ecole nationale veterinaire de lyon

Transcription

ECOLE NATIONALE VETERINAIRE DE LYON
Année 2007 - Thèse n° ….
CONTRIBUTION A L’ETUDE DE LA DETECTION DES
CHALEURS PAR VIDEOSURVEILLANCE CHEZ LA VACHE
LAITIERE. COMPARAISON AVEC LES PROFILS DE
PROGESTERONE.
THESE
Présentée à l’université CLAUDE - BERNARD - LYON I
(Médecine et Pharmacie)
et soutenue publiquement le 19 octobre 2007
pour obtenir le grade de Docteur Vétérinaire
Par
Franck POINT
Né le 29 avril 1982
A Saint Etienne (Loire)
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A Monsieur le professeur Michel PUGEAT,
De la Faculté de Médecine de Lyon,
Pour nous avoir fait l’honneur d’accepter la présidence de notre Jury de thèse,
Hommages respectueux.
A Monsieur le professeur François BADINAND,
De l’Ecole Nationale Vétérinaire de Lyon,
Qui nous a fait l’honneur d’encadrer ce travail avec disponibilité et bienveillance,
Qu’il trouve ici l’expression de notre reconnaissance et de notre respect les plus sincères.
A Monsieur le professeur Pierre GUERIN,
De l’Ecole Nationale Vétérinaire de Lyon,
Qui nous a fait l’honneur de faire partie de ce jury de thèse,
Sincères remerciements.
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A mes parents.
Vous m’avez tant apporté.
Je vous remercie de m’avoir soutenu et aidé depuis toujours.
Je vous aime.
A ma Grand-mère, pleine d’énergie. Merci pour tout l’amour que tu m’as donné.
A la mémoire de mon Grand-père, qui m’a toujours poussé à faire les choses jusqu’au bout.
A Nico, mon petit frère qui me supporte depuis 21 ans. Je te souhaite plein de bonheur dans le
Sud-Ouest.
A mon parrain, Marc, merci pour ta gentillesse et ton intérêt pour mon travail.
A toute ma famille.
A Jeanne-Lise, mon petit cœur, qui m’apporte tellement de bonheur depuis quatre ans.
Chaque jour que je vis avec toi me montre à quel point nous sommes faits l’un pour l’autre.
Je t’aime…
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A tous les vétos :
A Jam, la classe lyonnaise, et à Piwi, l’italo-helvetico-créole, mes deux compères depuis le
Parc. Tous les moments passés avec vous n’ont été que du bonheur, même les lendemains de
derby. Merci pour toujours avoir été à mes cotés et vive les soirées gastronomiques.
A Nouye, le sudiste, ton huile d’olive et tes Boubous me font rêver. Et les ptits z’oiseaux…
A Fan, ta bonne humeur et ta joie de vivre, tes imitations de Pokemon et ton déguisement de
Beetlejuice. Tiiliii…
A Tigrou et Doumé, mes deux fistons. Votre papa est fier de vous.
A Bat, l’américain, notre goût partagé pour les RHCP, les baptêmes que je n’aurais jamais
réalisés sans toi. J’adore ta grande gueule.
A Marianne, ma co-impétrante. Ta cuisine et ton sourire sont un régal.
A Aurore, ma ptite courgette, au bad-trip sur ta pelouse et aux nuits dans ton lit.
A Lob, la grande blonde, aux dartos que je ne pourrai jamais faire et aux grands plaquages de
fin de boum.
A Jane, la cavalière québécoise, ma partenaire de sexy, à toutes les fois où tu m’a sauvé la vie
en équine.
A Adrien, Jo le cynique, qui égayait mes matinées de D2, ton humour me plie en deux.
A Béa, ma partenaire de coinche, aux soirées fondues et cartes à Francheville.
A Tiflette, mon rayon de soleil de cinq heures du mat’ au bar, nos aller-retour au ptit Marcy, à
nos paillardes de fin de soirées.
A tous les IDG qui m’ont accompagné au cours de ces cinq années : Miko, Mél, Pissette,
Dibule, Ped et Mathieu.
A tous ceux avec qui j’ai vécu de merveilleux moments en soirée et ailleurs : Lolo, et son
Beagle, Garga, le motard, Emilie, Roger et Rogette, Yoko, Loul, Trocho, Pockie, PH et
tous les autres…
Au groupe d’anciens qui m’a accueilli dans cette école : Bartim, mon ancienne, Marie, Pat,
Alliage, Bed et Goupil.
A ceux qui m’ont fait découvrir la Faluche : Titi, qui m’a tout appris depuis mon premier jour
à l’ENVL, Thomas, et son rire tellement contagieux, Colt, mon mentor Faluchard, Jéremy et
Bertrand.
A mes poulots JJP : Agathe, Clem, Thiébault, Pierrick…
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A tous ceux que j’ai rencontré grâce au rugby :
A Crams mon petit poulet, nos passes et nos essais, les férias et les semaines de repos en
Corrèze, je te souhaite plein de bonheur avec Sophie.
A Boule, talonneur grincheux, à tes interceptions et aux arrêts à la station en rentrant de
Givors.
A Lio, le papa de l’équipe, et à Julie.
A Maff, le G.O., à Poy, Pierrot, Coco et Bweb, aux soirées à la Bodéga.
A tous les joueurs et entraîneurs du CASE et du SOG.
A tous les rugbymen et rugbyquettes de l’ENVL…
A toutes les personnes hors-catégorie :
A Boris, mon toulonnais, aux parties de huit américain et aux café-clopes à l’internat, aux
balades en zodiac dans les parcs à moules et aux photos devant la coupe du monde, plein de
bonheur avec ta Cynthia.
A Jo et Thom, les supporters des Verts, à nos années à Sainté, à Alain, Math et Pierre.
A tous ceux que j’ai pu oublié et qui se sentent concernés, désolé et encore
merci à tous et pour tout.
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Table des matières
LISTE DES FIGURES........................................................................................................... 15
LISTE DES TABLEAUX ...................................................................................................... 16
LISTE DES ANNEXES ......................................................................................................... 16
INTRODUCTION.................................................................................................................. 17
1. RAPPELS SUR LA SEXUALITE DES BOVINS ........................................................ 18
1.1. RAPPELS SUR LA PHYSIOLOGIE SEXUELLE DE LA VACHE .............................................. 18
1.1.1. Introduction sur le cycle œstral............................................................................ 18
1.1.2. Le cycle comportemental...................................................................................... 19
1.1.3. Evénements anatomo-histologiques au cours du cycle ........................................ 20
1.1.4. Sécrétion et dynamique des hormones impliquées dans le cycle ......................... 26
1.2. ANŒSTRUS POST-PARTUM ET REPRISE DE LA CYCLICITE .............................................. 29
1.2.1. Reprise de l’activité ovarienne............................................................................. 29
1.2.2. Reprise de l’activité hormonale ........................................................................... 32
1.2.3. Facteurs influençant la reprise d’activité ............................................................ 36
1.2.4. Schémas de reprise de la cyclicité et anomalies possibles................................... 38
1.3. PLACE DE LA PROGESTERONE DANS LE CYCLE DE LA VACHE ........................................ 42
1.3.1. Rappel biochimique et physiologique .................................................................. 42
1.3.2. Evolution de la progestéronémie.......................................................................... 44
1.3.3. La progestérone et le lait de vache ...................................................................... 46
1.3.4. Dosage de la progestérone en pratique ............................................................... 49
2. EXPRESSION ET DETECTION DES CHALEURS .................................................. 55
2.1. IMPORTANCE DE LA DETECTION DES CHALEURS ........................................................... 55
2.2. LE COMPORTEMENT D’ŒSTRUS .................................................................................... 55
2.3. LES DIFFERENTES METHODES D’ASSISTANCE A LA DETECTION DES CHALEURS ............ 61
2.3.1. Techniques basées sur l'« acceptation du chevauchement»................................. 61
2.3.2. Techniques complémentaires............................................................................. 67
2.3.3. Techniques alternatives.................................................................................... 69
3. L’EXPERIMENTATION: « COMPARAISON DE DIFFERENTES METHODES
D’UTILISATION D’UN DISPOSITIF DE VIDEOSURVEILLANCE POUR LA
DETECTION DES CHALEURS »....................................................................................... 71
3.1. MATERIEL .................................................................................................................... 71
3.1.1. L’élevage .............................................................................................................. 71
3.1.2. Le système de vidéosurveillance .......................................................................... 71
3.2. METHODES................................................................................................................... 74
3.2.1. Détection des chaleurs par l’éleveur ................................................................... 74
3.2.2. Le dépouillement des vidéos................................................................................. 75
3.2.3. Courbes de progestérone et détermination de la phase ovulatoire ..................... 75
3.3. RESULTATS .................................................................................................................. 76
3.3.1. Les phases ovulatoires ......................................................................................... 76
3.3.2. Durée d’observation............................................................................................. 76
3.3.3. Temps d’identification.......................................................................................... 77
13
3.3.4. Sensibilité des différentes méthodes ..................................................................... 77
3.3.5. Spécificité ............................................................................................................. 79
3.3.6. Temps réel observé............................................................................................... 79
3.3.7. Premier chevauchement ....................................................................................... 81
3.3.8. Intervalle première acceptation de chevauchement – I.A. ................................... 82
3.4. DISCUSSION ................................................................................................................. 83
3.4.1. Les résultats des différentes méthodes ................................................................. 83
3.4.2. Limites de l’étude et améliorations souhaitables pour une prochaine
expérimentation ................................................................................................................. 90
CONCLUSION....................................................................................................................... 91
ANNEXES............................................................................................................................... 93
BIBLIOGRAPHIE ............................................................................................................... 111
14
Liste des figures
Figure 1 : Schéma de l'ovaire (Laforest, 2005) ........................................................................ 23
Figure 2 : Courbe des différentes hormones au cours du cycle ............................................... 29
Figure 3 : Pourcentage de vaches en anœstrus en fonction de leur note d'état corporel (Lopez
et al., 2005)....................................................................................................................... 38
Figure 4 : Formule développée de la progestérone .................................................................. 42
Figure 5 : Courbe de progestérone au cours du cycle (D’après Horan et al., 2005) ................ 45
Figure 6 : Acceptation de chevauchement ............................................................................... 56
Figure 7 : RAIDL-stick© (www.raidex.de) ............................................................................. 63
Figure 8 : Capsule Kamar (www.kamarinc.com) .................................................................... 64
Figure 9 : Une capsule Kamar fixer sur la croupe.................................................................... 64
Figure 10 : La sonde Ovatec© (Saint-Dizier, 2005) ................................................................ 68
Figure 11 : Les deux types de caméras .................................................................................... 72
Figure 12 : Plan du bâtiment et disposition des caméras ......................................................... 72
Figure 13 : Interface du logiciel et passage d’un écran à l’autre.............................................. 73
Figure 14 : Interface de réglage du détecteur de mouvements................................................. 74
Figure 15 : Observation des vaches par l’éleveur .................................................................... 74
Figure 16 : Illustration des trois classes de résultats ................................................................ 76
Figure 17 : Répartition des chaleurs "vues" par les différentes méthodes ............................... 78
Figure 18 : Répartition moyenne des minutes écartées par caméras au cours de trois périodes
de trente minutes .............................................................................................................. 80
Figure 19 : Répartition des minutes écartées pendant 24h....................................................... 80
Figure 20 : Répartition des premières acceptations de chevauchement au cours de la journée82
Figure 21 : Angle de vue des caméras 1 et 2........................................................................... 84
Figure 22 : Le biais de la méthode « Caméra – 3x30 »............................................................ 86
Figure 23 : Moment propice à l'insémination (Murray, 1996)................................................. 87
15
Liste des tableaux
Tableau I : Données sur la reproduction de la vache ............................................................... 18
Tableau II : Durée des différentes phases du cycle sexuel de la vache.................................... 19
Tableau III : Modifications histologiques du tractus génital pendant le cycle sexuel d’après
Dérivaux (1971) ............................................................................................................... 25
Tableau IV : Date moyenne de la première ovulation post-partum ......................................... 31
Tableau V : Date moyenne d’apparition de la première positivité de progestérone post-partum
.......................................................................................................................................... 35
Tableau VI : Niveau de production laitière et reprise de la cyclicité (Marion et Gierh, 1968) 37
Tableau VII : Synthèse du retour de la cyclicité post-partum chez la vache laitière ............... 41
Tableau VIII : Interprétation des dosages de progestérone (Thimonier, 2000) ....................... 50
Tableau IX : Caractéristiques laitières des vaches de l’élevage............................................... 71
Tableau X : Durée d’observation selon les différentes méthodes ............................................ 77
Tableau XI : Sensibilité 1 des différentes méthodes (n P.O. = 71) .......................................... 78
Tableau XII : Sensibilité 2 des différentes méthodes (n P.O.=67)........................................... 79
Tableau XIII : Nombre d’icônes ouvertes et temps de visualisation (Méthode « Caméra –
Icônes ») ........................................................................................................................... 81
Tableau XIV : Durée réelle observée selon les différentes méthodes...................................... 81
Tableau XV : Influence de l’intervalle début de chaleurs – I.A. sur la réussite à l’I.A. .......... 82
Tableau XVI : Sensibilité et spécificité de différentes méthodes de détection des chaleurs ... 88
Tableau XVII : Avantages et limites du système de vidéosurveillance................................... 90
Liste des annexes
Annexe 1 : Les vagues folliculaires chez la vache (Maillard et al., 2005)............................... 94
Annexe 2 : Courbe de progestérone de la vache n°194............................................................ 95
Annexe 3 : Courbe de progestérone de la vache n°1065.......................................................... 96
Annexe 4 : Courbe de progestérone de la vache n°3090.......................................................... 97
Annexe 5 : Photo prise le 28.03 à 11:51 caméra 1................................................................... 98
Annexe 6 : Photo prise le 28.03 à 11:51 caméra 2................................................................... 98
Annexe 7 : Protocole de choix des séquences de 10 minutes .................................................. 99
Annexe 8 : Une page d'un cahier de dépouillement ............................................................... 100
Annexe 9 : Une partie de l’imagier (profil droit) ................................................................... 101
Annexe 10 : Photos prises au même moment, caméra opposées ........................................... 102
Annexe 11 : Monographie du protocole de dosage................................................................ 103
Annexe 12 : Données concernant les cycles des vaches de l'étude........................................ 107
16
Introduction
Le constat du déclin des performances de reproduction chez la vache laitière est une donnée
commune à beaucoup d’études effectuées depuis la fin du XXème siècle (Lucy, 2001).
Or la maîtrise de la reproduction est la clef de l’élevage moderne.
L’objectif des éleveurs est d’avoir un veau par vache et par an ; cela implique d’avoir un
intervalle entre le vêlage et l’insémination artificielle fécondante inférieur à 90 jours.
Pour respecter ce délai, trois conditions sont nécessaires. Il faut tout d’abord que les vaches
reviennent bien en chaleurs (absence d’anœstrus prolongé, bon état au vêlage, pas de
métrite...), que ces dernières soient repérées le plus tôt possible après le vêlage et enfin que
l’insémination soit réalisée à un moment propice à la fécondation.
Cette étude s’intéresse à un nouveau protocole de détection de l’œstrus : la vidéosurveillance.
La première partie, bibliographique, a pour but de rappeler les bases physiologiques du cycle
sexuel et du retour à la cyclicité post-partum chez la vache laitière.
La deuxième partie, bibliographique également, aborde le comportement des bovins en
chaleurs et les différentes méthodes d’aide à la détection couramment utilisées à ce jour.
La troisième, enfin, est dédiée à l’expérimentation, son protocole, ses résultats et leur
confrontation aux données de la littérature.
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1. Rappels sur la sexualité des bovins
Dans cette partie nous nous emploierons à décrire le cycle sexuel de la vache du point de vue
physiologique et histologique, puis nous expliquerons la reprise de cyclicité post-partum ;
enfin nous développerons les propriétés ainsi que le dosage de la progestérone. Nous ne
traiterons que de la vache laitière, car c’est celle-ci qui est le sujet de l’étude.
1.1.
Rappels sur la physiologie sexuelle de la vache
1.1.1. Introduction sur le cycle œstral
1.1.1.1. Propriété du cycle œstral de la vache
La vache appartient aux espèces à cycle continu, c'est-à-dire des cycles sans interruption et se
succédant toute l'année. La durée du cycle est en moyenne de 15 à 25 jours, avec une
succession de plusieurs (2 ou 3) vagues folliculaire (Annexe 1) ; les variations dépendent de
l'âge mais aussi de la race, de la saison et des conditions d'entretien de l'animal (Derivaux,
1971).
Par définition, les vaches sont en œstrus (ou chaleurs) quand elles acceptent la monte (en se
tenant immobiles) par un taureau ou d'autres vaches). Cet œstrus dure en moyenne 20 heures.
La ponte ovulaire se situe en moyenne 12 - 15 heures après la fin de l'œstrus (Derivaux,
1971). Les données relatives à la sexualité et la reproduction de la vache sont regroupées dans
le tableau I.
Propriété
Donnée
Référence
Age de la puberté
Saison sexuelle
6-17 mois
Toute l’année
(Driancourt et al., 1991)
Type d’ovulation
Spontanée
(Derivaux, 1971)
Durée du cycle
14-25j
Type du cycle
Polyœstrus
Moment de l’ovulation
10-12h après la fin de l’œstrus
Moment de
l’implantation
Durée de gestation
35j
(Derivaux, 1971)
280j (210-360)
Nombre de veaux par
portée
1
1-2
(McDonald, 1969)
Tableau I : Données sur la reproduction de la vache
L'activité de l'ovaire est mise en évidence par l'apparition d'un comportement d'œstrus, celuici permettant de caractériser le début d'un cycle œstral.
18
L'évolution cyclique comprend alors deux phases distinctes:
- La phase folliculaire, œstrogénique qui correspond à la maturation des follicules de
De Graaf.
- La phase lutéinique, ou lutéale, progestéronique, qui s'étend au cours de l'activité des
corps jaunes cycliques.
A l'exception de la femme et de quelques primates, la période pendant laquelle les cycles
peuvent se manifester s'étend de la puberté jusque vers la fin de la vie (Derivaux, 1971).
Chez la vache, on peut définir un âge et surtout un poids moyen de la puberté. L'aptitude à la
reproduction est acquise quand le jeune atteint 40 à 50% du poids adulte.
Ainsi la notion de cycle œstral peut être caractérisée par plusieurs composantes selon que l’on
s’intéresse aux événements ovariens, comportementaux, histologiques ou hormonaux.
1.1.1.2. Les phases du cycle
On peut définir quatre périodes (Marien, 1993) :
* Le proœstrus : période de maturation folliculaire (= phase folliculaire)
* L'œstrus: période de fin de maturation et ovulation (= chaleurs)
* Le postœstrus ou metœstrus : formation et fonctionnement du corps jaune
* Le diœstrus : fonctionnement du corps jaune et lutéolyse.
Les durées des différentes phases du cycle sexuel de la vache sont regroupées dans le
tableau II:
Proœstrus
(jours)
Œstrus
(heures)
Metœstrus
(jours)
Diœstrus
(jours)
Durée du cycle
(jours)
3-4 (McDonald,
1969)
19 (McDonald,
1969)
2 (McDonald,
1969)
15 (McDonald,
1969)
14-25
(McDonald,
1969)
Tableau II : Durée des différentes phases du cycle sexuel de la vache
1.1.2. Le cycle comportemental
Une vache pubère extériorise régulièrement tous les 21 jours un comportement d'œstrus
(Dalichampt, 1989)).
L'œstrus (ou chaleurs) correspond à la période d'acceptation du mâle. Cela désigne l'ensemble
des manifestations génitales et comportementales précédant et/ou accompagnant l'ovulation,
directement induites par les œstrogènes. Celles-ci seront étudiées dans la 2ème partie.
19
1.1.3. Evénements anatomo-histologiques au cours du cycle
1.1.3.1. Les modifications au niveau de l’ovaire
1.1.3.1.1.
L'ovaire (Vaissaire, 1977)
L'ovaire est à la fois une glande exocrine et endocrine. Il produit des ovules (glande exocrine)
et des hormones (glande endocrine), principalement des œstrogènes et de la progestérone. La
structure de l'ovaire varie considérablement avec l'âge et la phase du cycle.
Chez l'animal pubère, les ovaires sont constitués de deux zones :
* la médulla au centre, constituée de tissu conjonctif et parcourue de nerfs et de vaisseaux
sanguins.
* le cortex, zone périphérique contenant les follicules et le corps jaune.
Il est recouvert par un épithélium de surface cubique, le stroma cortical et un tissu lâche de
connexion, l'assise conjonctive encore nommée la tunique albuginée.
1.1.3.1.2.
1.1.3.1.2.1.
Les follicules ovariens
Les follicules primaires (Vaissaire, 1977)
Ils sont composés d'un ovocyte primaire de 20µm de diamètre, entouré par une simple couche
de cellules épithéliales cubiques ou squameuses, les cellules folliculaires.
Les follicules primordiaux sont des follicules primaires surmontés par un simple épithélium
squameux.
Le stade plus avancé possède un épithélium cubique. Les follicules primaires mesurent
environ 40µm de diamètre, sont limités par une membrane basale et sont localisés juste sous
l'épithélium de surface du cortex.
1.1.3.1.2.2.
Les follicules secondaires (Laforest, 2005)
Il s'agit d'un ovocyte primaire entouré d'un épithélium stratifié de cellules de la granulosa.
Chez la vache, le follicule secondaire mesure environ 120µm de diamètre et contient un
ovocyte de 80µm de diamètre.
Ce follicule se caractérise par le développement d'une couche glycoprotéique de 3 à 5µm
d'épaisseur, c'est la zone pellucide, autour de la membrane plasmatique de l'ovocyte. Cette
zone pellucide est sécrétée par les cellules de la granulosa immédiatement autour de l'ovocyte
et en partie par l'ovocyte lui même.
Lors du développement folliculaire, de petites cavités liquidiennes se forment parmi les
cellules de la granulosa. Une couche vascularisée de cellules en forme de fuseau, les
cellules thécales, commence à se former autour de la couche de cellules de la granulosa dans
les follicules secondaires plus âgés.
20
1.1.3.1.2.3.
Les follicules tertiaires ou antraux ou de De Graaf (Laforest,
2005)
Ils sont caractérisés par une cavité centrale, l’antrum. Celui-ci se forme lorsque les cavités
liquidiennes, entre les cellules de la granulosa des follicules secondaires, deviennent
coalescentes pour former une seule grande cavité contenant le liquide folliculaire. Ce follicule
tertiaire juste avant l'ovulation est appelé follicule mûr ou de De Graaf.
L'ovocyte mesure alors 150 à 300µm de diamètre. Il est excentré et au sein d'un amas de
cellules de la granulosa appelé cumulus oophorus. Les cellules de la granulosa se disposent
ensuite radialement en colonne, on parle alors de corona radiata. On pense que cette
couronne de cellules fournit les nutriments nécessaires à la vie de l'ovocyte. Ces cellules ne
sont plus visibles au moment de l'ovulation des ruminants.
Les cellules de la granulosa forment une couche pariétale le long de la membrane basale
appelée le stratum granulosum. Ce dernier est entouré par la thèque qui dans les follicules
tertiaires comprend deux couches différenciées : la thèque interne vasculaire et la thèque
externe de soutien. Un système de capillaires sanguins et lymphatiques est présent dans la
thèque interne mais il ne pénètre pas le stratum granulosum. Dans les follicules matures,
certaines cellules en fuseau grossissent et prennent des caractéristiques épithélioïdes. Les
organismes cytoplasmiques de ces cellules deviennent typiques de cellules sécrétant des
stéroïdes. La thèque externe consiste en une fine couche de tissu lâche de connexion disposée
de manière concentrique autour de la thèque interne. Les vaisseaux sanguins de la thèque
externe fournissent les capillaires de la thèque interne.
Un ou plusieurs follicules atteignent un développement maximal au moment de l'ovulation
L'ovocyte primaire achève la première division de méiose pour devenir un ovocyte secondaire.
Il en résulte la production du premier globule polaire. La seconde division commence tout de
suite après la première mais est bloquée en métaphase et n'est achevée que si la fécondation a
lieu.
1.1.3.1.3.
L'ovulation (Laforest, 2005)
Lorsque le follicule est à son développement maximal, il est protubérant à la surface de
l'ovaire. Le système vasculaire sanguin et lymphatique autour du follicule favorise un taux
croissant de sécrétion d'un fin fluide folliculaire le liquor folliculi. Cette sécrétion est
influencée par une augmentation de la pression et de la perméabilité dans les capillaires
sanguins au cours du proœstrus et de l'œstrus.
L'accumulation de liquide fait gonfler les follicules mais la pression intra folliculaire
n'augmente pas. De petites hémorragies ont lieu dans la paroi folliculaire. Cette paroi devient
très mince et transparente à la périphérie du site d'ovulation. C'est le stigma.
Ces changements dans la paroi du follicule précèdent la rupture qui est due à la libération de
collagénases. La LH stimule la production de prostaglandines PGF2α et PGE2. On pense que
la PGF2α entraîne la libération des collagénases à partir de cellules folliculaires, causant la
digestion de la paroi folliculaire et sa distension au niveau du stigma. Le processus de
digestion libère également des protéines qui provoquent une réponse inflammatoire avec une
21
infiltration de leucocytes et la libération d'histamine. Tous ces processus dégradent la paroi et
l'épithélium germinatif, alors le follicule se rompt au niveau du stigma et l'ovocyte est libéré.
1.1.3.1.4.
L’atrésie (Laforest, 2005)
Puisque seulement un petit pourcentage des ovocytes potentiels est libéré par l'ovaire lors de
l'ovulation (généralement un seul chez la vache) plusieurs follicules régressent à un certain
moment. Cette régression est appelée atrésie. Dans l'atrésie des follicules primaires et
secondaires chez la vache, la cellule œuf dégénère avant la membrane folliculaire alors que
pour les follicules tertiaires, c'est l'inverse qui se produit.
Les changements atrésiques dans les follicules tertiaires résulteraient de la formation de deux
types morphologiques différents des follicules atrésiques : oblitératif et kystique.
Dans l'atrésie oblitérative, les couches de la granulosa et de la thèque pourraient s'atrophier ou
seule la couche de granulosa s'atrophie et la thèque se lutéinise, se fibrose ou se hyalinise
autour de l'antrum. Dans les cas d'insuffisance hormonale, ce phénomène pourrait expliquer la
persistance pathologique de kystes folliculaires ou lutéiniques.
1.1.3.1.5.
Les cellules de la glande interstitielle
Chez la vache, les cellules interstitielles proviennent principalement des cellules de la thèque
externe des follicules antraux atrésiques ou des cellules hypertrophiées de la granulosa des
follicules préantraux (Laforest, 2005) et des vestiges du tissu glandulaire embryonnaire
(Guraya, 1968). A la différence des rongeurs, ces cellules ne sont pas organisées en une
glande individualisée mais elles jouent également un rôle dans la synthèse des stéroïdes.
1.1.3.1.6.
Le corps lutéal ou corps jaune
A l'ovulation, le follicule se rompt, collapse et se rétrécit jusqu'à ce que la pression soit réduite
La multiplication de la paroi folliculaire est extensive. Le follicule rompu est appelé corps
hémorragique en raison du sang qui remplit l'antrum. Immédiatement avant l'ovulation,
quelques cellules du stratum granulosum montrent des signes de pycnose.
Après l'ovulation, cependant, le stratum est vascularisé par les vaisseaux de la thèque interne.
Alors, les cellules de la granulosa s'élargissent, se lutéinisent et forment la population des
grosses cellules lutéales du corps jaune. Les cellules de la thèque contribuent à la population
des petites cellules lutéales du corps jaune. La lutéinisation est le processus par lequel les
cellules de la granulosa et de la thèque se transforment en cellules lutéales. Ceci inclut
l'hypertrophie et l'hyperplasie des deux types de cellules. Un pigment jaune, la lutéine,
apparaît dans les cellules lutéales chez la vache. Des mitoses post-ovulatoires continuent
pendant 40 heures pour les grosses cellules lutéales de la granulosa, et pendant 80 heures pour
les petites cellules lutéales de la thèque.
L'augmentation de taille du corps jaune, après cette période d'activité mitotique, est
principalement due à l'hypertrophie des grandes cellules. Les petites représentent une part
22
mineure du corps jaune et occupent essentiellement les zones trabéculaires périphériques.
Cependant, les deux types de cellules sont mélangés dans le corps jaune.
Chez la vache, le corps jaune est totalement développé et vascularisé 9 jours après l’ovulation
mais il continue à grossir jusqu'au 12ème jour où il atteint environ 25 mm.
Au cours du metœstrus et du diœstrus, les grosses cellules lutéales contiennent des organites
caractéristiques de cellules synthétisant des stéroïdes. Les petites cellules sont plus chargées
en lipides mais contiennent moins de caractéristiques types de synthèse des stéroïdes. Dans
les cellules du corps jaune développé et mature, les lipides sont surtout des phospholipides,
avec des traces de triglycérides, de cholestérol et leurs esters (Laforest, 2005).
Les premiers signes de régression lutéale apparaissent à la fin du diœstrus et entraînent la
condensation du pigment lutéal (alors rougeâtre) suivie d'une fibrose. Chez la vache, ces
signes sont observés 15 jours après l'ovulation. La régression ultérieure et la résorption du
corps jaune ont lieu rapidement après le 18ème jour et sont complètes un à deux jours après
l’œstrus. La cicatrice du tissu de jonction restant après la régression s'appelle le corpus
albicans (Laforest, 2005).
Toutes les structures abordées sont représentées sur la figure 1:
Figure 1 : Schéma de l'ovaire (Laforest, 2005)
23
En résumé:
Cette description histologique de l'ovaire et de ses structures souligne l'aspect glandulaire de
cet organe. En effet, outre la production d’ovocytes, l'ovaire possède d'importantes fonctions
endocrines. Il sécrète les hormones sexuelles femelles, œstrogènes et progestérone.
* Les œstrogènes sont essentiellement produits par les cellules de la granulosa qui
convertissent les androgènes sécrétés par les cellules de la thèque interne.
* la progestérone est principalement produite par les grandes cellules lutéales au cours du
metœstrus, du diœstrus et de la gestation (Laforest, 2005).
1.1.3.2. Modifications des différentes structures du tractus génital
Les modifications ovariennes s'accompagnent de changements au niveau des organes du
tractus génital. L'épithélium des trompes, l'endomètre et les glandes utérines, l'activité
sécrétoire du col de l'utérus et de la muqueuse vaginale évoluent au cours du cycle. Ces
changements permettent:
- Le transport et la survie des spermatozoïdes et des œufs fécondés
- L'implantation de l’embryon au niveau de l’utérus
Ces modifications anatomo-histologiques sont résumées dans le tableau III :
24
25
Ramolli follicule mûr
Muqueuse tuméfiée.
Sécrétion importante.
Rigidité et contractilité
marquées. Col ouvert.
Glaire cervicale élastique
Très dilaté dans sa portion
antérieure. Sécrétions
vaginales abondantes.
Cellules cornifiées.
Grandes cellules
épithéliales. Nombreux
leucocytes
Volume plus gros que pendant
le diœstrus
Congestion. Cellules
épithéliales hautes, ciliées
Volume accru. Muqueuse
turgescente Epithélium
cylindrique de hauteur
maximale le 3ème Jour.
Sécrétion importante Myomètre
tonique.
Fortement hyperhémié
Ovaire
Oviducte
Utérus
Vagin
Début de développement
du corps jaune.
Postœstrus
Vagin encore
congestionné. Cellules
basophiles.
Nombre de cellules
cornifiées faible. Nombre
de leucocytes élevé.
Grandes cellules
épithéliales. Ecoulement
sanguinolent.
Tableau III : Modifications histologiques du tractus génital pendant le cycle sexuel d’après Dérivaux (1971)
Grand développement des
glandes utérines. Nombre
de cellules ciliées faible à
la fin de cette phase.
Corps jaune à la période
d'état. vésicule molle de 2
à 3 cm (de long)
Diœstrus
Muqueuse multiplie ses
invaginations. Epithélium
glanduliforme. Sécrétion
dans la lumière. Nombre
élevé de cellules ciliées.
Très congestionné.
JI à15 : Cellules épithéliales
Cellules ciliées en
(45 µm)
multiplication. Hauteur
J16 à JI5 : Cellules
des cellules épithéliales 45
épithéliales (27µm)
µm.
Œstrus
Proœstrus
Organe
1.1.4. Sécrétion et dynamique des hormones impliquées dans le cycle
Le cycle sexuel au niveau de l'ovaire de la vache se caractérise par la succession de deux
phases:
- Folliculaire, de courte durée, 3 jours, qui consiste en une croissance explosive et une
maturation du futur ovule qui va être libéré : elle est caractérisée par la production intense
d'œstrogènes.
- Lutéale, plus longue, qui est la conséquence de l'ovulation, elle se définit comme la
période pendant laquelle le corps jaune est actif et elle est caractérisée par la production de
progestagènes (le principal étant la progestérone).
Le contrôle hormonal du cycle intervient à quatre niveaux (Bruyas, 1991) :
- L'ovaire avec les hormones stéroïdiennes et des polypeptides
- L'hypophyse libérant les gonadotropines
- L'hypothalamus et son messager hormonal : la gonadolibérine
- L'utérus qui synthétise la PGF2α
1.1.4.1. Les hormones ovariennes
Ici, nous traiterons essentiellement de la dynamique et du rôle des œstrogènes ; la
progestérone sera plus précisément abordée dans le §1.3.
1.1.4.1.1.
Sécrétion et dynamique des œstrogènes
L'ovaire et les différentes structures dont nous venons de décrire la formation ont des activités
endocrines importantes.
Pendant la phase folliculaire, les œstrogènes : l'œstrone et surtout le 17β-œstradiol, sont
sécrétés par les cellules de la thèque interne aidées par les cellules de la granulosa du (ou des)
follicule(s) en maturation. Le taux est de 3-4 pg /ml et triple en 3 ou 4 jours pour atteindre
15-20 pg/ml 24 heures avant l'ovulation (Saumande, 1991).
1.1.4.1.2.
Rôle des œstrogènes
Ces hormones sont responsables du comportement de “chaleurs” durant l'œstrus.
Elles provoquent :
- sur l'utérus une hyperhémie, une hypertrophie de la musculeuse (myomètre) et un
œdème de la muqueuse (endomètre). Ces phénomènes donnent une consistance "tonique" aux
cornes utérines, entraînent l'ouverture du col par relâchement des anneaux musculeux et la
sécrétion de mucus.
L’imprégnation de l’utérus en œstrogènes augmente sa motricité spontanée et le sensibilise à
l’action de l’ocytocine.
-sur le vagin, les œstrogènes entraînent une kératinisation des cellules épithéliales de
la muqueuse avec modification des propriétés tinctoriales.
-sur la mamelle, les œstrogènes entraînent le développement du système canaliculaire.
26
Ces hormones ovariennes interagissent également avec les hormones hypothalamiques et
hypophysaires jouant ainsi un rôle dans le déterminisme du cycle œstral.
1.1.4.2. Les hormones hypophysaires gonadotropes
1.1.4.2.1.
Sécrétion et dynamique des hormones hypophysaires
Elles sont sécrétées par les cellules basophiles de l'hypophyse antérieure, ce sont des
glycoprotéines de fort poids moléculaire (3 000 daltons).
Ce sont la FSH (follicle stimulating hormone) et la LH (luteinizing hormone).
La concentration plasmatique de LH est à un niveau bas dit "tonique" de l'ordre de 1 à 2 ng/ml
alors qu'au moment de l'œstrus, 24 h approximativement avant l'ovulation, il y a une décharge
cyclique intense (de 40 à 50 fois le taux basal) et de courte durée (6 heures) de LH
(Dalichampt, 1989).
La cinétique de libération de FSH est analogue à celle de LH : niveau tonique puis décharge
cyclique (de plus faible amplitude 3 à 5 fois) au moment de l'ovulation.
Par ailleurs, les sécrétions de FSH et surtout de LH ont la particularité d'être pulsatiles
(Dalichampt, 1989). Pour la FSH, le pic pré-ovulatoire correspond seulement à une
augmentation d'amplitude.
Les pics de LH sont peu fréquents pendant la phase lutéale. Leurs fréquence et amplitude
augmentent fortement pour donner la décharge cyclique pré-ovulatoire pendant la phase
folliculaire.
1.1.4.2.2.
1.1.4.2.2.1.
Rôle des hormones hypophysaires
FSH
Elle provoque la maturation et la croissance folliculaire, elle stimule le développement des
follicules jusqu'au stade pré-ovulatoire mais ne déclenche pas l'ovulation. Elle permet d'éviter
l'atrésie des follicules et augmente la capacité de liaison des cellules folliculaires vis-à-vis de
LH. Elle favorise la multiplication des cellules de la granulosa, mais aussi certains aspects de
leur différenciation (stéroïdogenèse, apparition de récepteurs à LH...) (Saumande, 1991).
La FSH augmente également la capacité des follicules à synthétiser une aromatase qui permet
la transformation des androgènes en 17β-œstradiol (Humblot et Grimard, 1996)).
1.1.4.2.2.2.
LH
Elle stimule la maturation du follicule de De Graaf et provoque l'ovulation. Mais seule, elle
n'est pas efficace. Elle n'est active que si le follicule est développé et possède des récepteurs à
LH. Ces derniers augmentent sous l'influence de la FSH. La LH induit la lutéinisation. Elle
agit sur les cellules thécales en stimulant la stéroïdogenèse (Saumande, 1991).
27
La LH stimule la sécrétion des œstrogènes et les transformations du cholestérol en
progestérone et de la progestérone en androgène. Elle active également la production de
progestérone par l'intermédiaire du tissu lutéinique.
1.1.4.3. L’hormone hypothalamique (Bruyas, 1991)
L'hypothalamus contrôle la libération de LH et de FSH par l'intermédiaire de la
gonadolibérine ou GnRH. L'hypothalamus possède deux régions fonctionnellement
différentes : l'hypothalamus médian qui est le centre de la tonicité et l'hypothalamus antérieur,
centre de la cyclicité, qui permet la décharge ovulatoire de LH. Il existe donc deux types de
sécrétion de la gonadolibérine : une sécrétion tonique responsable de la sécrétion de base de
FSH et de LH, et une sécrétion sous forme de pulses très fréquents à l’origine de la décharge
cyclique ovulante de gonadotropines. Par ailleurs, l'hypothalamus en connexion avec le
thalamus est en étroite relation avec le cortex cérébral et les organes des sens. Des stimuli
nerveux tels que la lumière, la température extérieure, le stress et d'autres facteurs de
l'environnement influencent l'activité sexuelle.
1.1.4.4. Régulation de la fonction gonadotrope
Il s'agit de rétroactions exercées par les hormones ovariennes sur la fonction gonadotrope
hypothalamo-hypophysaire.
1.1.4.4.1.
Les œstrogènes
Ils interviennent par un rétro contrôle positif ou négatif sur l'axe hypothalamo-hypophysaire.
Les œstrogènes exercent une rétroaction négative sur l'hypothalamus. En effet, suite à une
ovariectomie complète, on constate une hypertrophie de certaines cellules de l'hypophyse
antérieure sécrétant de la LH et de la FSH ; parallèlement à cette hypertrophie il y a une
augmentation du taux de GnRH. Ce phénomène existe au début de la croissance folliculaire.
Un taux élevé d'œstrogènes permet une rétroaction positive sur l'hypophyse antérieure ou sur
l'hypothalamus (Humblot et Grimard, 1996) avant l'ovulation, ce qui induit la décharge
ovulante de LH. Ce phénomène a lieu en fin de croissance folliculaire.
1.1.4.4.2.
La progestérone
Sécrétée par le corps jaune, elle exerce une rétroaction négative tant sur l'hypothalamus que
sur l'hypophyse, ce qui entraîne une diminution du taux de LH, interdisant ainsi l'ovulation.
1.1.4.5. Les prostaglandines
Molécules polyinsaturées, ce sont des dérivés de l'acide arachidonique. Elles sont sécrétées au
niveau de l'appareil génital femelle et retrouvées au niveau de l'ovaire et de la paroi utérine.
28
La PgF2α est synthétisée par l'utérus à la fin de la phase lutéale et passe par l'artère utérine qui
a des rapports étroits avec l'artère ovarienne: il y a échange à contre-courant entre ces deux
structures. Elle provoque la lyse du corps jaune et l'arrêt de la sécrétion de progestérone.
Les prostaglandines E1 et E2 agissent sur l'ovaire en stimulant la synthèse d'une collagénase à
l'origine d'une rupture du follicule.
La sécrétion des différentes hormones au cours du cycle est représentée sur la figure 2 :
Figure 2 : Courbe des différentes hormones au cours du cycle
P4
PGF2α
α
1.2.
LH
FSH
18
19
20 21
0
18
19
20
0
21
Anœstrus post-partum et reprise de la cyclicité
1.2.1. Reprise de l’activité ovarienne
1.2.1.1. Reprise de la cyclicité
Le rétablissement de la cyclicité après le vêlage nécessite trois étapes fondamentales: la
reprise d'une activité ovarienne (succession de follicules et de corps jaunes), d'une activité
hormonale (sécrétion d'hormones hypothalamiques, hypophysaires, et ovariennes), et d'une
activité œstrale (expression de chaleurs).
1.2.1.2. Rétablissement de l'activité ovarienne
La reprise de l'activité ovarienne en période post-partum jusqu'au premier follicule ovulatoire
est plus souvent observée au niveau de l'ovaire controlatéral à la corne précédemment gravide
(Slama et al., 1996). Il semblerait que ce soit par l'intermédiaire des prostaglandines qu'elle
29
synthétise que la corne gestante en involution exerce une influence différente sur l'ovaire ipsi
ou controlatéral (Hanzen et Castaigne, 2004).
1.2.1.3. Période d'inactivité ovarienne
La période d'inactivité ovarienne peut se définir comme l'intervalle séparant le vêlage de la
première ovulation (Humblot et Grimard, 1996).
La reprise d'activité commence très tôt en période post-partum et se caractérise par la
croissance et la régression de petits (moins de 4 mm de diamètre) et moyens (5 à 9 mm de
diamètre) follicules. Chez la vache laitière, au cours de la première semaine du post-partum,
la population folliculaire est ainsi essentiellement constituée de petits follicules (Beam et
Butler, 1997). Le faible taux de progestérone circulant n'autorise pas le développement et le
maintien de la dominance folliculaire (Murphy et al., 1990). Ainsi, on peut observer 1 à 3
vagues folliculaires (chacune de 10 à 12 jours) sans qu'aucune ovulation ne se produise (Savio
et al., 1990 ; Slama et al., 1996).
1.2.1.3.1.
1.2.1.3.1.1.
Premier cycle ovulatoire
Première sélection
Dans un second temps, la proportion de follicules de taille moyenne augmente; c'est une étape
obligatoire pour que s'effectue la première ovulation. Ces follicules croissent et régressent
systématiquement. La sélection parmi ceux-ci du premier follicule dominant (unique et de
taille supérieure à 10 mm (Humblot et Grimard, 1996)) a lieu 7 à 15 jours après la mise bas
(Slama et al., 1996), ou à 10,2 ±0,5 jours (Murphy et al., 1990), ou à 11,6 ±8,9 (Savio et al.,
1990).
Beam et Butler (1997) ont décrit trois types de développement folliculaire basés sur le devenir
du follicule dominant de la première vague de croissance folliculaire:
- dans 46% des cas (75 à 80% selon Savio et al., 1990), il y a ovulation 20 jours en
moyenne après le vêlage. Cette croissance folliculaire s'accompagne d'une synthèse
d'œstrogènes par le follicule. Il est capable d'inhiber la croissance des autres follicules d'une
même cohorte. Ce follicule forme un corps jaune sécréteur de progestérone par la suite;
- dans 31 % des cas (10 à 20% selon Savio et al., 1990), cette première vague ne
s'accompagne pas d'ovulation mais est suivie d'au moins deux autres vagues 2 à 3 jours après.
Cette première croissance folliculaire ne s'accompagne pas de synthèse d'œstrogènes, le
follicule s'atrésie. La première ovulation a alors lieu environ au 51ème jour du post-partum ;
- dans 23% des cas enfin (0 à 5% selon Savio et al., 1990), le follicule dominant de la
première vague continue de grossir et devient kystique. Il secrète des œstrogènes et supprime
l'émergence d'une seconde vague folliculaire pendant une période variable. Après régression,
il est suivi de l'apparition d'un nouveau follicule dominant. La première ovulation a alors lieu
environ au 48ème jour du post-partum.
Le devenir du follicule dominant de la première vague a donc un impact sur la durée de la
période anovulatoire.
30
1.2.1.3.1.2.
Première ovulation
Dans la majorité des cas, le premier follicule qui ovule est issu de la première vague.
Cette première ovulation s'observe généralement vers 25-30 jours (du 17ème au 42ème jour)
chez les vaches laitières selon Butler et Smith (1989). Cependant, la variabilité est élevée
(Tableau IV).
La première ovulation engendre le premier cycle dit ovarien, car souvent non accompagné de
signes de chaleurs (Savio et al., 1990).
Référence
Bulman et Lamming, 1978
Webb et al., 1980
Savio et al., 1990
Slama et al., 1996
Lamming et Darwash, 1998
Tainturier, 1999
Opsomer et al., 1998 et 2000
Date moyenne de la première ovulation postpartum
24,1 (±0,6) jours post-partum
15,7 (±2,0)jours post-partum
27 (±23) jours post-partum
15 à 17 jours post-partum
15 jours post-partum
Tableau IV : Date moyenne de la première ovulation post-partum
1.2.1.3.1.3.
Première phase lutéale
Les trois schémas de croissance folliculaire vus précédemment ne sont pas sans relation avec
la durée variable des premiers cycles au cours du post-partum. La précocité d'apparition du
follicule dominant influence la durée du cycle. Plus précoce est la détection du follicule
dominant (avant 10 jours post-partum), plus élevée sera la proportion de cycles longs. A
l'inverse, une détection tardive (après 20 jours post-partum) s'accompagne habituellement d'un
raccourcissement du cycle.
Selon Savio et al. (1990) et Slama et al. (1996), on peut ainsi définir trois types de cycles en
fonction du niveau d'imprégnation en progestérone du premier follicule dominant ovulatoire :
lorsqu'elle est suffisante, le follicule dominant est recruté avant le 10ème jour du
post-partum, le cycle peut être:
-soit de durée normale (18 à 24 jours, 22 jours en moyenne) avec 2 vagues folliculaires.
La phase de durée normale (« inadequat luteal phase ») s'accompagne de concentrations en
progestérone plus faibles (Hanzen et Castaigne, 2004) ;
-soit plus long (plus de 25 jours, 45 jours en moyenne) avec 3 ou plus rarement
4 vagues folliculaires (Hanzen et Castaigne, 2004);
lorsqu'elle est insuffisante, le recrutement s'effectue plus tardivement, après 20
jours post-partum, ce qui détermine un cycle court de 9 à 13 jours avec 1 ou
plus rarement 2 vagues folliculaires (« short luteal phase »). Dans ce cas, la
durée de vie du corps jaune est limitée, c'est donc la phase lutéale au niveau du
plateau de concentration de progestérone (qui est donc plus faible) qui est
raccourcie à 5-6 jours (Humblot et Grimard, 1996). Ce type de cycle est le plus
31
fréquemment observé (Webb et al., 1980 ; Savio et al., 1990 ; Murphy et al.,
1990 ; Eldon, 1991);
lorsqu'elle est intermédiaire, le cycle est normal, court, ou long avec 1, 2, 3 ou
4 vagues folliculaires.
1.2.1.3.2.
Cycles suivants
La deuxième ovulation se produit en moyenne entre le 30ème et le 35ème jour selon Slama et
al. (1996), et au 30ème jour selon Tainturier (1999); on observe 2 ou 3 vagues folliculaires.
Le second cycle est généralement un peu plus long qu'un cycle normal: 23,1 ±2,1 jours selon
Slama et al. (1996).
La troisième ovulation a lieu environ au 48-51ème jour selon Slama et al. (1996), et au 47ème
jour selon Tainturier (1999). Le troisième cycle, comme tous les cycles ultérieurs, présente 3
vagues de croissance folliculaire et dure environ 21 jours.
La quatrième ovulation a lieu en moyenne au 68ème jour (Tainturier, 1999).
1.2.2. Reprise de l’activité hormonale
1.2.2.1. Rétablissement de l'activité hormonale
Le fonctionnement cyclique ovarien a cessé pendant la gestation. Dès le part, des mécanismes
hormonaux se mettent en place pour rétablir des cycles sexuels réguliers.
1.2.2.1.1.
Période quiescente
Pendant la gestation, la progestérone réduit la fréquence et l'amplitude des pics de LH (feedback négatif). De même, la présence de concentrations élevées en œstrogènes en fin de
gestation contribue à réduire celles de l'hormone FSH.
La mise bas s'accompagne d'une augmentation du cortisol, d'une chute de la progestérone, et
de l'augmentation puis d'une diminution dans les 48 heures suivantes des œstrogènes. On
observe également un pic de prolactine et d'hormone de croissance, mais pas de modifications
immédiates des concentrations en LH et FSH (Humblot, 1978).
La progestérone et le 17β-œstradiol atteignent ensuite leur niveau basal au cours,
respectivement des 48 et 72 premières heures post-partum (Hanzen et Castaigne, 2004).
Avant l'émergence de la première vague folliculaire, les concentrations plasmatiques de
progestérone sont faibles (inférieures à 0,2 ng/mL), de même que les concentrations
plasmatiques de 17β-œstradiol (inférieures à 5 pg/mL) (Humblot et Grimard, 1996 ; Slama et
al., 1996).
Il en résulte le passage au cours des 3 à 7 premiers jours du post-partum d'un rétro contrôle
négatif à un rétrocontrôle positif sur l'axe hypothalamo-hypophysaire (Hanzen et Castaigne,
2004).
32
1.2.2.1.2.
Stimulation de l'axe hypothalamo-hypophysaire
On observe ainsi successivement une reprise de la pulsatilité tonique puis cyclique de la
GnRH, la libération de la FSH (plus sensible à la stimulation de la GnRH que la LH),
l'augmentation de la synthèse hypophysaire de la LH et enfin la sécrétion de la LH (Hanzen et
Castaigne, 2004).
La sécrétion de GnRH pourrait être affectée par les opioïdes endogènes. L'action inhibitrice
de ces molécules a été démontrée chez de nombreuses espèces. En effet, l'injection de
naloxone (inhibiteur des opioïdes endogènes) induit une augmentation des concentrations en
LH. La sécrétion de ces molécules pourrait expliquer les effets inhibiteurs du stress et de la
sous-nutrition (Butler et Smith, 1989 ; Humblot et Grimard, 1996).
1.2.2.1.3.
Rôle (moindre) de la FSH
Le niveau plasmatique moyen de FSH est faible en fin de gestation (de l'ordre de 20 ng/mL)
et augmente rapidement après vêlage jusqu'à 40-100 ng/mL, dès les 5 à 6 premiers jours postpartum (Humblot et Grimard, 1996). La croissance des follicules au-dessus d'un diamètre de 4
à 5 mm, valeur considérée comme valeur seuil, fait suite à cette augmentation de la
concentration en FSH (Beam et Butler, 1997).
Mais c'est la LH bien plus que la FSH qui constitue l'élément clé de la réponse d'activité
ovarienne (Humblot et Grimard, 1996; Beam et Butler, 1999): la dominance folliculaire. La
capacité d'un des follicules ainsi recrutés à poursuivre sa croissance et à exercer sa dominance
physiologique au cours de la seconde semaine du post-partum va dépendre d'une
augmentation de la pulsatilité de la LH et donc indirectement de celle de la GnRH (Hanzen et
Castaigne, 2004).
1.2.2.1.4.
Stimulation de la sécrétion de LH
La quantité de LH contenue dans l'hypophyse antérieure est diminuée de 95% au cours de la
gestation. Le niveau plasmatique de LH est donc faible en fin de gestation (inférieur à 1ng/mL)
(Humblot et Grimard, 1996).
La sensibilité hypophysaire augmente au fur et à mesure du post-partum, notamment sa
réponse à la GnRH (Humblot et Grimard, 1996). Chez la vache laitière, la libération pulsatile
de la LH et la sensibilité de l'hypophyse à la GnRH endogène ou à une injection exogène
apparaît dès le 10ème jour après le vêlage et est maximale entre le 12ème et le 15ème jour
(Hanzen et Castaigne, 2004).
Ainsi la concentration en LH augmente lentement après le vêlage pour atteindre 2 ng/mL
après 10 jours post-partum chez la vache laitière (Humblot et Grimard, 1996; Hanzen et
Castaigne, 2004). Deux ou trois pics de LH de faible amplitude sont observés toutes les 6
heures au cours des 10 premiers jours (Slama et al., 1996); soit 0 à 0,25 pulses/heure
(Humblot et Grimard, 1996). L'augmentation de la concentration moyenne de LH résulte de
l'augmentation de la fréquence et de l'amplitude des pics de cette hormone (Humblot et
Grimard, 1996). Au cours de la première vague folliculaire, on observe ainsi 5 ou 6 pics de
LH toutes les 6 heures (Slama et al., 1996); soit 0,66 pulses/heure 5 jours avant l'ovulation
(Humblot et Grimard, 1996).
33
Par ailleurs, les premiers follicules dominants sécrètent des œstrogènes de façon soutenue
(jusqu'à 15 pg/mL) (Slama et al., 1996), ce qui entraîne un rétrocontrôle positif sur l'axe
hypothalamo-hypophysaire.
Donc, la sécrétion de LH est stimulée à la fois par l’hypothalamus et par les ovaires. De plus,
les follicules dominants acquièrent progressivement un nombre croissant de récepteurs à la
LH, ce qui améliore son action au niveau de ces organites (Slama et al., 1996).
1.2.2.1.5.
1.2.2.1.5.1.
Reprise de la sécrétion de progestérone
Lutéinisation folliculaire précoce
Lors des vagues folliculaires anovulatoires, Slama et al. (1996) ont remarqué que la
croissance du follicule dominant était souvent associée à une augmentation du taux de
progestérone jusqu'à 6-8 ng/mL pendant 2 à 3 jours. En effet, la LH induit une lutéinisation
précoce des follicules. Ainsi, chez de nombreuses vaches en post-partum, la première
ovulation est précédée d'une augmentation légère (jusqu'à 3 ng/mL) de la progestéronémie
pendant 3 à 4 jours. Ce phénomène particulier de lutéinisation des follicules sans ovulation
avait été soupçonné dans les expériences de Webb et al. (1980). Humblot (1978) affirme que
la progestérone a un rôle sensibilisateur de l'ovaire à la LH et du système nerveux central aux
œstrogènes.
1.2.2.1.5.2.
Pic ovulatoire de LH
Dès le 10ème jour post-partum, le taux basal et l'amplitude des pics de LH augmentent
progressivement (Webb et al., 1980), mais la fréquence des pulses chute pendant les 5 jours
précédant l'ovulation (comme au cours du cycle œstral) (Humblot et Grimard, 1996). De plus,
la concentration en 17β-œstradiol augmente suivant les vagues folliculaires jusqu'à une
valeur seuil déclenchant un pic ovulatoire de LH.
Le premier pic ovulatoire de LH, de grande amplitude, apparaît vers le 15ème jour post-partum,
ce qui correspond bien à la date d'ovulation débutant le premier cycle. Ensuite, la reprise de la
sécrétion endogène de LH active la lutéinisation du follicule et stimule la sécrétion de
progestérone par formation du premier corps jaune.
1.2.2.1.5.3.
Lutéinisation folliculaire post-ovulatoire
La détermination régulière de la progestéronémie au cours du post-partum révèle que la
première positivité de progestérone apparaît en moyenne 5 jours après l'ovulation (Opsomer et
al., 1998). Ceci correspond à la date d'apparition du premier corps jaune. Toutes les études ne
sont pas d’accord sur la date moyenne d’apparition de la première positivité de progestérone
(Tableau V) :
34
Références
Lamming et Bulman, 1976
Webb et al., 1980
Opsomer et al., 1998 et 2000
Disenhaus et al., 2003
Taylor et al., 2003
Date moyenne d’apparition de la première
positivité de progestérone
28 (de 14 à 70) jours post-partum
30 (±4,1) jours post-partum
Tableau V : Date moyenne d’apparition de la première positivité de progestérone post-partum
Selon plusieurs études, 50% des animaux suivis ont déjà présenté une activité lutéale 20 jours
après le vêlage et 90-95% des vaches ont une progestéronémie positive à 50 jours post-partum
(Opsomer et al.. 1998 ; Disenhaus et al., 2003). Ainsi, selon Thimonier (2000), la très grande
majorité des vaches laitières ont retrouvé une activité sexuelle au moment de la mise à la
reproduction.
Webb et al. (1980), Staples et al. (1990) et Eldon (1991) précisent que le taux de progestérone
maximal du premier cycle est inférieur en moyenne à celui du second cycle (5,95 ng/mL
contre 8,79 ng/mL) et des suivants, car la fonction lutéale n'est pas maximale au cours du
premier cycle.
1.2.2.1.6.
Rôle hypothétique du corps jaune gestatif
Selon Humblot (1978), le corps jaune de gestation régresse rapidement dans la semaine
suivant le part, il n'est plus fonctionnel à ce moment. Cependant Slama et al. (1996) n'excluent
pas sa participation dans la régulation et la reprise de l'activité folliculaire en période postpartum. Le corps jaune gestatif peut montrer une sécrétion résiduelle de progestérone durant
les 15 premiers jours après le vêlage.
1.2.2.2. Rétablissement de l'activité œstrale
Selon Webb et al. (1980), les premières chaleurs post-partum surviennent entre le 30ème et le
72ème jour chez la vache laitière, ce qui concorde avec les données de Humblot (1978) : entre
le 30ème et le 60ème jour. Ainsi, selon Humblot et Thibier (1978), 80% des animaux ont été
observés en chaleurs au 60ème jour après le vêlage.
D'un point de vue pratique, le retour en chaleurs est le premier signe que l'éleveur va prendre
en compte pour considérer qu'une vache a retrouvé une cyclicité normale; c'est également un
repère pour détecter les chaleurs suivantes. Cependant, il existe un décalage important entre
les premières manifestations œstrales et le rétablissement de l'activité cyclique. Chez la vache,
chaque ovulation successive en période post-partum a une plus grande chance d'être associée
à un comportement œstral normal.
La première ovulation survient presque invariablement sans chaleurs (ovulation dite «
silencieuse ») ; les chaleurs n'apparaissent que dans 50% des cas selon Humblot et Thibier
(1978), voire seulement dans 10 à 20% des cas selon Humblot et Grimard (1996) ou 11 % des
cas selon Murphy et al. (1990). Les chaleurs des cycles suivants sont ensuite raccourcies ou
discrètes, mais de plus en plus marquées au fur et à mesure qu'on avance en période postpartum. Ceci peut résulter d'une imprégnation préalable par la progestérone de plus en plus
35
importante et/ou d'un ajustement métabolique et endocrinien à la lactation en cours (Slama et
al., 1996). Lors des 2 ou 3 ovulations suivantes, 70 à 80% des animaux manifestent un
comportement œstral normal (Humblot et Thibier, 1978).
1.2.3. Facteurs influençant la reprise d’activité
1.2.3.1. Facteurs individuels
1.2.3.1.1.
La génétique (Guillaume, 1985)
La réponse de l'activité ovarienne après le vêlage comme le retour en chaleurs sont des
événements à héritabilité faible (h² < 0,10). L'influence du facteur génétique est donc infime
et de toute façon masquée par les autres facteurs.
1.2.3.1.2.
La race
Une étude de Barton et al., 1996, indique une différence de précocité du retour en chaleurs
entre les races Jersey et Holstein avec une première observation en chaleurs à 38,5 jours postpartum pour la première et à 42,4 jours post-partum pour la deuxième.
1.2.3.1.3.
L'âge
Les vaches primipares ont plus de besoins énergétiques que les multipares, puisque leur
croissance est encore inachevée (Guillaume, 1985). Or les déficits énergétiques ont des effets
néfastes sur la sécrétion de LH et la croissance folliculaire (Humblot et Grimard, 1996); cela
explique que le taux d'anœstrus des primipares soit de l5 à 30% plus élevé que celui des
multipares (Tribble et al., 1973).
Par ailleurs, la fréquence d'ovulations silencieuses et de chaleurs discrètes est supérieure chez
les femelles âgées (Guillaume, 1985).
Pour d'autres auteurs, l'âge n'a aucune influence sur la durée de la période acyclique (Staples
et al., 1990).
1.2.3.1.4.
Les conditions de vêlage
Les conditions de vêlage semblent influencer le taux d'anœstrus, il est supérieur chez les
vaches ayant eu des dystocies, nécessitant l'intervention humaine (Ducrot et al., 1994).
36
1.2.3.1.5.
La production laitière
D'une manière générale, la lactation et la fonction de reproduction sont antagonistes. On a
démontré que l'ablation de la mamelle provoque la réapparition de l'œstrus dès le 12ème jour
post-partum (Short et al., 1972).
Le niveau de production laitière joue un rôle dans la reprise de l'activité ovarienne, de fortes
productions laitières allongent à la fois l'intervalle vêlage-1ère ovulation et l'intervalle vêlage1er œstrus. L'importance de cette influence varie quelque peu selon les auteurs. Certains ne
leur accordent qu'un faible rôle (Marion et Gierh, 1968) (Tableau VI).
Certains auteurs ont montré qu'il existait une différence de production de lait significative de
172,8 kg pour une lactation de 305 jours en faveur des vaches nécessitant plusieurs
inséminations par rapport aux vaches fécondées à la première insémination (Humblot et
Grimard, 1996).
Production journalière
<22 L
22 à 30 L
>30 L
Intervalle vêlage - première
ovulation
13,1 j
14,0 j
15,5 j
Intervalle vêlage - premier
œstrus
28,4 j
33,1 j
26,9 j
Tableau VI : Niveau de production laitière et reprise de la cyclicité (Marion et Gierh, 1968)
De nombreuses publications ont mis en évidence une incidence supérieure de la lactation sur
la fertilité. Néanmoins, la production laitière n'agirait plus au delà de 50 jours. La production
interviendrait par l'intermédiaire de l'alimentation, un niveau de production élevé induisant un
déficit énergétique néfaste à la fonction sexuelle, la notion classique de l'antagonisme
lactation - fécondité doit être révisée en tenant compte de la part de responsabilité de
l'alimentation, tant au plan quantitatif que qualitatif.
1.2.3.1.6.
Le poids et la note d'état corporel
De nombreux travaux montrent que le poids influence très fortement le rétablissement de la
cyclicité (Crowe et al., 1993 ; Ramirez Iglesia et al., 1992). Il y a une corrélation négative
entre le poids de la première semaine après le vêlage et la durée de la période acyclique
(Peters et Riley, 1982). Mais il n'y a pas de corrélation entre la perte de poids et l'intervalle
vêlage - première ovulation (Staples et al., 1990).
La note d'état corporel, mesurée en France sur une échelle de 1 à 5 est un bon indicateur de
l’état nutritionnel des animaux. Sa mesure à différents moments du post-partum (ou ses
variations) montre qu'elle est en relation avec la durée de l'anœstrus. Une note légèrement
supérieure à la moyenne (3 sur 5) paraît optimale pour obtenir des taux de cyclicité élevés.
L'état corporel le plus adapté à la reproduction tant pour le vêlage que pour les chaleurs est de
3 (Ramirez Iglesia et al., 1992) (Figure 3).
37
Figure 3 : Pourcentage de vaches en anœstrus en fonction de leur note d'état corporel (Lopez et al., 2005)
(Body condition score ou note d’état corporel de 0 à 5)
1.2.3.2. L’alimentation et la balance énergétique
Les troupeaux laitiers ont une période d'énergie déficiente, car la production maximale de lait
se trouve avant le retour à une capacité d'ingestion maximale.
La balance énergétique et le régime alimentaire influencent le nombre de follicules postpartum, chez la vache laitière en lactation (Lucy et al., 1990).
Il a été remarqué que les vaches ayant une faible couverture énergétique mettent plus de
temps pour former un follicule de 10 mm de diamètre (Staples et al., 1990).
1.2.4. Schémas de reprise de la cyclicité et anomalies possibles
L'établissement du type de cyclicité en période post-partum doit tenir compte à la fois de la
reprise de cyclicité ovarienne, hormonale et œstrale. C'est pourquoi le diagnostic du type
d'anœstrus repose sur la palpation transrectale ou l'échographie du tractus génital, sur les
dosages hormonaux, et sur l'observation du comportement (Van de Wield et al., 1979).
38
1.2.4.1. Activités ovarienne et hormonale normales
1.2.4.1.1.
Avec activité œstrale normale: cyclicité normale
Dans ce premier cas, la cyclicité est normale: les ovulations sont régulières et accompagnées
de chaleurs. L'évolution de la progestérone montre une alternance régulière de valeurs faibles
en phase œstrale et de valeurs élevées en phase lutéale.
Lorsque les chaleurs sont mal détectées, et donc que l'on conclut faussement à un anœstrus,
on parle d'anœstrus de détection. Humblot et Thibier (1978) ont pu mettre en évidence que le
pourcentage de vaches observées en chaleurs à 60 jours post-partum est beaucoup plus faible
dans les troupeaux où les chaleurs sont mal surveillées (35%) que dans les troupeaux où
l'observation est continue (80 à 89%).
Toutefois, même lorsque les vaches sont bien surveillées, 10 à 20% des animaux ne sont pas
vus en chaleurs. Cela souligne bien l'existence d'autres profils d' anœstrus.
1.2.4.1.2.
Avec activité œstrale anormale: subœstrus
Dans ce cas, la vache est cyclée mais en anœstrus comportemental: une observation continue
des chaleurs montre qu'elles sont absentes. A la palpation transrectale à 10-12 jours
d'intervalle, les ovaires présentent des remaniements (croissance ou régression d'un corps
jaune par exemple) et suggèrent ainsi l'existence d'une activité ovarienne cyclique. Un corps
jaune et un follicule (qui est dit anœstrien) sont alternativement palpables. Il existe donc des
ovulations, mais elles sont silencieuses. On parle de « subœstrus » ou « d' anœstrus cyclique»
(Humblot, 1978; Humblot et Thibier, 1978). Le subœstrus concerne un ou plusieurs cycles,
mais c'est sans compter la première ovulation post-partum qui est physiologiquement
silencieuse.
Selon Bertrand et Chartre (1976), Humblot (1978) et Tainturier (1999), cet état s'observe plus
volontiers l'hiver chez les femelles laitières fortes productrices en stabulation entravée.
1.2.4.2. Activités ovarienne et hormonale anormales
1.2.4.2.1.
Corps jaune persistant
Après la première ovulation, le corps jaune persiste sur l'ovaire, bloquant l'ovulation des
follicules. Son activité fonctionnelle est présente au-delà du 18ème (Tainturier, 1999) ou
25ème (Humblot et Thibier, 1978) jour du cycle. Après l'ovulation, la concentration en
progestérone augmente rapidement et demeure à un niveau élevé jusqu'à la lyse de ce corps
jaune. Cette structure est souvent liée à l'absence de facteur lutéolytique sécrété par l'utérus,
dû notamment à la présence d'une métrite de troisième degré ou d'un pyomètre.
Les phases lutéales prolongées sont plus fréquentes après le premier cycle qu'après les cycles
suivants et sont souvent associées à une première ovulation précoce (Opsomer et al., 2000 ;
Royal et al., 2002).
39
Parfois le corps jaune peut être inclus dans le stroma ovarien et donc impossible à percevoir;
par conséquent cela fausse le diagnostic s'il est établi uniquement par palpation transrectale
(Humblot et Thibier, 1978).
1.2.4.2.2.
Kyste ovarien
On parle de « maladie ou syndrome kystique» ; cela est lié initialement à la présence d'un ou
de plusieurs kystes folliculaires. Le kyste folliculaire est un follicule ovarien qui n'a pas ovulé,
qui persiste au moins 10 jours en l'absence de corps jaune, et dont le diamètre excède 25 mm.
Tous les phénomènes inhibant l'ovulation (comme une décharge insuffisante en LH) et par
conséquent empêchant l'installation d'une phase lutéale normale semblent être des facteurs
favorables à la formation des kystes. Un kyste est l'expression d'un cycle anovulatoire. Les
kystes apparaissent plutôt en début de période post-partum (premier mois surtout) (Constantin,
1985 ; Tainturier, 1999 ; Lopez-Gatius, 2002).
Ce follicule kystique peut être plus ou moins lutéinisé ; lorsque sa paroi est épaisse, elle
commence un processus de lutéinisation (on parle de « kyste lutéal»); la progestéronémie peut
dépasser 1 ng/mL. L'épaisseur de la paroi du kyste est proportionnelle à son degré de
lutéinisation. Un kyste folliculaire peu lutéinisé a une paroi fine facilement rompue à la main.
Le kyste lutéal ne doit pas être confondu avec le corps jaune kystique, dû au creusement d'une
cavité interne dans le corps jaune périodique; son diamètre n'excède pas 20 mm et il
n'influence pas l'activité ovarienne différemment d'un corps jaune normal (Constantin, 1985).
Les kystes ovariens s'accompagnent de quatre dominantes comportementales: comportement
normal, irrégularité et allongement des cycles, anœstrus (plutôt avec un kyste lutéal),
nymphomanie (plutôt avec un kyste folliculaire) (Tainturier, 1999). Quelques rares cas de
virilisme sont également observables (Constantin, 1985).
Chaque structure kystique est dynamique: elle tend à évoluer dans le même sens que le corps
jaune physiologique (50% des kystes régressent spontanément selon Lopez-Gatius (2002)),
mais cela retarde la reprise d'activité ovarienne normale. La régression des kystes lutéofolliculaires peut ainsi fort bien apparaître aussi rapidement que pour le corps jaune
(Constantin, 1985).
1.2.4.2.3.
Interruption de cycle
Parfois, après une ovulation, le corps jaune formé a été lysé normalement mais la cyclicité est
interrompue pour une durée variable; elle reprend ensuite normalement. On attribue cette
interruption de cycle aux kystes ovariens (notamment folliculaires par défaut d'ovulation), à la
formation d'un corps jaune incompétent (faiblement sécréteur de progestérone) ou à une mise
au repos totale des ovaires (Lamming et Darwash, 1998). Les cycles apparaissent donc
irréguliers et rendent plus difficile la détection des chaleurs.
40
1.2.4.3. Activités ovarienne et hormonale absentes: anœstrus vrai
La vache n'a toujours pas été vue en chaleurs jusqu'au 60ème jour post-partum.
L'ovaire présente souvent plusieurs dizaines de vagues folliculaires successives sans jamais
donner naissance à un follicule dominant ; il n'y a jamais eu d'ovulation. A la palpation
transrectale, les deux ovaires sont petits (de la taille d'une amande) et lisses (sans structure
saillante bien nette). Ce type de cyclicité est associé à un taux bas et prolongé de progestérone.
On parle « d’anœstrus vrai, d’anœstrus anovulatoire ou d'inactivité ovarienne» (Humblot,
1978; Tainturier, 1999). Ce type d’anœstrus est plus volontiers observé chez les vaches fortes
laitières (Tainturier, 1999).
1.2.4.4. Synthèse des données (Tableau VII)
Ce qui est anormal
est en italique
Cyclicité normale
Subœstrus
Corps jaune
persistant
Kyste ovarien
Anœstrus vrai
Chaleurs
Palpation
transrectale ou
échographie
Régulières
Alternances
follicules/corps
jaunes
Absentes
Alternances
follicules/corps
jaunes
Absentes
Corps jaunes > 1825 jours
Régulières,
Follicule > 25mm et
irrégulières, absentes > 10 jours
ou persistantes
Paroi plus ou moins
épaissie
Absentes
Ovaires petits et
lisses
Progestéronémie
Alternances valeurs
faibles / élevées
Alternances valeurs
faibles / élevées
Valeurs élevées
Valeurs faibles ou
élevées
Valeurs faibles
Tableau VII : Synthèse du retour de la cyclicité post-partum chez la vache laitière
41
1.3.
Place de la progestérone dans le cycle de la vache
Dans cette section, nous allons centrer nos propos exclusivement sur la progestérone, son rôle
et son intérêt dans la détection de l’œstrus.
1.3.1. Rappel biochimique et physiologique
1.3.1.1. Structure de la progestérone
Les progestagènes et la progestérone sont des stéroïdes dérivant du cholestérol et dont la
structure fondamentale est le noyau pregnane à quatre cycles qui possède ici, et à la différence
d'autres stéroïdes, 21 atomes de carbone, et caractérisé par une double liaison entre les
carbones 4 et 5 et par des fonctions cétone en 3 et 20 (Figure 4).
Cette molécule possède six centres d'asymétrie dont cinq (les carbones 8, 9, 10,13 et 14) ont
toujours la même orientation. Le sixième (carbone 17) détermine les isomères alpha et bêta
(Thibier et al., 1973).
Figure 4 : Formule développée de la progestérone
1.3.1.2. Propriétés physiques (Beaudouin-Reinartz, 1985)
La progestérone est une structure cristalline incolore de poids moléculaire faible. Elle n’est
pas antigénique. Elle est peu soluble dans l'eau mais très soluble dans de nombreux solvants
organiques (éther, essence, ...). Elle est active sur la lumière polarisée et présente une bande
d'absorption dans l'ultra violet avec un maximum d'absorption à 240 µm ainsi qu'une
fluorescence en milieu alcalin.
1.3.1.3. Propriétés chimiques (Beaudouin-Reinartz, 1985)
La rareté des groupements fonctionnels de la molécule conditionne le peu de dérivés possibles
de la progestérone. Les propriétés chimiques sont peu nombreuses. Il faut noter quelques
dérivés d'addition et de substitution (utilisés notamment comme substance contraceptive) et la
réduction aisée par des enzymes spécifiques telles que la 20-α-hydroxystéroïdogénase dans le
métabolisme de la progestérone. Soulignons également que la progestérone étant peu polaire,
sa migration chromatographique sera importante.
42
1.3.1.4. Métabolisme de la progestérone chez la vache
1.3.1.4.1.
Synthèse
Synthétisée à partir du cholestérol, la progestérone est sécrétée principalement par les ovaires,
dans une faible mesure par le placenta et les corticosurrénales.
Elle a une place particulière dans la synthèse des stéroïdes hormonaux à partir du cholestérol :
elle apparaît en effet comme une plaque tournante capitale pour la biosynthèse des minéralocorticoïdes, des glucocorticoïdes, des androgènes et des œstrogènes (Dalichampt, 1989).
Comme nous l’avons vu plus haut, la progestérone est essentiellement sécrétée par le corps
jaune (de 10 à 300µg/g) (Forest et Levasseur, 1991), glande endocrine très particulière. Le
stroma ovarien en synthétise également un peu (1,7 à 3,8 µg/g). L'activité sécrétoire du corps
jaune est en effet transitoire, elle a une évolution parallèle à sa morpho-histologie. Deux
transformations de cette glande sont capitales:
- Tout d'abord lors de la lutéinisation, on assiste en particulier à un remaniement
enzymatique permettant la sécrétion par ces cellules lutéales de la progestérone exclusivement.
La montée du taux de progestérone est donc décalée de 3 à 7 jours (Webb et al., 1980).
- La deuxième transformation importante consiste en une régression brutale de cette
glande. Ce phénomène est nommé lutéolyse. Pendant la gestation, le corps jaune assure
l'essentiel de la sécrétion de progestérone chez la vache, malgré l'intervention du placenta qui
aura un rôle secondaire contrairement à ce qui se passe dans d'autres espèces. Ainsi la
castration d'une vache gravide avant les 170-180éme jours de gestation est toujours suivie
d'un avortement dans les deux jours. Une castration plus tardive entraîne une réduction de la
durée de gestation et une rétention annexielle. Une insuffisance lutéale a donc toujours de
graves conséquences chez la vache (Beaudouin-Reinartz, 1985).
On constate donc que la sécrétion de progestérone se fait parallèlement à la modification
morpho-histologique de ce corps jaune.
On reconnaît trois phases, soit J0 étant le jour de l'ovulation.
De Jl à J4: développement du corps jaune et activité sécrétrice réduite, il est peu productif
(Kelton et al., 1991).
De J5 à J16 : croissance du corps jaune et sécrétion en plateau.
De J17 à J21 : dégénérescence du corps jaune.
Au niveau du corps jaune, on observe un cycle de production de la progestérone au cours
duquel la sécrétion est multipliée par 30 (Dalichampt, 1989).
1.3.1.4.2.
Diffusion et stockage de la progestérone dans
l'organisme
Le transport de la progestérone dans le sang se fait quasi exclusivement (à 95%) liée à des
protéines. La principale protéine porteuse est la CBG ou Corticosteroïd Binding Globuline, et
à un degré moindre, l'albumine sérique. Le rôle de ces protéines est d'une part d'assurer le
transport de l'hormone jusqu'à l'organe cible, d'autre part de constituer une réserve circulante
de progestérone permettant ainsi une régulation du taux de progestérone libre disponible pour
43
les tissus récepteurs. La concentration dans le plasma est extrêmement variable au cours du
cycle œstral (de 0,1 ng/ml à l0 ng/ml) et reste toujours très élevée pendant la gestation.
Le tissu adipeux, dans lequel la concentration est de cinq à dix fois celle du plasma,
représente le principal tissu de réserve (Thibier et al., 1973).
1.3.1.4.3.
Transformation et élimination
La progestérone est réduite par le foie en pregnan3-20diol. Cette réaction est rapide et
permanente ce qui explique l'inactivité de la progestérone naturelle par voie orale.
Elle est également dégradée par les globules rouges chez les bovins, ceci pose donc des
problèmes lors du dosage de la progestérone dans le plasma lorsque les échantillons de sang
utilisés n'ont pas été centrifugés assez rapidement. L'interaction entre la progestérone et les
globules rouges a été étudiée in vitro (Vadhat et al., 1968). Ces auteurs démontrent la
dégradation de la progestérone en métabolites tels que la 20-α-dihydroprogestérone. Une
enzyme, la 20-α-hydroxystéroïd-déshydrogénase présente dans le sang et les érythrocytes des
bovins, cataboliserait cette interconversion. De plus la présence de glucose favoriserait cette
réaction (Vadhat et al., 1968).
Alors que la progestérone est éliminée à 50% sous forme de pregnanediol urinaire (d’où les
dosages colorimétriques chez la femme), l'élimination urinaire de la progestérone chez la
vache ne représente que 3% (Williams, 1962).
L'élimination se fait principalement par la bile (avec une réabsorption partielle au niveau de
l'intestin grêle) et dans les fèces (50% du catabolisme de la progestérone) (Williams, 1962).
1.3.1.5. Propriétés biologiques de la progestérone
Seule elle est peu active, ses effets n'apparaissent que si il y a eu auparavant imprégnation
œstrogénique. Elle empêche les chaleurs et encourage un comportement approprié à la
gestation.
Elle diminue la tonicité des cornes utérines et stimule le développement des glandes utérines,
induit leur sécrétion et rend l'endomètre réceptif à l'implantation du zygote. Elle développe les
acini mammaires.
Elle possède également un effet analgésique pour ses dérivés et un effet hyperthermisant.
Ceci explique que chez 70% des femelles, on observe une chute thermique d' 1°C environ
suite à la diminution de la progestéronémie pré-partum (Bertrand et Chartre, 1976).
1.3.2. Evolution de la progestéronémie
1.3.2.1. Au cours du cycle œstral
La progestéronémie péri-œstrale est très faible: inférieure à 1 ng/mL (Bertrand et Chartre,
1976; Tainturier, 1977).
C'est à partir de J4 qu’elle va significativement s'accroître (Tainturier, 1977) ; elle continue à
augmenter proportionnellement à la taille du corps jaune jusqu'à atteindre un plateau entre J10
et J16 à 5-10 ng/mL selon Bertrand et Chartre (1976) ou à 7-8 ng/mL selon Tainturier (1977).
44
Elle va finalement s'effondrer autour de J18 lors de la lutéolyse (Bertrand et Chartre, 1976;
Tainturier, 1977).
La demi-vie de la progestérone est courte (22 minutes), ce qui explique que la diminution de
la concentration dans le sang soit soudaine (Bertrand et Chartre, 1976).
Synthèse graphique (Figure 5) :
Il est intéressant de représenter graphiquement l'évolution de la progestéronémie en fonction
du temps au cours d'un cycle œstral; on distingue bien le plateau de progestérone
caractéristique de la phase lutéale :
Figure 5 : Courbe de progestérone au cours du cycle (D’après Horan et al., 2005)
Légende : AI : Insémination artificielle CLA : Début d’activité lutéale ; ILI :
Intervalle interlutéal ; IOI : Intervalle interovulatoire LP : Phase lutéale ; TPR :
Pic transitoire de progestérone
1.3.2.2. Au cours de la gestation
En cas de gestation, la concentration en progestérone est similaire à celle du diœstrus dans les
14 premiers jours. Puis vers le 15-17ème jour du cycle, la transformation du corps jaune
cyclique en corps jaune gestatif est assurée d'une part par une intervention locale de l'embryon
qui bloque l'action lutéolytique de l'utérus en inhibant la sécrétion de PGF2α (par la sécrétion
d'interféron Tau), et d'autre part par le maintien de l'action lutéotrope d'hormones
hypophysaires (LH et prolactine).
Le corps jaune gestatif se situe sur l'ovaire du côté de la corne gravide. Il est responsable de la
sécrétion de progestérone. Vers 15-19 jours de gestation, la progestéronémie chute légèrement,
puis elle remonte à un taux élevé pendant le reste de la gestation (Eldon, 1991). Le taux de
progestérone est relativement stable chez les femelles gravides; le taux maximum a été
mesuré à 26 ng/mL autour du 245ème jour de gestation. La progestéronémie décline ensuite
20 à 30 jours avant le part; elle est de 14 ng/mL au 260ème jour. Puis, elle diminue
brutalement la veille du part (30 à 40 heures avant selon Humblot (1978)). Ainsi, dès les
premiers jours suivant la mise bas, la progestéronémie n'excède généralement pas 0,61 ng/mL
(Bertrand et Chartre, 1976; Humblot, 1978).
45
Le corps jaune de gestation ne sécrète la progestérone que jusqu'au 160ème jour de gestation
pour Tainturier (1977) ou jusqu'au 165-180ème jour pour Bertrand et Chartre (1976). Au delà
du 160ème jour, c'est le placenta qui prend le relais de cette synthèse. Ainsi, l'ovariectomie
après le 200-230ème jour n'entraîne plus l'avortement, mais raccourcit la gestation et
s'accompagne d'une rétention annexielle (Bertrand et Chartre, 1976).
1.3.3. La progestérone et le lait de vache
Cette hormone est retrouvée en grande quantité dans le lait de vache où elle atteint des
concentrations nettement supérieures aux concentrations plasmatiques. Néanmoins les taux de
progestérone du lait sont étroitement corrélés aux taux plasmatiques.
L'utilisation du lait pour le contrôle du statut sexuel de la vache présente par rapport au sang
l'avantage d'une collecte plus facile et d'une meilleure conservation par l'ajout de substances
adéquates.
Mais les taux présents dans le lait subissent l'influence de plusieurs facteurs et sont moins
réguliers que ceux observés dans le sang (Cardinaud, 1987).
Nous verrons que la progestérone dans le lait se caractérise par une absence de régulation
propre et par une liaison avec les facteurs lipidiques du lait.
1.3.3.1. Explication de la présence de progestérone dans le lait de
vache
La présence de progestérone s'expliquerait par la filtration de cette hormone du plasma dans la
mamelle. Sa concentration dans le lait est donc similaire, avec un décalage de 24 heures, à
celle du plasma (Beaudouin-Reinartz, 1985). Cependant la concentration de la progestérone
est plus élevée dans le lait notamment au cours de la gestation. Ceci pourrait s'expliquer par
une augmentation du transfert à travers la glande mammaire ou bien par la présence durant
cette période de métabolites interférant avec la progestérone du point de vue de son dosage.
Certains auteurs remettent en cause l'origine de la présence de progestérone dans le lait et
évoquent soit une filtration du sang vers le lait, soit une réelle synthèse par la glande
mammaire (Beaudouin-Reinartz, 1985).
En conclusion, si la présence de progestérone dans le lait a été très clairement établie, son
origine demeure incertaine. Il y a tout lieu de penser cependant qu'il s'agit d'une filtration
passive suivant le gradient de concentration du plasma vers le lait : une sécrétion active de
progestérone par la glande mammaire nécessiterait une dépense d'énergie tout à fait superflue.
1.3.3.2. Relation entre la progestérone et le pourcentage de
matière grasse (=taux butyreux)
La progestérone, hormone stéroïde liposoluble, se lie aux globules gras présents dans le lait.
Cette association a été démontrée par de nombreux auteurs (Thibier et al., 1973 ; Hoffmann et
al., 1974), et certains d'entre eux ont essayé d'établir une relation directe entre ces deux
facteurs: ils montrent que d'une façon générale la concentration en progestérone augmente de
3ng/ml pour toute augmentation de 1% en matières grasses (Hoffmann et al., 1974).
46
Ces résultats confirment donc l'importance de l'interaction entre la progestérone et la matière
grasse du lait. Il y a aussi tout lieu de penser qu'une variation du taux butyreux aura des
répercussions sur le taux de cette hormone.
1.3.3.3. Variations, dues au cycle sexuel, du taux de progestérone
dans le lait au cours du cycle œstral
La concentration de progestérone dans le lait reflète aussi le fonctionnement ovarien, et son
évolution au cours du cycle œstral. Elle est tout à fait parallèle à celle observée dans le plasma.
Cependant, si la variation du taux de progestérone dans le plasma et la variation du taux de
progestérone dans le lait sont comparables, ce dernier est toujours plus élevé que dans le
plasma. Ainsi le taux de progestérone dans le lait est un excellent témoin de l'activité
ovarienne (Ginther et al., 1976).
1.3.3.4. Variation d’origine non sexuelle du taux de progestérone
dans le lait
La progestéronémie est régulée par un mécanisme complexe expliqué précédemment. Elle est
ainsi parfaitement adaptée aux besoins de l'organisme suivant le stade de reproduction
(activité cyclique, gestation). Quant au taux de progestérone dans le lait, celui-ci n'est sous la
dépendance d'aucun système propre de régulation. Il est directement lié à la concentration
plasmatique de cette hormone ainsi qu'à la composition du lait.
1.3.3.4.1.
La race
Les taux les plus élevés en progestérone dans le lait se retrouvent chez les races à taux
butyreux également très élevé (cf. §1.3.3.2) (Pennington et al., 1981 ; Ginther et al., 1976).
1.3.3.4.2.
Les mammites
Les études de Kassa et al. (1986) ont permis de montrer qu'en cas de mammite il existait une
chute significative du taux de progestérone. Dans le cadre d'un diagnostic de gestation, il n'est
cependant pas nécessaire d'exclure le lait des quartiers à mammite, contrairement au cas d'un
diagnostic de cyclicité (Kassa et al., 1986).
1.3.3.4.3.
Moment du prélèvement
Indépendamment de toute fluctuation d'origine endocrine, le taux de progestérone du lait varie
de façon notable d'un jour à l'autre du cycle œstral ainsi qu'au cours même de la journée.
47
1.3.3.4.3.1.
Variation du taux de progestérone dans le lait d'un jour à
l'autre du cycle œstral
Nous avons vu que la courbe représentant les variations de la progestéronémie au cours du
cycle œstral a une allure relativement constante et présente classiquement 4 phases. On
observe une concentration basse de progestérone lors de l'œstrus à laquelle succède une
augmentation progressive puis un plateau relativement élevé avec, pour terminer, un
effondrement de cette concentration . En réalité, une courbe représentée de façon moins
schématique révèle, tout en conservant la même allure générale, des fluctuations notables d'un
jour à l'autre. Ces fluctuations d'un jour à l'autre sont très atténuées lorsque cette hormone est
dosée dans le plasma ou le lait écrémé (Pope, 1976).
1.3.3.4.3.2.
Variation du taux de progestérone du lait entre les traites du
matin et du soir
Chez une même vache, la concentration en progestérone du lait varie de façon notable entre
les traites du matin et du soir. Sont obtenues comme valeurs de la concentration de
progestérone dans le premier lait respectivement 21,8 ng/ml (+/- 2,0 ng/ml) et 13,9ng/ml (+/1,7ng/ml) à la traite du soir et à celle du matin (Pennington et al., 1981).
Donc la concentration en progestérone du lait est généralement plus élevée le soir que le
matin.
1.3.3.4.3.3.
Variation du taux de progestérone au cours de la traite
De nombreux auteurs ont également observé une fluctuation entre les concentrations de
progestérone obtenues dans un échantillon de lait prélevé en début de traite et fin de traite,
ainsi que dans un échantillon prélevé à partir de la traite complète : le lait du début de traite
(se rapproche le plus du taux plasmatique) est relativement pauvre en progestérone par rapport
au lait de fin de traite et à celui de la traite complète. Ces deux derniers types de lait
présentent un taux de progestérone à peu près similaire (Pennington et al., 1981).
1.3.3.4.3.4.
Relation entre la variation suivant le moment de prélèvement,
du taux de progestérone d'une part et du taux de matières grasses
d'autre part
Le taux butyreux du lait varie au cours du cycle œstral et présente une valeur relativement
basse au moment de l’œstrus. Les fluctuations du taux de progestérone d'un jour à l'autre ne se
retrouvant ni dans le plasma ni dans le lait écrémé, il y a tout lieu de penser que cette variation
d'un jour à l'autre est liée à la variation du taux butyreux. Certains auteurs constatent que la
variation de la concentration en progestérone du lait suivant le moment du prélèvement est
directement liée aux fluctuations du taux butyreux (Ginther et al., 1976).
Pour d’autres, le pourcentage de matière grasse ne serait pas seul à l'origine des variations de
concentration de la progestérone dans le lait in vivo (en excluant toujours les variations dues
au cycle sexuel). Ces auteurs mettent en évidence une corrélation entre ces variations et le
pourcentage de matières azotées (Thibier et al., 1976).
48
En résumé:
La corrélation entre le taux de progestérone et le taux butyreux est moins importante chez les
vaches non gestantes que chez les vaches gravides. En effet, l'importance de la variation
d'origine sexuelle de la concentration de cette hormone suivant le jour du cycle chez les
vaches vides prédomine (Pennington et al., 1981).
1.3.4. Dosage de la progestérone en pratique
1.3.4.1. Intérêts du dosage
Pour déterminer l'état physiologique d'une femelle, les informations issues de l'observation du
troupeau sont primordiales mais trop souvent incomplètes; la simple détection visuelle des
chaleurs présente des limites. Ainsi, le dosage de progestérone est une information
supplémentaire pour affirmer une reprise de la cyclicité post-partum, confirmer un œstrus, ou
diagnostiquer une gestation.
1.3.4.1.1.
Diagnostic de cyclicité
Le dosage permet ici de connaître l'état physiologique d'une vache laitière qui n'a pas été vue
en chaleurs depuis le vêlage. Il est possible de commencer les analyses depuis le vêlage pour
avoir un bilan complet de la cyclicité ou seulement dès 50 jours post-partum pour
diagnostiquer les anœstrus pathologiques (Thimonier, 2000).
1.3.4.1.1.1.
Principe
Il n'existe pas de développement spontané de corps jaune sans ovulation préalable. Si le taux
de progestérone est élevé chez une vache, cela signifie qu'un corps jaune est présent ; or celuici, témoin fiable de l'ovulation, permet d'affirmer que l'animal est cyclé. Ainsi, d'une part,
pendant la période d'anœstrus anovulatoire, la progestéronémie reste inférieure à 0,5 ng/mL ;
d’autre part, chez les femelles cyclées, les niveaux de progestérone sont caractérisés par une
alternance de valeurs faibles (moins de 1 ng/mL) pendant la période péri-ovulatoire et élevées
(plus de 1 ng/mL) pendant la majeure partie de la phase lutéale. Ainsi, la progestéronémie de
la phase folliculaire est environ dix fois moins élevée que celle mesurée en phase lutéale
(Bertrand et Chartre, 1976).
Selon Thibier (1983), le diagnostic de cyclicité doit impliquer des dosages de progestérone
tous les 10 à 12 jours, alors que selon Thimonier (2000), deux prélèvements à 8 ou 11 jours
d'intervalle suffisent.
On se place dans le cas d'une femelle laitière en post-partum, non vue en chaleurs et encore
non inséminée, pour laquelle on veut savoir si la cyclicité est établie ou non. Dans cette
hypothèse, plusieurs états physiologiques sont possibles:
- anœstrus vrai : les ovaires ne sont pas fonctionnels et ne sécrètent pas d'hormones;
- anœstrus lié à la persistance d'une structure sécrétante ;
- corps jaune persistant (dont l'activité fonctionnelle sécrétoire est présente au delà du
18ème jour du cycle (Tainturier, 1999)) ou kyste folliculaire lutéinisé (kyste dit lutéal) ;
- kyste folliculaire non lutéinisé : c'est un follicule kystique dont la sécrétion de
progestérone n'excède pas 1 ng/mL (Tainturier, 1999) ;
49
- subœstrus : la vache est cyclée mais en anœstrus comportemental;
- anœstrus de détection: la cyclicité est régulière avec des chaleurs existantes mais non
détectées.
Il s'agit de quatre cas d'anœstrus dans lesquels par définition on n'observe pas de chaleurs. On
ne sait donc pas si la cyclicité est effectivement rétablie.
1.3.4.1.1.2.
Interprétation
Voici donc les quatre possibilités de résultats résumant les deux dosages successifs de la
progestérone (Tableau VIII):
1er Dosage à 2ème dosage entre J8 Etat Physiologique
J0
et J11
<1 ng/mL
<1 ng/mL
Anœstrus vrai ou kystes folliculaires non lutéinisés
<1 ng/mL
>1 ng/mL
Anœstrus de détection ou subœstrus
>1 ng/mL
<1 ng/mL
Anœstrus de détection ou subœstrus
>1 ng/mL
>1 ng/mL
Corps jaune persistant ou kyste lutéinisé
Tableau VIII : Interprétation des dosages de progestérone (Thimonier, 2000)
1.3.4.1.1.3.
Exactitude
L'exactitude de cette méthode d'interprétation a été estimée en comparant les résultats obtenus
avec l'endoscopie. La concordance est de 97% avec cette technique (Thimonier, 2000).
1.3.4.1.1.4.
Limites (Thimonier, 2000)
Le dosage de progestérone ne permet pas de différencier un anœstrus de détection d'un
subœstrus.
Seule une observation rigoureuse des chaleurs permettra de faire la différence.
Un seul prélèvement avec une valeur élevée est indicatif d'une activité lutéale, mais on ne
peut pas toujours faire la différence entre une cyclicité correctement établie et un corps jaune
persistant. Dans le premier cas, les deux dosages ont pu être effectués au cours d'une même
phase lutéale ou au cours de deux cycles consécutifs.
Pendant la période post-partum, il est également difficile de mettre en évidence les cycles
ovulatoires de courte durée, d'une part parce que leurs durées réduites ne correspondent pas
aux intervalles fixés, et d'autre part à cause des faibles taux de progestérone sécrétée.
1.3.4.1.1.5.
Autres applications
Le suivi de la progestéronémie permet d'affiner le diagnostic de cyclicité: dater la première
ovulation post-partum, suivre l'évolution des corps jaunes successifs, et détecter des cycles
atypiques (Pryce et al., 2004).
Cette analyse présente l'avantage de bien mettre en évidence la dissociation entre l'œstrus et
l'ovulation: elle détecte les œstrus sans ovulation et les ovulations sans œstrus (Thimonier,
2000).
50
Dans des élevages laitiers comportant une même race, il est possible d'avoir une bonne
estimation du pourcentage de femelles cyclées à un moment donné. Il suffit de le corréler
avec le pourcentage de femelles ayant un taux de progestérone élevé (environ les 2/3 de la
population trouvée car la phase lutéale représente les 2/3 du cycle œstral en jours) (Thimonier,
2000).
1.3.4.1.2.
Confirmation d'œstrus
Avec une analyse ponctuelle, le jour présumé des chaleurs, on pourra confirmer si la vache est
bien en phase œstrale où la progestéronémie devrait être inférieure à 1 ng/mL. Il est
intéressant de noter que dans 10 à 20% des inséminations (15% selon Thibier (1983)), les taux
de progestérone sont supérieurs à 1 ng/mL, ce qui renforce bien l'impact zootechnique et
financier de la mauvaise détection des chaleurs: mauvaise connaissance de la cyclicité des
animaux et pertes dues à une insémination mal conduite (Thimonier, 2000).
1.3.4.1.3.
1.3.4.1.3.1.
Diagnostic de (non)-gestation
Principe
On ne peut différencier une femelle gravide d'une femelle non gravide qu'à partir du moment
où le taux de progestérone chute chez la femelle non gestante alors qu'il reste élevé chez la
femelle gestante. Le dosage ne s'effectue donc qu'entre le 19éme et le 24éme jour (ou entre le
21éme et le 24éme jour selon les auteurs) après l'insémination (Tainturier, 1977; Thimonier,
2000). Selon Thimonier (2000) un seul prélèvement suffit, cependant la fiabilité du dosage
peut être augmentée en effectuant une mesure supplémentaire le jour de l'insémination
(Bulman et Lamming, 1978).
1.3.4.1.3.2.
Interprétation
Pour interpréter un dosage de progestérone, il existe deux points fondamentaux (Thibier et al.,
1976). D'une part, la gestation n'est possible que si un corps jaune sécrétant de la progestérone
en quantité importante est présent, et d'autre part, cette sécrétion est identique à celle du corps
jaune cyclique. La concentration sanguine minimale prise en considération pour déclarer
l'animal gestant est comprise entre 1 et 3 ng/ml selon les auteurs (Hanzen et Castaigne, 2004).
Donc, il existe plusieurs cas possibles:
- à J19-24, la progestéronémie est faible (< 2 ng/mL) : la vache est en phase folliculaire, elle
est donc assurément vide (Thimonier, 2000) ;
- à J19-24, la progestéronémie est élevée (> 2 ng/mL) : c'est une gestation ou la phase lutéa1e
d'un cycle anormalement court ou long (Thimonier, 2000). Cette valeur n'exclut pas une
éventuelle mortalité embryonnaire ou fœtale à venir (Tainturier, 1977).
1.3.4.1.3.3.
Fiabilité
Utilisant la méthode de dosage de référence et considérant un seuil minimal de 1 ng/mL pour
déclarer l'animal gestant, des études ont rapporté une spécificité de 58-67 %, une sensibilité
51
de 90 % et des valeurs prédictives positives et négatives respectivement de 66-77 % et de 9097 %. Le dosage de progestérone est donc davantage un diagnostic de non gestation qu'un
diagnostic de gestation (Hanzen et Castaigne, 2004).
1.3.4.2. Méthodes de dosage
Deux types de dosage de la progestérone sont actuellement utilisés: les dosages radioimmunologique et immuno-enzymatique. Quelle que soit la méthode utilisée, ce dosage peut
s'effectuer aussi bien dans le sang que dans le lait.
1.3.4.2.1.
Méthode radio-immunologique
La méthode radio-immunologique se base sur l'utilisation d'anticorps anti-progestérone et de
progestérone marquée à l'H3 ou à l’I25. Il s'agit de mettre en contact le prélèvement avec la
progestérone marquée en quantité connue et importante, et avec des anticorps en quantité
connue. Ces anticorps sont saturés par la progestérone du prélèvement et par une partie de la
progestérone marquée. L'excès d'hormone radioactive est ensuite séparé des complexes
antigène-anticorps selon divers procédés et mesuré par un spectrophotomètre. A l'aide de cette
valeur et d'une courbe étalon, la concentration en progestérone dans le prélèvement peut être
déterminée (Thibier et al., 1973).
1.3.4.2.2.
Méthode immuno-enzymatique
La méthode immuno-enzymatique repose sur une technique ELISA (Enzym Linked
ImmunoSorbent Assay) de compétition. Le principe de cette technique est la suivante : la
paroi du tube de réaction est recouverte d'un anticorps anti-progestérone. Après introduction
du prélèvement, une solution renfermant une quantité connue de progestérone liée à une
enzyme est ajoutée. Ce faisant, la progestérone du prélèvement entre en compétition avec la
progestérone liée à l'enzyme au niveau des sites de fixation des anticorps tapissant la paroi du
tube. La lecture au bout de quelques minutes du résultat de cette compétition de fixation
permet d'identifier la proportion de progestérone de chaque origine. Ainsi, si la quantité de
progestérone du prélèvement est élevée, les sites de fixation auront davantage fixé ce type de
progestérone que celui lié à l'enzyme et inversement. Une fois la réaction réalisée, le tube est
vidé et un révélateur est ajouté. L'intensité de la réaction colorée obtenue sera inversement
proportionnelle à la quantité de progestérone présente dans l'échantillon. La comparaison des
couleurs obtenues à celles d'échantillons standards ou leur lecture par spectrophotométrie
permet d'évaluer qualitativement ou quantitativement la concentration en progestérone de
l'échantillon (Hanzen et Castaigne, 2004).
1.3.4.3. Dosage dans le lait
In vitro, dans un prélèvement de lait, la progestérone se conserve bien, quelles que soient les
conditions de stockage. En pratique, afin de prévenir tout catabolisme de l'hormone lorsque
52
l'analyse est différée, il est conseillé d'utiliser des conservateurs (dichromate de potassium ou
acide borique) et de congeler le prélèvement.
Comme nous l’avons vu précédemment il existe de nombreuses causes de variation de
concentration dans le lait.
1.3.4.3.1.
Attitude à adopter face à ces variations
Les variations de concentrations en progestérone dans le lait tiennent essentiellement au taux
butyreux du milieu considéré, mais celles-ci sont toujours moins importantes que la
fluctuation brutale due à la lutéolyse (Tainturier, 1977). Ceci ne remet donc pas en cause
l'intérêt du dosage. Il est cependant préférable, pour un suivi de cyclicité, de standardiser les
paramètres de prélèvements (Thimonier, 2000) ; par exemple, on choisit le lait entier prélevé
en début de traite (après expulsion du lait résiduel), systématiquement lors de la traite du
matin. En pratique, on prélève sur les quatre quartiers, en excluant les éventuels quartiers à
mammite (Thibier, 1983).
1.3.4.3.2.
1.3.4.3.2.1.
Critères de qualité du dosage
Exactitude et fiabilité
La radio-immunologie demeure la méthode de référence car il s'agit d'une méthode spécifique,
sensible, reproductible, et surtout précise (dosage quantitatif au pg près, la limite du dosage
est de 0,02 ng/ml) (Thibier, 1983 ; Hanzen et Castaigne, 2004).
La reproductibilité de la méthode immuno-enzymatique est plus faible. Selon les études, la
concordance est de 86,6 à 96,6 % avec la méthode radio-immunologique (Loussouarn, 1999).
1.3.4.3.2.2.
Précocité
Pour ce qui est de la précocité, c'est un critère qui est utile lors d'un diagnostic de gestation.
Le dosage s'effectue entre J19-21 et J24 après l'insémination, ce qui permet de remettre
rapidement l'animal à la reproduction en cas de résultat négatif (Thimonier, 2000).
1.3.4.3.2.3.
Commodité
Le prélèvement de lait est facile à faire, et peut être effectué par l'éleveur lui-même.
De plus, la conservation de la progestérone est bien meilleure dans le lait que dans le sang.
Par contre, le dosage dans le lait implique des contraintes dans la standardisation des
conditions de prélèvements qui ne sont pas indispensables pour un dosage dans le sang.
La radio-immunologie ne peut s'effectuer que dans des laboratoires spécialisés compte tenu de
l'utilisation d'éléments radioactifs. A l’inverse, la méthode immuno-enzymatique présente
l'avantage d'être facile à mettre en œuvre et donc de pouvoir être effectuée dans n'importe
quel laboratoire. Son application pourrait même être étendue au cabinet vétérinaire avec
l'apparition de kits de dosage.
53
1.3.4.3.2.4.
Rapidité d'obtention des résultats
Pour les dosages en laboratoire, le résultat peut être obtenu en 24 heures après réception du
prélèvement.
1.3.4.3.2.5.
Innocuité
Le prélèvement ne nécessitant qu'un échantillon de lait, les risques encourus pour l'animal et
le manipulateur sont minimes.
1.3.4.3.2.6.
Coût
Le dosage de progestérone présente un coût modéré (environ 7,65 € par analyse) et est donc
rentable pour une analyse ponctuelle (confirmation d'œstrus et diagnostic de non gestation).
Le coût d'un suivi de cyclicité n'est par contre pas négligeable.
54
2. Expression et détection des chaleurs
2.1.
Importance de la détection des chaleurs
De nombreux progrès génétiques actuels sont au service de la reproduction des vaches
laitières, encore faut-il bien les mettre en place. L'insémination artificielle (IA) permet la
sélection des croisements, l'amélioration de la diffusion des meilleurs gènes et une meilleure
maîtrise du calendrier. L'IA doit donc être efficace pour bénéficier de ces avancées techniques,
et cela est conditionné par le choix du moment à inséminer, point critique de la maîtrise de la
reproduction.
Cette étape est à améliorer, mais elle est souvent sous-estimée. Ce qui est une erreur, puisque
l'objectif de fécondité des vaches laitières est d'un veau par vache et par an. L'important est
donc d'assurer à la vache une bonne fertilité, notamment par un bon repérage du moment
propice à son insémination (Williamson et al., 1972).
La mise en place d'une bonne détection de l'œstrus (et des comportements associés, les
« chaleurs ») permet un meilleur suivi de l'élevage, également profitable à la détection et au
traitement des pathologies. Mais cette approche de l'élevage est rendue difficile, à cause
notamment de l'accroissement des effectifs par élevage, ce qui a laissé apparaître une baisse
de fertilité des vaches laitières.
Cette étape critique, la détection de l'œstrus, est souvent laissée à l'appréciation d'une ou de
plusieurs personnes.
Elles disposent de multiples méthodes pour franchir cette étape délicate.
Le signe majeur admis de 1'« état d'œstrus» est l'acceptation du chevauchement (il en est même la
définition en général). Les proportions dans lesquelles il est suffisant (sensible) et pertinent
(spécifique) conditionnent l'efficacité des techniques s'appuyant sur ce comportement, aussi
idéales soient-elles.
Leur fiabilité relève donc des deux points ci-dessous:
• D'une part l'étude de la validité des signes à détecter est nécessaire pour qualifier la
pertinence de l'usage des principes sur lesquels se base la méthode de détection (signe
comportemental, physiologique) ;
• D'autre part la mesure de l'efficacité de la méthode à détecter les signes recherchés est utile
pour déterminer dans quelle mesure elle est applicable au troupeau étudié, facile à mettre en
place et à suivre et rentable financièrement ainsi qu'en organisation du temps de travail.
2.2.
Le comportement d’œstrus
Nous avons vu dans la première partie, la base hormonale de l’œstrus. Dans celle-ci nous
nous intéresserons au comportement que développent les vaches pendant cette période.
55
2.2.1. Signe majeur, l' « acceptation du chevauchement»
Les pratiques d'élevage les plus répandues se ramènent à la méthode traditionnelle de
détection de la période d'œstrus: l'observation visuelle des comportements dit d'œstrus, les
« chaleurs ».
L'acceptation du chevauchement définit l'œstrus. La vache en œstrus reste immobile quelques
secondes, malgré l'autre vache qui pèse sur sa croupe et l'enserre généralement (Figure 6).
Figure 6 : Acceptation de chevauchement
La plupart du temps, une durée minimale de deux secondes est prise en compte pour
différencier une acceptation d'un refus, et la vache chevauchée doit avoir la possibilité
physique de se dégager.
L'acceptation du chevauchement reste le signe décrit le plus spécifique, bien qu'il ne soit pas
assez sensible. Il ne se rencontre que chez 18 à 56 % des vaches en œstrus (Gwazdauskas et
al., 1983, Senger, 1994). De plus, même parmi les vaches concernées, cette activité ne se
répète qu'un nombre de fois limité, en moyenne entre 10 et 60 fois par période d’œstrus soit 1
à 10 fois par heure durant cette période (Dransfield et al., 1998 ; Xu et al., 1998). L'activité
d'acceptation du chevauchement ne représente qu'une infime partie d'apparition des signes
secondaires (cf. 2.2.2.2. ci-dessous), moins de 1 % (Senger, 1994 ; Xu et al., 1998)). La
période d'apparition des signes secondaires est elle-même limitée, de 6 à 24 heures avant
ovulation (Senger, 1994 ; Walker et al., 1996). L'ensemble des acceptations de
chevauchement est inclus dans cette période qui dure elle-même moins de 7 heures.
Le très faible nombre de "faux positifs" est mis en évidence par une très bonne spécificité
supérieure à 90 % (Orihuela, 2000). C'est le signe le plus fiable rencontré pour l'étude d'un
ensemble d'animaux. En effet chaque vache exprime l'œstrus d'une manière différente. Le
plus intéressant pour l'observateur est donc de recueillir le (ou les) quelque(s) signe(s) lui
permettant la détection de la plus grande part du troupeau.
La prise en compte de ce seul comportement laisse des failles qui expliquent l'intérêt des
signes secondaires.
56
2.2.2. Signes secondaires
Ils ne sont pas à négliger et semblent satisfaire certains, ils donnent parfois de bons résultats.
Mais, s'ils ne font pas consensus, leur étude reste intéressante ne serait-ce que par leur
persistance et leur diffusion dans les pratiques d'élevage.
On pourrait les répartir en deux classes :
Chevaucher (ou tenter de chevaucher) une autre vache (Van Eerdenburg et al., 1996)
Chevaucher ou tenter de chevaucher par l'avant une autre vache (Van Eerdenburg et al.,
1996)
Appuyer le menton sur la croupe ou l’encolure d’une autre vache (Williamson et al.,
1972)
Flairer (et/ou lécher) la vulve (et zone périnéale - voire arrière-train) d'une autre vache
(Williamson et al., 1972)
Suivre d'autres vaches « à la trace» (Diskin et Sreenan, 2000)
Se faire chevaucher sans acceptation (Van Eerdenburg et al., 1996)
-
Avec interactions :
Sans interactions :
Grande agitation, nervosité (Senger, 1994)
Baisse d'ingestion, baisse de production (Diskin et Sreenan, 2000)
Meugler (Williamson et al., 1972)
Fréquence augmentée de la miction (Williamson et al., 1972)
Tremblements et levé de la queue en crosse (Williamson et al., 1972)
Immobilisation au pincement lombaire (Williamson et al., 1972)
Ces signes doivent être considérés comme secondaires: c'est-à-dire qu'ils complètent d'autres
informations (et en premier lieu l'acceptation du chevauchement, signe primaire). Mais ils ne
peuvent pas conduire seuls à un "diagnostic" d'œstrus. Selon leur fréquence (Van Eerdenburg et
al., 1996) et/ou leur association (Senger, 1994), ils peuvent cependant laisser penser qu'une vache
est probablement "en chaleurs". Ajoutés à la connaissance individuelle des vaches par l'éleveur,
ces signes peuvent amener ce dernier à inséminer. Ce type de décision repose plus sur
l'appréciation personnelle que sur des faits objectifs. Cette appréciation reste nécessaire dans
certains cas comme celui des vaches à «chaleurs discrètes» (signes d'œstrus peu détectables) voire
« silencieuses» (pas d'acceptation de chevauchement).
Les tentatives de chevauchement (réussites ou échecs, et non seulement leur acceptation) ne sont
par exemple pas à interpréter hâtivement comme positives, même si certains ont réussi à les
corréler avec l'état d'œstrus. Lorsqu'une vache en chevauche une autre, au moins une (dans 98 %
des cas) serait en œstrus, et les deux (71 % des cas) dans la majorité des cas. Et si ce rapport n'est
pas constaté par tous, certains trouvent cependant que dans un grand nombre de cas (85 %) la
vache chevauchant (et non chevauchée) est en œstrus (Orihuela, 2000). Cela affecte donc au
chevauchement (ou tentatives) une bonne sensibilité à la détection des comportements d'œstrus.
Par contre la spécificité est faible: plus de 90% des vaches qui chevauchent ou tentent de
chevaucher sont également en dehors de leur période d'œstrus (Williamson, 1972). Certains
conseillent d'attendre la répétition de ce signe jusqu'à six fois avant d'en lire là une signification.
Le chevauchement par l'avant (ou tentative, en moindre mesure), lui, offre une spécificité
57
soulignée par divers auteurs et une sensibilité acceptable (expression par 25 % des vaches en
œstrus).
Le fait pour une vache de se faire chevaucher, même si elle refuse (esquive, retournement), peut
trahir chez elle une certaine forme d'attractivité pour les autres potentiellement liée à son état
physiologique. Mais cela ne doit pas interférer avec l'interprétation fausse de comportements
hiérarchiques, ni avec l'évaluation d'une situation de blocage physique.
La quantification des déplacements de la vache est également un signe exploité pour la détection
de l'œstrus. L'augmentation de la marche et la diminution des couchages peut être le témoignage
d'une certaines fébrilité œstrale. L'étude de ce signe, complexe, sera développée au chapitre ayant
trait au podomètre, principal instrument de mesure de cette activité.
Les autres signes les plus suivis sont divers. Les cajolements entre vaches sont présents et plus
longs au diœstrus mais plus fréquents durant l'œstrus, de même pour les flairages de la vulve alors
deux fois plus fréquents et quatre fois plus pour les appuis du menton (Van Eerdenburg et al.,
1996).
Les divers signes de recherche des congénères (rapprochements, frottements, flairages)
accroissent l'activité globale d'une vache. Lorsque cette activité est quantifiée, elle peut servir de
moyen de détection. Elle se note soit par l'appréciation globale de l'éleveur, soit par l'utilisation,
encore ici, de podomètres.
Les signes secondaires peuvent donc constituer de bons repères par leur détection aisée et leur
bonne répartition au sein des troupeaux mais ils manquent de spécificité, puisqu'ils peuvent être
couramment observés, même en dehors des périodes d'œstrus.
Des solutions existent pour exploiter ces informations, et leur recoupement permet
d'améliorer la spécificité globale de la détection. L'activité globale regroupe d'ailleurs déjà
plusieurs signes en elle-même.
2.2.3. Validité relative des différents signes
De multiples facteurs modulent les comportements bovins, individuels (propres) et collectifs
(interactions). L'étude comportementale d'une vache, et a fortiori d'un groupe de vaches, se
heurte à diverses variations d'expression.
2.2.3.1.
Facteurs individuels influençant l’expression des chaleurs
Le premier d'entre eux reste la vache elle-même. C'est le facteur premier de variation et le
principal obstacle à l'élaboration d'une méthode transposable à tout bovin. Une vache a ses
propres habitudes comportementales.
Les facteurs de variation individuelle de l'expression des chaleurs sont la race, l'âge, le rang
de lactation, le stade physiologique.
- L’âge : avec l'âge et le rang de vêlage, la durée de l'œstrus augmente, ainsi que le
nombre de chevauchements. Il apparaît aussi que l'acceptation du chevauchement est plus
présente chez les vaches âgées que chez les nullipares et primipares. De même, une vache
multipare aura tendance à mieux exprimer ses chaleurs qu'une nullipare (Orihuela, 2000). Les
multipares manifestent principalement l'acceptation du chevauchement, les flairages et l'appui
du menton, le matin. Tandis que les primipares le font plutôt l'après-midi (Amyot et Hurnik,
1987)
58
- La race (Orihuela, 2000) : au sein d'un groupe, certaines races semblent plus enclines
à chevaucher, et d'autres à dissuader le chevauchement.
Les vaches hautes productrices expriment moins leurs chaleurs que les vaches faibles
productrices.
- Une maladie, et en particulier une atteinte des pieds, pourra aussi soit dissuader une
vache à accepter le chevauchement, soit au contraire l'empêcher d'esquiver (Diskin et Sreenan,
2000).
- La hiérarchie : les vaches en œstrus ont tendance à se détacher du lot et à former
entre elles des groupes de 2 à 5 vaches actives. Elles partagent leurs activités, acceptent un
contact plus rapproché (Williamson, 1972), et interagissent de manière privilégiée. Ainsi elles
se stimulent mutuellement, lorsqu'une vache déclare son œstrus elle active ses congénères. La
formation de ces groupes interfère avec les relations hiérarchiques déjà en place.
L'initiative du chevauchement est souvent du ressort d'une autre vache, le plus souvent plus
grande et plus lourde et, si ces dernières sont aussi les vaches dominantes, elles risquent
d'inhiber les chevauchements des moins massives (Orihuela, 2000).
Enfin, le nombre de vaches simultanément en œstrus modifie l'intensité de leurs expressions
comportementales individuelles. Pour une vache, le nombre de chevauchements par période
d'œstrus peut varier d'une à cinq dizaines (Diskin et Sreenan, 2000). Ces stimulations se
ressentiront d'autant plus dans des grands troupeaux où la probabilité d'avoir plusieurs vaches
simultanément en œstrus augmente.
2.2.3.2.
Facteurs extérieurs influençant l’expression des chaleurs
2.2.3.2.1.
Locaux
L'environnement tient un grand rôle dans l'expression de l'œstrus, et donc dans sa détection.
Selon que les animaux sont en pâturage, en logettes ou en stabulations, ils seront plus ou
moins inhibés voire bloqués physiquement. Les types possibles de revêtement du sol
contribuent également à cette variabilité. Herbe, paille, matières plastiques, béton (et les
variantes) laissent, dans l'ordre, moins de possibilités aux vaches pour agir et interagir avec
leurs congénères. Elles ne démontrent des signes comportementaux que si elles en ont la place
et si le sol le leur permet.
L'illustration la plus explicite est celle de la traite. Même des vaches repérées en chaleurs
avant et après leur passage dans la salle de traite n'y montrent rien la plupart du temps, et les
chevauchements durant leurs allers et retours, bien qu'existants, restent mal identifiables
(Williamson, 1972).
De même, l'ambiance des locaux a son importance et les activités des vaches y varient selon
les « zones spéciales », les saisons, le moment de la journée (Amyot et Hurnik, 1987) et plus
généralement les horaires.
Ces zones peuvent correspondre aux points stratégiques: points d'eau, auges ou distributeurs
automatiques de concentrés (DAC), ouvertures et portes. Ces coins de rencontre (Auges,
DAC) favorisent les interactions tandis que les coins souillés sont le plus souvent évités.
Concernant les saisons, les vaches européennes semblent moins inhibées en hiver qu'en
période estivale chaude (Orihuela, 2000). Les vaches en œstrus le matin semblent le rester
59
plus longtemps que celles qui le sont l'après-midi. De même, les vaches actives la nuit sont
plus démonstratives que celles qui le sont la journée (Williamson, 1972).
2.2.3.2.2.
Stade physiologique
Enfin, d'autres aspects physiologiques peuvent interférer, masquant les manifestations
attendues: le stade de production, la croissance, la puberté, la lactation des multipares.
Les signes eux-mêmes, représentés dans le comportement d'œstrus de certaines vaches, ne
sont pas toujours présents tout au long de l'œstrus.
Ce dernier est découpé en 3 périodes où plusieurs signes se retrouvent préférentiellement.
Une vache aura tendance, en fonction de l'évolution de son cycle (Diskin et Sreenan, 2000) :
d'abord à tenter de chevaucher les autres vaches;
ensuite à accepter le chevauchement, à présenter des glaires vulvaires visqueuses en
longs filaments élastiques, à diminuer son ingestion alimentaire et sa production
(œstrus ou œstrus imminent);
puis à tenter de chevaucher les autres vaches, à appuyer son menton, à refuser le
chevauchement tout en présentant des glaires plus aqueuses collées à la queue et/ou
aux flancs, avec ou non un aspect mat.
2.2.4. Signes non comportementaux
Des données physiologiques et physiques, si elles sont recueillies efficacement, peuvent aider à
la détection de l’œstrus.
2.2.4.1.
Données physiologiques
Parmi les données physiologiques disponibles, outre la progestéronémie, c'est l'impédance
(résistance électrique) du tractus génital qui est la plus exploitable.
La mesure de l'impédance des tissus du tractus génital livre des informations (Senger, 1994) :
la résistance la plus faible est mesurée au moment du pic de LH soit quelques heures après le
début de l’oestrus (Saint-Dizier, 2005).
Les glaires ont une densité croissante à l'œstrus et les tissus deviennent 74 % plus denses.
Cela est dû à l'augmentation des concentrations sériques d'œstradiol, qui accroît l'hydratation
du mucus et du tractus génital (Saumande, 2000).
Ce paramètre reste cependant très sensible à toute autre modification telle que métrite et
variation interindividuelle (Senger, 1994).
2.2.4.2.
Données physiques
Les données physiques sont assez nombreuses, et leur facilité d'accès leur confèrent un certain
intérêt:
60
Glaires (Mucus) vaginales translucides
Turgescence et congestion des lèvres de la vulve
Légères pertes sanguines (metœstrus) à la vulve
Poils ébouriffés à la naissance de la queue, certaines salissures sur le dos et/ou les flancs
dus aux chevauchements
Pelage de la queue ainsi que de la zone périnéale collé et à l'aspect mat dus aux glaires
vaginales translucides (Diskin et Sreenan, 2000)
La présence de glaires translucides et ses conséquences, poils mats et collés, peut retenir
l'attention. Certains accordent une valeur diagnostique si les glaires peuvent s'étirer en de
longs fils supérieurs à 50 cm (Van Eerdenburg et al., 1996).
L'aspect turgescent de la vulve, bien que facile à décrire, est peu souvent caractérisable, et
peut se confondre avec d'autres phénomènes.
Certaines autres méthodes couplent le recueil de diverses informations. Ainsi certaines vaches
sont surveillées sur plusieurs critères à la fois, mêlant par exemple le niveau d'activité,
l'acceptation du chevauchement et l'impédance du tractus vaginal. Des machines automatiques
sont même conçues pour effectuer des mesures durant la traite. Elles peuvent relever
l'impédance (résistance électrique) vaginale, la température, l'ingestion et les variations de la
courbe de lait (Senger, 1994).
2.3.
Les différentes méthodes d’assistance à la détection des chaleurs
L'étude précédente de l'état d'œstrus, observé sur l'animal, est directement utile à l'élevage pour
permettre à l'homme de repérer le moment de l'insémination. A cette fin, il s'aide de techniques
(protocoles) basées sur les différents signes exprimés.
2.3.1. Techniques basées sur l'« acceptation du chevauchement»
Signe primaire, l'acceptation du chevauchement reste l'un des premiers signes exploités dans la
détection des vaches en chaleurs. Outre l'observation visuelle directe, l'éleveur peut avoir recours
à un témoin. Soit mécanique soit électronique, ce témoin lui permet d'identifier les animaux ayant
été chevauchés. Dans certains cas, il lui permet même de situer la période (heures) d'acceptation
du chevauchement.
2.3.1.1. Observation visuelle
Déjà amplement abordée lors de la description des comportements dits d'œstrus, il reste à
préciser les résultats obtenus lors de l'utilisation de cette méthode, au travers de diverses
techniques (fréquence, durées, signes recherchés) mises en œuvre.
L'observation visuelle, bien qu'ancienne, a évolué dans sa méthodologie. En effet, elle est
devenue dépendante tant des emplois du temps des éleveurs (durée et moments d'observation)
61
que des évolutions techniques (rendements, vaches laitières hautes productrices) ou de la
mutation générale du monde rural (intensification, stabulations).
Rationalisée depuis le milieu du siècle dernier, une recommandation semble largement admise
(Shipka, 1999), même si elle n'est pas toujours suivie: observer le troupeau deux à trois fois
par jour, 20 à 30 minutes à chaque fois. Ce temps à consacrer à l'observation doit se réserver
en dehors des moments de traite, sous peine de tripler le nombre de faux positifs sans même
augmenter celui des vaches correctement détectées (Williamson et al., 1972).
Ainsi, malgré l'ensemble des comportements exprimés par les vaches (partie précédente),
l'homme perdra inéluctablement de précieuses informations, à raison d'une surveillance de 2
ou 3 fois par jour ,40 à 90 minutes (respectivement 2x20 minutes et 3x30 minutes). Et cela
même s'il s'organise de façon optimale dans le temps tout en privilégiant les moments les plus
favorables. Ces derniers correspondent aux moments de la journée non seulement où un
maximum de vaches sont en œstrus mais aussi où elles le manifestent le mieux. Et afin de
s'assurer une bonne attention et d'éviter de déranger les animaux, il doit se préserver de tâches
à accomplir en parallèle à la surveillance du troupeau. L'optimum revient à consacrer une
demi-heure à 10H00 plus une autre à 20H00 (Van Eerdenburg et al., 1996). Malheureusement,
réduire ainsi la surveillance dans le temps diminue aussi la probabilité de voir une acceptation
de chevauchement (cf. supra): en suivant cette recommandation 30 à 70 % des
chevauchements sont susceptibles d'être observés par l'homme (Diskin et Sreenan, 2000). Ce
qui aboutit, toutes vaches confondues, à un faible taux de détection des acceptations de
chevauchement. Il passe de 37% (l2x30') à 12% (3x30' à 10h, 12h, 20h), laissant dans ce
dernier cas les trois quarts des périodes d'œstrus (et non des vaches) non déterminées par ce
seul signe, pourtant majeur (Van Eerdenburg et al., 1996).
Au final, seulement un à deux tiers des cas peuvent être relevés visuellement.
De plus, tous signes confondus (signe majeur plus signes secondaires), les résultats de cette
technique restent en deçà de la moitié des vaches en œstrus détectées. Et ils donnent un
huitième de « fausses détections » (Williamson et al., 1972).
2.3.1.2. Témoins (mécaniques) du chevauchement
Ces moyens techniques permettent en théorie de bénéficier d'une surveillance continue des
animaux, avec seulement quelques réels passages dans le troupeau. Les signes recherchés, s'ils
sont détectés par la méthode, doivent laisser une marque (témoin) sur l'animal concerné, ou au
moins permettre d'identifier ce dernier même après la fin de ce signe. A titre d'exemple, le
chevauchement ébouriffe souvent des poils à la base de la queue, ce qui reste visible bien après
l'acceptation. Des techniques ont été développées pour assurer un marquage de meilleure qualité
(plus visible et plus durable), plus sensible (moins de faux négatifs) et plus spécifique (moins de
faux positifs).
2.3.1.2.1.
Colliers Marqueurs
Le principe du collier ou harnais marqueur réside dans l'affectation d'un bovin à la tâche du
marquage des autres. Celui-ci est équipé d’un harnais muni, sous l’auge, d'un marqueur gras.
C'est soit une craie à visser soit un bloc marqueur et il laisse un trait coloré en redescendant
des animaux qu'il chevauche.
Ainsi, les animaux qui se laissent chevaucher deviennent repérables et le restent un certain
temps. Les animaux utilisés à cette tâche sont généralement des mâles vasectomisés (ayant
62
subi ou non une intervention de déviation du pénis). Ce choix a pour but d'exploiter leur
tendance naturelle à la saillie, sans les risques de fécondation non désirée ou de contamination.
On rencontrait aussi des femelles androgénisées (interdit depuis 1988), d'usage moins
contraignant. En effet, les mâles vasectomisés nécessitent autant d'attention qu'un mâle entier,
sans toutefois apporter le confort des «rattrapages » par monte naturelle que peut apporter ce
dernier
Ces mâles peuvent en même temps stimuler le troupeau par leur propre activité. Leur usage
est particulièrement intéressant lorsque la saison de la mise à la reproduction arrive à sa fin et
que le taux de vaches gestantes est important (Diskin et Sreenan, 2000). C'est en effet la
période qui correspond aux plus faibles interactions au sein du troupeau, seules quelques
vaches viennent encore en œstrus.
Peu de résultats sont disponibles, mais la sensibilité de la technique semble faible, d'environ
50 %. Ce résultat est d'autant plus faible qu'il prend pour référence les observations visuelles
et non l'état physiologique. La spécificité, elle, est supérieure à 50 % (Gwazdauskas et al.,
1990).
2.3.1.2.2.
Peinture sur la base de la queue
Des marques systématiques sur la croupe des animaux suivis sont également un moyen de les
surveiller. Il faut pour cela marquer régulièrement tous ces animaux à l'aide d'un crayon
marqueur comme les RAIDL-stick© (www.raidex.de) (Figure 7), ou de peinture spécifique.
Ainsi, lorsqu'ils sont chevauchés, leur marque est étalée ou enlevée.
Pour obtenir une bonne lecture de ces repères, des vérifications individuelles régulières s'imposent,
afin de pouvoir différencier des marques étalées de celles juste effacées par les mouvements de la
vache.
Combinée à une observation visuelle tôt le matin et tard dans la soirée, la vérification de l'état de
la peinture pendant les moments de traite (2 fois par jour) aboutit à une détection de l'œstrus de 44
à 96 % (Diskin et Sreenan, 2000).
Figure 7 : RAIDL-stick© (www.raidex.de)
2.3.1.2.3.
Capsules de peintures (Œstruflash®, KaMar®,
HotFlash®)
Sur le même principe que la peinture, mais pour un marquage plus durable il est possible de fixer
une capsule de couleur sur la croupe de l'animal, à l'image du KaMaR© de Kamar Inc. avec de
l'encre rouge (http://www.kamarinc.com)(Figure 8).
63
Figure 8 : Capsule Kamar (www.kamarinc.com)
Lorsqu'il y a chevauchement, la capsule interne et opaque est percée. L'encre contenue se répand
dans une seconde poche, transparente et la coloration apparaît (Figure 9).
Figure 9 : Une capsule Kamar fixer sur la croupe
Avant chevauchement
Après chevauchement
Certains affichent en plus de cette coloration, une certaine fluorescence, comme Œstruflash©. La
durée de ce dernier phénomène est annoncée aux alentours de 6 heures, ce qui peut parfois
permettre d'obtenir une indication, mais imprécise, du début d'œstrus.
La sensibilité de ce type de détecteurs varie de 56 à 94 % et leur spécificité de 36 à 80 %.
Concernant le KaMaR, sa spécificité est annoncée de 98 % (Diskin et Sreenan, 2000), avec
pour référence une observation visuelle continue 24h/24h. Elle approche 77 % en prenant
pour référence les observations visuelles des animaliers, soit 2 fois 30 minutes par jour. Cette
étude affiche des résultats semblables pour Œstruflash : respectivement autour de 70 % et
autour de 50 % avec cependant un fort effet troupeau. La faible spécificité de ces appareils
s'illustre aussi par un taux de progestérone incompatible pour plus de 10 % des vaches
64
«détectées» par le KaMaR (Saumande, 2000). De plus, la chute de ces systèmes concerne entre
le tiers et le huitième des appareils (Gwazdauskas et al., 1990).
Les faibles chiffres de sensibilité et de spécificité des différents types de témoins mécaniques
s'expliquent par le fait qu'un simple chevauchement sans acceptation, ou un appui voire un
simple frottement peut déclencher le système. Et un chevauchement avec acceptation peut ne
pas le déclencher, s'il s'effectue trop à côté du détecteur. De plus, d'autres facteurs d'erreurs
sont à noter: la garantie de leur fixation à la vache et leur bon fonctionnement en cas de
pression. La chute du détecteur peut cependant s'interpréter soit comme une défaillance
technique soit comme témoin d'un chevauchement rendu responsable (Gwazdauskas et al.,
1990).
Ces outils restent donc des aides et non des techniques abolissant l'intérêt des observations
directes.
2.3.1.3. Surveillance électronique (capteurs de pression)
Ces outils se basent sur le même principe de détection que les précédents : identifier les
animaux qui se sont laissés chevaucher. Grâce à l'apport d'électronique, ces capteurs de
pression permettent en plus de mettre en place un réel algorithme de détection. C'est-à-dire
qu'ils peuvent ne pas tenir compte des chevauchements courts (à priori sans acceptation),
modérer l'importance de chevauchements isolés, intégrer leur répétition et leur fréquence.
Certains peuvent même comparer l'état individuel de la vache à différents moments, afin de
préciser l'heure de début de l'œstrus. En contrepartie, l'usage de ce type de techniques
implique un investissement financier élevé, au moins 50 € par module individuel en plus de
l'installation de base, la fixation sur la croupe des animaux. Les aléas de l'électronique
s'ajoutent aux contraintes de l'utilisation de modules individuels, déjà rencontrées ci-dessus
(fixation, perte, fonctionnement).
2.3.1.3.1.
Compteurs de pression
Les premiers appareils apparus servent à compter les pressions subies par le module fixé à
l'animal. Ils se déclenchent lorsque le nombre ou la fréquence des pressions dépasse la valeur
seuil décidée par le constructeur. Le manque d'information à ce sujet, ainsi que le « secret
industriel» ne permet pas d'en connaître les algorithmes. Parmi ces types d'appareils se
trouvent: le Bovin Beacon®, le Mate Master®, le Mount Count and Trade® (Diskin et
Sreenan, 2000).
2.3.1.3.2.
Détecteurs électroniques de chevauchements
Le DEC® (Détecteur Electronique de Chevauchements, du Laboratoire IMV Technologies France) est un module de détection à fixer par encollage d'une base textile à la croupe de
l'animal. Sur cette dernière est cousue une pochette fermée par une bande «scratch », dans
laquelle le module doit être inséré. Il détecte les pressions, leur intensité, leur durée, leur
nombre et leur fréquence, et un algorithme (tenu secret) en déduit l'heure de début de l'œstrus.
Cet algorithme détermine le premier enregistrement attribuable à un comportement d'œstrus et le
65
définit comme étant le début des chaleurs. Dès la deuxième heure, le DEC émet un clignotement
se répétant toute les 10 secondes, par une diode intégrée au module et visible à distance sans l'ôter
de la pochette. Ensuite le nombre de clignotements (espacés de moins d'une seconde) est
incrémenté toutes les 2 heures. L'algorithme se remet à zéro après 9 clignotements soit 18 heures,
et recommence à "attendre" une période de chaleurs. L'information disponible est donc simple,
c'est la durée qui nous sépare de l'œstrus de la vache qui porte le DEC qui clignote.
Une fois considéré ce mode de fonctionnement, plusieurs défaillances potentielles doivent être
envisagées :
- défauts de fixation du module : chute voire perte de ce dernier par décollage de la base textile,
rupture de la toile constituant la pochette ou des coutures de cette dernière, ouverture involontaire
du scratch;
- fragilité du boîtier: intégrité, étanchéité ;
- dysfonction des composants électroniques : insensibilité, blocage allumé de la diode, non
enregistrement;
- implémentation incorrecte de l'algorithme: non pertinence des prises en compte des poids,
durée, nombre et fréquence de chevauchements, mauvaise détermination du début de l’œstrus,
mauvaise incrémentation du nombre de clignotements, nombre erroné de ces derniers à
l'affichage.
Il semble que ce dispositif ait une bonne spécificité (autour de 96 %), mais une faible sensibilité
(autour de 30 %). Ces valeurs comprennent les vaches qui n'expriment pas le signe recherché,
ainsi que celles pour lesquelles le système a été défaillant. Cela attribue au système une valeur
prédictive négative (VPN) de 98 % et une valeur prédictive positive (VPP) de seulement 14 %. A
noter que la référence pour ce calcul n'a pas été l'observation visuelle 24/24, mais la détection
visuelle habituelle effectuée par le personnel, soit 3 fois 20 minutes par jour, en plus des passages
réguliers au sein du troupeau. On peut donc émettre 1 'hypothèse que si le seul signe retenu en
référence était le chevauchement et son acceptation, la spécificité serait équivalente mais que la
sensibilité serait meilleure (Saumande, 2000).
2.3.1.3.3.
Système Radio-Télémétrique
Le terme « radio-télémétrie» ne précise pas le moyen de détection lui-même, mais signifie
que les données sont transmises à distance. Et c'est bien ce qui distingue les principes du
DEC® (cf. ci-dessus) et du Heat-Watch® (DDx Inc., Denvers, CO). Pour les deux, un capteur
de pression est fixé à la croupe de l'animal, et analyse les différents chevauchements perçus.
Grâce au système radio-télémétrique, ces informations sont directement transmises à un
ordinateur central, au lieu d'être directement affichées sur le module. Les transmetteurs du
Heat-Watch® ont une portée de 400 mètres, et les relais une portée de 800 mètres. Les
signaux sont ensuite acheminés à un récepteur d'un rayon de 1200 mètres, puis à une mémoire
tampon. Ils sont constitués de l'identification du module fixé à l'animal, de la date et de l'heure,
de la durée du chevauchement ainsi que de la force (1 à 7) du signal. Seuls les
chevauchements de plus d'une seconde déclenchent le capteur de pression (Xu et al., 1998).
Les données sont donc téléchargées, traitées puis consultables sur un seul et même ordinateur,
à l'exploitation ou dans tout autre lieu choisi à la convenance de l'exploitant. L'attention est
portée sur une vache dès qu'elle se fait chevaucher une seule fois, et elle est considérée en
œstrus à partir de 3 chevauchements en moins de quatre heures. Les données restent en
mémoire, ce qui permet de trier les vaches selon leur cycle et d'adapter les suivis individuels.
Celles qui n'ont jamais été considérées en œstrus dans les 25 jours post-partum (JPP) sont
66
classées en « non retour ». Celles qui apparaissent deux fois en œstrus dans un délai de moins
de 13 jours sont classées en cycles courts (At-Taras et Spahr, 2001).
Un tel dispositif voit son utilité lorsqu'il sert pour des troupeaux de grande taille et/ou qui
pâturent à distance des bâtiments d'élevage. Le Heat-Watch® évite les nombreux
déplacements et les gênes occasionnées par une observation directe et régulière. Lorsqu'il est
appliqué à un élevage en stabulation, la télétransmission n'apporte que peu d'avantages face
aux coûts d'installation. Ce qui explique la bonne implantation de ce système dans les zones
de grands élevages comme l'Australie, la Nouvelle Zélande et sa moindre présence en Europe.
Les études semblent indiquer que dans les conditions d'utilisation conseillées pour le HeatWatch®, ce système détecte les œstrus avec autant de succès que l'observation visuelle, même
aidée par l'application de peinture à la base de la queue. Des chiffres de 95 % ou plus sont
avancés, tant pour la sensibilité que la spécificité (Xu et al., 1998). D'autres auteurs retournent
le point de vue et préfèrent conclure que ces systèmes n'apportent rien de mieux que
l'observation visuelle classique (Senger, 1994).
Les études faites sur des systèmes électroniques ont permis de conclure que la moitié (5 sur
10) des défaillances observées (œstrus non détectés) est attribuable à la perte du module (Xu
et al., 1998). Sa fixation est un réel souci, d'autant plus que ces chiffres n'incluent qu'une
partie des modules tombés, ces derniers étant généralement remis en place systématiquement,
sauf lorsque c'est impossible. Et même si leur chute peut être interprétée comme indicatrice
de chevauchement (responsable de la chute), ils restent «insensibles » le temps où ils sont
restés à terre. De plus, certaines chutes de modules sont incompatibles avec l'état d'œstrus
(taux de progestérone trop hauts). Cela peut concerner 5 à 15 % de celles-ci, ce qui reste
proche de la proportion de faux positifs lors d'observations visuelles classiques (Gwazdauskas
et al., 1990). Des systèmes à implanter sous la peau sont à l'étude, ils devraient fonctionner de
la même manière, les risques de chute en moins mais des soucis d'implantation, de rejet, de
migration, et surtout d'alimentation.
2.3.2. Techniques complémentaires
Les techniques déjà envisagées ont pour ambition de se suffire à elles-mêmes. Mais en fait la
détection qu'elles apportent peut être améliorée par d'autres, qui testées seules ne donnent pas
de résultats satisfaisants. Ces techniques, complémentaires, servent de confirmation ou de
signal d'appel.
2.3.2.1. Impédance Utérine
Cette méthode est non seulement peu sensible (nombreux faux négatifs), peu spécifique
(nombreux faux positifs) mais également difficile à mettre en place (Senger, 1994). Une étude
préliminaire a fourni de bons résultats en apparence, mais à corriger par l'effet troupeau et le
faible nombre d'animaux: sensibilité de 91 % et spécificité de 80 % (Saumande, 2000). De
plus, les conditions de l'expérience ainsi que la méthode de référence ne sont pas détaillées.
Malgré les informations complémentaires qu'elle peut apporter sur l'involution utérine de la
vache, son installation (implantation d'électrodes et télérécepteur) reste difficile à justifier.
67
2.3.2.2. Impédance Vaginale
Une sonde mesurant la résistance électrique des sécrétions vaginale a été conçue et
commercialisée aux Etats-Unis puis en France (depuis 1998) sous le nom d’Ovatec© (Figure
10).
Les mesures de résistance doivent être effectuées au moins deux fois par jour et débuter
quelques jours avant le moment attendu de l’œstrus, avec pour corollaire, un investissement
en temps et des risques inflammatoires pour la muqueuse vaginale. Le fabricant recommande
d’inséminer lorsque l’impédance est inférieure ou égale à 55 Ohms.
La position de la sonde dans l’animal, les infections vaginales et les réactions de l’animal au
moment de la mesure.
Testée sur 80 vaches laitières d’une ferme expérimentale de l’INRA, la sonde a permis
d’atteindre un taux de réussite satisfaisant en première I.A. (51 % sur deux ans), mais ne s’est
pas révélé plus efficace que l’observation visuelle.
Au vu de ces résultats et du prix de la sonde (2750 €), il ne semble pas raisonnable de
conseiller cet outil aux éleveurs (Saint-Dizier, 2005).
Figure 10 : La sonde Ovatec© (Saint-Dizier, 2005)
2.3.2.3. Température Corporelle & Température du Lait
La température corporelle de la vache, ainsi que celle du lait, subit également des variations dues
à l'œstrus (Heres et al., 2000). Cependant, la difficulté de quantification de celles-ci ainsi que les
interférences avec de nombreux autres facteurs rendent inexploitables ces données.
2.3.2.4. Ingestion/Production (Courbe de lait)
Ces paramètres sont mesurés une fois par mois dans le cadre de l'alimentation et de la production
du troupeau, il en faudrait un suivi quotidien pour obtenir une indication sur l'état d'œstrus, ce qui
est directement mesurable dans le cas de l'ingestion dans les élevages munis de DAC. Ils peuvent
68
rester un élément de consultation pour conforter une impression, dans le cas où les valeurs sont
individuelles.
L'approche de la période d'œstrus se traduit souvent chez la vache par une baisse d'ingestion. En
effet, l'augmentation de l'activité et des interactions avec d'autres vaches la détourne de l'auge.
Une légère diminution dans la courbe de lait s'observe également. Mais ces variations ne sont pas
toujours quantifiables ni significatives. Les conclusions sur les variations de production aux
alentours de l'œstrus sont même contradictoires (Saumande, 2000).
2.3.3. Techniques alternatives
2.3.3.1. Suivi de l'activité individuelle
L'activité motrice globale s'accroît en période d'œstrus. Sa mesure permet d'en préciser le
moment, et cette évaluation doit être rapportée au niveau d'activité normale de la vache
concernée. C'est seulement le calcul du ratio activité ponctuelle / activité normale qui pourra
renseigner sur la période de l'œstrus, par son augmentation mesurable et suffisamment
significative.
2.3.3.2. Podomètres
Le Heat-Seeker® (Boumatic, Madison WI) est un module encapsulé dans une pochette en
plastique, à fixer au canon de la vache. Il se compose d'un capteur de mouvement et d'un système
électronique auto-alimenté par une batterie. Le capteur de mouvement est un commutateur de
mercure sensible aux pas de l'animal. Les pas de la vache, ainsi comptés, sont analysés par un
progiciel (ActivityTagSoftware®) et enregistrés par créneau de deux heures. Les données sont
ensuite récupérées du module à l'aide d'un lecteur électromagnétique, identifiées par un stylo
optique et stockées sur un ordinateur. La détection de l'œstrus est possible grâce à la comparaison
de l'activité ponctuelle de la vache à sa propre moyenne d'activité. Cette période de référence, afin
d'être biaisée le moins possible, est en général définie sur les deux à trois jours précédant (ou
suiivant) l'œstrus (At-Taras et Spahr, 2001).
Le principe du podomètre est de mesurer la distance parcourue par une vache et d'en tenir compte
comme indice de l'activité de la vache. Une vache marche plus durant l'œstrus, de 2 à 4 fois
(Diskin et Sreenan, 2000), ce qui valide cette utilisation. L'activité est augmentée dès la fin du
diœstrus et le début du proœstrus et encore durant le metœstrus (Senger, 1994). Les premières
générations de podomètres affichaient une sensibilité entre 60 et 100 % et une spécificité
entre 22 et 100 % (Senger, 1994). Ces grands écarts peuvent s'expliquer par un grand nombre
de faux-positifs et des dysfonctionnements matériels. Depuis, une mémoire propre permet
d'étudier l'évolution de l'activité et non plus seulement le niveau ponctuel d'activité.
L'interface informatique permet l'intégration de calculs statistiques ainsi qu'une récolte plus
aisée des données et la possibilité de programmer des alertes personnalisées.
Le réglage du podomètre doit se faire animal par animal, afin de pouvoir détecter un
maximum d'œstrus sans toutefois maximiser les faux positifs (Saumande, 2000), puisque les
niveaux moyens d'activité varient d'une vache à l'autre.
Des craintes émanent également de la littérature à propos de la gêne occasionnée par la pose
d'un tel dispositif, qui peut interférer avec l'attitude comportementale habituelle des animaux.
69
Mais cela n'a pas encore été objectivé. Ce système est plus adapté à la stabulation, si les
animaux ne sortent pas à l'herbe.
2.3.3.3. Animaux Renifleurs
Certains mâles bovins peuvent être utilisés pour la détection de l'œstrus. Ces «mâles
renifleurs» sont à l'image des boute-en-train. Ils sont en contact visuel et olfactif avec les
vaches, mais sans saille possible (case attenante). Tout comme pour les mâles vasectomisés,
l'entretien d'un tel animal, sans le bénéfice du « rattrapage» des vaches encore infécondes,
reste non rentable. Des «chiens renifleurs» peuvent également être dressés au reniflage des
vaches et à la reconnaissance de celles en chaleurs qui en découle. Peu de données sont
disponibles pour en estimer la fiabilité. (Williamson et al., 1972)
70
3. L’expérimentation: « Comparaison de différentes méthodes
d’utilisation d’un dispositif de vidéosurveillance pour la
détection des chaleurs »
3.1.
Matériel
3.1.1. L’élevage
L’expérience s’est déroulée au centre d’élevage « Lucien Bizet » de Poisy en Haute-Savoie
(74330).
Le bâtiment des vaches laitières abrite 77 animaux en moyenne, c’est une stabulation libre qui
comprend deux aires paillées en pente pour un total de 360m² (Figure 12).
Le troupeau est composé de trois races : Montbéliarde, Abondance et Prim’Holstein.
Quelques informations concernant le troupeau sont disponibles dans le tableau IX.
% du troupeau
Montbéliardes
Abondances
Prim’Holstein
Moyenne
48
28
14
Production
moyenne de lait
(en kg)
7658
6903
7776
7093
TB (en g/kg)
TP (en g/kg)
37,3
37,2
37
37,3
32,5
34,4
32
33
Tableau IX : Caractéristiques laitières des vaches de l’élevage
Les vêlages sont étalés tout au long de l’année ce qui fait que l’on a pu observer des chaleurs
durant toute la période de l’expérience.
L’état corporel des animaux est de 3 en moyenne sachant que le minimum est de 2 (5 % des
animaux) et le maximum de 5 (10 % des animaux).
3.1.2. Le système de vidéosurveillance
3.1.2.1. Les caméras
Le système de vidéosurveillance est composé de 2 caméras Infra Rouge (CAM1 et CAM2)
disposées aux extrémités d’une aire paillée et de 2 caméras Couleur / Noir et Blanc (CAM3
et CAM4) aux extrémités de la seconde (Figure 11 et 12).
71
Figure 11 : Les deux types de caméras
Les deux caméras I.R.
Les deux caméras Couleur/N&B
Figure 12 : Plan du bâtiment et disposition des caméras
CAM2
CAM1
CAM3
CAM4
72
3.1.2.2. Le logiciel
Ces caméras sont reliées à un logiciel de gestion des séquences vidéos dont la société
installatrice n’a pas souhaité dévoiler le fonctionnement précis non plus que les
caractéristiques techniques.
Ce logiciel permet la numérisation d’images en continu et surtout la visualisation rapide de
n’importe quelle séquence enregistrée sur le disque dur.
Il est possible de naviguer facilement dans le temps et d’une caméra à l’autre car il découpe la
journée de 24 heures en séquences d’une heure (mode 24 heures) puis de 10 minutes (mode
10 minutes) et enfin d’une minute (mode minute) et affiche une vignette correspondant à
chaque séquence sur trois écrans correspondant chacun à un mode. Pour passer d’un écran à
l’autre il suffit de double-cliquer sur une vignette.
Une barre de recherche en bas de l’écran permet de changer de caméra à tout moment.
Par exemple, si on est en mode 24 heures, le logiciel affiche 24 vignettes correspondant
chacune à 1 heure ; en double-cliquant sur la vignette 5H on change d’écran (on passe en
mode 10 minutes (Figure 13)), le logiciel affiche alors six vignettes, chacune correspondant à
une séquence de dix minutes. Si on clique sur une de ces vignettes, on passe alors en mode
minute, on a dix images sur l’écran, chacune pour une minute. On peut à ce moment
sélectionner une de ces images et faire défiler la vidéo.
On peut également accéder directement à une heure précise grâce à la fonction « recherche ».
La lecture de la vidéo peut s’effectuer soit à vitesse réelle, soit en accéléré grâce à
« avance/retour rapide » paramétrable de 1 à 22 fois la vitesse normale.
Figure 13 : Interface du logiciel et passage d’un écran à l’autre
Mode 24 heures
Mode 10 minutes
73
3.1.2.3. Le capteur de mouvements
Le système est aussi équipé d’un capteur de mouvement dont la sensibilité est réglée sur 90 %
(Figure 14).
Les caméras filment 24H/24H mais uniquement les images sur lesquelles il y a du mouvement
sont enregistrées sur le disque dur.
Figure 14 : Interface de réglage du détecteur de mouvements
3.2.
Méthodes
3.2.1. Détection des chaleurs par l’éleveur
L’observation des vaches par l’éleveur a lieu 40 minutes dans la journée, réparties en 4
séquences (Figure 15), on appellera cette méthode « Directe – Eleveur » :
Figure 15 : Observation des vaches par l’éleveur
74
3.2.2. Le dépouillement des vidéos
Chaque jour du 19 décembre 2006 au 2 avril 2007 les bandes ont été visionnées selon trois
méthodes que nous allons décrire, afin de déterminer s’il y a eu chevauchement et quelle
vache a été chevauchée.
- La méthode « Caméra – 3x30 » : La recommandation pour les éleveurs afin
d’optimiser la détection des chaleurs est de consacrer trois périodes de 30 minutes par jour à
l’observation du troupeau. Dans cette méthode, trois périodes de 30 minutes ont été
visualisées par l’opérateur : de 5H à 5H30, de 11H à11H30 et de 22H à 22H30.Ces horaires
ont pu varier légèrement si les vaches étaient bloquées au cornadis pendant ces périodes ou
s’il y avait une activité inhabituelle.
- La méthode « Caméra – Icônes » : elle est basée sur le fait que le logiciel découpe la
journée en séquences et affiche des « vignettes » correspondant aux séquences. L’opérateur a
visionné les étiquettes en mode 10 minutes en comparant chacune d’elles avec la suivante
pour essayer de déterminer s’il y avait des mouvements, ou des regroupements de vaches
pouvant faire penser qu’il y aurait des chevauchements. Si c’était le cas, il pouvait passer en
mode minute et visionner la vidéo pour chercher le chevauchement (Annexe 7).
- La méthode « Caméra – Continu » : l’opérateur a visionné la vidéo de toute la
journée (24H). Cette méthode permet de détecter tous les chevauchements, elle est donc utile
pour définir le nombre de chaleurs détectables à la caméra.
Pour chaque méthode d’observation, seule l’acceptation du chevauchement a été retenue
comme signe spécifique de chaleurs. C’est le signe le plus fiable décrit dans la bibliographie
et il est facilement repérable sur des séquences vidéo, même visionnées en accéléré. De plus,
c’est le signe employé habituellement sur la ferme pour détecter les chaleurs.
La première acceptation marque le début des chaleurs. On dit qu’une vache accepte le
chevauchement si elle reste immobile plus de deux secondes.
Le dépouillement s’est fait uniquement sur les caméras CAM1 et CAM4. CAM2 et CAM3
sont utilisées en cas de doute et pour l’identification des vaches.
L’opérateur visionnait les vidéos non pas en vitesse réelle (cela prendrait trop de temps) mais
en vitesse accélérée, jusqu’à 22 fois la vitesse réelle.
Un cahier de dépouillement était prévu pour chaque méthode, l’opérateur notait alors chaque
chevauchement observé en face de l’heure correspondante (Annexe 8).
Les cahiers de dépouillement comportaient deux pages par jour, une page qui allait de 6h. à
18h. et la deuxième qui allait de 18h. à 6h. le lendemain, le dépouillement était donc réalisé
en deux temps.
Afin de pouvoir reconnaître les vaches sur la vidéo, un imagier a été réalisé (Annexe 9),
comportant une photographie du flanc droit, du flanc gauche et une vue de dessus de chaque
vache.
Enfin, le dépouillement (est ce qu’il y a chevauchement ?) et l’identification (quelle vache se
fait chevaucher ?) étaient chronométrés séparément.
3.2.3. Courbes de progestérone et détermination de la phase ovulatoire
75
Un prélèvement bihebdomadaire de lait a été réalisé le mardi et le vendredi matin. Ils
concernaient 33 vaches. Ils commençaient au 20ème jour post-partum et s’arrêtaient quand la
vache était déclarée gestante par échographie ou exploration transrectale.
Après que les premiers jets ont été tirés, on remplit avec le lait des quatre quartiers un flacon
de 10 mL.
Les dosages ont été réalisés au Laboratoire de dosages hormonaux du Département Recherche
et Développement de l’U.N.C.E.I.A. (L'union nationale des coopératives agricoles d'élevage
et d'insémination animale ) La méthode de dosage (Annexe 11) utilisée était un test E.L.I.S.A.
(Enzyme Linked ImmunoSorbent Assay) qui a permis d’analyser 1050 échantillons.
Les dosages de progestérone réalisés sur ces prélèvements ont permis d’établir des courbes
afin de déterminer les périodes ovulatoires (P.O.) de chaque vache. Il s’agit de la méthode de
référence de l’expérience afin de déterminer les ovulations et donc les chaleurs potentielles.
Les résultats de dosage sont répartis en trois classes (Figure 16):
Figure 16 : Illustration des trois classes de résultats
Une période ovulatoire est définie par la succession d’au moins deux prélèvements
strictement négatifs précédant soit :
- une phase lutéale (succession d’au moins 3 points positifs) ;
- une phase lutéale courte (1 ou 2 prélèvements positifs) ;
- un pic transitoire (élévation du taux de progestérone d’au moins 1 ng/mL par rapport
à la sécrétion basale mais inférieur à 3,5 ng/mL).
On peut prendre plusieurs exemples pour illustrer l’interprétation des courbes :
- Exemple de P.O. : Annexe 2
- Exemple de phase lutéale courte : Annexe 4
- Exemple de pic transitoire : On peut prendre les cas des vaches n°194 et
n°1065 (Annexe 2 et 3): la différence entre le pic et la valeur basse suivante est
respectivement de 0,9 ng/mL pour la 194 et de 1,5 ng/mL pour la 1065 : on conclut à une P.O.
pour la 1065 mais pas pour la 194.
3.3.
Résultats
3.3.1. Les phases ovulatoires
Grâce aux courbes de progestérone on connaît les périodes ovulatoires des vaches suivies et
donc des chaleurs potentielles. On a réussi à déterminer 71 phases ovulatoires (Annexe 12)
3.3.2. Durée d’observation
76
Elle représente le temps d’observation passé par l’éleveur dans la méthode « Directe –
Eleveur » et le temps de dépouillement dans les trois autres méthodes.
Pour dépouiller une journée, il faut 20 minutes et 10 secondes avec la méthode « Caméra –
Icônes », 40 minutes avec la méthode « Directe – Eleveur » et 61 minutes avec la méthode
« Caméra – Continue ». Il faut donc respectivement deux et trois fois plus de temps avec les
méthodes « Directe – Eleveur » et « Caméra – continu » pour surveiller 24 heures qu’avec la
méthode « Caméra – icônes ». La méthode « Caméra - 3x30 » prend respectivement 3,2 fois,
6,4 fois et 10 fois moins de temps que les méthodes « Caméra - icônes », « Direct – éleveur »
et « Caméra – Continue ».
Les résultats des différentes méthodes sont regroupés dans le tableau X :
Méthode
Directe Eleveur
Caméra – 3x30
Caméra –
Icônes
Caméra Continue
Période
24h.
Moyenne
40 min. 00
Durée d’observation
Maximum
Minimum
-
6h.-18h.
18h.-6h.
24h.
6h.-18h.
18h.-6h.
24h.
6h.-18h.
18h.-6h.
24h.
2 min. 20
4 min. 00
6 min. 15
8 min. 40
11 min. 40
20 min. 10
28 min. 40
32 min. 25
61 min. 00
7 min. 30
12 min. 00
14 min. 00
21 min. 00
22 min. 00
32 min. 10
45 min. 00
66 min. 00
109 min. 00
1 min. 00
1 min. 00
3 min. 00
3 min. 00
3 min. 00
8 min. 00
15 min. 00
6 min. 20
34 min. 00
Ecart-type
1 min. 00
1 min. 40
2 min. 15
3 min. 50
4 min. 00
5 min. 45
18 min. 00
7 min. 20
10 min. 20
Tableau X : Durée d’observation selon les différentes méthodes
3.3.3. Temps d’identification
En moyenne il faut entre 2 min. et 2 min. 30 pour identifier une vache. À noter qu’il faut
environ 1,5 fois plus de temps pour identifier une Abondance qu’une autre race.
3.3.4. Sensibilité des différentes méthodes
L’éleveur a détecté 54 chaleurs dont 6 non vues par les autres méthodes. La méthode
« Caméra – Icônes » en a détecté 55 alors que « Caméra – Continue » en a détecté 61.
44 chaleurs ont été détectées par les trois méthodes et 13 chaleurs qui n’avaient pas été
détectées par l’éleveur ont été diagnostiquées par le dépouillement vidéos dont seulement 2
par la méthode « Caméra – Continue » seule (Figure 17).
77
Figure 17 : Répartition des chaleurs "vues" par les différentes méthodes
La sensibilité d’une méthode c’est sa capacité à détecter les chaleurs par rapport à une
méthode de référence.
Si comme méthode de référence on prend la méthode « Progestérone » (sensibilité 1), on
obtient les sensibilités suivantes (Tableau XI) :
Directe – Eleveur
Caméra – 3x30
Caméra – Icônes
Caméra – Continue
Toutes méthodes confondues
Sensibilité 1
76 % (54/71)
44 % (31/71)
77 % (55/71)
86 % (61/71)
94 % (67/71)
Tableau XI : Sensibilité 1 des différentes méthodes (n P.O. = 71)
Les méthodes « Directe – Eleveur » et « Caméra – Icônes » détectent respectivement 76 % et
77 % des P.O. La méthode « Caméra – continue » est plus sensible avec 86 %.
Donc en faisant la synthèse des observations de toutes les méthodes, on peut dire que 94 %
des P.O., soit 67 chaleurs sur 71 potentielles ont été détectées. On conclut que ces 6 % de P.O.
non détectées sont en fait des chaleurs « silencieuses ».
On peut recalculer la sensibilité (sensibilité 2) des méthodes avec pour référence une méthode
fictive qui aurait détecté toutes les chaleurs exprimées (n=67).
Les résultats sont exposés dans le tableau XII :
78
Directe – Eleveur
3x30
Caméra – Icônes
Caméra – Continue
Sensibilité 2
80,6 % (54/67)
46,3 % (31/67)
82,1 % (55/67)
91,5 % (61/67)
Tableau XII : Sensibilité 2 des différentes méthodes (n P.O.=67)
Les valeurs des sensibilités sont ici plus élevées et les écarts entre les méthodes sont quelque
peu modifiés : les écarts entre la méthode « Directe – Eleveur » et les méthodes « Caméra »
sont supérieurs dans le deuxième calcul et passe de 1 à 1,5 point pour « Icônes » et de 10 à
10,9 point pour « Continue ».
3.3.5. Spécificité
Dans cette expérience, la spécificité d’une méthode correspond à la spécificité du signe choisi
pour décider qu’une vache est en chaleurs (acceptation du chevauchement).
La spécificité est la probabilité qu’il n’y ait pas chevauchement lorsque la vache n’est pas en
chaleurs. Ici, 2 chevauchements ont été observés en dehors d’une P.O., cela donne une
spécificité de 97 %.
3.3.6. Temps réel observé
3.3.6.1. Images enregistrés / écartées
Nous pouvons rappeler que grâce au capteur d’activité, seules les images sur lesquelles le
taux de mouvement suffisant sont enregistrées sur le disque.
Si on prend les trois séquences de 30 minutes auxquelles on s’est intéressé pendant l’étude on
s’aperçoit qu’environ 80 minutes sur 90 sont gardées en mémoire.
Sur la figure 18 on peut voir le nombre de minutes écartées en fonction de la caméra :
79
Figure 18 : Répartition moyenne des minutes écartées par caméras au cours de trois périodes de trente
minutes
On peut remarquer qu’un nombre plus important de minutes a été écarté du coté des caméras
IR (1 et 2) que des caméras Couleur/N&B (3 et 4).
On peut réaliser le même type de traitement de données pour la méthode « Caméra –
Continue », voici la figure 19 rendant compte des minutes écartées au cours de la journée :
Figure 19 : Répartition des minutes écartées pendant 24h
80
En moyenne, environ 12 minutes par heure ont été écartées.
Là aussi, on retrouve un écart entre le nombre de minutes écartées avec CAM1 et avec CAM4.
Enfin, le temps réel observé avec la méthode « Caméra – Icônes » a été estimé par le rapport
entre le nombre d’icônes ouvertes pour le dépouillement de la journée et la durée de la
séquence visualisée pour chacune d’elles (Tableau XIII) :
Nombre d’icônes “ouvertes”
Durée 2 min.
Durée 5 min.
Durée 10 min.
13,5
23,7
22,1
Nombre d’icônes
ouvertes
59,3
Tableau XIII : Nombre d’icônes ouvertes et temps de visualisation (Méthode « Caméra – Icônes »)
3.3.6.2. Temps réel visualisé
On peut dire qu’avec la méthode « Icônes » on visualise 22 séquences de 10 minutes, 24 de 5
minutes et 13 de 2 minutes. Cela fait un total de 366 minutes, auxquelles il faut retrancher 12
minutes par heure, il nous reste environ 294 minutes réelles visionnées sur une journée.
Les données des différentes méthodes sont synthétisées dans le tableau XIV :
Directe - Eleveur
Caméra – 3x30
Caméra – Icônes
Caméra - Continue
Durée moyenne
d’observation sur
24h.
Temps réel observé
sur 24h.
40 min. 00
6 min. 15
20 min. 10
61 min. 00
40 min. 00
1 h. 20 min. 00
5 h. 00 min. 00
20 h. 30 min. 00
Durée moyenne
observée en 1
minute
d’observation
1 min. 00
12 min. 50
14 min. 50
20 min. 10
Tableau XIV : Durée réelle observée selon les différentes méthodes
Le rapport « Temps réel observé / Durée d’observation » varie selon les méthodes, alors qu’il
est de 1 pour la méthode « Directe – Eleveur » il passe respectivement à 13, 15 et 20 pour les
méthodes « Caméra – 3x30», « Caméra – Icônes » et « Caméra – Continue » ; on visualise
donc beaucoup plus d’images dans un même laps de temps, grâce à la vidéo.
Ces temps tiennent compte des pauses, changements de caméras et retours en arrière. La
vitesse de défilement lors du dépouillement est 19,5 fois la vitesse réelle.
3.3.7. Premier chevauchement
Grâce au visionnage des 24 heures de la journée, nous avons pu déterminer l’heure de la
première acceptation de chevauchement. Cela permet de définir assez précisément le début
des chaleurs.
La répartition de ces premières acceptations est représentée dans la figure 20 :
81
Figure 20 : Répartition des premières acceptations de chevauchement au cours de la journée
Les débuts de chaleurs sont répartis tout au long de la journée : 57 % de 7H à 19H et 43 % de
19H à 7H. L’effectif est trop faible pour pouvoir dire statistiquement qu’ils sont répartis
uniformément, cependant aucune période ne semble privilégiée pour le début des chaleurs.
3.3.8. Intervalle première acceptation de chevauchement – I.A.
Grâce au visionnage 24H/24 et aux données du technicien de la coopérative, on a pu établir le
rapport entre cet intervalle et le taux de réussite après I.A. (Tableau XV) :
Nombre
I.A.F.
Nombre
%
2
50
Intervalle moyen négatif
4
Intervalle moyen > 0h et < 12h
7
4
57
Intervalle moyen > 12h et < 24h
11
5
45
Intervalle moyen > 24h
9
2
22
TOTAL
31
13
42
Tableau XV : Influence de l’intervalle début de chaleurs – I.A. sur la réussite à l’I.A.
On remarque que le taux de réussite optimal se situe dans l’intervalle 0 – 12 heures.
82
3.4.
Discussion
3.4.1. Les résultats des différentes méthodes
On peut commencer ce paragraphe en citant deux études (Roelofs et al., 2005 et Kerbrat et
Disenhaus, 2004) dans lesquelles le taux de P.O. avec chaleurs silencieuses , c’est-à-dire de
non détection de chaleurs potentielles, varie entre 42 et 50 %.
Dans cette étude il est bien moindre puisque seulement 6 % de P.O. n’ont pas été détectées.
Ce taux peut être relié à différentes causes :
- les pratiques d’élevage : nous décrirons ce qui a pu influencer ce taux dans le
paragraphe ci-dessous ;
- la méthode de détermination des P.O. à partir des courbes de progestérone, qui a pu
être faussée.
3.4.1.1. Les pratiques d’élevage
3.4.1.1.1.
Le bâtiment
Son organisation en deux aires paillées a tout d’abord déterminé le nombre de caméras. En
effet dans un élevage à une seule aire paillée, seulement deux caméras pourraient être utilisées,
et donc le temps de dépouillement pourrait être divisé par deux (visualisation d’une seule
caméra, l’autre servant en cas de doute et à l’identification).
De plus selon Gwasdauskas et al. (1983), le logement en aire paillée est plus propice à
l’expression des chaleurs que les « logettes ». Or le système « logette » est en pleine
expansion (Capdeville et al., 2003), il serait donc intéressant de tester la vidéosurveillance
dans un tel type de bâtiment, où la zone de détection se limite aux zones de circulation et
permettrait sans doute de diminuer le temps de dépouillement.
3.4.1.1.2.
Les animaux
Les vaches dans cet élevage sont en grande majorité des Abondances et des Montbéliardes au
niveau de production peu élevé. Cette catégorie de vaches a tendance à plus exprimer ses
chaleurs que des Prim’Holstein hautes productrices (Diskin et Sreenan, 2000). De plus, les
N.E.C. (Note d’Etat Corporel) réalisées durant l’expérimentation ont révélé une moyenne de
trois (ce qui est assez élevé pour un élevage laitier) or on sait que la note d’état corporelle
affecte l’expression des signes au moment des chaleurs.
La race des vaches a également une influence sur le temps d’identification ; en effet on a vu
que le temps nécessaire à l’identification d’une Abondance était plus élevé que celui d’une
autre race. Cela tient au fait que ces animaux possèdent une robe unie sans signe vraiment
caractéristique, distinguer deux vaches à partir de l’imagier devient alors assez compliqué.
83
3.4.1.1.3.
La surveillance des animaux
Le taux de détection visuelle est souvent donné autour de 50 % (At-Taras et Spahr, 2001)
pour un temps de surveillance de 4 x 5 minutes dans la journée.
A Poisy, la détection est bien meilleure avec une sensibilité pour la méthode « Directe –
Eleveur » de 76 % ; elle peut être expliquée surtout par le temps d’observation plus long (4 x
10 minutes par jour), réalisable sur le site grâce à la participation de deux stagiaires du centre,
qui chaque jour sont affectés à la surveillance du troupeau (l’étude a, de plus, motivé les
observateurs à être encore plus vigilants).
Ceci est peu représentatif des pratiques moyennes d’élevage, car rares sont les éleveurs qui
acceptent de passer autant de temps spécifiquement à la surveillance des chaleurs :
Pour expliquer que l’éleveur ait détecté 6 chaleurs que les caméras n’ont pas “vu”, il faut
savoir qu’une grande partie des chaleurs observées par l’éleveur le sont au moment du
rassemblement des animaux pour la traite.
Une partie de la stabulation, l’accès à la salle d’attente, est très peu visible avec les caméras,
ce qui peut expliquer les “ratés” de la méthode « Caméra – Continue ».
3.4.1.2. Le système de vidéosurveillance
Le système de vidéosurveillance installé sur la ferme de Poisy est un système innovant. Des
systèmes de surveillance par caméras sont déjà utilisés dans certains élevages, mais ceux–ci
ne permettent en général qu’un visionnage en direct voire un enregistrement sur bandes.
L’utilisation des caméras numériques offre plus de possibilités : une fois les images
numérisées, elles sont stockées : on peut ainsi visualiser l’intégralité des images d’une
journée, en différé.
3.4.1.2.1.
Les caméras
La disposition des caméras à l’extrémité des aires paillées fait que la zone centrale de cette
dernière est éloignée des deux objectifs (Figure 21) :
Figure 21 : Angle de vue des caméras 1 et 2
84
Sur deux prises de vue au même instant (Annexes 5 et 6) on peut voir que la vache entourée
est éloignée des deux caméras.
Cela pose un problème pour le détecteur de mouvement, car plus on est éloigné de la caméra,
plus les distances apparentes sont réduites. Les mouvements au centre de l’aire sont
minimisés car un pixel représente une plus grande surface réelle.
Il faudrait coupler les deux caméras. Les mouvements proches d’une des deux caméras sont
détectés par la caméra concernée. Si les deux caméras sont couplées et qu’elles captent un
mouvement loin d’elles en même temps, elles pourront l’enregistrer. Ainsi toute la zone d’aire
paillée sera couverte par le détecteur de mouvement de la même façon.
Les caméras ont également une définition limitée, en effet le système a la possibilité de
zoomer mais cette trop faible définition ne permet pas de lire le numéro de la vache sur son
collier par exemple (ce qui rend l’identification un peu plus difficile). On peut se demander si
une définition plus haute serait souhaitable en sachant que la place occupée alors sur le disque
dur sera plus importante ; la capacité de stockage devra donc être augmentée.
3.4.1.2.2.
Réglage du détecteur
Le système de vidéosurveillance est équipé d’un détecteur de mouvement, permettant de
stocker ou non les images filmées, en fonction de l’activité. Le réglage de ce taux de détection
de mouvement a été bloqué à 90 %.
Un réglage plus fin de ce taux permettrait de diminuer le temps de dépouillement en éliminant
les séquences avec peu de mouvements.
Une nouvelle étude devrait être mise en place pour optimiser cette fonctionnalité. Le détecteur
de mouvement intégré au système ne déclenche pas la mise en route des caméras. Celles-ci
fonctionnent en continu, puis le détecteur effectue un premier tri. Une première solution serait
de doubler les caméras. Deux caméras, installées l’une au-dessus de l’autre, filmeraient la
même zone : le taux de détection de la première sera bloqué au maximum, soit 100 % des
images ; celui de la seconde pourrait être modulé. La comparaison des images des deux
caméras nous permettrait de voir quelles images ont été écartées, et ainsi d’optimiser le
réglage de la sensibilité du détecteur de mouvement, pour ne conserver que les images
intéressantes.
Cette solution obligerait l’achat et l’installation de 4 caméras supplémentaires.
Une seconde solution serait à étudier avec les fabricants. On peut sans doute faire fonctionner
le détecteur de mouvement sur un enregistrement de séquences stockées sur l’unité centrale.
Ainsi, on utiliserait les caméras déjà installées, le taux de détection réglée à 100 %: on aurait
l’intégralité des séquences. On pourrait ensuite travailler sur ces images en les soumettant au
programme de détection de mouvement, en faisant varier le taux de détection. Les séquences
écartées suite à la variation de cette sensibilité pourraient être identifiées, et le meilleur
réglage pourrait être choisi. Ce réglage devrait être un service proposé par l’installateur des
caméras, en amont de l’utilisation du système dans l’élevage.
3.4.1.3. La méthode « Caméra – 3x30 »
Les résultats obtenus avec cette méthode ont été surprenants. En effet cette méthode, basée
sur la bibliographie, aurait dû permettre de détecter environ 82 % des chaleurs. Or il existe un
biais dans l’expérience, lié aux pratiques de l’élevage, à cause duquel la sensibilité n’est que
85
de 44 %: les vaches repérées en chaleurs par la méthode « Directe – Eleveur » sont écartées
du troupeau au moment de la traite et sont conduites à l’« infirmerie » afin d’y être
inséminées. Ainsi des vaches en chaleurs ont pu échapper à la caméra comme le montre la
figure 22 :
Figure 22 : Le biais de la méthode « Caméra – 3x30 »
Si une vache entre en chaleurs durant l’une des deux périodes A ou B, elle sera isolée du
troupeau lors de la traite suivante, et donc indétectable par la méthode « Caméra – 3 x 30 ».
Seule la sensibilité de la méthode est affectée. Le temps de dépouillement sera sans doute le
même si l’on modifie l’horaire des périodes d’observation.
Les résultats obtenus avec l’aide de cette méthode ayant été biaisés ont été écartés, et nous ne
les discuterons pas.
Cependant, on peut retenir que 44 % des P.O. ont été détectées malgré le biais de l’étude. La
méthode « Caméra – Continue » permet de savoir combien de chaleurs ont commencé au
cours des deux périodes A et B : 2 en période A et 19 en période B.
En formulant l’hypothèse que ces chaleurs auraient été vues si les vaches n’avaient pas été
isolées, le taux de détection de cette méthode serait alors passé de 44 % à 73 %. Donc une
sensibilité équivalant à celle de la méthode « Icônes » avec un temps passé au dépouillement
moindre.
Il serait intéressant de reconduire cette méthode en décalant les horaires de visionnage pour
connaître ses caractéristiques réelles.
86
3.4.1.4. La méthode « Caméra – Continue »
Cette méthode est la plus longue (et la plus laborieuse) mais elle donne de très bons résultats
(86 % de P.O. détectées).
Elle n’est pas réalisable en pratique pour l’éleveur mais on peut tout de même exploiter les
résultats qu’elle nous a fournis. De plus l’éleveur peut utiliser l’enregistrement 24H/24H en
cas de doute pour une chaleur (afin d’éviter une insémination superflue) ou pour rechercher le
début d’une chaleur ; il peut en effet suivre une vache tout au long de la journée.
Cette utilisation semble être utile puisque d’après la bibliographie (Van Eerdenburg et al.,
2002), l’intervalle « Début des chaleurs – Insémination » influence la réussite de cette
dernière.
Sur la figure 23 on peut voir qu’il existe une période de fertilité optimale entre 12 et 24H
après la première acceptation de chevauchement :
Figure 23 : Moment propice à l'insémination (Murray, 1996)
.
D’après l’essai de Dransfield (1998), le taux de réussite est maximal si cet intervalle est
compris entre 4 et 12H, ce que confirme notre étude.
On peut également s’intéresser aux résultats du §3.3.7. :
De 6H à 8H et de 16H à 18H, les chaleurs sont peu repérées, ces périodes correspondent :
- aux traites, qui ont lieu de 6H à 7H30 et de 16H à 17H30 ;
- à l’alimentation, pour laquelle les vaches sont bloquées au cornadis.
Les deux chaleurs repérées entre 16 et 18H l’ont été à 16H03, un jour où l’éleveur avait du
retard pour la traite, et l’autre à 17H50, les cornadis ayant été ouverts plus tôt.
Il y a également peu de chaleurs repérées autour de 21H, heure à laquelle l’alimentation est
repoussée dans les auges. On peut supposer que les vaches, attirées au cornadis de nouveau,
manifestent moins leurs chaleurs.
87
On peut noter enfin qu’un intervalle « Début de chaleurs - I.A. » de plus de 24 heures
correspond souvent à des chaleurs repérées en début d’après midi. L’organisation en une seule
tournée journalière des inséminateurs fait que l’I.A. suivant ces chaleurs se fait souvent aux
alentours de midi le lendemain.
3.4.1.5. La méthode « Caméra – Icônes »
Nous allons nous intéresser plus particulièrement à la méthode « Caméra – Icônes » qui est
selon nous la plus applicable sur le terrain.
Pour détecter environ le même nombre de chaleurs, la méthode « Caméra – Icônes » nécessite
deux fois moins de temps que la « Directe – Eleveur », on peut donc dire qu’elle est deux fois
plus efficace (l’efficacité d’une méthode étant définie par le rapport taux de détection / temps
passé).
Cette méthode a une bonne sensibilité (77 % avec pour référence les courbes de progestérone
et 80,6 % avec pour référence une méthode détectant toutes les chaleurs) et une excellente
spécificité (97 %) que l’on peut comparer aux techniques de détection vues dans le §2.3.
(Tableau XVI) :
Méthode
Caméra - Icônes
Colliers marqueurs
KaMar
D.E.C.
Impédance utérine
Sensibilité (en %)
77 – 80,6
50
56 – 94
30
91
Spécificité (en %)
97
50
36 – 80
60
80
Tableau XVI : Sensibilité et spécificité de différentes méthodes de détection des chaleurs
On peut voir qu’aucune autre méthode ne possède de spécificité meilleure et qu’à part
l’impédance utérine (qui n’est pas une méthode utilisée en pratique), « Caméra – Icônes » a la
plus forte sensibilité.
3.4.1.6. La durée de dépouillement
Rappelons que le dépouillement se fait en deux temps (deux feuilles par jour sur les cahiers).
Sur la première feuille se trouvent les deux traites (de 6h. à 7h30 et de 16h. à 17h30) ce qui
peut expliquer la variation de la durée d’observation entre les deux parties de la journée.
Les temps d’observation maximum correspondent aux journées où l’activité dans le bâtiment
est importante. Cette activité peut être due à plusieurs vaches en chaleurs ou à une visite du
bâtiment par des personnes extérieures à l’élevage par exemple.
A ce moment là, non seulement le dépouillement est plus lent (la vitesse de visualisation ne
pouvant être accélérée au maximum pour éviter de rater un chevauchement), mais en plus, le
logiciel enregistre plus d’images que lorsqu’il n’y a pas d’activité (grâce au capteur de
mouvement).
88
3.4.1.7. Les signes pris en compte
Le choix a été fait de ne prendre en compte que l’acceptation du chevauchement comme signe
de chaleurs alors que nous avons vu dans le §2.2.2. que les signes secondaires sont nombreux.
La prise en compte de ces signes a permis d’augmenter les taux de détection dans d’autres
études (Kerbrat et Disenhaus, 2004).
Ici, le visionnage a été réalisé en vitesse accélérée ; mais dans une méthode de dépouillement
courte (« Caméra – 3x30 » ou « Caméra – Icônes ») en vitesse de défilement plus lente, la
prise en compte de ces signes pourrait être intéressante.
3.4.1.8. Images enregistrées / écartées
Il existe une différence, dans le nombre de minutes écartées, entre les caméras I.R. et
Couleur/N&B. On peut se demander si elle vient du type de caméra, ne délivrant pas des
images d’une même qualité (ce qui peut influencer le traitement des images réalisé par le
détecteur d’activité), ou alors d’une différence d’activité entre les deux aires paillées.
Puisque dans chacune des aires paillées le même type de caméra est installé, on ne peut pas
conclure.
3.4.1.9. Heure du début au début des chaleurs
Dans notre étude, les entrées en chaleurs semblent se répartir tout au long de la journée, ce qui
corrobore l’étude de Dransfield (1998).
3.4.1.10. Échantillonnage insuffisant
Le nombre de P.O. égal à 71 ne permet pas un traitement statistique détaillé. Les résultats
obtenus montrent cependant que la vidéosurveillance pour la détection des chaleurs est
envisageable.
3.4.1.11. L’effet de la lumière
De nuit comme de jour, la lumière est un paramètre à prendre en compte ; en effet, le jour le
soleil rend parfois les images inutilisables (Annexe 10). Il faut se soucier de la position des
caméras afin que l’éblouissement soit le plus faible possible.
24H/24H des néons éclairent les aires paillés, afin que les images restent de bonne qualité :
les caméras Couleur / N&B ne sont pas assez puissantes et les autres caméras équipées d’un
spot I.R. ne permettent de surveiller qu’une zone restreinte.
On peut se demander si l’exposition continue des vaches à une lumière artificielle a un impact
sur leur activité ; il a été prouvé que chez des vaches en lactation une exposition à une
photopériode de jours longs : 16-18H de lumière suivies de 6-8H d’obscurité, augmente leur
production de 8-10 %, on peut donc conclure à un effet de la lumière sur le métabolisme de la
vache (Harold, 2006).
89
Un meilleur choix de caméra ou un aménagement (comme une rampe de spots I.R.)
permettrait de s’affranchir de cette lumière artificielle.
3.4.2. Limites de l’étude et améliorations souhaitables pour une prochaine
expérimentation
3.4.2.1. Rentabilisation du temps de travail
Les fonctionnalités du logiciel de gestion des images permettent de naviguer très facilement
de caméra en caméra et dans le temps. L’outil est ainsi attractif car il est relativement simple
d’utilisation après quelques jours de prise en main.
L’éleveur aura la possibilité de voir les images en différé et donc ce qui s’est passé en son
absence et surtout la nuit. Cela peut servir à confirmer une chaleur douteuse et donc éviter
d’inséminer à mauvais escient.
Le système permet aussi de visualiser un grand nombre de situations en un minimum de
temps ; rappelons qu’il faut en moyenne 20 minutes avec la méthode « Caméra – Icônes »
pour visualiser une journée complète.
La charge de travail s’en trouve donc diminuée (recommandation de surveillance des chaleurs
de 3x20 minutes) pour une sensibilité nettement supérieure (le taux de détection dans un
troupeau moyen est d’environ 55 %).
3.4.2.2. Synthèse (Tableau XVII)
Le système qui a été installé à Poisy comporte ses avantages et ses limites :
Avantages
- Permet de visualiser les images en différé,
celles de la nuit y compris : adapté à la
disponibilité de l’éleveur
- Bon rapport durée observée / durée
d’observation
- Fonctionnalité du logiciel : Vitesse de
lecture variable, déplacement dans la journée
facile…
- Permet de surveiller le troupeau sans être
vu et sans être obligé de se déplacer
.- Multi usage : surveillance des chaleurs, des
vêlages, d’une vache en particulier…
Limites
- Inutile si les vaches ne manifestent pas de
signes de chaleurs.
- Difficilement utilisable au pâturage, hors
bâtiment
- Difficulté d’identifier les animaux par leur
robe
- Nouvel investissement
- Pas d’observations précises (rumination,
notes d’état corporel, aspect des bouses,
blessures,…)
- Effet de la lumière sur les animaux ?
Tableau XVII : Avantages et limites du système de vidéosurveillance
90
CONCLUSION
Dans cette étude nous avons confirmé l’importance capitale de la détection des chaleurs dans
la maîtrise de la reproduction des bovins.
Dans cette optique, nous avons éprouvé un système de vidéosurveillance du 19 décembre
2006 au 5 avril 2007, dans un élevage de 77 vaches, majoritairement composé de
Montbéliardes.
Nous avons mis en place trois méthodes de dépouillement des images vidéos (méthode
« Continue » où toute la journée est visualisée ; « 3x30 » où trois séquences d’une demi-heure
chacune sont visionnées ; et enfin « Icônes », une méthode basée sur la capacité du logiciel de
traitement vidéo à découper la journée en séquences de différentes durées).
Ces méthodes ont été confrontées à l’observation directe et à notre méthode de référence qui
est la détermination des phases ovulatoires grâce à l’analyse des courbes de progestérone
dosée dans le lait.
Les chaleurs ont été définies uniquement par l’acceptation du chevauchement.
Il est apparu que la méthode « Icônes » était la méthode de choix, avec une sensibilité de
77 % et un temps de dépouillement de 20 minutes pour une journée.
Rappelons que les autres techniques courantes d’aide à la surveillance, en plus de ne pouvoir
se passer de l’observation directe, n’ont pas de caractéristiques aussi élevées.
Afin d’analyser d’autres signes de chaleurs et d’obtenir des données plus nombreuses, qui
permettraient un traitement statistique détaillé, cette étude sera reconduite pendant l’hiver
2007/2008 dans le même élevage.
Il nous paraîtrait également intéressant d’utiliser ce système dans un élevage plus représentatif
des exploitations actuelles pour connaître ses réelles performances.
Enfin nous pensons qu’une enquête auprès des éleveurs s’avère indispensable pour évaluer
l’accueil qu’ils réserveraient à un tel système.
91
92
Annexes
93
Annexe 1 : Les vagues folliculaires chez la vache (Maillard et al.,
2005)
94
Pas de pic
transitoire
22/11/06
11/01/07
Période
ovulatoire
Annexe 2 : Courbe de progestérone de la vache n°194
95
Pic
Transitoire
4/01/07
23/02/07
Période ovulatoire
96
Phase lutéale
courte
97
Annexe 5 : Photo prise le 28.03 à 11:51 caméra 1
Annexe 6 : Photo prise le 28.03 à 11:51 caméra 2
98
Annexe 7 : Protocole de choix des séquences de 10 minutes
99
Annexe 8 : Une page d'un cahier de dépouillement
100
Annexe 9 : Une partie de l’imagier (profil droit)
101
Annexe 10 : Photos prises au même moment, caméra opposées
CAM 1
CAM 2
102
Annexe 11 : Monographie du protocole de dosage
103
104
105
106
Annexe 12 : Données concernant les cycles des vaches de l'étude
Variables :
Vache : numéro de collier de la vache
Vêlage : date du vêlage
Repract : Reprise d’activité lutéale : premier prélèvement positif.
Repcyc : premier prélèvement positif d’un vrai cycle oestral
Chal1P4 : Chaleur 1 détectée grâce à l’analyse de courbe de progestérone (pour les modalités cf. ci-dessus)
en jour post vêlage
Etc.
IA : date de l’IA en jour post vêlage
DGP : diagnostic de gestation positif (date)
DGPPV : diagnostic de gestation positif (en jour post vêlage)
PL : durée de la phase lutéale : jour entre le prélèvement négatif précèdent une PL et le prélèvement négatif
juste après.
HP4 : hauteur du pic de progestérone pour chaque phase lutéale
MP4 : moyenne du taux de progestérone au cours de chaque phase lutéale
107
108
109
110
Bibliographie
AMYOT E., HURNIK J.F. (1987).
Diurnal patterns of estrous behaviour of dairy cows housed in a free stall.
Can. J. Anim. Sci., 67, 605-614.
AT-TARAS E., SPAHR S.L. (2001).
Detection and characterization of estrus in dairy cattle with an electronic heatmount detector
and an electronic activity tag.
An. Dairy. Sci. Assoc., 84, 792-798.
BARTON B.A., ROSARIO H.A., ANDERSON G.W., GRINDLE B.P., CARROLL D.J.
(1996)
Effects of dietary crude protein, breed, parity, and health status on the fertility of dairy cows.
J. Dairy. Sci., 79(12), 2225-36
BEAM S.W., BUTLER W.R (1999)
Effects of energy balance on follicular development and first ovulation in post-partum dairy
cows
J. Reprod. Fertil., 54 (Suppl), 411-424
BEAUDOUIN-REINARTZ V. (1985)
Dosage de la progestérone chez la vache appliqué au diagnostic de gestation. Etude
bibliographique et expérimentale.
Thèse de doctorat vétérinaire. Lyon, 119 p
BERTRAND M., CHARTRE J.L. (1976)
Physiopathologie lutéale chez la vache
Rev. Med. Vet., 4, 541-574
BRUYAS (1991)
Cycle œstral et détection des chaleurs.
Dépêche vét., supplément 19, 9-14
BULMAN D.C., LAMMING G.E. (1978)
Milk progesterone levels in relation to conception, repeat breeding and factors influencing
acyclicity in dairy cows
J. Reprod. Fertil., 54, (2), 447-458
BUTLER W.R, SMITH R.D. (1989)
Interrelationships between energy balance and post-partum reproductive function in dairy
cattle.
J. Dairy. Sci., 72, (3), 767-783
CAPDEVILLE J., DECHELETTE I., FRAYSSE J., FRAYSSE J.L. (2003)
Le parc des bâtiments et des ouvrages de stockage d’effluents des élevages bovins en France
Renc. Rech. Ruminants 10, (p423-426)
111
CARDINAUD B. (1987)
Mesure du taux de progestérone dans le lait de vache par une nouvelle méthode immunoenzymatique. Critères et indications de cette technique.
Thèse de doctorat vétérinaire. Lyon, 80 p.
CONSTANTIN A. (1985)
Follicules kystiques ou follicules dysovulatoires?
Société française de buiatrie, Tome II, 137 -155
CROWE M.A., GOULDING D., BAGUISI A., BOLAND M.P and ROCHE J.F (1993)
Induced ovulation of the post-partum dominant follicle in beef suckler cows using a GnRH
analogue.
J. Reprod. Fert., 99, 551-555
DALICHAMPT C. (1989)
Les différentes méthodes de diagnostic de la gestation chez la vache : apport du dosage de la
progestérone dans le lait par la méthode des bandelettes (PV test)
Thèse de doctorat vétérinaire, Nantes, 160 p
DERIVAUX J. (1971)
Reproduction chez les animaux domestiques. Tome 1 et 2
Editions Dérouaux . Lièges, T1: 157p , T2 : 175p
DISENHAUS C., KERBRAT S., PHILIPOT J.M. (2003)
Entre « fureur» et pudeur: actualités sur l'expression de l'œstrus chez la vache laitière.
Journée bovine nantaise, Nantes, 9 octobre 2003.
DISKIN M.G., SREENAN J.M. (2000).
Expression and detection of œstrus in cattle.
Reprod. Nutr. Dev., 40,481-491.
DRANSFIELD M.B.G., NEBEL R.L., PEARSON RE., WARNICK L.D. (1998).
Timing of insemination for Dairy Cows identified in Estrus by a Radiotelemetric Estrus
Detection System.
J. Dairy. Sci., 81, 1874-1882
DRIANCOURT M.A., GOUGEON A., ROYERE D. et THIBAULT C. (1991)
La reproduction chez les Mammifères et l'homme
THIBAULT C. et LEVASSEUR M.C.
INRA Ellipses, 768 p
DUCROT C., GRÔNH Y.T., HUMBLOT P., BUGNARD F., SULPICE P., GILBERT R.
O.(1994)
Post-partum anestrus in french beef cattle: an epidemiological study.
Theriogenology, 42, 753-764
ELDON J. (1991)
Post-partum and postconceptionnal ovarian activity of dairy cows: evaluation based on
progesterone profiles
112
Acta. Vet. Scand., 32 (3), 377-386
FOREST M.G. et LEVASSEUR M.C. (1991)
La reproduction chez les Mammifères et l'homme
THIBAULT C. et LEVASSEUR M.C.
INRA Ellipses, 768p
GINTHER O.J., NUTI L.C., GARCIA M.C., WENTWORTH B.C. & TYLER W.J. (1976)
Factors affecting progesterone concentration in cow's milk and dairy products.
J. Anim. Sci. , 42 : 155-159
GUILLAUME L. (1985)
Etude d'un analogue synthétique du GnRH : la buséréline . Utilisation dans le traitement de
l'anœstrus post-partum chez la vache allaitante.
Thèse de doctorat vétérinaire. Toulouse, 99p
GURAYA S.S. (1968)
Histochemical study of the interstitial cells in the cattle ovary.
Acta. Anat., 70, 447-458.
GWAZDAUSKAS F.C, NEBEL R.L., SPRECHER D.J., WHITTIER W.D., McGILLIARD
M.L. (1990).
Effectiveness of Rump-Mounted and Androgenized females for Detection of Estrus in Dairy
Cattle.
J. Dairy. Sci., 73, 2965-2970.
HANZEN C., CASTAIGNE J.L. (2004)
Obstétrique et pathologie de la reproduction des ruminants, équidés et porcs, [en ligne]
Site Internet de l'université de Liège
Page consultée le l mai 2007., adresse URL : http://www.fmv.ulg.ac.be/oga/index.html
HAROLD K.H. (2006)
Solutions éco-énergétiques : Un éclairage pour stimuler
la production laitière
Page consultée le 1 juin 2007, http://www.omafra.gov.on.ca/french/engineer/facts/06-054.htm
HERES L, DIELEMAN S.J.,VANEERDENBURG F.J. (2000).
Validation of a new method of visual œstrus detection on the farm.
Vet. Q. Jan. ; 22(1), 50-5.
HOFFMANN B., HAMBURGER R., GÛNZLER O. , KORNDORFER L., LOHOFF H.
(1974)
Determination of progesterone in milk applied for pregnancy diagnosis in the cow.
HORAN B., MEE J.F., O’CONNOR P., RATH M., DILLON P. (2005)
The effect of strain of Holstein-Friesian cow and feeding system on post-partum ovarian
function, animal production and conception rate to first service.
113
HUMBLOT P. (1978)
Les dosages hormonaux dans le diagnostic et la thérapeutique de l'infécondité individuelle
chez la vache
Thèse de doctorat vétérinaire (Maisons-Alfort), 93 p.
HUMBLOT P., THIBIER M. (1978)
L'anœstrus post-partum chez la vache laitière, diagnostic et thérapeutique
Bull. de la Soc. Vet. Prat. de France, 62 (5), 335-352
HUMBLOT P., GRIMARD B. (1996)
Endocrinologie du post-partum et facteurs influençant le rétablissement de l'activité ovarienne
chez la vache
Point Vet., 28, numéro spécial, 73-81
Kamar Inc., images du système Kamar
Page consultée le 16/06/2007, http://www.kamarinc.com
KASSA T., AHLIN K.A., LARSSON K., KHINDAHL H. (1986)
The effect of mastitis on milk progesterone concentration in dairy cows
Nord. Vet. Med., 36, 352-359
KELTON D.F., LESLIE K.E., ETHERIGTON W.G., BONNETT B.N., WALTON J.S. (1991)
Accurary of rectal palpation and of a rapid milk progesterone enzymeimmunoassay for
determining the presence of functional corpus luteum in subestrus dairy cows.
Canadian veterinary journal, 32, 286-290.
KERBRAT S., DISENHAUS C. (2004)
A proposition for an updated behavioural characterisation of the oestrus period in dairy cows.
Appl. Anim. Behav. Sci., 87, 223-238
LAFOREST M. (2005)
Le contrôle de la maturation nucléaire des ovocytes porcins.Implication de la
phosphodiestérase de type 3 et de l’AMPK
(5’adenosine monophosphate-activated protein kinase)
Mémoire de maitrise, université de Laval, 158p.
LAMMING G.E., BULMAN D.C. (1976)
The use of milk progesterone radioimmunoassay in the diagnosis and treatment of subfertility
in dairy cows
Br. Vet. J., 132, (5), 507-517
LAMMING G.E., DARWASH A.O. (1998)
The use of milk progesterone profiles to characterise components of subfertility in milked
dairy cows
Anim. Reprod. Sci., 52, 175-190
114
LOPEZ-GATIUS S.P., SANTOLARIA P., YANIZ J., FENECH M., LOPEZ-BEJAR M.
(2002)
Risk factors for post-partum ovarian cysts and their spontaneous recovery or persistence in
lactating dairy cows
LOPEZ H., CARAVIELLO D.Z., SATTER L.D., FRICKE P.M., WILTBANK M.C. (2005)
Relationship between level of milk production and multiple ovulations in lactating dairy cows.
J Dairy Sci., 88(8), 2783-93.
LOUSSOUARN C. (1999)
Le diagnostic de (non)gestation chez les bovins: comparaison entre l'échotomographie et le
dosage de la progestéronémie
Thèse de doctorat vétérinaire (Nantes), 122 p.
LUCY M.C., STAPLES C.R., MICHEL F.M. and THATCHER W.W. (1990)
Energy balance and size and number of ovarian follicles detected by ultrasonography in early
post-partum dairy cows.
J. Dairy Sci., 74, 473-482 .
LUCY M.C. (2001)
Reproductive loss in high-producing dairy cattle: where will it end?
J. Dairy. Sci., 84(6):1277-93.
MARIEN D. (1993)
La dynamique folliculaire chez les bovins .Apports du suivi échographique.
Thèse de doctorat vétérinaire. Lyon, 139 p
MARION G.B. & GIER H.T. (1968)
Factors affecting bovine ovarian activity after parturition.
J. Anim. Sci., 27, 1621-1626
McDONALD L.E. (1969)
Veterinary endocrinology and reproduction . Volume 1.
Lea and Febiger , Philadelphia, 1960, 460p.
MURPHY M.G., BOLAND M.P., ROCHE J.F. (1990)
Pattern of follicular growth and resumption of ovarian activity in post-partum beef suckler
cows
J. Reprod. Fertil., 90, (2), 523-533
MURRAY B. (1996)
Comment maximiser le taux de conception chez la vache laitière - détections des chaleurs.
Ministère de l’Agriculture, de l’Alimentation et des Affaires Rurales de l’Ontario (MAAO)
Page consultée le 10 Septembre 2007 :
http://www.omafra.gov.on.ca/french/livestock/dairy/facts/85-083.htm#Signes.
115
OPSOMER G., CORYN M., DELUYKER H., DE KRUIF A. (1998)
An analysis of ovarian dysfunction in high yielding dairy cows after calving based on
progesterone profiles
Reprod. in Dom. Anim., 33, 193-204
OPSOMER G., Grohn Y.T., Hertl J., Coryn M., Deluyker H., de Kruif A. (2000)
Risk factors for post-partum ovarian dysfunction in high producing dairy cows in Belgium : a
field study
ORIHUELA A. (2000).
Some factors affecting the behavioural manifestation of œstrus in cattle : a review.
Appl. Anim. Behav. Sci., 70(2000), 1-16.
PENNINGTON J.A , SPHAR S.L. & LODGE J.R. (1981)
Influences on progesterone concentration in bovine milk.
J. Dairy Sci. , 64, 259-266
PETERS AR. , RILEY G.M. (1982)
Milk progesterone profiles and factors affecting post-partum ovarian activity in beef cows.
Anim. Prod., 34,145 - 153
POPE G.S., MAJZLIK I., BALL P.J., LEAVER J.D. (1976)
Use of progesterone concentration in plasma and milk in the diagnosis of pregnancy in
domestic cattle
Br Vet J, 132, (5), 497-506
RAIDEX
Images de crayons marqueurs
www.raidex.de
page consultée le 1 aout 2007: http://www.raidex.de/fr/produkte/viehzeichenstifte.htm
RAMIREZ IGLESIA L. , SOTO BELLOSO E. , GONZALES STANGNARO C. , SOTO
CASTILLO G. and RlNCON URDANETA E. (1992)
Factors affecting post-partum ovarian activity in crossbred primiparous tropical heifers .
Theriogenology , 38 : 449 - 460
ROELOFS J.B – VAN EERDENBURG F.J.C.M, SOEDE N.M, KEMP B. (2005)
Various behavioural signs of estrous and their relationship with of ovulation in dairy cattle
Theriogenology 63 (p. 1366-1377)
ROYAL M.D. et al. (2000)
Declining fertility in dairy cattle: changes in traditional and endocrine parameters of fertility
Anim. Sci., 70, 487-501
SAINT-DIZIER M. (2005)
La détection des chaleurs chez la vache.
Point vet., 36, Numéro spécial, 22-27
116
SAUMANDE J. (1991)
La folliculogénèse chez les ruminants.
Rec. Med. Vet., 167, 205 - 218
SAUMANDE J. (2000).
La détection électronique des chevauchements pour la détection des vaches en chaleurs:
possibilités et limites.
Revue Med. Vet. 151-11, 1011-1020.
SAVIO J.D., BOLAND M.P., ROCHE J.F. (1990).
Developrnent of dominant follicles and length of ovarian cycles in post-partum dairy cows.
J. Reprod. Fertil., 88 (2), 581-591
SENGER P.L. (1994).
The estrus detection problem : new concept, technologies, and possibilities.
J. Dairy. Sci., 77, 2745-2753.
SHIPKA M.P. (1999).
A note on silent ovulation identified by using radiotelemetry for estrous detection.
Appl. Anim. Behav. Sci., 66(2000), 153-159.
SHORT R.E., BELLOWS R.A., MOODY E.L. & HOWLAND B.E. (1972)
Effect of suckling and mastectomy on bovine post-partum reproduction.
J. Anim. Sci., 34, 70
SLAMA H., ZAIEM B., CHEMLI J., TAINTURIER D. (1996)
Reprise de l'activité ovarienne en période post-partum chez la vache laitière
Rev Med Vet, 147, (6), 453-456
STAPLES C.R., THATCHER W.W., CLARCK J.H. (1990)
Relationship between ovarian activity and energy status during the early post-partum period
of high producing dairy cows.
J. Dairy Sci. , 73, 938 - 947
TAINTURIER D. (1977)
Progestérone et pathologie de la reproduction
Rev Med Vet, 2, 130-142
TAINTURIER D. (1999)
Pathologie de la reproduction de la vache
La Dépêche, supplément technique n°64, 47 p.
TAYLOR V.J., BEEVER D.E., BRYANT M.J., WATHES D.C. (2003)
Metabolic profiles and progesterone cycles in first lactation dairy cows
THIBIER M., CRAPLET C., PAREZ M. (1973)
Les progestérones naturelles chez la vache: étude physiologique.
Rec. Med. Vet. , 149, 1181 - 1203
117
THIBIER M., FOURBET J.F. & PAREZ M. (1976)
Relationship between milk progesterone concentration and milk yield , fat and total nitrogen
content.
Br. Vet. J., 132, 477 - 486
THIBIER M., CHAPALGAONKAR K., JOSHI A., KARBADE V., RECCA A. (1983)
Use of a heat detection paste on dairy cattle in France.
Vet Rec., 6;113(6):128-30.
THIMONIER J. (2000)
Détermination de l'état physiologique des femelles par analyse des niveaux de progestérone
Prod. Anim., 13 (3), 177-183
TRIBBLE R.L., SORENSEN A.M., WOODWARD T.L. , CONNOR J.S., BEVERY J.B. &
FLEEGER J.L. (1973)
Serum progestins and luteinizing hormone levels in non suckled primiparous heifers.
Nature Lond. , 246, 494 - 495
VADHAT F., SEGUIN B.E., WITHMORE H.L., JOHNSON S.D. (1984)
RoIe of blood cells in degredation of progesterone in bovine bIood .
Am. J. Vet. Res., 45, 240 - 243
VAISSAIRE J.P. (1977)
Sexualité et reproduction des Mammifères domestiques et de laboratoire.
Maloine A.A. Edition, 457 p
VAN DE WIEL D.F., KALIS C.H., SHAH S.N. (1979)
Combined use of milk progesterone profiles, clinical examination and œstrus observation for
the study of fertility in the post-partum period of dairy cows
Br. Vet. J., 135, (6), 568-577
VAN EERDENBURG F.J.C.M., LOEFFLER H.S.H., VAN VLIET J.H. (1996).
Detection of œstrus in Dairy Cows : a new approach of an old problem.
Vet. Quart. 18, 52-54.
WALKER W.L., NEBEL R.L., McGlLLIARD M.L. (1996)
Time of Ovulation Relative to Mounting Activity in Dairy Cattle.
J. Dairy Sci. 79,l555-1561.
WEBB R., LAMMING G.E., HAYNES N.B., FOXCROFT G.R. (1980)
Plasma progesterone and gonadotrophin concentrations and ovarian activity in post-partum
dairy cows
J. Reprod. Fert., 59, 133-143
WILLIAMS F. (1962)
Excretion of progesterone in milk , urine and feces .
J. Dairy Sci, 45, 1541-1542
118
WlLLIAMSON N.B., MORRlS R.S., BLOODD.C., CANNON C.M.(1972a).
A study of oestrous behaviour and oestrus detection methods in a large commercial dairy
herd : I et II
Vet. Record., 50-62.
XU Z.Z., McKNIGHT D.J., VISHWANATAH R., PITT C.J., BURTON L.J. (1998).
Estrus detection using radiotelemetry or visual observation and tail painting for dairy cows on
pasture.
J. Dairy Sci., 81, 2890-2896.
119
120
121
POINT FRANCK
CONTRIBUTION A L’ETUDE DE LA DETECTION DES CHALEURS
PAR VIDEOSURVEILLANCE CHEZ LA VACHE LAITIERE.
COMPARAISON AVEC LES PROFILS DE PROGESTERONE.
Thèse vétérinaire : Lyon, le 19 octobre 2007
RESUME :
Cette thèse éprouve un nouveau système d’aide à la détection des chaleurs chez la vache laitière : la
vidéosurveillance.
L’auteur débute par des rappels sur le cycle œstral, le retour à la cyclicité post-partum et l’importance de la
progestérone.
Ensuite, les différents signes de chaleurs et leur technique de détection sont étudiés.
Enfin, l’expérience est exposée ; ses résultats sont confrontés au témoin (les phases ovulatoires déterminées grâce à
l’analyse des profils de progestérone) et aux techniques déjà existantes.
MOTS-CLES :
- Détection
- Chaleurs
- Vache laitière
- Vidéosurveillance
- Progestérone
JURY :
Président :
Monsieur le professeur PUGEAT
1er Assesseur :
2ème Assesseur :
Monsieur le professeur BADINAND
Monsieur le professeur GUERIN
DATE DE SOUTENANCE :
19 octobre 2007
ADRESSE DE L’AUTEUR :
13, rue Soleysel
42000 SAINT-ETIENNE
122

ecole nationale veterinaire de lyon

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