conférence

L’ Insémination Artificielle
chez les félidés
Alain Fontbonne (DVM, MC, MSc,
MSc, Dipl.ECAR)
Dipl.ECAR)
Xavier Lévy, Emmanuel Fontaine et JY Routier
Reproduction des Carnivores
Ecole Nationale Vétérinaire d’Alfort
Introduction: les félidés
!
Les fé
félidé
lidés: une famille disparate, et pourtant
homogè
homogène:
!
!
!
!
Format: de 1,5 à plus de 300 kg !
Pré
Présente sur tous les continents
Physiologie de la reproduction trè
très semblable entre
espè
espèces
Les fé
félidé
lidés une famille animale menacé
menacée:
!
!
36/37 espè
espèces sont menacé
menacées d’
d’extinction
! Danger direct: commerce illicite, chasse
excessive…
excessive…
! Modifications des écosystè
cosystèmes
! Perte de variabilité
variabilité gé
génétique
Straté
Stratégies de sauvegarde:
! Pré
Préservation/restauration de l’l’habitat:
! Pas toujours ré
réalisable
! Reproduction assisté
assistée:
! Idé
Idéal dans le cas de population isolé
isolées ou
trè
très consanguines
1. La reproduction des félidés:
considérations générales
Profils hormonaux
!
Etudes réalisées:
!
Chez le chat:
!
!
par prises de sang répétées
Chez les félidés sauvages:
!
La moitié des 36 espèces seulement ont été
étudiées:
!
!
Dosages des hormones sté
stéroï
roïdes dans les fè
fèces (3/4 des
cas)
Dosages des hormones sté
stéroï
roïdes dans l’l’urine
Activité sexuelle
!
Chez la chatte:
!
!
!
Fréquence des cycles: très
variable suivant la race
Oestrus : 3 à 7 jours
Manifestations cliniques:
!
!
!
plus nettes dans les races à poil court
(siamois…
(siamois…)
intensité
intensité maximale au 3ème jour
Chez les félins sauvages:
!
!
Cycles: environ 2 à 4 semaines
Oestrus: 3 à 10 jours
Cas le plus fréquent: cycle sans ovulation
40
35
60
30
50
25
10
5
30
Chaleurs
15
Chaleurs
20
40
Période
« calme »
Chaleurs
Période
« calme »
20
10
0
-10
0
10
20
30
40
50
" sécrétion d’ oestradiol
uniquement
60
70
0
80
Estrus
Estrus
Estrus
Cas extrême
0
10
20
40
50
60
70
30
Oestrus
apparemment
persistant
Pseudo-gestation
Progestérone
en ng/mL
40
40
60
35
60
30
50
35
50
30
40
25
40
25
10
10
30
Chaleurs
15
15
30
Chaleurs
20
20
Intervalle
variable
PSEUDOGESTATION
20
20
10
10
0
5
5
0
0
-10
-10
0
00
Ovulation
10
10
20
20
30
30
40
40
50
50
60
60
70
70
80
80
Gestation
60
40
50
60
35
40
30
50
30
Chaleurs
25
20
15
40
GESTATION
20
30
10
20
0
10
10
5-10
0
10
20
30
40
50
60
70
80
0
10
20
30
40
50
60
70
80 -
0
0
-10
Ovulation
Mise-Bas
Saisonnalité
!
Chat domestique:
!
!
Anoestrus hivernal
Sauf si lumière d’intensité suffisante
!
!
!
12 à 14 heures par jour
Rôle de la mé
mélatonine
Félidés sauvages:
!
!
Espèces à reproduction saisonnière: tigre, panthère
des neiges, chat de Pallas …
Espèces non saisonnières: lion, léopard, puma,
guépard, ocelot…
Anoestrus non saisonnier
!
Certaines espèces présentent une inactivité
ovarienne non liée à la saison
!
Rôle de la captivité:
!
!
USA: 25% des femelles guépard sont en anoestrus
permanent (Brown 2006)
Rôle des interactions sociales:
!
Anoestrus induit:
!
!
Par la pré
présence de congé
congénères: ex: gué
guépard
Par l’l’absence de congé
congénères: ex: ocelot
Déclenchement de l’ovulation
!
Chatte domestique:
!
Majorité
Majorité des cas: ovulation
déclenché
clenchée par le coï
coït:
!
!
!
Rôle de la ré
répétition des coï
coïts
Existence d’
d’ovulations
« spontané
spontanées »
Félidés sauvages:
!
Ovulations spontané
spontanées mises
en évidence chez le lion, le
léopard et certains chats
sauvages
!
Mais pas chez tigre, gué
guépard,
ocelot …
Fertilité
!
Chez les femelles: influence de
l’âge:
!
Ex: guépard: fertilité quasi nulle
passé l’âge de 7 ans :
!
!
!
Ovocytes de moins bonne qualité
qualité ?
Alté
Altérations uté
utérines ?
Chez les mâles:
!
Tératozoospermie fréquente
2. Les indications de
l’Insémination Artificielle
chez les félidés
Chez le chat domestique
!
Accouplement impossible:
!
Faible libido chez les Persans
!
Lutte contre les MST
!
Echanges gé
géographiques et/ou
génétiques
!
Mise à la reproduction de chats:
!
!
!
Castré
Castrés
Décédés ou trop âgés
Cas des ligné
lignées de chats consanguines
utilisé
utilisées en recherche
Chez les félidés sauvages
!
Permettre le maintien des
espèces dans leur milieu naturel
!
!
!
!
cas de petites populations isolé
isolées
ou trè
très dé
décimé
cimées
Favoriser la diversité génétique
Permettre d’obtenir des
naissances en parcs zoologiques
Eviter de déplacer les femelles:
!
Diminution des stress et des
agressions
3. Induction des chaleurs et
de l’ovulation
Utilisation de gonadotropines
!
Equine chorionic gonadotropin: eCG
!
Longue persistance dans l’organisme:
!
!
une seule injection suffit en général pour induire
une maturation folliculaire
Human chorionic gonadotropin: hCG
Inconvénients des gonadotropines
!
!
Hyperstimulation ovarienne:
! Développement secondaires de
follicules accessoires
! Rôle de eCG et hCG
! Troubles du fonctionnement luté
lutéal
Interactions avec l’l’activité
activité ovarienne
cyclique:
! Meilleurs ré
résultats si les
gonadotropines sont administré
administrées
pendant l’l’anoestrus
! Inté
Intérêtd’
td’untraitement pré
préalable
destiné
destiné à forcer un repos ovarien:
! Progestagè
Progestagènes ?
! Agonistes GnRH ?
!
!
!
Choix trè
très important de la dose
administré
administrée:
! Ex gué
guépard (Howard et al.
1997): 19 femelles
! 200 UI eCG " naissances
! 100 UI eCG ou 400 UI
eCG " pas de naissances
Efficacité
Efficacité inconstante:
! Ex: chez les espè
espèces pouvant
ovuler spontané
spontanément
! Existence de follicules nonovulé
ovulés
Les injections ré
répétées sont
imunosensibilisantes
Autres approches
!
pFSH/pLH:
!
Forte homologie structurale
avec la FSH et la LH du tigre
!
!
!
Stimulation mécanique de
l’ovulation:
!
Mais…
Mais… né
nécessité
cessité d’
d’injections
répétées
Agonistes GnRH:
desloréline, nafaréline,
leuprolide…
!
Chez la chatte domestique :
5 sé
séries de stimulations à 30
minutes d’
d’intervalle
Inenvisageable chez les
félins sauvages … !
Influence de l’anesthésie sur l’ovulation
!
Rappel:
IA
!
Ne pas anesthé
anesthésier pendant la pé
période pré
pré-ovulatoire ?
!
" IA post-ovulatoires
!
!
!
Ex: gué
guépard: 43,5 à 48 heures post hCG (Howard et al.
1997)
Observations identiques faites chez le puma et le tigre
Mais thé
théorie controversé
controversée:
!
Ex: chat: 56% de ré
réussite lors d’
d’IA pratiqué
pratiquée avant la fin de l’l’ovulation
vs 21% aprè
après l’l’ovulation (Tsutsui et al. 2000)
Choix du moment de
déclenchement
de l’ovulation
!
Intérêt de
l’échographie
ovarienne ?
!
Chatte domestique:
!
!
Malandain et al. 2006 :
technique la plus fiable
Félins sauvages:
échographie transrectale
!
Mais né
nécessité
cessité
d’anesthé
anesthésier les
femelles
Evolution des follicules de chattes
45
40
35
30
25
20
15
10
1
2
3
4
5
6
jours
Réussite de l’induction de l’ovulation
!
Intérêt du dosage de la progestérone:
!
!
Chatte: dans le sang / Félins sauvages: dans les fèces
Mais: élévation différée, post-ovulation
35
30
progesterone ng/L
diamètre folliculaire en 1/10e de mm
(Malandain et al. 2006)
R 2 = 0,9808
25
20
15
10
5
0
0
1
2
3
4
Days post ovulation
5
6
7
4. Prélèvement et
conservation de la semence
4.1. Récolte du sperme
Chez le chat domestique
Vagin Artificiel
Electro-éjaculation
(matériel P-T Electronics, Boring, Oregon, USA)
Différents protocoles
Platz, 1978, 180 stim entre 2 et 8 V (2s,3s,1s, 3s OFF)
"28 millions spz/séance
Pineda, 1978, 240 stim entre 1 et 6 V, (2 s; 2 s OFF)
4V
1V
Rigid
extension of
the hindlegs
15 stim
6V
! 14 millions spz/séance
2V
1V
60 stim 5 min
5 min
Howard, 1990, 80 stim entre 2 et 6 V, (1s; 3s; 1s; 3s )
Jonhstone, 1984, 50 stim entre 2 et 3 V, (3s; 3s; 1s; 3s OFF)
! 20 millions spz/séance
! 5-12 millions spz/séance
Extension
des
postérieurs
1V
2V
(2 à 3 V)
10 stim
10 min
10 stim
2-3 min
Qualité et quantité de semence récoltée
Baudon 2003
Sondage urétral
Comparaison sondage urétral – électro-éjaculation
Zambelli et al. 2006
Chez les félidés sauvages
Electro-éjaculation
!
Protocole CRESAM (lion, guépard):
!
- 1ère série:
!
!
- 2ème série:
!
!
10 stimuli à 4 volts, 10 à 5 volts, 10 à 6 volts
10 stimuli à 5 volts, 10 à 6 volts, 10 à 7 volts
- 3ème série:
!
10 stimuli à 6 volts, 10 à 7 volts.
4.2. Conservation de la
semence
Conservation de la semence
!
Conservation à température ambiante
!
Réfrigération à + 4°C
!
Congélation dans l’azote liquide
!
!
!
Sperme éjaculé
jaculés
Sperme épididymaire
Techniques dé
décrites:
!
!
Chez le chat domestique
Chez plusieurs fé
félins sauvages
" difficultés liées à la mauvaise qualité de la
semence chez les félins
4.3. La tératospermie
chez les félidés
Les félins ont fréquemment une
semence tératospermique
La tératospermie chez les félins
!
Induit-elle une baisse de la fertilité ?
!
Quelle est son origine ?
!
Baisse de la diversité
diversité gé
génétique ?
!
!
!
!
!
!
Cas des lions asiatiques / panthè
panthères de Floride
Cas des ligné
é
es
de
chats
consanguines
lign
Origine hormonale ?
Nutrition inadapté
inadaptée ?
Stress ?
Existe-t-il des mécanismes adaptatifs face à la tératospermie ?
!
Meilleurs rendements de la spermatogenè
spermatogenèse et de la spermiogenè
spermiogenèse :
!
Chez le chat (Pukazhenthi et al. 2006):
!
!
!
Diminution de l’l’apoptose cellulaire aprè
après la mé
méiose
hypertrophie testiculaire et augmentation du volume des tubes sé
séminifè
minifères
Rôle des coï
coïts ré
répétés lors de l’l’accouplement ?
5. Les techniques
dd’insémination
’insémination artificielle
IA chez les félins
!
Chat domestique:
!
Premiè
Premières études il y a 20 ans
!
!
!
Puis…
Puis… plus rien
Reprise d’
d’inté
intérêt aprè
après l’l’an 2000
Félidé
lidés sauvages:
!
!
Gué
Guépard, tigre, puma, ocelot,
panthè
panthère des neiges, chats
sauvages
IA jamais tenté
tentée chez le lion !
!
Rôle du nombre de spermatozoï
spermatozoïdes
insé
inséminé
minés
!
IA ré
réfrigé
frigérée jamais ré
réalisé
alisée
5.1. IA intra-vaginale
Chez le chat domestique
Anatomie du vagin de la chatte
25mm
20 mm
Résultats
!
Semence fraî
fraîche:
!
!
!
!
Sojka et al. 1970: 54% (14/26) avec
des doses de 50 à 100 x 106
spermatozoï
spermatozoïdes
En utilisant des doses plus élevé
levées (80 x
106 spermatozoï
spermatozoïdes), Tanaka et al.
(2000), ont obtenu 78% de gestations
(7/9)
Baudon (2003) a obtenu 4 gestations
sur 9 chattes insé
inséminé
minées par voie intravaginale, avec seulement 4 à 9 x 106
spermatozoï
spermatozoïdes.
En semence congelé
congelée, une seule
publication mentionne une ré
réussite de
11% (6/56) aprè
è
s
insé
é
mination
apr ins
artificielle intra-vaginale (Platz et al.
1978).
Chez les félidés sauvages
Chez les félidés sauvages
!
Des naissances ont été obtenues
par IA intravaginale en semence
fraîche:
!
!
chez le léopard de Perse et le tigre
en dé
déposant de trè
très fortes doses de
spermatozoï
spermatozoïdes (500 x 106) (Chagas et
al. 2000)
!
Néanmoins:
!
le rendement des IA intra-vaginales
est trè
très mauvais : 23/23 échecs chez
le gué
guépard par exemple (Racine
2006).
5.2. IA intra-utérine
Chez le chat domestique
Chat domestique
!
IA par laparotomie
!
IA par laparoscopie
IA intra-utérine par voie transcervicale
Chatdarong et al. 2001
Zambelli et Cunto 2006
Résultats
!
L’IA intra-uté
intra-utérine permet:
!
!
Semence fraî
fraîche:
!
!
!
d’utiliser des doses insé
inséminantes 5 à 10 fois moindres que lors d’
d’IA intravaginale
Les taux de ré
réussite sont trè
très variables
Ils s’é
’échelonnent
chelonnent
entre
13
et 80% en insé
s
inséminant des doses de spermatozoï
spermatozoïdes
variant entre 2 et presque 20 x 106 spermatozoï
spermatozoïdes.
Semence congelé
congelée:
!
!
!
Tsutsui et al. (2000) ont obtenu des gestations dans 57% des cas (8/14)
aprè
après dé
dépôt dans une seule corne uté
utérine, correspondant à l’l’ovaire montrant
le plus de follicules, de 50 x 106 spermatozoï
spermatozoïdes
Tsutsui et al. (2003) ont mê
même utilisé
utilisé avec succè
succès en IA du sperme
épididymaire congelé
congelé.
Zambelli et al. (2006) notent qu’
qu’en insé
insémination intra-uté
intra-utérine, il faut en
moyenne dé
déposer un nombre de spermatozoï
spermatozoïdes 5 fois plus élevé
levé en semence
congelé
congelée qu’
qu’en semence fraî
fraîche pour obtenir des ré
résultats similaires.
Chez les félidés sauvages
IA sous laparotomie
IA sous laparoscopie
!
IA semence fraî
fraîche: naissances
chez 8 espè
espèces:
!
!
!
!
!
!
!
!
!
IA semence congelé
congelée:
!
!
!
IA sous endoscopie vaginale
(CRESAM 2006)
Puma
Ocelot
Gué
Guépard
Tigre
Panthè
Panthère longibande
Chat lé
léopard du Bengale
Oncille
Panthè
Panthère des neiges
Ocelot
Gué
Guépard
Léopard
5.3. IA intra-tubaire
5.3. IA intra-tubaire
!
Tsutsui et al. 2001:
!
Dépôt de 4 x 106 spermatozoïdes dans l’infundibulum
! 3 gestations sur 7 chattes inséminées
Conclusion
!
L’IA est encore peu développée chez les félidés, malgré
de nombreuses indications
!
Nouvelles techniques d’IA transcervicales moins
invasives
!
Taux de réussite encore assez faibles:
!
!
!
Induction de chaleurs aux gonadotropines inadé
inadéquates ?
Influence né
néfaste de la tératospermie ?
Des études complémentaires sur la physiologie de la
reproduction sont à conduire
Merci de votre attention !