Formation PAPPSO

Formation PAPPSO
Olivier Langella
PAPPSO
14 janvier 2014
1/60
Formation PAPPSO
1
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Présentation générale
Formats de fichiers
Conversion et exploration de données
Identification en DeNovo
Identification X!Tandem
Quantification
Déclaration des données brutes
Définition des groupes
Liste des peptides/protéines identifiées
Alignement
Méthodes de quantification
Formats de sortie
Lancement d’une quantification
Matching de pics
Dans la pratique
PROTICdb
Remerciements
2/60
Présentation générale
Présentation générale
PAPPSO
traitements bioinformatiques pour l'analyse de données en protéomique
logiciels
mise à
prestations
Types d'analyses
libres
disposition
- identification de
protéines (mass
matching)
- extraction de
courants d'ions
- traitement du signal
- alignements de run
MS
- reproductibilité
- normalisation
- analyses
multivariées
- méthodes
bayésiennes
- recherche de
précurseurs par
similarité de spectres
- métaprotéomique
analyses MS
brutes +
identifications
X!TandemPipeline
(PAPPSO)
résultats
d'identifications
expertisés
MassChroQ
(PAPPSO)
quantification
de peptides
scripts R
(PAPPSO)
quantification
de protéines
SpectrumFinder
(PAPPSO)
Pipeline DeNovo
(PAPPSO)
diffusion / formations /
communications
3/60
développements
à façon
demande
d'analyses
simples
PROTICdb ou fichiers
- inspection
manuelle
- filtres
automatiques
X!Tandem
(thegpm.org)
collaborations
partenariat
scientifique
Présentation générale
Logiciels libres
Free as a speach (not as a beer)
Utiliser des logiciels existants sans restriction
Etudier et modifier ces logiciels
Intégrer : pipelines de traitement complets
Redistribuer
4/60
Présentation générale
PAPPSO key
Clé usb bootable
Environnement de travail complet
Mises à jour automatique
Installation sur le disque dur
5/60
Formats de fichiers
Formats de fichiers
Données MS
Principaux formats
Fichiers RAW : binaires fermés provenant des constructeurs
mzXml (SPC) : ouvert et documenté, usage courant (2002)
mzMl (PSI) : ouvert et documenté, peu courant (2008-2009)
Point importants
Précision : 32 ou 64 bits
Signal continu ou centroidé
6/60
Formats de fichiers
Formats de fichiers
Identifications
Principaux formats (ouverts et documentés
Résultats X!Tandem
pepXML (SPC) : assignements scans/peptides
protXML (SPC) : assignements protéines/peptides
idXML (TOPP) : combinaison du pep et protXML
mzIdentML (PSI) : peu courant (2011)
7/60
Formats de fichiers
Formats de fichiers
Quantifications
Principaux formats (ouverts et documentés)
masschroqML
mzQuantML (PSI) : peu courant (2013)
8/60
Formats de fichiers
Formats de fichiers
PROTICdbML
Intégration des données
Données brutes (mzData)
Identifications
Quantification (masschroqML)
Gel 2D
Description d’échantillons
9/60
Conversion et exploration de données
Conversion avec MsConvert
10/60
Conversion et exploration de données
TOPP The OpenMS Proteomics Pipeline
Multiplateformes
Linux, Windows (32-bit, 64-bit), Mac OS X dmg (64-bit)
Formats standards
mzML, mzData, mz-XML, ANDI/MS
Boı̂te à outils
TOPPView interface graphique : visualisation, analyse et
manipulation des données de protéomiques
TOPPAS
...
11/60
Conversion et exploration de données
TOPPView
12/60
Conversion et exploration de données
Database Manager
13/60
Conversion et exploration de données
Database Manager
Fonctionnalités
Gestion des fichiers Fasta (source, espèce, version, type,
description...)
Combinaisons de fichiers (union)
Transformation de fichiers (protein/peptide reverse, random...)
Traduction ADN vers Protéines
Vérification du format
14/60
Identification en DeNovo
De Novo pipeline
15/60
Identification en DeNovo
De Novo pipeline
Interface graphique pour Pepnovo et Fasts
Deux étapes
1
Identification DeNovo avec Pepnovo
2
Recherche de protéines avec Fasts
16/60
Identification en DeNovo
Identification DeNovo avec Pepnovo
Des données MSn (format mzXml)
Choisir un seuil de qualité des spectres
Ecarter de la recherche les spectres déjà identifiés (optionnel
X!TandemPipeline)
17/60
Identification en DeNovo
Recherche de protéines avec Fasts
Disposer d’une base de données Fasta de protéines voisines
Sélectionner une base de données Fasta de contaminants
Ecarter de la recherche les spectres déjà identifiés
(X!TandemPipeline)
18/60
Identification en DeNovo
De Novo pipeline
19/60
Identification en DeNovo
Limites de cette approche
Fiabilité du DeNovo
Recherche d’homologies
Temps de calcul
20/60
Quantification
MassChroQ
Mass Chromatogram Quantification
ass
ChroQ
21/60
Quantification
Fonctionnalités générales
Alignement de runs MS
Extraction de XICs (eXtracted Ion Chromatogram)
Détection de pics
Quantification (mesure des aires sous les pics)
22/60
Quantification
Type d’expériences prises en charge
Spectromètres de haute ou basse résolution
Avec ou sans marquage isotopique (e.g. SILAC, ICAT, N-15,
C-13, etc.)
Fractionnements LC-MS (SCX, SDS-PAGE,...)
23/60
Quantification
Flexibilité
Paramètrage de chaque étape (traitement du signal,
détection...)
Traçabilité des opérations
Extraction de XICs à partir de liste de masse m/z, m/z +
temps de rétention ou peptides identifiés
Basé sur un fichier de configuration en XML
24/60
Quantification
MassChroQml
MassChroQ Markup Language
Structure
Déclaration des données brutes (balise rawdata 1)
Définition des groupes (groups 1)
Déclaration des peptides/protéines identifiées (1)
Alignement des runs LC (alignments 1)
Définition de la (ou des) méthode de quantification
(quantification methods)
Définition des formats de sorties (xml, txt, html, gnumeric...)
Définition des traces (optionnel)
Lancement des quantifications dans un groupe, avec une méthode
sur peptides, mz/rt ou mz
25/60
Quantification
MassChroQml (exemple) I
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<?xml version="1.0" encoding="UTF-8" standalone="no"?>
<rawdata>
<data_file id="samp0" format="mzxml" path="bsa1.mzXML" type="centroid" />
<data_file id="samp1" format="mzxml" path="bsa2.mzXML" type="profile" />
<data_file id="samp2" format="mzml" path="/home/user/bsa3.mzml"
type="profile" />
<data_file id="samp3" format="mzml" path="/home/user/bsa4.mzml"
type="profile" />
</rawdata>
<groups>
<group data_ids="samp0 samp1" id="G1" />
<group data_ids="samp2 samp3" id="G2" />
</groups>
<peptide_files_list>
<peptide_file data="samp0" path="bsa1_peptides.txt" />
<peptide_file data="samp1" path="bsa2_peptides.txt" />
<peptide_file data="samp2" path="bsa3_peptides.txt" />
<peptide_file data="samp3" path="bsa4_peptides.txt" />
</peptide_files_list>
<protein_list>
<protein desc="conta|P02769|ALBU_BOVIN SERUM ALBUMIN PRECURSOR."
id="P1.1" />
<protein desc="conta|P02770|ALBU_RAT SERUM ALBUMIN PRECURSOR."
id="P1.2" />
</protein_list>
<peptide_list>
<peptide id="pep0" mh="1463.626" mods="114.08" prot_ids="P1.1"
seq="TCVADESHAGCEK">
<observed_in data="samp0" scan="655" z="2" />
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Quantification
MassChroQml (exemple) II
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<observed_in data="samp1" scan="798" z="2" />
</peptide>
<peptide id="pep1" mh="1103.461" mods="57.04" prot_ids="P1.1"
seq="ADESHAGCEK">
<observed_in data="samp3" scan="663" z="2" />
</peptide>
</peptide_list>
<isotope_label_list>
<isotope_label id="iso1">
<mod at="Nter" value="28.0" />
<mod at="K" value="28.0" />
</isotope_label>
<isotope_label id="iso2">
<mod at="Nter" value="32.0" />
<mod at="K" value="32.0" />
</isotope_label>
</isotope_label_list>
<alignments>
<alignment_methods>
<alignment_method id="my_ms2">
<ms2>
<ms2_tendency_halfwindow>10</ms2_tendency_halfwindow>
<ms2_smoothing_halfwindow>5</ms2_smoothing_halfwindow>
<ms1_smoothing_halfwindow>3</ms1_smoothing_halfwindow>
</ms2>
</alignment_method>
<alignment_method id="my_obiwarp">
<obiwarp>
<lmat_precision>1</lmat_precision>
<mz_start>500</mz_start>
27/60
Quantification
MassChroQml (exemple) III
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<mz_stop>1200</mz_stop>
</obiwarp>
</alignment_method>
</alignment_methods>
<align group_id="G1" method_id="my_ms2" reference_data_id="samp0" />
<align group_id="G2" method_id="my_obiwarp" reference_data_id="samp2" />
</alignments>
<quantification_methods>
<quantification_method id="my_qzivy">
<xic_extraction xic_type="sum">
<mz_range max="0.3" min="0.3" />
</xic_extraction>
<xic_filters>
<anti_spike half="5" />
<background half_mediane="5" half_min_max="15" />
<smoothing half="3" />
</xic_filters>
<peak_detection>
<detection_zivy>
<mean_filter_half_edge>1</mean_filter_half_edge>
<minmax_half_edge>3</minmax_half_edge>
<maxmin_half_edge>2</maxmin_half_edge>
<detection_threshold_on_max>5000</detection_threshold_on_max>
<detection_threshold_on_min>3000</detection_threshold_on_min>
</detection_zivy>
</peak_detection>
</quantification_method>
<quantification_method id="my_moulon">
<xic_extraction xic_type="max">
<ppm_range max="10" min="10" />
28/60
Quantification
MassChroQml (exemple) IV
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</xic_extraction>
<xic_filters>
<background half_mediane="5" half_min_max="15" />
</xic_filters>
<peak_detection>
<detection_moulon>
<smoothing_point>3</smoothing_point>
<TIC_start>5000</TIC_start>
<TIC_stop>3000</TIC_stop>
</detection_moulon>
</peak_detection>
</quantification_method>
</quantification_methods>
<quantification>
<quantification_results>
<quantification_result output_file="result1"
format="tsv" />
<quantification_result output_file="result2"
format="gnumeric" />
<quantification_result output_file="result3"
format="xhtmltable" />
<quantification_result output_file="result4"
format="masschroqml" xic_traces="true" />
</quantification_results>
<quantification_traces>
<peptide_traces peptide_ids="pep0 pep1" output_dir="pep_traces"
format="tsv" />
<all_xics_traces output_dir="all_xics_traces" format="tsv" />
<mz_traces mz_values="634.635 449.754 552.234" output_dir="mz_traces"
format="tsv" />
29/60
Quantification
MassChroQml (exemple) V
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<mzrt_traces output_dir="mzrt_traces" format="tsv">
<mzrt_values>
<mzrt_value mz="732.317" rt="230.712" />
<mzrt_value mz="575.256" rt="254.788" />
</mzrt_values>
</mzrt_traces>
</quantification_traces>
<quantify id="q1" withingroup="G1" quantification_method_id="my_qzivy">
<peptides_in_peptide_list mode="real_or_mean" />
</quantify>
</quantification>
</masschroq>
30/60
Quantification
Déclaration des données brutes
Déclaration des données brutes
1
2
3
4
5
<rawdata time_values_dir="masschroq_tests/time">
<data_file id="samp0" format="mzxml" path="bsa1.mzXML"/>
<data_file id="samp1" format="mzxml" path="../bsa2.mzXML" />
<data_file id="samp2" format="mzml" path="/home/user/bsa3.mzml" />
</rawdata>
attribut de la balise rawdata
time values dir répertoire contenant les fichiers de correction des
temps de rétention (Cf alignements)
attributs de la balise data file
id identifiant obligatoire
format mzXml ou mzMl...
path chemin relatif ou absolu
31/60
Quantification
Définition des groupes
Définition des groupes
32/60
Quantification
Définition des groupes
Définition des groupes
sample1 sample2 sample3 sample4
sample5 sample6
sample7 sample8
Group1
Group2
sample9 sample10 sample11 sample12 Group3
sample13 sample14 sample15 sample16
33/60
Group4
Quantification
Définition des groupes
Définition des groupes
1
2
3
4
<groups>
<group data_ids="samp0 samp1" id="G1" />
<group data_ids="samp2 samp3" id="G2" />
</groups>
attributs de la balise group
data ids identifiants des fichiers de données (échantillons)
id identifiant du groupe
34/60
Quantification
Liste des peptides/protéines identifiées
Déclaration des peptides/protéines identifiées
généré par X!TandemPipelineou fourni par l’utilisateur (en
texte tabulé)
liste de protéines (identifiant + description)
liste de peptides (identifiant + mh + mods + id des protéines
identifiées)
chaque identification de peptide est signalée par la référence
vers le run ms (sample id), le numéro de scan de l’observation
et la charge à laquelle il a été observé
35/60
Quantification
Liste des peptides/protéines identifiées
Déclaration des peptides/protéines identifiées
importance du numéro de scan
le numéro de scan permet de retrouver toutes les informations
relatives au précurseur de l’ion observé en MSMS :
le temps de rétention (essentiel pour pouvoir associer un pic
MS à un peptide)
l’intensité du précurseur (utilisée par MassChroQpour affiner
le matching de pics)
36/60
Quantification
Liste des peptides/protéines identifiées
Déclaration des peptides/protéines identifiées
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<protein_list>
<protein desc="conta|P02769|ALBU_BOVIN SERUM ALBUMIN PRECURSOR."
id="P1.1" />
<protein desc="conta|P02770|ALBU_RAT SERUM ALBUMIN PRECURSOR."
id="P1.2" />
</protein_list>
<peptide_list>
<peptide id="pep0" mh="1463.626" mods="114.08" prot_ids="P1.1"
seq="TCVADESHAGCEK">
<observed_in data="samp0" scan="655" z="2" />
<observed_in data="samp1" scan="798" z="2" />
</peptide>
<peptide id="pep1" mh="1103.461" mods="57.04" prot_ids="P1.1"
seq="ADESHAGCEK">
<observed_in data="samp3" scan="663" z="2" />
</peptide>
</peptide_list>
37/60
Quantification
Liste des peptides/protéines identifiées
Marquage isotopique (SILAC, ICAT, N-15, C-13, etc)
Définition des isotopes
On peut indiquer à la suite de la liste de peptides identifiés les
marqueurs utilisés. Chaque marqueur contient une description des
différences de masses qu’il induit, sur quel acide aminé et quelle
position.
MassChroQ peut ainsi calculer pour chaque peptide la masse du
peptide marqué qu’il doit rechercher
38/60
Quantification
Liste des peptides/protéines identifiées
Marquage isotopique : définition des isotopes
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
<isotope_label_list>
<isotope_label id="iso1">
<mod at="Nter" value="28.0" />
<mod at="K" value="28.0" />
</isotope_label>
<isotope_label id="iso2">
<mod at="Nter" value="32.0" />
<mod at="K" value="32.0" />
</isotope_label>
</isotope_label_list>
39/60
Quantification
Alignement
Alignement des runs LC
La quantification dans MassChroQ est basée sur les XICs :
40/60
Quantification
Alignement
Alignement des runs LC
La quantification dans MassChroQ est basée sur les XICs :
Entre runs LC, les temps de rétention peuvent différer légèrement
⇒ il faut aligner les runs LC pour pouvoir utiliser le temps de
rétention comme référence
40/60
Quantification
Alignement
Alignement des runs LC
Accès à l’intensité d’un peptide même si il n’a pas été identifié.
Intensité
5×10
4×10
3×10
2×10
10
6
6×10
6
5×10
Run LC 1
6
6
Intensité
6×10
Peptide identifié en MSMS
6
6
0
Intensité
5×10
4×10
3×10
2×10
10
0
2
4
6
8
10
12
14
16
2×10
6
Run LC 2
6
6
6
6
0
2
4
6
8
6
Run LC 3
6
6
6
Peptide non identifié
6
0
0
2
4
6
8
Temps (min)
6
0
3×10
10
Temps (min)
6×10
4×10
6
10
12
14
Temps (min)
41/60
16
10
12
14
16
Quantification
Alignement
Deux méthodes d’alignement
Utilisation des données MS
Méthodes dérivées de l’analyse
de chromatogramme
Utilisation des données MS/MS
Les peptides communs servent
de points d’ancrage.
Obiwarp
42/60
Quantification
Alignement
Deux méthodes d’alignement
40
A
Les peptides communs servent
de points d’ancrage.
Time correction (s)
0
−20
Utilisation des données MS/MS
−40
Méthodes dérivées de l’analyse
de chromatogramme
20
Utilisation des données MS
1000
2000
3000
Retention time (s)
MassChroQ
42/60
4000
5000
Quantification
Alignement
Alignement dans MassChroQstudio
43/60
Quantification
Alignement
Alignement dans MassChroQstudio
43/60
Quantification
Alignement
Description des méthodes d’alignement
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
<alignments>
<alignment_methods>
<alignment_method id="my_ms2">
<ms2>
<ms2_tendency_halfwindow>10</ms2_tendency_halfwindow>
<ms2_smoothing_halfwindow>5</ms2_smoothing_halfwindow>
<ms1_smoothing_halfwindow>3</ms1_smoothing_halfwindow>
</ms2>
</alignment_method>
<alignment_method id="my_obiwarp">
<obiwarp>
<lmat_precision>1</lmat_precision>
<mz_start>500</mz_start>
<mz_stop>1200</mz_stop>
</obiwarp>
</alignment_method>
</alignment_methods>
<align group_id="G1" method_id="my_ms2" reference_data_id="samp0" />
<align group_id="G2" method_id="my_obiwarp" reference_data_id="samp2" />
</alignments>
44/60
Quantification
Méthodes de quantification
Méthodes de quantification
Une méthode de quantification dans MassChroQdécrit
plusieurs étapes
extraction des XICs
traitement/filtrage des XICs
détection des pics
45/60
Quantification
Méthodes de quantification
Extraction de XICs
46/60
Quantification
Méthodes de quantification
Extraction de XICs
Définition de l’intervalle
mz range
ppm range
Méthode de calcul de l’intensité
somme des intensité (≡ TIC Total Ion Current)
maximum d’intensité (≡ base peak chromatogram)
46/60
Quantification
Méthodes de quantification
Traitement/filtrage des XICs
Type des filtres
soustraction du bruit de fond
lissage (non présenté)
anti-spike
47/60
Quantification
Méthodes de quantification
Traitement/filtrage des XICs
Type des filtres
soustraction du bruit de fond
lissage (non présenté)
anti-spike
47/60
Quantification
Méthodes de quantification
Traitement/filtrage des XICs
Type des filtres
soustraction du bruit de fond
lissage (non présenté)
anti-spike
47/60
Quantification
Méthodes de quantification
Détection des pics
Deux méthodes
Moulon (non présenté)
Zivy
48/60
Quantification
Méthodes de quantification
Détection Zivy
concept du “open/close”
0
10000
20000
30000
XIC
Closed XIC
Opened XIC
1100
1200
1300
49/60
1400
1500
Quantification
Méthodes de quantification
Détection Zivy
concept du “open/close”
XIC
Closed XIC (max min)
max
49/60
fenêtre du max
Quantification
Méthodes de quantification
Détection Zivy
concept du “open/close”
60000
Peak detection
30000
20000
Threshold on max (closed)
10000
Threshold on min (opened)
0
Intensity
40000
50000
Smoothed XIC
Closed XIC
Opened XIC
Maximum on Closed XIC
Detected peaks
1100
1200
49/60
1300
1400
1500
Quantification
Méthodes de quantification
Quantification Zivy
XIC
Closed XIC
Detected peaks
Peak boundaries
50/60
Quantification
Méthodes de quantification
Description des méthodes de quantification
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
<quantification_methods>
<quantification_method id="my_qzivy">
<xic_extraction xic_type="sum">
<mz_range max="0.3" min="0.3" />
</xic_extraction>
<xic_filters>
<anti_spike half="5" />
<background half_mediane="5" half_min_max="15" />
<smoothing half="3" />
</xic_filters>
<peak_detection>
<detection_zivy>
<mean_filter_half_edge>1</mean_filter_half_edge>
<minmax_half_edge>3</minmax_half_edge>
<maxmin_half_edge>2</maxmin_half_edge>
<detection_threshold_on_max>5000</detection_threshold_on_max>
<detection_threshold_on_min>3000</detection_threshold_on_min>
</detection_zivy>
</peak_detection>
</quantification_method>
</quantification_methods>
51/60
Quantification
Formats de sortie
Formats de sortie
1
2
3
4
5
6
7
<quantification>
<quantification_results>
<quantification_result
<quantification_result
<quantification_result
<quantification_result
</quantification_results>
output_file="result1"
output_file="result2"
output_file="result3"
output_file="result4"
format="tsv" />
format="gnumeric" />
format="xhtmltable" />
format="masschroqml" xic_traces="true" />
attributs de la balise quantification result
output file chemin et nom du fichier de sortie
format mzXml format du fichier (tsv, masschroqml,
gnumeric, xhtmltable)
52/60
Quantification
Formats de sortie
Format TSV (texte tabulé)
Trois fichiers
* pep.tsv quantification de chaque peptide
* prot.tsv liaisons entre peptides et protéines
* compar.tsv valeurs de quanti par échantillons
53/60
Quantification
Formats de sortie
Format TSV (texte tabulé)
Trois fichiers
* pep.tsv quantification de chaque peptide
* prot.tsv liaisons entre peptides et protéines
* compar.tsv valeurs de quanti par échantillons
53/60
Quantification
Formats de sortie
Format TSV (texte tabulé)
Trois fichiers
* pep.tsv quantification de chaque peptide
* prot.tsv liaisons entre peptides et protéines
* compar.tsv valeurs de quanti par échantillons
53/60
Quantification
Formats de sortie
MassChroQml
Fichier XML contenant tous les résultats de MassChroQ. Il peut
être directement importé dans PROTICdb.
54/60
Quantification
Formats de sortie
Traces
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
<quantification_traces>
<peptide_traces peptide_ids="pep0 pep1" output_dir="pep_traces"
format="tsv" />
<all_xics_traces output_dir="all_xics_traces" format="tsv" />
<mz_traces mz_values="634.635 449.754 552.234" output_dir="mz_traces"
format="tsv" />
<mzrt_traces output_dir="mzrt_traces" format="tsv">
<mzrt_values>
<mzrt_value mz="732.317" rt="230.712" />
<mzrt_value mz="575.256" rt="254.788" />
</mzrt_values>
</mzrt_traces>
</quantification_traces>
55/60
Quantification
Lancement d’une quantification
Lancement d’une quantification
1
2
3
4
<quantify id="q1" withingroup="G1" quantification_method_id="my_qzivy">
<peptides_in_peptide_list mode="real_or_mean" />
</quantify>
</quantification>
Signification :
Lance une quantification dans le groupe “G1” en utilisant la
méthode “my qzivy” sur les peptides définis dans la liste.
Signification de “mode”
Le mode permet de choisir la méthode de matching à utiliser...
56/60
Quantification
Matching de pics
Matching de pics
Intensité
5×10
4×10
3×10
2×10
10
6
6×10
6
5×10
Run LC 1
6
6
Intensité
6×10
Peptide identifié en MSMS
6
6
0
Intensité
5×10
4×10
3×10
2×10
10
0
2
4
6
8
10
12
14
16
2×10
6
Run LC 2
6
6
6
6
0
2
4
6
8
6
Run LC 3
6
6
6
Peptide non identifié
6
0
0
2
4
6
8
Temps (min)
6
0
3×10
10
Temps (min)
6×10
4×10
6
10
12
14
Temps (min)
57/60
16
10
12
14
16
Quantification
Matching de pics
Matching de pics
Intensité
5×10
4×10
3×10
2×10
10
6
6×10
Best Rt
6
5×10
Run LC 1
6
6
Intensité
6×10
Peptide identifié en MSMS
6
6
0
Intensité
5×10
4×10
3×10
2×10
10
3×10
2×10
10
0
2
4
6
8
10
12
14
16
Temps (min)
6×10
4×10
6
6
Best Rt
Run1
6
Run LC 3
6
6
Best Rt
Run2
6
0
0
2
4
6
8
Peptide non identifié
10
12
14
Temps (min)
6
6
Run LC 2
6
Evènement MS/MS
6
6
6
0
Best Rt
0
2
4
6
8
10
12
14
16
Temps (min)
Un pic est matché avec un peptide si ses limites contiennent le
temps de rétention attribué à un peptide
57/60
16
Quantification
Matching de pics
Modes de matching
mean
la moyenne des “best Rt” est calculée sur tous les peptides
identifiés. C’est cette valeur unique pour chaque peptide qui est
utilisée comme référence dans tous les runs.
real or mean
idem, mais dans les runs où l’on a eu une identification MS/MS,
c’est le temps de rétention observé (best Rt si il y en a plusieurs)
qui est la référence
58/60
Quantification
Matching de pics
Modes de matching
Intensité
5×10
4×10
3×10
2×10
10
6
6×10
Best Rt
6
5×10
Run LC 1
6
6
Intensité
6×10
Peptide identifié en MSMS
6
6
0
4×10
3×10
2×10
10
0
2
4
6
8
10
12
14
6
6
Mean Rt
6
Best Rt
Run2
6
0
2
4
6
Temps (min)
Intensité
5×10
4×10
3×10
2×10
10
6×10
6
5×10
Run LC 2
6
6
6
6
0
2
4
6
8
4×10
3×10
2×10
10
Best Rt
0
8
Peptide non identifié
10
12
14
16
Temps (min)
6
Intensité
6×10
Run LC 3
6
0
16
Best Rt
Run1
6
10
12
14
16
6
6
Best Rt
Run1
6
Run LC 4
6
Mean Rt
6
Best Rt
Run2
6
0
0
2
4
6
8
Temps (min)
Temps (min)
58/60
Peptide non identifié
10
12
14
16
Quantification
Matching de pics
Modes de matching
post matching
Tous les pics détectés sont quantifiés dans tous les runs,
identifiés ou non
Les peptides observés en MS/MS permettent de calculer le
temps de référence en prenant les sommets des pics (moyenne
des Rt des sommets)
Le matching se fait après la quantification en se basant sur les
pics les plus intenses
58/60
Quantification
Matching de pics
Modes de matching
Intensité
5×10
4×10
3×10
2×10
10
6
Top of the peak
6
Best Rt
6×10
5×10
Run LC 1
6
6
Intensité
6×10
Peptide identifié en MSMS
6
6
0
4×10
3×10
2×10
10
0
2
4
6
8
10
12
14
6
6
6
Peptide non identifié
6
0
2
4
6
Temps (min)
Intensité
5×10
4×10
3×10
2×10
10
Top of the peak
6×10
6
5×10
Run LC 2
6
6
6
6
0
2
4
6
8
4×10
3×10
2×10
10
Best Rt
0
8
10
12
14
16
Temps (min)
Intensité
6×10
6
Run LC 3
6
0
16
Mean of top
Rt
6
10
12
14
16
6
6
Mean of top
Rt
6
Run LC 4
6
6
Peptide non identifié
6
0
0
2
4
6
8
Temps (min)
Temps (min)
58/60
10
12
14
16
Quantification
Dans la pratique
En pratique
Le fichier MassChroQml est
généré par X!TandemPipeline
MassChroQstudio permet de
vérifier les paramètres
MassChroQgui permet de lancer
la quantification
59/60
Quantification
Dans la pratique
En pratique
Le fichier MassChroQml est
généré par X!TandemPipeline
MassChroQstudio permet de
vérifier les paramètres
MassChroQgui permet de lancer
la quantification
59/60
Quantification
Dans la pratique
En pratique
Le fichier MassChroQml est
généré par X!TandemPipeline
MassChroQstudio permet de
vérifier les paramètres
MassChroQgui permet de lancer
la quantification
59/60
Quantification
Dans la pratique
En pratique
Le fichier MassChroQml est
généré par X!TandemPipeline
MassChroQstudio permet de
vérifier les paramètres
MassChroQgui permet de lancer
la quantification
59/60
Remerciements
Remerciements
Equipe PAPPSO
WANTED
Dangerous
Hacker
Benoit Valot
Edlira Nano
60/60