les biotechnologies dans le diagnostic des maladies

Transcription

CHAPITRE 1.1.7.
LES BIOTECHNOLOGIES DANS LE DIAGNOSTIC
DES MALADIES INFECTIEUSES ET LE
DÉVELOPPEMENT DES VACCINS
INTRODUCTION
Les méthodes de biologie moléculaire ont de plus en plus d’applications dans le diagnostic des
maladies infectieuses et le développement de vaccins. Avant d’être largement utilisées, les
méthodes développées nécessitent d’être simples, sans risque, sensibles, reproductibles et
éventuellement automatisables pour faciliter le criblage d’un grand nombre d’échantillons.
Les objectifs de ce chapitre sont de fournir des considérations générales sur le sujet pour les
non-spécialistes. Deux numéros spéciaux de la Revue Scientifique et Technique de l’OIE sont
dédiés aux biotechnologies et au diagnostic des maladies animales ; ils pourront être consultés
pour une information plus exhaustive (182, 183). Ce qui suit n’est qu’un aperçu des domaines
présentés dans ce chapitre.
A.
1.
2.
72
3.
4.
Détection des acides nucléiques
Réaction d’amplification en chaîne par polymérase (PCR) et PCR en temps réel ;
Diagnostic par polymorphisme de longueur des fragments de restriction (RFLP) et approches
liées basées sur l’ADN ;
Diagnostic à l’aide de sondes nucléiques et de la technique des micropuces à ADN ;
Extraction des acides nucléiques.
B.
1.
2.
3.
4.
5.
Détection des protéines
Immunohistochimie ;
Immunotransfert ;
Méthode immuno-enzymatique avec capture d’antigène (ELISA) ;
Immunochromatographie ;
Protéomique.
C.
1.
2.
Détection des anticorps
ELISA de compétition (c-ELISA) ;
Production d’antigènes par la technologie de l’ADN recombiné.
D.
1.
2.
3.
4.
5.
Vaccins
Vaccins avec délétion de gènes – bactéries ;
Vaccins marqueurs et épreuves de diagnostic associées ;
Vaccins à virus vectorisés ;
Vaccins à base d’ADN ;
Autres développements en technologie vaccinale.
E.
1.
2.
Les nanotechnologies dans le domaine du diagnostic et du développement des vaccins
Diagnostic
Développement de vaccins
Manuel terrestre de l’OIE 2008
Chapitre 1.1.7. — Les biotechnologies dans le diagnostic des maladies infectieuses
et le développement des vaccins
A. DÉTECTION DES ACIDES NUCLÉIQUES
1.
La réaction d’amplification en chaîne par polymérase (PCR) et PCR en temps réel
La PCR utilise les propriétés réplicatives naturelles de l’ADN pouvant conduire à de grande quantité in vitro d’une
séquence désirée d’ADN à partir d’un mélange complexe de séquences hétérogènes (138). La PCR peut
amplifier plusieurs millions de fois des copies d’une région sélectionnée d’ADN d’une taille de 50 à plusieurs
milliers de paires de bases. Une discussion détaillée de la méthodologie et des applications de la PCR est
donnée dans la référence de Mullis et al. (99).
L’amplification de l’ADN par PCR est réalisée via une succession cyclique d’incubations à différentes
températures. L’ADN cible est d’abord dénaturé par la chaleur pour séparer les deux brins complémentaires afin
d’obtenir une matrice simple brin. Des amorces spécifiques (courtes molécules synthétiques d’ADN
complémentaires des deux brins d’ADN) sont ensuite hybridées à une matrice simple brin à basse température et
sont prolongées avec une ADN polymérase à une température intermédiaire. Lorsque la polymérase a synthétisé
un nouveau brin d’ADN, le produit est séparé de la matrice par chauffage à une température plus élevée. Ces
étapes suivent des cycles qui sont répétés 20 à 40 fois, permettant ainsi l’amplification de l’ADN cible. La clé de
l’amplification géométrique de la séquence d’ADN cible est au niveau de la sélection des oligonucléotides qui,
une fois prolongés, vont générer des sites complémentaires pour les oligonucléotides et permettre une
hybridation au cours d’un nouveau cycle. Pour détecter l’ARN (par ex., l’ARN viral), une copie d’ADN
complémentaire (ADNc) doit être d’abord réalisée en utilisant une transcriptase inverse (RT). L’ADNc agit ensuite
comme une empreinte pour l’amplification par PCR. Cette technique est appelée RT-PCR.
Tout produit de PCR généré a, par définition, une taille caractéristique. Son identité est généralement confirmée
en utilisant des sondes ADN (voir ci-dessous) ou des produits de digestion d’enzymes de restriction qui peuvent
être utilisés pour fournir des RFLPs (voir ci-dessus). Plus communément, depuis l’introduction de techniques
automatisées de séquençage en cycles, l’identification est réalisée via un séquençage direct des produits de
PCR. Par exemple, le séquençage a été utilisé pour le typage de la virulence du virus de l’influenza aviaire de
type A, pour lequel des motifs de structure au niveau du site de clivage du gène de l’hémagglutinine sont
associés à des marqueurs de haute pathogénicité chez le poulet (69). La sensibilité de la PCR peut être
augmentée par l’utilisation d’une seconde série d’oligonucléotides pour amplifier un sous-fragment du produit
d’amplification initial. Cette méthode est communément appelée PCR nichée et a été utilisée pour détecter de
faibles taux d’Anaplasma marginale chez des bovins infectés permanents (162). Cependant, l’utilisation de la
PCR nichée peut augmenter le taux de faux résultats positifs.
La PCR est une méthode hautement sensible pour détecter des agents infectieux dans les tissus de l’hôte et
chez les vecteurs, même lorsque seulement un petit nombre de cellules de l’hôte sont infectées. La PCR peut
cibler et amplifier une séquence d’un gène qui a été intégrée dans le génome de cellules infectées de l’hôte. La
réaction peut aussi être dirigée pour amplifier des séquences géniques virales non intégrées. Il est possible
d’utiliser la PCR pour rechercher des contaminants dans les lots de vaccins. Cependant, elle ne permet pas de
différencier les organismes vivants des organismes morts ou des fragments incomplets d’ADN génomique, et
cela peut rendre difficile l’interprétation des résultats et affecter l’applicabilité de la PCR pour cette fonction.
La PCR peut se révéler très utile dans le diagnostic des infections chroniques persistantes, comme celles
provoquées par les rétrovirus (virus de la leucose bovine, virus de l’encéphalite/arthrite caprine, etc.). Ces
maladies présentent des problèmes graves en termes de diagnostic et de prévention puisque les animaux
infectés sont une source constante d’agents transmissibles.
Quand la PCR est utilisée à des fins diagnostiques, une grande attention doit être portée pour éviter une
contamination des échantillons, du fait de la sensibilité extrême de la technique, qui peut donner facilement des
faux résultats positifs. Des études inter-laboratoires ont montré que des échantillons positifs sont toujours
détectés, mais de faux positifs sont fréquemment obtenus avec des échantillons négatifs connus. Ceci indique la
présence continue de problèmes de contamination (143). Des systèmes ont été développés pour résoudre ce
problème comme le système dUTP-UNG (d-uracile triphosphate et uracile-N-glycosylase). Ces systèmes utilisent
une réaction enzymatique pour dégrader spécifiquement les produits de PCR à partir d’une amplification
préalable (dans laquelle du dUTP a été incorporé) sans dégrader les matrices d’acides nucléiques initiales (32).
Ceci, bien sûr, n’exclue pas la contamination d’échantillons par des virus extérieurs. Une nouvelle génération de
postes de travail robotisés est maintenant disponible et des réactions de PCR peuvent être programmées avec
un tube unique ouvert une seule fois. Cela réduit nettement les risques de contamination. Il est également
important de contrôler les résultats négatifs qui pourraient être dus à la présence de substances pouvant
interférer avec la réaction dans le mélange réactionnel de la PCR ou dans l’échantillon du patient. Ce contrôle
peut s’effectuer par l’introduction d’une matrice connue pour la production d’un produit de PCR (32). La prise en
compte de ces précautions permet l’utilisation de PCR comme une option réaliste pour le diagnostic.
73
Afin d’augmenter son utilité dans les diagnostics vétérinaires et pour l’identification des agents pathogènes,
l’épreuve de PCR a été très largement modifiée au cours de ces dernières années. La PCR utilisant des amorces
largement conservées est destinée à l’identification des classes d’agents pathogènes. Le meilleur exemple en est
l’utilisation des séquences du gène 16S de l’ARNr, qui est un gène bien conservé par l’évolution dans les
espèces bactériennes (58). En prenant des amorces complémentaires des régions conservées de la séquence, il
est possible de déterminer la présence de n’importe quelle classe recherchée dans un échantillon. Il convient de
noter qu’un résultat positif en PCR doit être précisé ultérieurement par hybridation avec des sondes spécifiques
d’espèce, par une analyse par digestion avec des enzymes de restriction ou par séquençage. De la même façon,
la PCR « consensuelle » est mise au point pour utiliser des amorces dégénérées qui ciblent des régions ou des
motifs d’un groupe d’agents pathogènes apparentés (173). Ainsi l’utilisation d’amorces dégénérées ayant pour
cible les régions conservées du gène de la ADN-polymérase des herpèsvirus, a-t-elle permis l’identification de
nombreux herpèsvirus non connus chez diverses espèces animales (46, 82). En revanche, la PCR multiplex est
mise au point afin d’utiliser deux (ou plus) paires d’amorces dirigées vers des séquences uniques spécifiques
d’un agent pathogène au cours d’une seule réaction pour la détection simultanément de plusieurs agents
pathogènes présentant un intérêt (47). La PCR multiplex présente l’avantage d’un haut niveau de sensibilité et de
spécificité. Cependant, il a été signalé que l’usage de la « multiplicité » risquait de réduire la sensibilité comparé à
la PCR unique, du fait de phénomènes de compétition. Il convient de garder cette remarque à l’esprit lorsqu’une
épreuve très sensible est recherchée.
Les méthodes classiques de PCR pour le diagnostic d’agents pathogènes, bactérien et viral, sont maintenant
obsolètes et, dans quelques cas, remplacées par des PCR en temps réel. Les PCR en temps réel contrôlent
l’accumulation des produits de PCR pendant la réaction d’amplification, permettant ainsi l’identification des cycles
pendant lesquels la génération de produit de PCR presque logarithmique est obtenue. En d’autres termes, la
technique peut être utilisée pour quantifier de manière fiable l’ADN ou l’ARN contenu dans un échantillon donné.
Par opposition à la PCR conventionnelle, la PCR en temps réel demande moins de manipulations, est plus rapide
que les techniques de PCR conventionnelles, utilise des tubes fermés permettant ainsi de diminuer les risques de
contaminations croisées, elle est plus sensible et spécifique, conservant ainsi un rendement de qualité et elle
procure des informations quantitatives. Dans de nombreux cas, la PCR en temps réel a montré qu’elle est plus
sensible que les méthodes de référence existantes (64, 179). Le développement récent de techniques et de
machines à PCR en temps réel portables (132) ouvre la perspective intéressante d’utilisation de ces techniques
pour des diagnostics rapides (moins de 2 h) de foyers sur le terrain.
La validation des techniques de PCR est décrite dans le Chapitre 1.1.5., « Validation et contrôle qualité des
méthodes d'amplification en chaîne par polymérase de PCR utilisées pour le diagnostic des maladies
infectieuses ». Ce chapitre traite également des témoins internes qui garantissent la validité des résultats de la
PCR.
2.
Diagnostic par polymorphisme de longueur des fragments de restriction (RFLP) et
approches liées basées sur l’ADN
Les épreuves sérologiques communément employées pour identifier des micro-organismes ne sont parfois pas
suffisamment discriminantes pour distinguer des isolats d’agents pathogènes étroitement apparentés, qu’ils
s’agissent de virus, de bactéries, de champignons ou de parasites. Une procédure basée sur l’ADN offrira la
meilleure discrimination qui est souvent requise et un point de départ adéquat peut être l’analyse du
polymorphisme de longueur des fragments de restriction (RLFP).
L’approche par RLFP est basée sur le fait que les génomes d’agents pathogènes même étroitement apparentés
sont définis par des variations de la séquence. C’est ainsi, le cas quand l’ordre linéaire des nucléotides adjacents
comprenant la séquence de reconnaissance d’une enzyme de restriction spécifique dans un génome peut être
absent dans le génome d’une souche ou d’un isolat étroitement apparenté.
En pratique la procédure de RFLP consiste en l’isolement de l’agent pathogène cible, en l’extraction de l’ADN ou
de l’ARN (avec la transcription inverse en ADN) et ensuite en la digestion de l’acide nucléique avec l’un des
groupes d’enzyme de restriction. Les fragments individuels de l’ADN digéré sont ensuite séparés sur un gel
d’électrophorèse et visualisés par un marquage avec du bromure d’éthidium. Idéalement, chaque espèce révélera
un profil unique, ou empreinte. Beaucoup d’enzymes de restriction différentes peuvent être prises en compte pour
une nouvelle identification, si bien que les analyses de nombreuses empreintes moléculaires issues de digestions
avec plusieurs enzymes de restrictions individuelles peuvent être effectuées et la combinaison du meilleur groupe
de résultats permettra une différentiation complète entre espèces ou isolats. Un bon exemple de l’application de
cette technique est la différentiation entre les biotypes des virus rabiques issus du chien ou des chauve-souris
originaires d’Amérique Latine (89).
Une modification de la technique de base de RFLP est de plus grande utilité lorsqu’une réaction d’amplification
en chaîne par polymérase (PCR) est ajoutée en étape préliminaire. La méthode de PCR (décrite en détail dans la
section 1 ci-dessus) est utilisée pour amplifier une région spécifique du génome (connue par le manipulateur
74
comme étant une séquence variable entre les agents pathogènes), qui sert ensuite d’empreinte ADN pour la
technique de RFLP. Cette nouvelle combinaison (PCR-RFLP) offre une meilleure sensibilité pour l’identification
d’agents pathogènes et elle est plus particulièrement utile lorsque l’agent pathogène est retrouvé en petit nombre
ou s’il est difficile à cultiver, deux facteurs qui caractérisent le parasite protozoaire intestinal Cryptosporidium spp.
La RLFP et, plus particulièrement, la PCR-RFLP sont très utiles pour le génotypage de souches de
Cryptosporidium puisqu’elles peuvent identifier des sources d’infection humaine et procurer des données sur leur
épidémiologie et leur survenue (23, 149). L’implication de souches spécifiques ou de types dans une épidémie
peut ainsi être définie et le circuit épidémiologique de l’isolat au sein d’un pays ou entre des pays peut être
compris.
Il existe de nombreux autres exemples pour lesquels les techniques de RFLP/PCR-RFLP sont utiles pour la
discrimination entre des génotypes ; par exemple, le champignon Candida (39), le virus du syndrome
dysgénésique et respiratoire du porc (166) et la bactérie Helicobacter pylori (60).
Le pathogène humain Candida krusei donne une bonne illustration de l’application générale d’un ensemble de
techniques moléculaires. Dassanayabe et al. (39) ont étudié la diversité génique de 11 isolats oraux de C. krusei
et ont identifié 5 génotypes différents en gel d’électrophorèse en champ pulsé (PFGE), 9 génotypes par RFLP en
utilisant l’enzyme HinfI, alors que les empreintes d’ADN par l’approche de l’ADN polymorphique amplifié au
hasard (RAPD-PCR pour Randomly Amplified Polymorphic DNA-PCR) a révélé 3, 8 ou 11 génotypes en fonction
des amorces utilisées.
L’incorporation de PFGE facilite la séparation de grands fragments d’ADN (jusqu’à une taille de l’ordre de la
megabase) et peut être un bon complément à l’analyse par RFLP de base. Jager et al. (72) ont utilisé une
combinaison de l’enzyme de restriction à coupe rare NotI et la PFGE pour caractériser les 80 isolats de Coxiella
burnetii obtenus sur des animaux et des humains en Europe, aux USA, en Afrique et en Asie. Ils ont distingué
20 profils de restriction différents et l’analyse phylogénétique des profils de RFLP a révélé l’évolution des relations
entre les groupes qui correspondent à des origines géographiques différentes des isolats. Aucune corrélation
entre le groupe de restriction et la virulence d’un isolat n’a été détectée dans cette étude, mais des approches
similaires sur quelques autres agents pathogènes ont permis d’établir un lien. Grigg et Boothroyd (59), par
exemple, ont identifié 3 sites de restriction au sein du locus B1 répété 35 fois, qui sont capables de faire une
distinction entre des espèces de Toxoplasma gondii du type I (virulent chez la souris) et du type II ou III (non
virulent chez la souris).
Les RFLPs sont importantes pour les études épidémiologiques, mais une interprétation plus critique des données
de RFLP implique la construction de bases de données pour déterminer si les profils de RFLP sont liés à des
facteurs tels que la virulence, la répartition de l’hôte et l’importance clinique. En pratique, il est d’usage de ne pas
se fier à un seul site de restriction, mais d’utiliser des sites localisés à plusieurs endroits au sein du génome afin
de classifier l’isolat. Une question permanente pour les praticiens vétérinaires concerne l’estimation correcte de
toutes différences moléculaires trouvées entre des isolats d’un agent pathogène sachant qu’une perte ou une
acquisition de site(s) d’endonucléase de restriction peut ne pas être associée à des différences dans la capacité
de l’agent pathogène à induire une maladie, par exemple, une différence en RFLP peut ne pas être significative
fonctionnellement, excepté comme une caractéristique distinctive.
Les marqueurs polymorphiques utilisés dans la RAPD qui caractérisent des souches uniques, etc. peuvent être
séquencés puis utilisés comme région amplifiée pour confirmation (SCAR pour Sequence-confirmed amplified
region). Ainsi la transformation de marqueurs polymorphiques anonymes en SCAR signifie qu’une seule PCR
peut être réalisée pour identifier un génome spécifique. Lewin et al. (81) ont utilisé cette approche pour identifier
19 génotypes à multilocus unique parmi les 29 souches du protozoaire Leishmania donovani.
Les techniques avec lesquelles l’ADN d’un agent pathogène peut être détecté et caractérisé continuent de
s’améliorer et d’évoluer. La dernière procédure de discrimination en date est celle du séquençage d’un génome.
Le séquençage d’une partie bien définie du génome joue un rôle important dans la caractérisation des agents
pathogènes et dans les études épidémiologiques. Le séquençage des produits amplifiés par une PCR utilisant
des amorces dégénérées ayant pour cible un gène commun à plusieurs virus de la même famille est devenu un
outil de diagnostic très utilisé, notamment pour l’identification de membres d’une famille jusqu’alors non reconnus.
Le séquençage d’amplicons du gène de l’ADN-polymérase des herpèsvirus obtenus par PCR dégénérée en est
un bon exemple (173). Dans quelques cas, le génome viral complet a été séquencé. Par exemple, l’épidémie du
syndrome respiratoire aigu sévère (SRAS) et le séquençage du génome de 29 751 bases des coronavirus
associés (92) a révélé utilement que le virus n’est lié que modérément aux coronavirus connus, y compris 2
coronavirus humains et ne ressemble pas même étroitement aux 3 groupes précédemment connus de
coronavirus. Ce degré d’interrogation au niveau de l’acide nucléique ne sera pas disponible pour des études sur
la majorité des agents pathogènes avant plusieurs années. C’est pourquoi des techniques comme les analyses
par RFLP, PCR-RFLP, RAPD-PCR et SCAR vont continuer de jouer un rôle central dans l’identification de, et la
discrimination entre, isolats de la plupart des agents pathogènes.
75
3.
Diagnostic à l’aide de sondes nucléiques et de la technique des micropuces à ADN
Les recherches avec des sondes nucléiques ADN conventionnelles et les analyses par micropuces sont les deux
côtés d’une même pièce. Le mécanisme fondamental des deux méthodes est la liaison (hybridation) de l’ADN,
issus d’un échantillon suspecté de contenir un agent pathogène (l’« inconnu »), avec de l’ADN hautement
caractérisé dérivé au préalable d’un agent pathogène intéressant (l’ADN « connu »).
Lors des recherches avec des sondes nucléiques ADN conventionnelles, l’ADN (ou l’ARN) inconnu, qui est la
cible, est immobilisé sur une surface solide telle qu’un filtre. L’ADN connu, transformé en sonde après marquage
ou identification (tag) d’une manière ou d’une autre, est dans la phase liquide et est appliqué sur la cible. Dans le
diagnostic par micropuces, c’est l’ADN connu (ADN complémentaire ou oligonucléotides longs) qui est la cible,
immobilisé sur une lame de verre, et l’ADN inconnu, dans la phase liquide, qui est marqué pour en faire une
sonde.
Dans les recherches conventionnelles avec des sondes nucléiques ADN, la cible peut être des acides nucléiques
extraits de matériel clinique ou de cultures cellulaires et soit (a) ajoutés à des filtres (dot ou slot blot) ou (b),
transféré sur un filtre après gel d’électrophorèse, ce qui est moins pratique dans le contexte du diagnostic, La
quantité d’agent pathogène dans un échantillon clinique peut être trop faible pour une détection. Par conséquent,
il peut être nécessaire d’amplifier les acides nucléiques par une PCR ou par transcription reverse suivie d’une
PCR (RT-PCR), le produit de PCR sera appliqué sur un filtre. Afin de visualiser une sonde liée à sa cible, la
sonde peut être marquée avec un nucléotide radioactif ou, plus communément et plus inoffensif, identifiée de
façon non-radioactive. Par exemple, la biotine ou la biotine-psoralène peuvent être incorporées dans la sonde, la
sonde liée étant détectée par addition de streptavidine liée à une enzyme pour générer une réaction colorée ou
lumineuse (chimioluminescence).
Une micropuce est ainsi appelée parce qu’elle peut comprendre 20 000 ou plus d’ADNs connus différents,
chaque ADN étant déposé en point sur une lame de verre, pour former la puce. Chaque point ne mesure
qu’environ 10 μm de diamètre. Les ADN complémentaires de fragments de gènes sélectionnés d’agents
pathogènes peuvent être utilisés pour composer des puces (24). Cependant, si un grand nombre d’agents
pathogènes doit être recherché, il sera alors plus aisé d’un point de vue pratique d’utiliser de grands
oligonucléotides. La micropuce utilisée pour identifier le virus du SRAS comme étant un coronavirus avait des
oligonucléotides comprenant 70 nucléotides (70-mer) (178). Dans les recherches utilisant des micropuces, c’est à
partir de l’échantillon que la sonde est faite. En bref, l’acide nucléique est extrait de l’échantillon et une (RT-) PCR
est effectuée en utilisant des amorces au hasard d’oligonucléotides. De cette façon, une partie de tous les acides
nucléiques de l’échantillon – des deux origines : hôte et agent pathogène – sont amplifiés. Ces produits de PCR,
représentatifs de tous les acides nucléiques de l’échantillon, sont marqués avec un colorant fluorescent et
appliqués sur la micropuce. Dans des conditions optimisées, seul l’ADN dérivé de l’agent pathogène se liera à
l’ADN sur la lame de verre. Si l’on est intéressé seulement par la détection d’un agent pathogène particulier ou
d’un groupe d’agents pathogènes liés alors les oligonucléotides spécifiques peuvent être utilisés pour les
amplifier au sein de l’échantillon pour la production de sonde.
Les micropuces pour la détection d’agents pathogènes peuvent être élaborées pour plusieurs niveaux de
différentiation. Dans le cas de cibles d’oligonucléotides d’ADN, il faut tout d’abord définir les oligonucléotides
capables de détecter et de différencier les agents pathogènes au niveau du genre. Il faudra choisir un nombre,
peut-être 10, d’oligonucléotides avec un haut degré de conservation de séquence (oligonucléotides consensus)
au sein d’un genre donné, de telle sorte qu’une sonde préparée à partir d’un échantillon de terrain contenant un
membre de ce genre hybridera à coup sûr au moins quelques oligonucléotides, tandis qu’elle n’hybridera pas (ou
à un moindre degré) celles correspondant aux genres apparentés. Par exemple, on pourra différencier les isolats
d’Aphtovirus (fièvre aphteuse, FA) des espèces d’Enterovirus dans la famille des Picornaviridae. On pourra alors
sélectionner d’autres jeux d’oligonucléotides, placés sur la même lame de verre, capables de caractériser plus
spécifiquement un agent pathogène, par exemple pour différencier les 7 types de virus de FA, et éventuellement
pour aller au niveau du sous-type.
Dans les études conventionnelles avec des acides nucléiques, la détection d’un agent pathogène est limitée par
le nombre de sondes utilisées, alors que dans l’analyse avec micropuces seul le nombre d’ADN cible est limitant.
Si une micropuce contient 1 000 oligonucléotides différents, il faudra 1 000 sondes (et 1 000 réactions séparées)
pour obtenir le même niveau de résolution par analyse conventionnelle. Le grand avantage des analyses à
micropuces dans la recherche d’un agent pathogène est que des centaines d’agents pathogènes peuvent être
étudiés simultanément lors de l’utilisation d’une seule micropuce. Clairement, l’analyse par micropuce a un grand
potentiel lorsque l’on recherche une maladie d’étiologie inconnue, des maladies où plusieurs agents pathogènes
peuvent être présents, et lorsqu’un sous-typage est nécessaire. Pour augmenter la sensibilité dans l’identification
des agents pathogènes, les micropuces peuvent être couplées à des amplifications par PCR. Ces PCR sont
mises au point afin d’amplifier un ou plusieurs gènes conservés ou des séquences multiples, telles que des PCR
utilisant des amorces largement conservées, des PCR « consensuelles » ou des PCR multiplex comme décrites
76
ci-dessus. Quand on soupçonne un agent pathogène en particulier, l’utilisation d’une micropuce est alors moins
justifiée, car la production et l’hybridation des lames sont relativement coûteuses. Dans ces cas plus simples, il
est préférable d’utiliser à la place des micropuces, des PCR spécifiques d’un agent pathogène ou du sous-type,
suivies, pour confirmation, d’un séquençage ou d’une analyse des fragments de restriction.
S’il est permis de prédire l’avenir sur la base de l’expérience déjà acquise dans l’utilisation des biotechnologies,
on peut espérer que le matériel et les réactifs deviendront moins coûteux, conduisant à une meilleure application
de ces technologies dans le diagnostic des maladies animales. Cela facilitera la recherche de virus non identifiés
jusqu’à présent, la caractérisation de souches bactériennes en terme de virulence, des marqueurs de sensibilité
anti-microbienne ou d’autres marqueurs importants. L’un des défis à relever lors de l’utilisation d’une approche
basée sur les micropuces est la gestion et l’analyse de la grande quantité de données qui sont générées.
4. Extraction des acides nucléiques
Les différentes épreuves de diagnostic moléculaires décrites dans cette section dépendent considérablement de
la qualité des préparations d’acides nucléiques qui servent de matrices dans les réactions. Alors qu’il est
relativement aisé d’extraire l’ADN de cultures bactériennes ou de sang, il est techniquement plus difficile de
préparer du matériel acceptable à partir d’échantillons de fèces ou de produits issus d’avortements. Cette étape
est déterminante car si le matériel qui va servir de cible n’a pas été purifié des contaminants présents dans
l’échantillon clinique, les étapes ultérieures de l’épreuve seront compromisees et pourraient donner de faux
résultats (voir le Chapitre 1.1.5.). Il existe un certain nombre de techniques spécifiques pour des types particuliers
d’échantillon ou de tissu, dont certaines sont disponibles dans le commerce soit manuelles soit automatisées
pour stations de travail robotisées. Celles-ci sont destinées à améliorer la fiabilité de l’extraction des acides
nucléiques à partir d’échantillons divers, mais l’extraction reste un domaine plein de défis.
B. DÉTECTION DE PROTÉINES
1.
Immunohistochimie
L’immunohistochimie est rapidement devenue un outil de référence pour l’identification d’antigènes associés à
des micro-organsimes viraux, bactériens, protozoaires ou à l’encéphalopathie spongiforme bovine (128). La
détection d’antigènes dans les tissus fixés présente plusieurs avantages par rapport aux autres techniques
diagnostiques. Ces avantages sont : (a) facilité de soumission des échantillons ; (b) manipulation d’agents
pathogènes humains sans risque ; (c) études rétrospectives à partir d’échantillons stockés ; (d) rapidité de la
technique ; et (e) détection d’organismes inactivés (61). L’immunohistochimie est aussi utilisée pour la détection
de protéine prion anormale (PrPSc) dans le tissu cérébral pour confirmer la tremblante, l’encéphalopathie
spongiforme bovine et d’autres encéphalopathies spongiformes transmissibles. Elle s’est révélée plus sensible
que l’examen histopathologique qui est la méthode de référence pour le diagnostic de ces maladies (160). La
mise en évidence de PrPSc dans les biopsies de tissus lymphoïdes, par exemple la membrane nictitante, peut
aussi être utilisée pour le diagnostic pré-clinique de la tremblante (107). Comme le nombre d’anticorps
monoclonaux (AcMs) reconnaissant des antigènes d’organismes pathogènes augmente, l’utilisation de
l’immunohistochimie pour l’identification d’organismes et d’autres marqueurs spécifiques de l’auto-immunité et
des processus néoplasiques se développent de plus en plus. L’étape limitante pour cette technologie est la
sélection d’un couple AcM/antigène réagissant malgré l’inclusion et la fixation au formol. Cette difficulté peut être
contournée par l’utilisation de coupes congelées ou de techniques permettant de démasquer les antigènes (par
exemple : la digestion enzymatique protéolytique, l’utilisation de micro-ondes) avant l’immunomarquage.
2.
Immunotransfert
L’immunotransfert associe la haute résolution des gels d’électrophorèse avec la spécificité de la détection
immunochimique et permet d’identifier des épitopes immunodominants reconnus par les anticorps d’animaux
infectés ou par des AcMs dirigés contre l’agent pathogène cible. La procédure d’immunotransfert peut être
divisée en 6 étapes :
a)
Préparation de l’échantillon ;
b)
Séparation de l’antigène par gel d’électrophorèse ;
c)
Transfert des polypeptides séparés sur une membrane de support (membrane de nitrocellulose) ;
d)
Blocage des sites de liaison non-spécifiques sur la membrane ;
77
e)
Incubation en présence d’e l’anticorps de détection ;
f)
Détection de l’anticorps de liaison.
Le choix de l’anticorps de détection est critique. Les sérums polyclonaux sont composés d’une gamme
d’anticorps reflétant l’ensemble du répertoire de la réponse immune à un antigène complexe particulier. Ils vont
de ce fait détecter un nombre de polypeptides distincts donnant un profil caractéristique de réactivité. Les AcMs
se lient seulement à un épitope, c’est pourquoi ils sont utiles pour l’identification de polypeptides hautement
spécifiques. Après l’incubation avec l’anticorps de détection, tous les anticorps liés aux bandes spécifiques de
protéines sont visualisés par un anticorps anti-espèce dirigé contre le sérum et conjugué à une enzyme, puis
révélé par un substrat-chromogène adapté.
L’immunotransfert est réalisé essentiellement dans des laboratoires de diagnostic pour identifier et/ou
caractériser les agents infectieux par rapport à la spécificité antigénique ou pour suivre une réponse sérologique
spécifique en utilisant des antigènes connus. Les faux-positifs et les faux-négatifs obtenus dans d’autres tests de
diagnostic peuvent être souvent résolus par la technique d’immunotransfert (95). Un bon exemple de la détection
d’antigènes est l’emploi de l’immunotransfert comme méthode essentielle dans le dépistage systématique de
l’ESB ou de la tremblante ; il a été utilisé sur des millions d’échantillons de cerveau en Europe ou ailleurs pour la
mise en évidence de la protéine prion (142). Des techniques d’immunotransfert modifiée (par ex : SAF-Western
blot) sont utilisées comme tests de confirmation (14) et pour faire la différence entre ESB et tremblante (150).
L’immunotransfert est également souvent utilisé pour déterminer la spécificité d’AcMs individuels. Des
polypeptides individuels purifiés (ou des protéines recombinés) peuvent aussi être transférés sur des membranes
de nitrocellulose par immunotransfert pour examiner la réactivité des sérums tests vis-à-vis des protéines
individuelles. Ce profil caractéristique de réactivité peut être utilisé pour aider à distinguer des animaux qui ont été
vaccinés de ceux qui ont été infectés en utilisant par exemple, le transfert électro-immuno-enzymatique (EITB
pour enzyme-linked immunoelectrotransfer blot), un western blot pour la fièvre aphteuse qui est amplement utilisé
en Amérique du Sud (16). Le facteur majeur pouvant affecter la réussite d’une technique d’immunotransfert est la
nature des épitopes reconnus par les anticorps. La plupart des techniques de haute séparation sur gel impliquent
une certaine dénaturation de l’antigène. Cela détruit les déterminants conformationels et ne permet que la
détection d’épitopes linéaires non-conformationels. La majorité des anti-sérums polyclonaux contiennent des
anticorps dirigés à la fois contre des épitopes linéaires et conformationels, mais un AcM est dirigé contre un seul
épitope ; ainsi, si sa cible est un épitope conformationel, il ne réagira pas avec une protéine dénaturée.
Pour détecter des agents pathogènes dans des échantillons de tissu, contenant de grande quantité de protéine,
une concentration sélective d’antigène et des méthodes sensibles de détection sont nécessaires. Un bon
exemple de ces techniques a été fourni par la détection de la protéine prion (PrPSc) de la tremblante (97). Après
élimination de protéine prion normale par une digestion avec une protéinase, la PrPSc est concentrée par
précipitation avec du phosphotungstate de sodium ou avec de l’alcool, et le complexe antigène-anticorps sur le
filtre ou la plaque ELISA est détecté en utilisant un substrat chimio-luminescent et un appareil photographique
CCD ou un film à rayons X pour éliminer l’émission du bruit de fond (19, 137).
3.
Méthode immuno-enzymatique avec capture d’antigène (ELISA)
La méthode immuno-enzymatique avec capture d’antigène (ELISA) permet la détection d’antigènes de l’agent
pathogène impliqué avant ou pendant la phase clinique. L’ELISA se déroule en général selon une technique
sandwich utilisant des anticorps de capture et des anticorps de détection (soit des AcMs spécifiques ou des
anticorps polyclonaux). L’antigène présent dans l’échantillon est préalablement capturé par l’AcM spécifique ou
l’anticorps polyclonal fixé sur une phase solide ; la fixation est révélée à l’aide d’un 2e anticorps (monoclonal ou
polyclonal) marqué radioactivement ou, plus généralement, à l’aide d’une enzyme (conjugué). Si l’anticorps de
détection n’est pas conjugué alors un conjugué anti-espèce (réactif vis-à-vis de l’anticorps de détection) est
utilisé. L’anticorps de capture sélectionne l’antigène-cible parmi les protéines en compétition dans les
suspensions d’échantillon, et il faut s’assurer qu’il soit en semi-concentration pour augmenter les chances de sa
détection. L’anticorps impliqué dans la capture doit présenter une forte affinité vis-à-vis de l’antigène de l’agent
pathogène recherché, une reconnaissance hautement spécifique d’un épitope conservé de l’agent ciblé et doit
e
pouvoir se fixer à une plaque ELISA sans perte d’activité. De plus, le 2 AcM impliqué dans la révélation de la
capture doit reconnaître un épitope différent de celui reconnu par l’anticorps impliqué dans la capture. Cependant,
il peut être difficile d’identifier des AcMs ayant une réactivité intra-typique complète et des anti-sérums
polyclonaux peuvent être préférés pour augmenter la probabilité de la réaction contre tous les variants
antigéniques. Des applications de l’ELISA-capture ont été développées pour la détection d’Anaplasma marginale
dans le sang de bovin au stade pré-clinique (164), de virus de la diarrhée virale bovine dans des échantillons de
sang (94, 140), d’antigènes du virus de la peste bovine et de la peste des petits ruminants dans des
prélèvements d’animaux cliniquement atteints (85). Un antigène du virus respiratoire syncytial est mis en
évidence par ELISA-capture dans les sécrétions nasales avec des AcMs dirigés contre des épitopes de la
capside virale (108). Plusieurs ELISA de capture pour la détection de la protéine prion ont été validés et sont
utilisés pour un dépistage rapide dans le monde entier (48, 50, 97). Des ELISA de capture sont aussi utilisés
comme tests pour la cachexie chronique chez le cerf (60) et pour la tremblante chez les moutons et les chèvres
78
(49). Une méthode de capture d’antigène apparentée, le Priostrip test, qui est une méthode utilisant des
bandelettes réactives, est aussi utilisée comme test de dépistage rapide pour l’ESB (50). Des méthodes liées à la
capture d’antigènes et utilisant des billes magnétiques sont maintenant bien acceptées pour la détection de
certaines infections bactériennes, incluant les Listeria, Salmonella et Escherichia coli. Le principe de cette
technologie repose sur le séparation immunomagnétique, c’est-à-dire l’utilisation de petites particules
para-magnétiques ou de billes recouvertes d’anticorps dirigés contre les antigènes de surface des
micro-organismes. Autant les bactéries intactes que leurs déterminants antigéniques solubles peuvent être
détectés après extraction magnétique de l’échantillon à tester, grâce à un second anticorps dans un système
sandwich. Du fait de la liaison sur une surface solide, le test de capture d’antigène utilisant des billes
immunomagnétiques peut accélerer la réaction antigène-anticorps. Le résultat est une réduction tant du temps de
liaison non spécifique que de l’incubation.
La validation des épreuves pour détecter l’anticorps est décrite dans le Chapitre 1.1.4. « Principes de la validation
des épreuves de diagnostic des maladies infectieuses ».
4.
Immunochromatographie
L’immunochromatograhie représente une méthode pratique pour la détection des antigènes en quelques minutes
sans équipement particulier (3, 90). L’échantillon est placé à une extrémité du filtre et des micro-billes (comme de
l’or colloïdal) conjuguées à un anticorps sont appliquées. L’anticorps se combine avec le complexe
microbilles-antigène puis il est fixé par le deuxième anticorps qui est sur le filtre ; il est alors facilement visualisé à
l’endroit où le deuxième anticorps a été fixé.
5.
Protéomique
Le protéome est l’ensemble total des protéines exprimées par une cellule, un tissu ou un organisme, et
la protéomique est l’étude à grande échelle de ces protéines, incluant leur niveau d’expression, la modification
post-translationnelle et l’interaction avec les autres protéines. Puisque toutes les protéines ne sont pas exprimées
en continu, mais sont dépendantes de facteurs physiologiques et environnementaux, la protéomique peut fournir
une excellente vue d’ensemble d’un processus pathologique au niveau des protéines. Dans la mesure où les
applications de la protéomique pour le développement de médicaments promettent de grandes retombées
économiques, les industries de part le monde ont investi financièrement dans ce nouveau secteur de
recherche (29).
De nombreuses méthodes utilisées en protéomique, en incluant les gels d’électrophorèse à deux dimensions
(2DGE) et la spectrométrie de masse (SM), ont été établies depuis plusieurs années. Cependant les avancées
récentes en techniques de SM, associées avec le séquençage du génome entier et le développement de
plateformes puissantes en bio-informatique et robotique, ont révolutionnées l’identification des protéines. Le
principe général de la protéomique repose sur la séparation des protéines, habituellement par 2DGE sur gels de
polyacrylamide, puis les bandes correspondant aux protéines sont excisées, digérées avec de la trypsine, et les
peptides résultant sont analysés par SM. Les masses de ces peptides sont ensuite comparées avec les masses
de peptides prévues par les analyses informatiques de banques de données du génome, entraînant
l’identification de gènes. La SM peut également être utilisée pour déduire la séquence en amino-acides de
peptides et pour caractériser les modifications post-translationnelles telles que la glycosylation ou la
phosphorylation. La 2DGE présente quelques reculs, particulièrement pour la séparation de protéines
hydrophobes, et d’autres techniques de séparation basées sur la chromatographie liquide trouvent maintenant
quelques applications. Néanmoins, la 2DGE est une méthode de choix pour créer des cartes quantitatives
d’expression de protéines et plusieurs milliers de protéines peuvent être analysées dans un temps limité.
Les altérations du protéome des tissus d’un organisme ou de ces liquides tels que le sérum, l’urine ou le liquide
cérébro-spinal peuvent être mesurées directement de telle sorte que les changements qui surviennent lors d’un
état pathologique peuvent être identifiés précisément. Cette approche constitue un outil très puissant pour le
diagnostic précoce des maladies, ainsi que dans l’identification de molécules qui pourraient être les cibles de
nouvelles thérapies. Les applications cliniques les plus établies de la protéomique sont jusqu’à maintenant
l’identification de marqueurs de diagnostic précoce de cancers, tels que les cancers de la vessie dans l’urine
(131). Cependant, des efforts considérables de recherche sont également menés dans d’autres secteurs comme
les maladies cardiaques (74), la maladie d’Alzheimer (34) et les diabètes insulino-dépendants (1).
L’utilisation de la protéomique pour le diagnostic de maladies infectieuses en est encore à ces débuts, mais elle a
montré qu’elle est d’une importance considérable. Par exemple, le diagnostic définitif de l’infection à virus B de
l’hépatite chronique repose encore sur une biopsie de foie, mais l’analyse protéomique d’échantillons de sérum
montre que l’expression d’au moins 7 protéines sériques est modifiée significativement chez les patients souffrant
d’hépatite B chronique (63). De même, le diagnostic différentiel ante mortem de la maladie de Creutzfeldt-Jakob
(CJD) peut être facilité par la protéomique puisque des données préliminaires montrent que 7 protéines du fluide
79
cérébro-spinal sont exprimées différemment par les patients atteint de CJD sporadique ou par ceux atteint du
variant (35).
Une application extrêmement utile de la protéomique pour le diagnostic des maladies infectieuses est
l’identification de nouveaux antigènes de diagnostic par le criblage de sérums d’individus infectés et non-infectés
contre des immunoblots de 2DGE de protéomes cartographiés d’agents infectieux. En utilisant ce type
d’approche avec des sérums humains, 9 nouveaux antigènes d’immunodiagnostic potentiels ont été identifiés
chez Helicobacter pylori (56), plus de 80 antigènes de Borrelia burgdorferi qui peuvent potentiellement
différencier des patients avec des symptômes précoces ou tardifs de la maladie de Lyme (74) et 7 antigènes de
Toxoplasma gondii qui peuvent différencier potentiellement des toxoplasmoses aiguës ou latentes (74).
Au sein du secteur vétérinaire, des projets de recherche basés sur la protéomique sont maintenant en cours et
vont sans aucun doute conduire à de nouveaux outils de diagnostic pour le futur. Des cartes de protéomes sont
en cours de réalisation pour de nombreux agents pathogènes vétérinaires incluant des bactéries telles Brucella
melitensis (98) et Streptococcus agalactiae (71), des protozoaires tels que Toxoplasma gondii (36), Eimeria
tenella (28) et Trypanosoma brucei (134) et des nématodes tels que Haemonchus contortus (186).
C. DÉTECTION DES ANTICORPS
1.
ELISA de compétition (c-ELISA)
L’ELISA de compétition (c-ELISA) est une épreuve qui permet la détection ou la quantification d’anticorps ou
d’antigènes par une méthode de compétition. Le c-ELISA pour la mise en évidence d’anticorps spécifiques a
largement remplacé l’ELISA indirect pour les enquêtes à grande échelle et la sérosurveillance. Le c-ELISA offre
des avantages significatifs par rapport à la méthode indirecte puisque des échantillons de nombreuses espèces
peuvent être testés sans qu’il soit nécessaire d’avoir des conjugués spécifiques d’espèces couplés à des
enzymes pour chaque espèce à tester. De nombreux antigènes sont extrêmement difficiles à purifier ou demande
beaucoup de temps. S’ils sont utilisés dans une épreuve indirecte, ils donneront des valeurs de bruit de fond
élevées dues aux liaisons non spécifiques. Cependant, des antigènes relativement bruts peuvent être utilisés en
c-ELISA, si l’anticorps de détection présente la spécificité souhaitée. Le principe de l’épreuve de compétition pour
la détection des anticorps repose sur la compétition entre le sérum à tester et le sérum de détection. La liaison
spécifique de l’anticorps de détection est mise en évidence en utilisant un conjugué anti-espèce approprié. Une
diminution de la couleur attendue obtenue est due à la liaison des anticorps dans le sérum à tester, qui empêche
la liaison de l’anticorps de détection.
L’anticorps de détection peut être polyclonal ou monoclonal en fonction de la spécificité nécessaire. Les AcMs
dirigés contre des épitopes hautement conservés donneront des épreuves à réactivité large alors que ceux
dirigés contre les épitopes hautement spécifiques donneront une épreuve très spécifique. L’un des premiers
rapports sur l’utilisation du c-ELISA concernait son utilisation dans la détection des anticorps anti-fièvre catarrhale
du mouton (4). Celui-ci utilise un AcM dirigé contre un épitope hautement conservé du virus de la fièvre catarrhale
(BTV pour Bluetongue Virus) P7 et permet la détection des anticorps des 24 sérotypes de BTV. L’épitope n’était
partagé par aucun autre séro-groupe d’Orbivirus étroitement lié, c’est pourquoi l’épreuve était également
spécifique de BTV. La spécificité de l’épreuve peut de ce fait être adaptée en fonction de la spécificité de
l’anticorps de détection. La sensibilité du c-ELISA est améliorée en utilisant des anticorps de détection
directement conjugué à une enzyme (83).
Le principe du c-ELISA a été utilisé avec succès dans les enquêtes de dépistage concernant de grands nombres
de sérum de porc pour les anticorps de la peste porcine classique (181), la détection de l’anticorps du virus de la
fièvre catarrhal chez les moutons infectés inapparents, les cerfs et les bisons (83, 84) et les anticorps vis-à-vis de
Babesia equi et B. caballi chez les chevaux infectés permanents (77, 78). Un ELISA de compétition pour la
brucellose, basé sur le lipopolysaccharide immunodominant de Brucella en phase lisse, a été largement utilisé
comme test de criblage chez les bovins (104), les moutons et chèvres (102), les porcs (103) et les mammifères
marins (105). Plus récemment, un c-ELISA à phase solide a été utilisé pour une surveillance sérologique à
grande échelle lors de l’épidémie de 2001 de fièvre aphteuse au Royaume-Uni (111). Cela a facilité l’analyse de
quelques 3 millions de sérum sur une période de moins d’un an.
2.
Production d’antigènes par la technologie de l’ADN recombiné
Les progrès en biologie moléculaire et en génétique dans les années 1970 ont initié le développement de la
technologie de l’ADN recombiné. Depuis, l’impact de cette technologie est telle qu’elle joue un rôle vital aussi bien
en recherche scientifique qu’en diagnostic et en traitement de maladies. La technologie de l’ADN recombiné
repose simplement sur le transfert d’un gène d’un organisme vers un autre – littéralement, la recombinaison
d’ADN de sources différentes. Les objectifs de la technologie de l’ADN recombiné incluent l’identification de
gènes, l’isolement de gènes, la modification de gènes, et la ré-expression de gènes dans d’autres hôtes ou
80
organismes. Ces étapes permettent aux scientifiques et aux cliniciens d’identifier de nouveaux gènes et les
protéines qu’ils codent, pour corriger des défaillances génétiques endogènes, et pour produire de grandes
quantités des produits d’un gène spécifique tels que des hormones, des antigènes pour des vaccins, et d’autres
protéines produites par des agents biologiques intéressants. Le degré de spécificité des épreuves de diagnostic
réalisables par utilisation de protéines recombinées est d’une importance particulière. Un exemple est l’utilisation
de ESAT-6/CFO-10, (antigènes immunogèniques sécrétés) présent chez Mycobacterium bovis virulent et
M. tuberculosis, mais absent chez le BCG avirulent et la plupart des mycobactéries de l’environnement, pour le
diagnostic de la tuberculose chez les bovins et les humains (31, 165). Les peptides (ESAT-6 et CFP-10) des
antigènes de M. tuberculosis ont amélioré la spécificité quand ils étaient utilisés dans une épreuve ELISPOT pour
la détection de l’interféron gamma pour diagnostiquer une infection à M. tuberculosis (67). Cette technique est
potentiellement capable de procurer un degré de spécificité du diagnostic qui ne peut pas être atteint avec les
dérivés de protéines purifiées (PPD, Purified Protein Derivative) comme l’extrait bactérien couramment utilisé.
Les protéines natives sont probablement les antigènes parfaits, qui fournissent des séquences spécifiques et des
épitopes structuraux de surface. De nombreuses épreuves de diagnostic actuelles nécessitent des antigènes
devant être produits en continu à partir de cultures cellulaires ou obtenus sur des animaux infectés. Ces
préparations antigéniques sont coûteuses et ont souvent une demi-vie courte, et pour chaque nouveau lot
d’antigènes une normalisation est nécessaire. Les protéines naturelles sont rarement disponibles sous forme
complètement pure, et les anticorps se développent souvent contre des polypeptides contaminants. Ce qui
conduit à des résultats faux-positifs. La technologie de l’ADN recombiné produit des antigènes qui offrent de
nombreux avantages par rapport aux antigènes isolés à partir de sources biologiques. Ces avantages
comprennent un taux de pureté élevé, une haute activité spécifique. Par ailleurs, comme la protéine est
synthétisée dans des cellules cultivées en laboratoire et génétiquement modifiées, chaque préparation de
protéine produite est identique à la préparation précédente, ce qui assure la constance des lots. Lorsque des
antigènes recombinés sont utilisés en combinaison avec un C-ELISA, la purification de l’antigène recombiné à
partir du lysat peut ne pas être nécessaire puisque la spécificité du C-ELISA repose principalement sur l’AcM
utilisé. Un exemple de la procédure est le clonage des gènes d’enveloppe des lentivirus de l’arthrite/encéphalite
caprine dans un vecteur d’expression du virus de la vaccine (86). Des peptides synthétiques peuvent aussi être
utilisés efficacement comme antigènes pour le diagnostic au laboratoire vétérinaire. Le diagnostic par des
épreuves basées sur les peptides repose sur la sélection de petits fragments qui portent les épitopes
immunologiques les plus puissants (linéaires) et qui sont reconnus par les anticorps spécifiques induits par
l’ensemble des protéines virales. Au cours des dernières années, des peptides synthétiques imitant les épitopes
spécifiques de protéines d’agents infectieux ont été utilisés dans des systèmes de diagnostic pour plusieurs
maladies humaines ou animales. Les protéines recombinées et les peptides synthétiques sont très utiles pour les
tests d’accompagnement DIVA car ils permettent de différencier les animaux infectés des animaux vaccinés. Les
vaccins marqués possèdent au minimum une protéine antigénique en moins par rapport au virus sauvage
correspondant, ce qui permet de tracer des souches sauvages circulant chez des animaux vaccinés (65).
Un aperçu de la procédure de production d’un antigène par la technologie de l’ADN recombiné est décrit
ci-dessous. L’identification d’un antigène ayant un potentiel diagnostic ou un intérêt scientifique est réalisée par
l’étude de la réponse en anticorps de l’hôte vis-à-vis des protéines de l’organisme en question. Les antigènes
immunodominants (protéines définies d’un organisme contre lequel l’hôte répond avec le titre le plus élevé) sont
d’un intérêt particulier puisqu’ils sont des stimulants majeurs de l’immunité cellulaire et humorale contre la
maladie en question. Les études sur de nouveaux antigènes sont très utilisées pour identifier des antigènes
immunodominants, biologiquement significatifs, pour une utilisation dans le développement d’AcMs ou de
vaccins. Lorsqu’une protéine intéressante à été identifiée, le gène codant cette protéine est obtenu en utilisant
l’ARN messager (ARNm) d’un organisme comme empreinte pour l’ADNc. Cette méthode de clonage du gène
codant une protéine d’intérêt nécessite au préalable une connaissance de la séquence du gène, soit directement
de l’organisme en question ou par l’utilisation des séquences d’un gène d’une espèce étroitement liée. Lorsque la
séquence d’un gène n’est pas disponible, une méthode alternative, est la préparation de banques d’ADN
recombiné issues de l’ADN génomique de l’organisme ou de l’ADNc synthétisé à partir de l’ARNm. Des
fragments des banques d’ADN recombiné peuvent être clonés dans un système d’expression, qui peut être
procaryotique ou eucaryotique. La banque de gènes est alors criblée pour l’expression de la protéine.
Il y existe un grand choix de systèmes d’expression. Les protéines peuvent être exprimées par des bactéries,
habituellement E. coli (125), par des levures (33), par des cellules d’insecte en utilisant le baculovirus (151), ou
encore par des cellules eucaryotes en les infectant avec le vecteur viral approprié (147) ou par transfection
permanente. Les différences de glycosylation selon que l’on utilise des bactéries, des cultures de cellules
d’insectes ou de mammifères peuvent modifier la structure des protéines et leur réactivité avec les anticorps. Il
peut s’avérer utile d’extraire l’antigène des cellules ou de le faire sécréter par la cellule. La purification est
souvent, mais pas toujours, nécessaire. Une nouvelle tendance dans la production d’antigènes pour une
utilisation dans les épreuves est le développement d’antigènes peptidiques synthétiques. Ceci permet de tester
les antigènes comme réactifs de diagnostic à partir d’une séquence de gène, sans que l’expression de la protéine
entière soit nécessaire, ce qui réduit la procédure. Un exemple est la production d’antigènes peptidiques de
deux antigènes immunodominants, décrits comme des candidats prometteurs pour les réactifs de diagnostic de
détection de l’infection des bovins avec M. bovis (176). Récemment, l’utilisation de plantes comme système
d’expression de protéines semble prometteuse. Dans le cas d’expression d’antigènes candidats par des plantes,
81
les virus végétaux présentent, entre autres, les avantages de la rapidité de mise au point du produit, de la
flexibilité et de niveaux élevés d’expression des gènes (54).
Les séquences génomiques de centaines de bactéries et de milliers de virus ont déjà été établies. Un gène
codant un antigène peut aisément être cloné par PCR en utilisant les amorces ciblant les séquences
nucléotidiques d’espèces étroitement apparentées (130). Le gène peut aussi être exprimé et son produit peut être
purifié par l’emploi d’un peptide marqueur. L’antigénicité du produit codé par le gène peut être évaluée. Le
criblage systématique de gènes codant des antigènes in silico, à partir des banques de séquences des génomes
accélère la mise au point de kits pour le diagnostic et de vaccins (163).
D. VACCINS
1.
Vaccins avec délétion de gènes - bactéries
Au cours des dix dernières années, la technologie de l’ADN recombiné a permis de mettre au point des vaccins
vivants plus sûrs. Comparés aux vaccins à bactéries tuées, les vaccins à base de bactéries vivantes atténuées
confèrent une meilleure protection contre une infection (70). Les raisons de cette meilleure protection ne sont pas
clairement connues aujourd’hui, mais l’une des raisons pourrait être la capacité qu’ont les vaccins vivants
d’exprimer in vivo les antigènes nécessaires à la protection alors que ceux-ci ne sont pas présents dans les
vaccins tués. Une autre raison pourrait être la capacité des vaccins vivants de stimuler les cellules présentatrices
d’antigènes (CPA) ce que ne peuvent pas faire les préparations à vaccins tués. Plus probablement, il s’agit d’une
combinaison des deux, nouvelle expression d’antigènes et interaction avec les CPA. Le développement de
vaccins avec des bactéries vivantes atténuées repose principalement sur l’obtention et la sélection de mutants
par passages en série sur d’autres animaux hôtes, par cultures in vitro prolongées, par des changements de
température de croissance ou des modifications chimiques, qui résultent en des atténuations non définies, ayant
pour base une accumulation de multiples mutations génétiques. Dans certains cas, pour des raisons inconnues,
ces mutants reviennent au phénotype sauvage et de ce fait ne peuvent pas être utilisés comme vaccins (148). En
1981, Hosieth & Stocker (68), avec la technologie utilisant les transposons, ont développé des souches de
Salmonella typhimurium avec des mutations génétiques auxotrophiques définies pour les acides aminés
aromatiques (Aro) et qui sont incapables de survivre chez l’hôte immunocompétent. Ces souches ont été
capables d’induire une protection lors d’un test d’épreuve virulent dans le modèle murin de salmonellose et dans
plusieurs espèces domestiques, bien que pour des raisons inconnues, tous les mutants n’ont pas été capables de
conférer une protection dans les espèces domestiques (145). En 1992, Jones et al. (73) ont développé un mutant
de salmonella atténué vivant en utilisant une excision génomique précise de 2 gènes impliqués dans la voie des
acides aminés aromatiques, qui a résulté en une probabilité encore plus faible de retour vers le phénotype
sauvage. Il a été démontré que ce mutant avait des effets secondaires cliniques relativement légers et était
capable de conférer une protection chez les bovins lors d’un test d’épreuve effectué à l’âge où l’hôte est le plus
sensible. Cette souche vaccinale a également été utilisée comme vecteur pour délivrer des antigènes, la
rapprochant plus ainsi de la dose multivaccinale unique qui est considérée actuellement comme la méthode
idéale de vaccination (174). Les développements de la biologie moléculaire et une meilleure compréhension de
l’interaction hôte-pathogène permettront l’ébauche rationnelle de vaccins plus inoffensifs et plus efficaces avec
des marqueurs de distinction entre les animaux vaccinés et les animaux infectés. Bien que la plupart des
développements décrits dans ce chapitre concernent Salmonella, des technologies similaires sont appliquées à
d’autres bactéries pathogènes. Cette technologie a été utilisée dans le cas de la tuberculose bovine ; si des
bovins sont vaccinés avec le BCG, le cocktail de peptides ESAT-6/CFO-10 détecte dans une épreuve de
recherche de l’interféron-gamma, les animaux infectés non vaccinés.
2.
Vaccins marqueurs et épreuves de diagnostic associées
En santé animale, on peut soit vacciner les animaux afin de prévenir une maladie soit essayer d’éliminer une
infection par application stricte de mesures sanitaires telles que l’abattage des animaux infectés et ceux ayant été
en contact avec l’agent pathogène. Pour certaines maladies pour lesquelles il n’existe pas de vaccin
(par exemple la peste porcine africaine) et en particulier pour les infections zoonotiques (par exemple : l’infection
des porcs par le virus Nipah), l’abattage systématique des animaux infectés est l’unique solution disponible. Le
diagnostic de l’infection est d’importance primordiale quelles que soient les mesures prises pour lutter contre la
maladie. Le diagnostic peut être direct, par la détection de l’agent infectieux avec des technologies d’immunologie
ou moléculaire, ou indirect, basé sur la détection et l’identification des anticorps spécifiques contre l’agent
infectieux suspecté. Ces dernières méthodes ont un inconvénient majeur puisqu’il faut attendre que les anticorps
soient synthétisés par l’animal après l’infection et ils ne permettent pas généralement la distinction entre une
réponse immune humorale résultant d’une infection ou de celle faisant suite à la vaccination.
Ce problème peut être résolu en adoptant de nouvelles approches pour le développement de vaccins (109) en
utilisant des technologies moléculaires, qui permettent la production de marqueurs vaccinaux auxquels sont
associés des épreuves de diagnostic. Il existe actuellement deux types : ceux basés sur la détection de la
82
réponse sérologique contre une protéine dont le gène a été délété de l’espèce vaccinante (soit utilisé comme
vaccin à réplication ou soit comme vaccin inactivé dérivé d’une telle souche virale vaccinale délétée), et ceux
basés sur la détection de la réponse sérologique vis-à-vis des protéines virales non impliquées dans la structure
(vaccins inactivés purifiés). Dans le cas de vaccins délétés, le gène codant une protéine non essentielle, le
marqueur caractéristique, est toujours lié avec l’épreuve de détection alors que dans le cas de sous-unités
vaccinales (par exemple : protéine E2 du virus de la peste porcine classique exprimée dans le baculovirus) le
choix du marqueur de l’épreuve peut être lié à plusieurs autres protéines virales. Pour des raisons
d’harmonisation, une protéine donnée doit être choisie pour les épreuves (par exemple : la protéine gE du virus
de la maladie d’Aujeszky). Dans le 1er type de vaccins marqueurs, le marqueur doit toujours être négatif
puisqu’un marqueur positif, obtenu par exemple avec l’insertion d’un gène codant une protéine étrangère, n’est
pas approprié ; un tel vaccin montrera si l’animal a été vacciné mais il n’indiquera pas si l’animal était aussi
infecté avec le virus sauvage. Le vaccin marqueur utilisé avec l’intention de distinguer une réponse sérologique
résultant soit de la vaccination soit de l’infection doit toujours être associé à une épreuve de diagnostic spécifique
du marqueur, qui peut être utilisée pendant une campagne de prophylaxie afin d’éliminer l’agent infectieux. A
l’origine les vaccins vétérinaires étaient destinés à prévenir les signes cliniques chez les animaux sans vraiment
tenir compte de l’impact épidémiologique de la vaccination sur l’excrétion de virus sauvage après infection et sur
sa dissémination / circulation. Si les marqueurs vaccinaux sont utilisés dans le but d’éliminer un virus, ils doivent
avoir un impact net sur l’épidémiologie de l’infection.
Il peut y avoir des problèmes avec cette approche, par exemple si la multiplication de virus sauvage est inhibée
au point qu’il n’y a pas induction d’anticorps spécifiques chez tous les animaux vaccinés. C’est pourquoi, la
plupart des vaccins marqueurs ne peuvent être utilisés que pour la certification des élevages et pas pour la
certification des animaux individuellement.
a)
Vaccins marqueurs avec délétion d’un gène : les exemples du virus de la maladie d’Aujeszky et de
la rhinotrachéite infectieuse bovine
La maladie d’Aujeszky chez les porcs et la rhinotrachéite infectieuse bovine sont deux infections dues à des
herpesvirus qui deviennent latents chez l’animal, même s’il a déjà été vacciné (115, 119, 120). Le premier
vaccin marqueur a été disponible en prévention de l’infection par le virus de la maladie d’Aujeszky chez les
porcs (169) suite au développement d’une souche atténuée par Bartha en Hongrie (13). Cette souche
présente une délétion spontanée dans la glycoprotéine gE. Des vaccins analogues ont été développés plus
tard pour la rhinotrachéite infectieuse bovine.
Comme mentionné ci-dessus, l’herpesvirus responsable de la rhinotrachéite infectieuse bovine devient
latent après l’infection, que l’animal ait été vacciné ou non. Il importe peu que le vaccin soit inactivé ou
atténué, l’animal devient un porteur latent après l’infection avec le virus sauvage. De plus, toutes les
souches de vaccins atténués induisent une latence après l’infection, y compris les souches délétées de gE.
Il doit être clair que tous les vaccins atténués produits avec des souches identiques, délétées ou non, sont
généralement plus efficaces que leurs équivalents inactivés (25, 75, 76).
Dans une région où la vaccination est interdite, tous les animaux sérologiquement positifs au regard du virus
de la rhinotrachéite infectieuse bovine doivent être considérés comme potentiellement infectés et porteurs
sains pour un virus sauvage. De manière similaire, dans la région où les animaux sont vaccinés avec un
vaccin conventionnel (non délété), soit atténué, soit inactivé, il est impossible de distinguer un bovin infecté
d’un vacciné et de ce fait, si un programme d’élimination est mis en place, tous les animaux séropositifs
doivent être également éliminés de l’élevage.
Une solution peut venir de l’utilisation de vaccins marqueurs/délétés permettant de différencier entre les
anticorps induits par vaccination de ceux consécutifs à une infection. Les protéines délétées dans la souche
vaccinale doivent avoir les caractéristiques suivantes :
1)
Être une protéine de structure, de façon à produire des vaccins inactivés ;
2)
Ne pas être essentielle à la production du vaccin ;
3)
Ne pas être un immunogène protecteur essentiel de façon à conserver un vaccin efficace ;
4)
Induire une réponse immunitaire humorale significative et à suffisamment long terme lorsqu’elle existe
afin d’être utilisée (lorsqu’elle est délétée) comme un marqueur ;
5)
Être présente dans toutes les souches virales sauvages ;
6)
Induire une réponse immunitaire humorale ou cellulaire chez les animaux déjà vaccinés lorsque ceuxci sont infectés par le virus sauvage.
83
Si un tel vaccin marqueur est utilisé, un animal séropositif vis-à-vis d’une protéine délétée, doit être
considéré comme infecté et éliminé. La protéine gD de l’herpesvirus, un immunogène protecteur majeur, ne
peut pas être délétée, mais au contraire doit être utilisée pour développer des sous-unités vaccinales. Le
principal problème rencontré lors de l’utilisation de vaccins marqueurs contre la rhinotrachéite infectieuse
bovine est leur inhabilité à prévenir totalement la circulation des virus sauvages lorsqu’ils sont utilisés dans
le cadre d’un programme d’éradication.
Aucun vaccin disponible n’est capable d’induire une immunité stérile contre ces maladies. En conséquence,
le programme de vaccination doit être plus strict qu’un programme conventionnel destiné seulement à
protéger contre les signes cliniques dans l’élevage. La vaccination doit être répétée en fonction d’un
programme strict pour réduire la possibilité d’excrétion de virus sauvage et doit, en plus, être associée avec
des mesures sanitaires strictes (85). Au sein du programme d’une campagne coordonnée d’éradication de
virus, la vaccination doit empêcher l’excrétion de virus sauvage par des animaux n’ayant jamais été en
contact avec le virus et prévenir la ré-excrétion par des animaux infectés de manière latente.
L’efficacité d’une vaccination répétée utilisant un vaccin inactivé négatif pour gE, administré par voie
intramusculaire a été étudiée dans les conditions du terrain au Pays-Bas. Cette étude a montré une
incidence significativement réduite de la séroconversion contre le virus sauvage dans le groupe vacciné
comparé aux animaux contrôles inoculés avec un placébo. De plus, la circulation de virus sauvage,
lorsqu’elle n’est pas complètement contrôlée, était néanmoins significativement diminuée (25) et même
empêchée dans certaines circonstances (170).
b)
Vaccination contre la peste porcine classique avec des sous-unités vaccinales
Un programme d’éradication de la peste porcine classique a été établi dans l’Union Européenne. La
vaccination utilisant des vaccins conventionnels est maintenant interdite et une mesure d’abattage est en
place. Cette mesure est mise à l’épreuve par l’existence d’une forte relation antigénique avec d’autres
pestivirus, tel que le virus responsable de la diarrhée virale bovine, qui gêne le diagnostic sérologique, la
circulation insidieuse de souches hypovirulentes (21) et, la dernière contrainte mais non des moindres, la
présence d’un réservoir sauvage chez le sanglier (Sus scrofa) en Europe continentale (11).
Les vaccins classiques, conventionnels, ont une efficacité bien prouvée (127) et ils ont même empêché
l’émergence de porteurs asymptomatiques lorsqu’ils étaient suffisamment efficaces (22, 80). À ce niveau,
les vaccins vivants atténués étaient plus efficaces que leurs homologues inactivés (38) et ils ont grandement
contribué à l’élimination de la maladie. Leur seul inconvénient était la création de population d’animaux
sérologiquement positifs, ce qui n’est pas acceptable lorsqu’une mesure d’abattage est mise en place. Les
sous-unités de vaccins ont été développées récemment par l’expression de la protéine E2, un immunogène
majeur du virus de la peste porcine classique, soit en système à baculovirus (van Rijn, 1999 129 /id}) ou par
les virus de la vaccine ou de la maladie d’Aujeszky (E1) (136, 172). Le baculovirus exprimant la protéine
vaccinale E2 permet la distinction entre les animaux infectés ou les animaux vaccinés lorsqu’il est utilisé
avec des épreuves de diagnostic spécifiques de ce marqueur et fiables pour détecter la présence
d’anticorps spécifiques dirigés contre d’autres immunogènes majeurs du virus de la peste porcine classique
non présents dans la sous-unités vaccinale, telle que la protéine NS2, une protéine conservée du virus.
Malheureusement, les vaccins inactivés ne sont pas suffisamment efficaces d’un point de vue
épidémiologique (44) comparés aux vaccins conventionnels antérieurs (42, 167). De plus, les épreuves de
diagnostic associées, actuellement disponibles, ne sont pas totalement fiables et limitent, de ce fait,
l’utilisation de ces sous-unités vaccinales sur le terrain.
c)
Vaccination contre la fièvre aphteuse par utilisation de vaccins hautement purifiés
La vaccination préventive a été interdite dans l’Union Européenne depuis 1991. Cette interdiction a mis fin à
une période de 30 années de vaccination et en conséquence, des bovins n’ayant jamais été en contact avec
le virus sont maintenant élevés en Europe (153). Cette situation est particulièrement préjudiciable lorsque la
maladie est accidentellement ré-introduite (45). Le plan d’urgence qui a été développé pour gérer les
épizooties inattendues est principalement basé sur l’information et la formation des partenaires concernés
dans l’Union Européenne. Afin de maîtriser les risques associés à la totale sensibilité des élevages
Européens, des banques d’antigènes viraux vaccinaux concentrés et hautement purifiés ont été établies
(139) et il est possible de les utiliser comme marqueurs vaccinaux en cas d’urgence d’épizootie (41).
Cela est possible puisque, lorsque des vaccins hautement purifiés sont utilisés, si un animal est séropositif
en test ELISA pour les protéines non-structurales (NSP pour Non Structural Protein) codées par le
virus (40), cela signifie qu’il doit avoir été infecté par un virus sauvage. Les NSP sont produites lors de la
réplication du virus chez un animal infecté ou en culture cellulaire. Les NSP doivent être éliminées de
l’antigène du virus de la fièvre aphteuse par purification au cours de la production du vaccin et des tests
appropriés doivent être conduits pour démontrer l’absence d’anticorps anti-NSP chez les animaux vaccinés.
Les NSP sont synthétisées au même taux que les protéines structurales pendant l’infection et induisent
donc une bonne réponse immunitaire humorale. Les animaux infectés développent des anticorps anti-NSP
84
qui sont détectés habituellement par des kits de diagnostic ELISA ou EITB. Malheureusement, les épreuves
de diagnostic associées qui sont actuellement disponibles ne permettent que la certification d’élevages
exempts de fièvre aphteuse et pas la certification au niveau de l’animal individuel. Les NSP sont seulement
produites lors de la multiplication du virus et ne sont pas présents dans les virions extracellulaires utilisés
pour produire les vaccins purifiés inactivés.
d)
Cas particulier de la grippe équine
Une approche similaire à celle utilisée pour la fièvre aphteuse a été mise en place, dans un contexte
différent, pour la grippe équine (114). Lorsque des études ont été effectuées sur la durée de l’immunité
protectrice avec les vaccins inactivés contre la grippe équine, il est utile d’avoir un outil de diagnostic qui
permette l’exclusion d’anticorps dus à une infection croisée des animaux expérimentaux avec un virus
sauvage de la grippe. Une épreuve de diagnostic a été développée (20), basée sur la réponse sérologique
vis-à-vis d’une protéine non-structurale codée par le virus.
3.
Vaccins à virus vectorisés
De nombreuses espèces de virus, y compris les adénovirus, les herpèsvirus et les poxvirus, ont été utilisées
comme système de délivrance (vecteurs) pour des antigènes étrangers. Le virus peut être utilisé simplement
comme un vecteur, par exemple le virus recombiné rage-virus de la vaccine, ou à la fois comme un vecteur et un
vaccin contre l’infection par le vecteur sauvage lui-même. Un exemple de virus agissant à la fois comme un
vecteur et un vaccin est le virus capripox recombiné exprimant un antigène du virus de la peste des petits
ruminants (17). Un virus vecteur peut effectuer un cycle de multiplication complet conduisant à la production de
virus fils ou de cycle de multiplication avorté sans production de virus fils, comme c’est le cas du vecteur poxvirus
aviaire pour les espèces de mammifères.
Les vecteurs le plus communément utilisés sont les poxvirus aviaires et ce chapitre va de ce fait s’orienter sur
l’utilisation de poxvirus comme vecteurs de vaccins (121).
Un certain nombre de caractéristiques font que les poxvirus aviaires recombinés sont convenables comme
vaccins :
i)
La stabilité des vaccins lyophilisés (35), leur faible coût, la facilité de production et d’administration ;
ii)
Le vaccin peut être administré par plusieurs voies (52) et dans le cas du virus de la vaccine il a même été
montré que le virus peut être administré per os (cette caractéristique a été utilisée pour la vaccination de la
faune sauvage) (117) ;
iii)
La capacité à induire à la fois une réponse humorale et cellulaire T contre les antigènes étrangers avec une
immunité à long terme après une simple inoculation (146, 147) ;
iv)
La flexibilité de conditionnement du génome, qui permet de perdre ou de déléter une grande partie du
génome et d’insérer de l’ADN étranger à la place (au moins 25 kb), ce qui permet de créer des vaccins
multivalents (122, 123, 146, 147) ;
v)
L’utilisation de poxvirus aviaires recombinés comme vaccins permet la discrimination entre des animaux
naturellement infectés et des animaux vaccinés puisque le vaccin recombiné présente un ensemble défini
d’antigènes des agents pathogènes concernés.
Au sein de chaque genre de la famille des Poxviridae, les membres sont antigéniquement liés (96). Cette relation
antigénique a soulevé une question importante concernant l’utilisation de vecteurs dérivés de poxvirus aviaires
comme vaccins vivants, car une immunité pré-existante contre le vecteur peut réduire le succès d’une vaccination
ultérieure réalisée avec un vecteur poxvirus homologue (37, 79). Pour contourner ce problème, l’utilisation de
combinaisons différentes de vecteurs et/ou de voies d’immunisation ont été mises en place (51, 129).
a)
Virus de la vaccine comme vecteur
Le premier virus recombiné de la vaccine à avoir été utilisé sur le terrain est le vaccin recombiné virus de la
vaccine-rage (VRG) utilisé pour la vaccination orale de renards contre la rage. Ce vaccin a été développé en
utilisant la souche Copenhagen et a été testé dans de nombreuses espèces cibles potentielles dans des
conditions de laboratoire (27, 116, 159) avant d’être finalement utilisé ensuite dans les conditions de terrain
en 1987 (118) et avoir démontré être inoffensif et efficace (27). Il a été utilisé à grande échelle dans de
nombreux pays d’Europe qui ont été, en conséquence, libéré de la rage (26) ainsi qu’en Amérique du Nord.
L’innocuité du virus de la vaccine peut être améliorée par des délétions multiples de gènes. Cela a été
démontré par des manipulations de la souche NYVAC de virus de la vaccine (156). La souche Copenhagen
du virus de la vaccine a été choisie comme support vaccinal. Sur la base de la séquence entière de l’ADN
(55), de la connaissance importante des gènes liés à la virulence et de la détermination des gènes
85
compétents pour la réplication chez l’hôte, il est possible d’éliminer du génome viral de manière très précise,
les informations génétiques non désirées. Le virus résultant, nommé NYVAC, possède 18 cadres ouverts de
lecture délétés par rapport à la souche mère. NYVAC est hautement atténué comme cela a été démontré
dans de nombreuses espèces animales. L’inoculation intra-cérébrale chez des souriceaux nouveau-nés et
des jeunes adultes a mis en évidence une échelle de doses très favorable par rapport aux souches
parentales ou d’autres souches du virus de la vaccine. Plus significativement, il n’y a pas de dissémination
du virus chez des hôtes immunodéprimés. NYVAC a une capacité de réplication considérablement réduite
dans une grande variété de cultures cellulaires de tissus humains, et est incapable de produire des
particules infectieuses chez l’homme. Plusieurs essais chez les animaux et l’homme ont démontré
l’innocuité des vecteurs dérivés de la souche NYVAC (112, 155, 180).
b)
Vecteurs à poxvirus aviaires
Lorsque l’on considère le développement de vecteurs dérivés de poxvirus aviaires pour la production de
vaccins destinés aux oiseaux, l’utilisation de souches atténuées est recommandée afin de réduire le risque
sanitaire et les conséquences potentielles dues à une diffusion dans l’environnement à d’autres espèces
aviaires. Des dérivés atténués de virus de la variole aviaire, comme TROVAC, et le virus de la variole du
canari, comme ALVAC, ont été testés extensivement et leur innocuité a été démontrée dans une variété
d’espèces, incluant des animaux immunodéprimés et des volontaires humains. Ces virus peuvent être
utilisés dans des conditions de laboratoires ayant un niveau de confinement 1, la catégorie la plus basse
pour des organismes recombinés (113).
Malgré le fait que leur multiplication est restreinte aux espèces aviaires, il a été démontré que les souches
atténuées de poxvirus aviaires étaient des vecteurs efficaces et extrêmement inoffensifs pour les
mammifères. L’inoculation de recombinés à base de poxvirus aviaires dans des cellules de mammifères
entraîne une expression des gènes étrangers et une inoculation à des mammifères induit une immunité
protectrice sans production de virus fils (157, 158). Cette observation démontre qu’ils ont un avantage
sanitaire significatif pour une utilisation chez l’homme et les animaux. Puisqu’une immunisation peut être
réalisée en absence de réplication productive, cela élimine l’éventualité d’une dissémination du vecteur aux
seins des individus vaccinés et, de ce fait, la diffusion du vecteur à des hôtes non-vaccinés ou dans
l’environnement général. De plus, l’utilisation de ce vecteur dans une espèce qui n’est pas un réservoir des
poxvirus aviaires rend la probabilité de recombinaison nulle in vivo. Enfin, ces vecteurs peuvent être utilisés
pour la vaccination d’individus présentant déjà une immunité au virus de la vaccine.
Dans les dix dernières années, un grand nombre de virus recombinés ont été produits en utilisant la souche
ALVAC atténuée du virus de la variole du canari comme souche parentale. Un nombre impressionnant
d’essais, à la fois chez l’homme et les animaux, a démontré l’innocuité et l’efficacité de protection des
vaccins utilisant ce vecteur.
4.
Vaccins à base d’ADN
La vaccination à ADN consiste à introduire directement dans la cellule hôte un plasmide bactérien à ADN qui
exprime une protéine antigénique placée sous le contrôle d’un promoteur cellulaire eucaryote (133). En
conséquence, l’antigène étranger est exprimé au sein de la cellule hôte et peut stimuler l’induction de réponses
immunitaires humorale et à médiation cellulaire. Cette approche de la vaccination a été efficace contre un grand
nombre de virus, de bactéries et de parasites et n’a pas seulement les avantages nombreux de vaccins vivants
mais aussi beaucoup plus d’avantages que les approches conventionnelles de la vaccination. Par exemple, les
vaccins à ADN codant des gènes étrangers sont peu coûteux et faciles à produire ; ils parent à la nécessité
d’organismes porteurs complexes ; les risques associés aux vaccins vivants sont absents ; et l’impact de
l’immunité pré-existante vis-à-vis de l’organisme ou du vecteur sur l’efficacité du vaccin est contourné.
Cependant, un désavantage de la vaccination à ADN est que, dans la mesure où le plasmide persiste pendant
longtemps, il existe un risque potentiel d’intégration chromosomique résultant en une transformation cellulaire.
La réponse immunitaire des vaccins à ADN peut être améliorée par une inoculation simultanée
d’immunostimulants tels que des séquences à motifs CpG (126), des plasmides exprimant des cytokines (185),
des plasmides exprimant des molécules de co-stimulation (91), ou même des adjuvants conventionnels (171).
L’immunogénicité peut également être améliorée par le premier amorçage (« priming ») avec un vaccin à ADN
plasmidique exprimant une protéine immunogène suivi d’une re-stimulation avec la protéine ou le vecteur viral
recombiné exprimant la protéine, la fameuse approche « amorçage–re-stimulation » (« prime-boost ») (175).
Plusieurs vaccins à ADN à usage vétérinaire sont actuellement développés chez les bovins, les porcs et les
volailles (106, 110, 171). Ainsi un nouveau vaccin pour les chevaux, le West-Nile-Innovator® DNA, permet de
prévenir la virémie du virus West-Nile, qui est potentiellement mortel; cela représente une étape extraordinaire
dans la technologie basée sur l’ADN. L’apport de l’ADN est effectué soit par inoculation intra-musculaire,
intradermique ou intra-nasale, par l’introduction intradermique médiée par des particules utilisant un revolver à
gènes, dans lequel l’ADN est adsorbé sur des microsphères d’or (88), ou il peut être apporté en utilisant des
86
bactéries intra-cellulaires atténuées telles que Shigella flexneri ou Salmonella typhimurium. Les vaccins à
bactéries vivantes atténuées permettent de vacciner à travers les muqueuses et ainsi de cibler spécifiquement les
cellules présentatrices des antigènes dans les sites inducteurs du système immunologique. Alors que cette
dernière approche présente plusieurs avantages, il existe un certain nombre de critères sanitaires qui doivent être
abordés avant que cette méthode d’inoculation soit acceptée. Les inconvénients de la vaccination par ADN
doivent être gardés présents à l’esprit, comme par exemple, bien que le risque soit faible, la possibilité d’une
ré-intégration dans les chromosomes ce qui conduirait à une transformation cellulaire puisque le plasmide
persiste chez l’hôte pendant longtemps.
Une autre stratégie de vaccins à ADN est basée sur un vecteur à ADN consistant en de l’ADNc recombiné du
virus de la forêt de Semliki (SFV) placé sous le contrôle d’un promoteur eucaryote et exprimant un gène
étranger (15). Contrairement aux vecteurs à ADN conventionnels, le promoteur ne dirige pas directement
l’expression de l’antigène étranger, mais dirige la synthèse du transcrit d’ARN, réplicon de SFV recombiné.
La traduction de cette molécule d’ARN produit un complexe de réplicase de SFV, qui permet la réplication de
l’ARN dans le cytoplasme cellulaire et induit un haut niveau de production de l’ARNm pour cet antigène étranger
codé. Dans la mesure où l’expression induite par le vecteur SFV est transitoire et lytique, il existe moins de risque
d’une intégration possible dans les chromosomes.
La mise en œuvre de la technologie du chromosome bactérien artificiel (BAC pour bacterial artificial
chromosome) a ouvert de nouvelles voies pour la manipulation des grand génomes à ADN de virus, tels que les
herpesvirus (2, 30). L’utilisation de clones BAC d’herpesvirus n’est pas seulement un outil précieux pour l’étude
des fonctions des gènes viraux et de la pathogénie (177), mais présente un fort potentiel pour le développement
de vaccins anti-herpesvirus (100). Des expériences utilisant des clones BAC comme vaccins contre les infections
à herpesvirus ont donné des résultats prometteurs (124, 154, 161). Cette technologie pour la mise au point de
vaccins anti-herpesvirus novateurs aura un impact certain et de grandes applications en médecine vétérinaire.
5.
Autres développements en technologie vaccinale
Des sous-unités vaccinales qui contiennent des protéines purifiées ou des composés glycoprotéiques d’un agent
pathogène et qui ont été identifiés comme porteurs d’épitopes critiques impliqués dans l’induction d’une réponse
immunitaire protectrice (12), présentent un net avantage d’innocuité, et des améliorations récentes dans leur
production utilisant la technologie à base d’ADN recombiné facilitera une plus large utilisation (43). Des vaccins à
base de peptides synthétiques ont aussi été mis au point (93), cependant, jusqu’à présent, ils n’ont pas été très
efficaces dans l’induction d’une protection contre les maladies infectieuses. Il existe de nombreuses raisons pour
lesquelles des peptides synthétiques peuvent ne pas induire une immunité protectrice. Par exemple, même les
peptides linéaires présentent un degré de flexibilité de conformation telle qu’ils adoptent une structure différente
de la molécule-parent et de ce fait, ils induisent des anticorps de faible avidité pour l’agent pathogène en
question. Un désavantage non négligeable de l’utilisation de peptides stimulant une réponse en anticorps
protecteurs mais vis-à-vis d’un unique site antigénique, est la possibilité de favoriser une sélection de certaines
mutations antigéniques chez l’agent pathogène.
Un certain nombre de stratégies a été développé pour induire des réponses des cellules T cytotoxiques (CTC)
utilisant des peptides, tels que coupler des épitopes CTC à des toxines qui sont capables d’envahir des cellules
eucaryotes ou construire des particules ressemblant à des particules virales portant des épitopes CTC étrangers
(141, 144). Cependant, l’utilité de cette approche dans des populations sans lien de parenté est limitée par le
polymorphisme des molécules du complexe majeur d’histocompatibilité. D’autres vaccins à base de particules
ressemblant à des virus qui impliquent des protéines de structure peuvent être utilisés pour transporter des
antigènes étrangers. De tels vaccins ont été faits à partir de particules produites par le gène Tya du
rétrotransposon Ty de levure (53). Un vaccin composé de particules vides ressemblant à des virus et produites
par l’expression des 4 protéines majeures de structures du virus de la fièvre catarrhale du mouton dans le
baculovirus a montré qu’il protége contre une épreuve avec le virus de la fièvre catarrhale (135).
Une autre approche intéressante est le développement de « vaccins comestibles ». Des plantes peuvent être
développées pour exprimer un certain nombre de protéines et peuvent exprimer de multiples transgènes en une
seule fois (152). L’administration orale de sous-unités vaccinales exprimées dans des plantes pourrait être
adaptée contre des agents pathogènes intestinaux. Un désavantage sera que des antigènes administrés par voie
orale seront sensibles à la dégradation protéolytique. De plus, l’administration orale d’antigènes tend à induire
une tolérance plutôt qu’une immunité active. Cependant, la tolérance peut être contournée par l’expression d’une
protéine de fusion composée de l’antigène avec la sous-unité B de l’entérotoxine sensible à la chaleur (LT-B) de
E. coli (62).
Le clonage d’un génome viral complet, en particulier pour les virus à ARN à sens négatif, a été rendu possible
grâce à la génétique reverse. Par génétique réverse, la fonction de plusieurs NSP, ainsi que les fonctions
cachées des protéines virales, ont pu être élucidées, permettant alors la construction de virus ARN par
recombinaison. Cela permet aussi l’identification de la stratégie d’évitement utilisée par un virus afin d’échapper
aux mécanismes de défense de l’hôte comme, par exemple, l’interféron (57, 168). La génétique réverse ouvre
une nouvelle approche pour l’atténuation des virus en supprimant les fonctions anti-interféron ou anti-cytokines
87
du virus. La génétique réverse peut être appliquée aux virus à ARN qui une structure génomique relativement
simple, comme le virus de la grippe aviaire. Il a été démontré que la présence de résidus basiques d’acides
aminés au niveau du site de clivage du gène de l’hémagglutinine favorise la réplication du virus chez l’animal.
Ainsi, les virus de l’influenza aviaire hautement pathogènes qui présentent ce type de structure génétique
pourraient être atténués en éliminant les résidus basiques d’acides aminés du site (87, 101).
E. LES NANOTECHNOLOGIES DANS LE DOMAINE DU DIAGNOSTIC
ET DU DÉVELOPPEMENT DES VACCINS
Les nanotechnologies permettent de travailler au niveau atomique, moléculaire et supramoléculaire à une échelle
de 1 à 100 nanomètres, dans le but de comprendre, de créer et d’utiliser des matériaux, des dispositifs et des
systèmes dotés de propriétés fondamentalement nouvelles du fait de la petite taille des structures impliquées.
Les possibilités d’utilisation des nanotechnologies en médecine vétérinaire sont actuellement à l’étude (184).
1.
Diagnostic
La nanotechnologie présente un intérêt majeur pour le diagnostic médical (7). Les nanoparticules font preuve
d’une capacité extraordinaire de détecter les marqueurs de maladie, les cellules précancéreuses et les fragments
de virus. De même, des revêtements métalliques et des nanoparticules métalliques fonctionnalisées à l’aide de
différentes biomolécules permettent de détecter des protéines et des anticorps spécifiques. Par exemple, les
chercheurs ont mis au point un nanofil de silicium, porteur d’une charge particulière et connecté à un récepteur
d’anticorps capable de détecter la présence de marqueurs du cancer dans le sang, même si la concentration de
ces antigènes dans le sang est de l’ordre d’un centième de milliardième du contenu protéique. Ces capteurs sont
bien plus précis que n’importe quelle autre technologie actuellement disponible.
De même, toujours dans le domaine du diagnostic, des dispositifs qui ressemblent à une lame de microscope
parsemée de minuscules pores à l’échelle nanoscopique permettent d’examiner les molécules d’ADN dans le
sang pour rechercher des signes de maladie (8).
Des travaux récents (5) ont montré que les ultrasons détectent les nanoparticules de sorte que celles-ci sont
ensuite capables d’ « illuminer » l’image obtenue. Ces points lumineux peuvent signifier qu’un petit nombre de
cellules de la zone examinée sont peut-être sur le point de muter ou d’évoluer de manière incontrôlée. Il est
espéré que l’utilisation combinée des ultrasons et des nanotechnologies permettra de réaliser des diagnostics
fiables sans recourir à des procédés invasifs comme les biopsies.
Nanoparticle Diagnostics travaille actuellement sur plusieurs projets de développement de tests diagnostiques
rapides et portables pour les besoins de la médecine vétérinaire et humaine (9).
2.
Développement de vaccins
La plupart des nanotechnologies appliquées au développement de vaccins ont pour but d’améliorer les systèmes
de vaccination et l’efficacité des vaccins. L’une de ces applications est la nanoémulsion (6), c’est-à-dire une
suspension de minuscules gouttelettes d’huile dans l’eau stabilisées par des détergents. Les gouttelettes de cette
nanoémulsion sont actives en surface et réagissent spécifiquement en présence de la membrane externe d’un
micro-organisme pathogène. Cette technologie n’opère pas de la même manière que les antibiotiques ou les
antiseptiques traditionnels et ne présente aucun danger pour l’homme, l’animal ou l’environnement. Dans
l’application vaccinale, on administre à l’animal, directement par le nez, une préparation comprenant une
nanoémulsion et un virus entier ou une protéine. Ce procédé fait intervenir les composants de l’immunité
nécessaires à la création d’un vaccin.
Les perspectives ouvertes par les vaccins basés sur une nanoémulsion sont extrêmement prometteuses car ces
vaccins sont administrés sans seringues et ne requièrent pas de réfrigération, ce qui présente un grand intérêt
dans les pays en développement.
Dans une application spécifique (18), une forte réponse immune a été déclenchée chez des animaux à qui l’on a
administré par voie intranasale une nanoémulsion contenant une protéine recombinée de Bacillus anthracis.
L’apparition de la réponse immune est intervenue chez ces animaux dès la deuxième application. Tous les
animaux ainsi immunisés ont survécu à l’inoculation d'épreuve, alors que les animaux du groupe de contrôle ont
tous succombé.
D’autres projets en cours (10) portent sur la mise au point de timbres transdermiques dont la face en contact avec
la peau est parsemée de micro-protubérances en forme d’aiguilles qui contiennent le médicament à administrer.
La face porteuse des micro-protubérances est appliquée directement sur la peau de sorte que les aiguilles
88
perforent la peau uniquement jusqu’à l’espace interstitiel, sans atteindre les nerfs ni les veines. Les composants
nanostructurés diffusés dans l’espace interstitiel par les micro-protubérances sont absorbés par les cellules du
système immunitaire en vue d’une application vaccinale. Ces timbres sont destinés à une utilisation en médecine
humaine et vétérinaire, et serviront à administrer des vaccins, des protéines et des peptides, des hormones
peptidiques et d’autres médicaments.
RÉFÉRENCES BIBLIOGRAPHIQUES
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