (1985)
2.Gimenez H.B., Cash P., Melvin W.T. (1984)
ibavirin treatment of respiratory syncytial viral infection in
R
infants with underlying cardiopulmonary disease.
onoclonal antibodies to human respiratory syncytial virus and
M
their use in comparison of different virus isolates.
JAMA 254: 3047-3051.
Journal of General Virology 65: 963-971.
14.Taber L.H., Knight V., Gilbert B.E. et al (1983)
3. Respiratory syncytial virus: a community problem.
ibavirin aerosol treatment of bronchiolitis associated with
R
respiratory syncytial virus infection in infants.
British Medical Journal (1979) 2: 457-458.
Pediatrics 72: 613-618.
4.Zaroukian M.H., Leader I. (1988)
15.Ditchburn R.K., McQuillin J., Gardner P.S., Court S.D.M.
(1971) Respiratory syncytial virus in hospital cross infection.
ommunity-acquired pneumonia and infection with respiratory
C
syncytial virus.
American Journal Medical Science 295: 218-222.
British Medical Journal 3: 671-673.
5.Hall W.J., Hall C.B., Speers D.M. (1978)
16.Mintz, Ballard R.A., Sniderman S.H., Roth R.S., Drew W.L.
(1979)
IMAGEN RSV-Test
Neg
Pos
Neg
Pos
Prüfzentrum 1
220
74
6
5
espiratory syncytial virus infection in adults. Clinical, virologic
R
and serial pulmonary function studies.
osocomial respiratory syncytial virus infections in an intensive
N
care nursery: rapid diagnosis by direct immunofluorescence.
Prüfzentrum 2
64
167
11
0
Annals of Internal Medicine 88: 203-205.
Pediatrics 64: 149-153.
ANZAHL DER GETESTETEN
PROBEN
284
241
17
5
6.Tyeryar F.J. (1983)
17.Goldson E.J., McCarthy J.T., Welling M.A., Todd J.K. (1979)
eport of a workshop on respiratory syncytial virus and
R
parainfluenza viruses.
A respiratory syncytial virus outbreak in transitional care nursery.
14.2.KREUZREAKTIVITÄT
Journal of Infectious Diseases 148: 588-598.
Der IMAGEN RSV-Test wurde an Präparationen aus anderen
Viren und Mikroorganismen durchgeführt, die mit hoher
Wahrscheinlichkeit in Sekreten des Respirationstraktes
vorhanden sind. Alle getesteten Organismen (Tabelle 14.2) fielen
mit dem IMAGEN RSV-Testreagenz negativ aus.
7.Gardner P.S., Turk D C., Aherne W.A., Bird T., Holdaway M D.,
Court S.D.M. (1967)
18.Hall C.B., Kopelman A.E., Douglas R G. Jnr., Geiman J.M.,
Meagher M.P. (1979)
Tabelle 14.2 Im IMAGEN RSV Test getestete und
für nicht reaktiv befundene Organismen
American Journal of Disease in Children 133: 1280-1282.
Neonatal respiratory syncytial virus infection.
Deaths associated with respiratory tract infection in childhood.
New England Journal of Medicine 300: 393-396.
British Medical Journal 4: 316-320.
19.Gardner P.S., McQuillin J. (1980)
8.MacDonald N.E., Hall C.B., Suffin S C., Alexson C., Harris P.J.,
Manning J.A. (1982)
apid virus diagnosis: Application of immunofluorescence (2nd
R
Ed.)
Butterworth, London. pp 92-123.
Adenovirus 1 4, 7, 21
Neisseria gonorrhoeae
Branhamella catarrhalis
Neisseria lactamica
espiratory syncytial viral infection in infants with congenital
R
heart disease.
Chlamydia trachomatis
Neisseria meningitidis
New England Journal of Medicine 307: 397-400.
Coxsackie Virus, Typ A9, B1, B3
Neisseria perflava
9.Kimball A.M., Foy H.M., Cooney M.K., Allan l.D., Matlock M.,
20.Johnston S.L.G., Siegel C.S. (1990)
E valuation of direct immunofluorescence, enzyme immunoassay,
centrifugation culture and conventional culture for the detection
of respiratory syncytial virus.
Cytomegalie-Virus
Plorde J.J. (1983)
Parainfluenza Virus, Typ 1, 2 und 3
Isolation of respiratory syncytial and influenza virus from the
sputum of patients hospitalized with pneumonia.
J. Clin. Microbiol 28: 2394-2397.
Journal of Infectious Diseases 147: 181-184.
10.Spelman D.W., Stanley P.A. (1983)
apid diagnosis of respiratory syncytial virus infection by
R
immunofluorescent antibody techniques.
Respiratory syncytial virus pneumonitis in adults.
British Medical Journal 1: 602-605.
Medical Journal of Australia 1: 430-431.
22.Parrott R.H., Kim H.W., Brandt C.D., Beem M.O., Richardson
L., Gerin J.L., Chanock R.M. (1979)
Echovirus, Typ 3, 6, 9
Picorna Virus T V
Herpes Simplex Virus, Typ 1 und 2 Polio Virus- Typ 1 und 2
Influenza Virus, Typ A und B
Rhinovirus
Mycoplasma pneumoniae
Streptococcus pneumoniae
Neisseria cinerea
Varicella Zoster Virus
11.Zaroukian M.H., Kashyap G.H., Wentworth B.B. (1988)
21.McQuillin J., Gardner P.S., (1968)
Am J Med Sci 295: 218-222.
espiratory syncytial virus in “Diagnostic procedures for viral,
R
rickettsial and chlamydial infections”. (Fifth Edition). American
Health Association Inc. Editors: Lenette E.H., and Schmidt N.J.,
pp 695-708.
12.Mathur U., Bentley D.W., Hall C.B. (1980)
23.Krech T., Gerhard Fsadni D., Hofmann N., Miller S.M. (1985)
ase Report: respiratory syncytial virus infection: a cause of
C
respiratory distress syndrome and pneumonia in adults.
Interference of Staphylococcus aureus in the detection of
Chlamydia trachomatis by monoclonal antibodies.
The Lancet. 1161-1162.
24.Hierholzer J.C., Hirsch M.S., (1979)
roup and pneumonia in human infants associated with a new
C
strain of respiratory syncytial virus.
Journal of Infectious Diseases 140: 826-828.
25.Galen R.S. (1982)
pplication of the predictive value model in the analysis of test
A
effectiveness. In Clinics in Laboratory Medicine. Symposium on
Test Selection Strategies.
Volume 2. W. B. Saunders Company, pp 685-699.
IFU X7848A, Überarbeitete November 2012
Oxoid Ltd, Wade Road,
Basingstoke, Hants
RG24 8PW UK
Anfragen jeder Art richten Sie bitte an die für Sie zuständige
Oxoid-Niederlassung oder an Ihren Händler.