Translocation bactérienne chez des rats

Commentaires

Transcription

Translocation bactérienne chez des rats
Université d'Oran Es-Sénia
Faculté des Sciences
Département de Biologie
Laboratoire de Physiologie de la
Nutrition et Sécurité Alimentaire
‫ﺌ‬
Mémoire de MAGISTER
Option : Physiologie de la Nutrition et de la Sécurité Alimentaire
Thème
Translocation bactérienne chez des rats malnutris. Effet des
symbiotiques en phase de renutrition
Présenté par :
Soutenu le :
Melle GOURINE Hanane
2008
Devant le jury composé de :
Président :
Mr SAIDI D.
Examinateurs : Mr KIHAL M.
Rapporteur :
Professeur, Université d’Oran
Professeur, Université d’Oran
Mr SENHADJI R.
Maître de Conférence, Université d’Oran
Mr KHEROUA O.
Professeur, Université d’Oran
Co-rapporteur: Mr BENAKRICHE B.
Chargé de cours, Université de Mostaganem
Remerciements
Ce travail a été réalisé au laboratoire de Physiologie de la Nutrition et de Sécurité
Alimentaire sous la direction de Monsieur Omar KHEROUA Professeur de Physiologie
au Département de Biologie (Université d’Oran).
Que Monsieur KHEROUA et Monsieur SAIDI veuillent accepter mes
remerciements les plus sincères pour la confiance qu’ils m’ont accordée durant la
réalisation de ce travail et surtout pour m'avoir accueillie au sein de leur équipe de
recherche.
J’exprime mes plus vifs remerciements à Monsieur Omar KHEROUA pour son
encadrement scientifique, sa disponibilité, ses conseils pertinents. Merci de m’avoir
guidée avec patience et d’avoir consacré autant d’heures pour les corrections de ce
manuscrit.
Merci à Monsieur Djamel SAIDI Professeur à l’Université d’Oran qui me fait
l’honneur de présider ce jury. Je lui suis reconnaissante d’avoir accepté ce rôle, et de me
faire l’honneur de juger mon travail.
J’exprime toute ma gratitude à Monsieur Mabrouk KIHEL Professeur à l’Université
d’Oran qui a bien voulu accepter d’examiner mon travail. Qu’il trouve ici l’expression
de ma très profonde reconnaissance.
J’adresse mes vifs remerciements à Monsieur Rachid SENHADJI Maître de
Conférence à l’Université d’Oran, pour sa participation dans l’évaluation de ce travail.
Qu’il trouve ici l’expression de ma respectueuse gratitude.
Ma profonde reconnaissance va aussi à Monsieur Belmhel BENAKRICHE, Chargé
de Cours à l’Université de Mostaganem, pour sa rigueur scientifique et ses conseils. Je
le remercie profondément de m’avoir procuré un encadrement rigoureux et précieux.
Ce travail n’aurait pas été aussi efficace sans la contribution de nombreuses
personnes dont le savoir être et le savoir faire méritent d’être soulignés. Merci à : Mr
BOUROUIS, Mr Ahmed BENSAHLA, Melle Hadria GRAR, Melle Wafaâ DIB, Melle
Nora BOUDINE, Mme Hanane BELARBI, Melle Amina BENZIANE, Melle Rajaa
CHAMEKH, Melle Zohra TESIA, Melle Soumia BENSABER et Mr Omar TOUATI.
Tous mes encouragements et remerciment à toute ma promotion de magister : Melle
Dalel RADOUANE, Melle Nawel MOKRANE, Mme Nawel GADIRI et MelleSamia
SALAH. Un grand merci à toute l’équipe du laboratoire de Physiologie de la Nutrition
et de la Sécurité Alimentaire et à tous ceux et celles qui ont contribué de prés ou de loin
à la réalisation de ce modeste travail.
Résumé
La malnutrition protéique est un trouble nutritionnel le plus répondu dans les pays
en développement. Elle représente la cause majeure de morbidité et de mortalité chez
les enfants moins de cinq ans. Les stratégies de prise en charge des enfants malnutris
visent à réduire le nombre de décès en améliorant les traitements.
Le but de notre travail est de vérifier si les protocoles de renutrition à base de
régime conventionnel (ONAB) ou de régime lacté (Célia 2ème âge) associé aux
symbiotiques (pré et probiotiques) ont un effet bénéfique sur la reprise de la croissance
pondérale, le rétablissement de l’équilibre de la flore bactérienne intestinale et la
réparation de la muqueuse intestinale chez des rats malnutris et sous antibiothérapie.
Nous avons utilisé 48 jeunes rats Wistar répartis en 8 groupes. Le 1er groupe
constitue le groupe témoin recevant le régime conventionnel pendant 15 jours, le
deuxième et le troisième groupe subissent respectivement une malnutrition et
malnutrition + Métronidazole (MTZ) pendant 15 jours. Les 5 lots restants subissent tous
une phase de malnutrition de 10 jours et une phase de renutrition de 5 jours pendant la
quelle ils reçoivent différents régimes de réalimentation avec ou sans le MTZ.
Nous avons évalué le taux de pullulation des Entérobactéries au niveau caecal et
l’incidence de la translocation de ces bactéries à point de départ digestif vers les
ganglions lymphatiques mésentériques (GLM), le foie et la rate dans tous les groupes.
Enfin, nous avons évalué les conséquences de la malnutrition protéique et l’effet
des différents régimes de réalimentation avec ou sans métronidazole sur la hauteur
villositaire et le nombre des lymphocytes intra-épithéliaux (LIE).
Les résultats obtenus montrent que :






La malnutrition protéique induit une perte considérable du poids corporel.
Les régimes de réalimentation avec ou sans métronidazole permettent la
croissance pondérale.
La malnutrition protéique provoque la pullulation et la translocation des
entérobactérie. Le métronidazole aggrave davantage l’effet de la malnutrition
protéique
Les régimes de réalimentation ne présentent aucune variation significative de la
pullulation des Entérobactéries au niveau caecal sauf pour le groupe recevant le
symbiotique qui montre une diminution significative (p<0,0001).
La malnutriton protéique provoque une atrophie villositaire et une augmentation
des LIE.
Les régimes de réalimentions avec ou sans MTZ induisent le rétablissement de
la hauteur villositaire surtout dans le groupe recevant le symbiotique. Tous les
groupes renutris présentent une augmentation des LIE.
En conclusion, le symbiotique améliore la fonction intestinale et la croissance
pondérale mais ne réduit pas le taux de la translocation bactérienne.
Mots clés : Malnutrition protéique - Translocation bactérienne - Hauteur villositaire LIE -Symbiotiques.
Summury
Protein malnutrition is a nutritional disorder the most propagated in developing
countries. It represents the major cause of morbidity and mortality in the children less
than five years. Several strategies aim to reduce the number of deaths by improving
the treatments.
The objective of this work is to evaluate the effect of renutrition with conventional
diet (ONAB) or milk diet (Célia 2nd age) associated with synbiotic (pre and probiotic)
on the resumption of body weight, the re-establishment of the intestinal flora and the
recovery of the gut mucosa atrophy induced by malnutrition in rats and under
antibiotherapy.
We used 48 young Wistar rats divided into 8 groups. The 1st group constitutes the
control group receiving the conventional diet during 15 days, the second and the third
group respectively undergo a malnutrition and malnutrition + Métronidazole (MTZ)
during 15 days. The 5 remaining groups undergo a malnutrition phase during 10 days
and a renutrition phase for 5 days where they receive various renutritions diets with or
without the MTZ.
We evaluated the rate of over growth of Enterobacteriaceae on the cecal level and
the incidence of the translocation of these bacteria from the lumen of the
gastrointestinal tract towards the mesenteric lymph node (MLN), the liver and spleen
in all the groups. Finelly, we evaluated the consequences of protein malnutrition and
the effect of the various renutritions diets with or without métronidazole on the villus
height and on the number of intraepithelial lymphocytes (LIE).
The obtained results show that:

Protein malnutrition induced a considerable loss of the body weight.

The renutritions diets with or without métronidazole increased the body weight.

Protein malnutrition causes the over growth and the translocation of the
Enterobacteriaceae. The métronidazole increases more the effect of protein
malnutrition .

The renutritions diets do not present any significant variation of over growth of
Enterobacteriaceae at the cecal level except for the group receiving the
synbiotic which shows a significant reduction (p<0,0001).

The protein malnutriton causes an villus atrophy and an increase in the LIE.

The renutritions diets with or without MTZ induce the re-establishment of the
villus height especially in the group receiving the symbiotic. All the renutrished
groups present an increase in the LIE.
In conclusion, the symbiotic improves the intestinal function and the body weight
but does not reduce the bacterial translocation rate.
Key words: Protein malnutrition - Bacterial translocation - villus height – LIE Synbiotic.
5
ONAB
Celia 2ème age
8
Wistar
48
15
15
5
10
MTZ
LIE
MTZ
MTZ
p < 0,0001
LIE
MTZ
LIE
ABREVIATION
AGV
FL
FOS
GALT
GLM
IgA
INFγ
LIE
M¢
Mø
Mal
MTZ
RC
Symbio
TB
TD
TGFβ
Th
UFC
: Acides gras volatils
: Formule lactée
: Fructo-oligosaccharide
: Gut associated lymphoïd tissu
: Ganglion lymphatique mésenterique
: immunoglobuline A
: Intérferon gamma
: Lymphocytes intra-épitheliaux
: Cellule M
: Macrophage
: Malnutrition
: métronidazole
: Régime conventionnel
: Symbiotiques
: Translocation bactérienne
: Tube digestif
: Transforming growth factor
: Lymphocytes T helper
: Unité formant colonie
LISTE DES FIGURES ET TABLEAUX
Liste des figures :
1. Schéma simplifié décrivant les compartiments de l’appareil digestif de l’homme
et leurs microflores ........................................................................................................... 7
2. Cycle entéro-entérique des lymphocytes T, des plasmocytes et des cellules
dendritiques ....................................................................................................................... 11
3. Les itinéraires possibles des bactéries transloquées à partir de la muqueuse
intestinale .......................................................................................................................... 23
4. Effets bénéfiques de la consommation de probiotiques sur la santé humaine ............. 31
5. Schéma des différentes étapes du déroulement du protocole expérimental ..................... 38
6. Cinétiques pondérales des rats en phase de malnutrition protéique ................................. 52
7. Cinétiques pondérales des rats en phase de réalimentation .............................................. 53
8. Pullulation des Entérobactéries au niveau caecal en phase de malnutrition
protéique ........................................................................................................................... 55
9. Pullulation des Entérobactéries au niveau caecal en phase de réalimentation .............. 56
10. Incidence de la translocation des Entérobactéries au niveau des GLM en phase
de malnutrition. ................................................................................................................. 57
11. Incidence de la translocation des Entérobactéries au niveau des GLM en phase
de réalimentation ............................................................................................................... 58
12. Incidence de la translocation des Entérobactéries au niveau du foie en phase de
malnutrition. ...................................................................................................................... 60
13. Incidence de la translocation des Entérobactéries au niveau du foie en phase de
réalimentation ................................................................................................................... 61
14. Incidence de la translocation des Entérobactéries au niveau de la rate en phase
de malnutrition .................................................................................................................. 62
15. Incidence de la translocation des Entérobactéries au niveau de la rate en phase
de réalimentation ............................................................................................................... 63
16. Hauteur des villosités en phase de malnutrition ............................................................... 65
17. Hauteur des villosités en phase de réalimentation ............................................................ 66
18. Nombre des lymphocytes intra-épithéliaux (LIE) en phase de malnutrition .................... 68
19. Nombre des lymphocytes intra-épithéliaux (LIE) en phase de réalimentation................. 69
20. Observation au microscope optique (GX10) d’un fragment d’iléon coloré à
l’hémalun-éosine d’un rat témoin ..................................................................................... 70
21. Observation au microscope optique (GX40) d’une villosité iléale colorée à
l’hémalun-éosine d’un rat témoin .................................................................................... 70
22. Observation au microscope optique (GX10) d’un fragment d’iléon coloré à
l’hémalun-éosine d’un rat malnutris ................................................................................ 71
23. Observation au microscope optique (GX40) d’une villosité iléale colorée à
l’hémalun-éosine d’un rat malnutris ................................................................................ 71
24. Observation au microscope optique (GX10) d’un fragment d’iléon coloré à
l’hémalun-éosine d’un rat renutris avec le régime conventionnel (5jours) ..................... 72
25. Observation au microscope optique (GX40) d’un e villosité iléale colorée à
l’hémalun-éosine d’un rat renutris avec le régime conventionnel (5jours) ..................... 72
26. Observation au microscope optique (GX10) d’un fragment d’iléon coloré à
l’hémalun-éosine d’un rat renutris avec la formule lactée pendant 5 jours ...................... 73
27. Observation au microscope optique (GX40) d’une villosité iléale colorée à
l’hémalun-éosine d’un rat renutris avec la formule lactée pendant 5 jours ...................... 73
28. Observation au microscope optique (GX10) d’un fragment d’iléon coloré à
l’hémalun-éosine d’un rat renutris avec la formule lactée + métronidazole
pendant 5 jours ................................................................................................................. 74
29. Observation au microscope optique (GX40) d’une villosité iléale colorée à
l’hémalun-éosine d’un rat renutris avec la formule lactée + métronidazole
pendant 5 jours ................................................................................................................. 74
30. Observation au microscope optique (GX10) d’un fragment d’iléon coloré à
l’hémalun-éosine d’un rat renutris avec le régime conventionnel +
métronidazole pendant 5 jours ........................................................................................ 75
31. Observation au microscope optique (GX40) d’une villosité iléale colorée à
l’hémalun-éosine d’un rat renutris avec le régime conventionnel +
métronidazole pendant 5 jours ........................................................................................ 75
32. Observation au microscope optique (GX10) d’un fragment d’iléon coloré à
l’hémalun-éosine d’un rat renutris avec la formule lactée + métronidazole
+ symbiotique durant 5 jours .......................................................................................... 76
33. Observation au microscope optique (GX40) d’une villosité iléale colorée à
l’hémalun-éosine d’un rat renutris avec la formule lactée + métronidazole
+ symbiotique durant 5 jours ......................................................................................... 76
Liste des tableaux :
1. Les principaux facteurs influençant la composition et la fonction de la
microflore intestinale ........................................................................................................ 14
2. Les souches bactériennes possédant un potentiel probiotique .................................... 28
3. Les principaux ingrédients alimentaires considérés comme prébiotiques ........................ 30
4. Composition du maïs ........................................................................................................ 40
5. Composition du régime conventionnel ............................................................................. 41
6. Composition de la formule lactée ..................................................................................... 42
7. Composition du Symbiotique .......................................................................................... 44
Sommaire
Introduction Générale .......................................................................................................... 1
Rappels bibliographiques.................................................................................................... 3
Chapitre 1 : LE MICROBIOTE INTESTINALE
1. Généralité ................................................................................................................................. 3
2. Diversité du microbiote intestinal ............................................................................................. 3
3. Mécanisme de l’installation le microbiote intestinal à la naissance ........................................ 5
3.1. Répartition de la flore dans le tube digestif ..................................................................... 6
3.1.1. L’estomac ................................................................................................................ 6
3.1.2. L’intestin grêle ........................................................................................................ 6
3.1.2.1. Intestin proximal (duodénum et jéjunum)..................................................... 6
3.1.2.2. L’iléon ............................................................................................................ 8
3.1.3. Le côlon .................................................................................................................. 8
4. Rôle du microbiote intestinal ................................................................................................... 9
4.1. La fermentation ................................................................................................................ 9
4.2. Effet de barrière ............................................................................................................... 9
4.3. Microbiote intestinal et système immunitaire .................................................................. 10
5. Principaux facteurs influençant le microbiote intestinal ........................................................... 12
5.1. L’acidité gastrique ........................................................................................................... 13
5.2. Le mucus intestinal .......................................................................................................... 13
5.3. Péristaltisme intestinal ..................................................................................................... 13
5.4. Le régime alimentaire ...................................................................................................... 13
6. Physiopathologie des altérations du microbiote intestinal ........................................................ 15
6.1. Les antibiotiques ............................................................................................................. 15
6.2. Les germes pathogènes .................................................................................................... 16
6.3. Perturbation induite par l’hôte dans l’équilibre microbiologique .................................... 17
6.3.1. La malnutrition........................................................................................................ 17
6.3.2. Les altérations anatomiques du tractus digestif ...................................................... 17
Chapitre 2 : LA MALNUTRITION PROTEIQUE
1. Malnutrition protéique .............................................................................................................. 18
1.1. Symptômes de la malnutrition protéique ......................................................................... 18
2. Influence de la malnutrition protéique sur les fonctions physiologiques ................................. 19
2.1. Système immunologique .................................................................................................. 19
2.2. Système digestif ............................................................................................................... 20
3. Malnutrition et translocation bactérienne ................................................................................. 21
3.1. Définition ......................................................................................................................... 21
3.2. La translocation bactérienne : un phénomène physiologique .......................................... 21
3.3. Physiopathologie de la translocation bactérienne ............................................................ 21
3.3.1. La pullulation bactérienne....................................................................................... 22
3.3.2. Déficience du système immunitaire ........................................................................ 24
3.3.3. Altération de la muqueuse intestinale ..................................................................... 25
Chapitre 3 : PROBIOTIQUES ET PREBIOTIQUES
1. Définitions................................................................................................................................. 26
1.1. Les probiotiques ............................................................................................................... 26
1.2. Les prébiotiques ............................................................................................................... 27
1.3. Les symbiotiques ............................................................................................................. 29
2. Effets des pro et prébiotiques sur la santé ................................................................................. 29
2.1. Les probiotiques ............................................................................................................... 29
2.1.1. Effet sur la morphologie du tractus digestif ............................................................ 32
2.1.2. Effet sur la flore intestinale ..................................................................................... 32
2.1.3. Effet sur les infections gastro-intestinales .............................................................. 32
2.1.4. Effet sur les maladies inflammatoires de l’intestin ................................................. 33
2.1.5. Effet sur la perméabilité intestinale ....................................................................... 33
2.1.6. Effet sur le système immunitaire intestinal ............................................................. 34
2.2. Probiotiques et antibiothérapie ........................................................................................ 34
2.3. Les prébiotiques ............................................................................................................... 35
2.3.1. Effets généraux ....................................................................................................... 35
Matériels et méthodes
1.Objectif ...................................................................................................................................... 37
2. Animaux .................................................................................................................................... 37
3. Régimes alimentaires ................................................................................................................ 49
3.1. Le maïs ............................................................................................................................. 49
3.2. Régime conventionnel ..................................................................................................... 49
3.3. Formule lactée .................................................................................................................. 49
3.4. Antibiotique (Métronidazole) .......................................................................................... 43
3.5. Symbiotique ..................................................................................................................... 43
4. Protocole experimental ............................................................................................................. 45
4.1. Etude microbiologique ..................................................................................................... 45
4.1.1. Dénombrement bactérien ....................................................................................... 45
4.1.2. Observation macroscopique et microscopique ...................................................... 45
5. Etude histologique .................................................................................................................... 46
5.1. Traitement des fragments ................................................................................................. 46
5.1.1 La fixation ................................................................................................................ 46
5.1.2 La déshydratation ..................................................................................................... 46
5.1.3 La clarification ......................................................................................................... 46
5.1.4 L’inclusion ............................................................................................................... 46
5.2. Traitement des lames ....................................................................................................... 47
5.2.1 Etalement sur lames ................................................................................................. 47
5.2.2 Déparaffinage ........................................................................................................... 47
5.2.3 Réhydratation ........................................................................................................... 47
5.2.4 La coloration ............................................................................................................ 48
5.3. Mesure des villosités ........................................................................................................ 49
5.3.1 Principe .................................................................................................................... 49
5.4. Comptage des lymphocytes intra-épithéliaux .................................................................. 49
5.4.1 Principe .................................................................................................................... 49
6. Analyse statistique .................................................................................................................... 50
Résultats
1. Approche anthropométrique .................................................................................................... 51
1. Cinétiques pondérales des rats selon le régime administré ................................................. 51
2. Approche microbiologique ....................................................................................................... 54
2.1. Pullulation des entérobactéries au niveau du caecum ...................................................... 54
2.2. Incidence de la translocation des entérobactéries ............................................................ 54
2.2.1. Au niveau des G.L.M .............................................................................................. 54
2.2.2. Au niveau du foie .................................................................................................... 59
2.2.3. Au niveau de la rate ................................................................................................ 59
3. Approche histologique .............................................................................................................. 59
3.1. Hauteur villositaire........................................................................................................... 64
3.2. Infiltration des L.I.E ......................................................................................................... 67
Discussion.................................................................................................................................. 77
Conclusion ................................................................................................................................ 86
Annexe ....................................................................................................................................... 88
Références bibliographiques .............................................................................................. 89
Introduction
Introduction
La malnutrition représente actuellement un facteur majeur de morbidité et de
mortalité, qui pose un grand problème pour les pays en voie de développement, mais
aussi, quoique pour un moindre degré et des raisons différentes, pour les pays dont le
niveau de vie est plus élevé. On admet que 30 à 60 % des malades hospitalisés souffrent
de malnutrition (Cah. Nutr. Diét, 2001).
La malnutrition sous toutes ses formes augmente le risque de maladie et de décès
précoce, en particulier la malnutrition protéique, cette dernière joue un rôle majeur dans
la moitié de tous les décès des enfants moins de cinq ans chaque année dans les pays en
développement (OMS, 2000).
Cependant la relation qui lie l’état nutritionnel de l’individu aux infections est à
double sens. D’une part, la malnutrition diminue la résistance de l’hôte aux infections
provoquant ainsi une septicémie ou une bactérémie et d’autre part, les infections
bactériennes, à l’origine de lourde perturbation de la flore intestinale et des déficiences
des réponses immunitaires du tube digestif, aggravent une malnutrition préexistante
(Ducluzeau et al, 1989).
Cette relation est souvent représentée sous forme d’un cycle où un facteur
influence l’autre créant un cercle vicieux auto-entretenu (Keller, 2002).
En d’autre terme, l’utilisation d’antibiotiques contre les infections bactériennes
chez des enfants malnutris en phase de renutrition est un facteur d’agression vis-à-vis
du microbiote intestinal pouvant entraîner un déséquilibre quantitatif et qualitatif de la
flore endogène. Ce déséquilibre se traduit par une pullulation et une augmentation de la
perméabilité de la barrière intestinale (Mathieu et al., 1984 ; Morehead et al., 1989).
La rupture de la barrière intestinale se traduit par un passage de bactéries viables
de la lumière intestinale à travers l’épithélium vers les ganglions lymphatiques
mésentériques (G.L.M), le foie, la rate et la circulation sanguine. Ce phénomène définit
la translocation bactérienne (Berg et Garlington, 1979).
Depuis les années 90, les énormes progrès réalisés dans la compréhension de la
physiopathologie de la malnutrition du jeune enfant se sont traduits par des
améliorations considérables dans la formulation des stratégies de traitement (Hoerée et
al., 2000).
Ainsi on voit apparaître sur le marché de l’agroalimentaire des spécialités laitières
fermentées avec des bactéries lactiques comme le Bifidus, du sucre enrichi en FOS
(Fructo-oligosaccharides) ou en inuline ou encore des compléments alimentaires
contenant des bactéries dont les
effets bénéfiques comme l’équilibre ou le bon
fonctionnement de la flore intestinale, la régulation du système immunitaire intestinal
ou le renforcement de la barrière intestinale sont revendiqués pour chacun de ces
produits (Boclé et Thomann, 2005).
Dans ce contexte liant alimentation et santé, les probiotiques et les prébiotiques
font l’objet de nombreux travaux scientifiques visant à démontrer les effets bénéfiques
de ces composés tant au niveau digestif que systémique (Boclé et Thomann, 2005).
Notre travail consiste a montrer chez le jeune rat Wistar
malnutris et sous
antibiothérapie si les protocoles de renutrition à base de régime conventionnel (ONAB)
ou de régime lacté (Célia 2ème âge) associées aux symbiotiques (pré et probiotiques)
ont un effet bénéfique sur le rétablissement de l’équilibre de la flore bactérienne
intestinale, la réparation de la muqueuse intestinale et la reprise de la croissance
pondérale normale.
Rappels
Bibliographiques
LE MICROBIOTE INTESTINAL
1. Généralités
La flore intestinale ou le microbiote intestinal représente l’ensemble des bactéries
peuplant notre tractus gastro-intestinal.
Le microbiote intestinal a été estimé à près de 1013 à 1014 cellules microbiennes,
environ 10 fois le nombre total de cellules du corps humain (Moore et Holdeman, 1974;
Björkstén, 2004) et représentant entre 300 à 1000 espèces différentes dont 500 sont
identifiées (Guarner et Malagelada, 2003; Garcia-Tsao et Wiest, 2004; Gibson, 2004).
Cette flore microbienne est particulièrement abondante dans le côlon (Björkstén et al.,
2001) et représente environ 60 % du volume du contenu cæcal (Carman et al., 2004).
Le rapport entre le microbiote intestinal et l’organisme n’est pas simplement
commensal mais plutôt symbiotique (Hugot, 2004). Il remplit un rôle non négligeable
dans la nutrition, la physiologie et le contrôle du système immunitaire intestinal de
l’hôte (Keeley, 2004).
2. Diversité du microbiote intestinal
La caractérisation traditionnelle par la culture in vitro est aujourd’hui délaissée
dans la mesure où elle ne permet de prendre en compte que 30 % environ des
microorganismes dénombrables par microscopie. L’utilisation d’outils moléculaires a
montré que la plus grande partie (2/3 environ) des espèces dominantes observées dans le
microbiote fécal d’un individu lui sont propres (Suau et al., 1999; Eckburg et al., 2005).
L’analyse de sa composition en taxonomie bactérienne (genres bactériens et/ou
grands groupes phylogénétiques) montre l’existence de trois grands groupes : les
Firmicutes, les Bacteroidetes et les Actinobacteria qui rassemblent la plus grande part
des bactéries fécales dominantes.
Les Firmicutes (bactéries à Gram positif) sont représentés par deux groupes :
Le groupe « Eubacterium rectale - Clostridium coccoides » dont les espèces
appartiennent aux genres Eubacterium, Clostridium, Ruminococcus et Butyrovibrio. Il
est souvent le plus important (14 à 31 % des bactéries totales en moyenne) (Sghir et al.,
2000; Rigottier-Gois et al., 2003; Seksik et al., 2003 ).
Le groupe « Clostridium leptum », avec notamment les espèces Faecalibacterium
prausnitzii, Ruminococcus albus et Ruminococcus flavefaciens, représente en moyenne
16 à 22 % des bactéries totales (Seksik et al., 2003; Lay et al., 2005).
Les Bacteroidetes sont représentés par les genres apparentés à Bacteroides
(Bacteroides, Prevotella et Porphyromonas) et représentent 9 à 42 % des bactéries
totales.
Les Actinobacteria sont moins détectés en dominance. On y trouve les
bifidobactéries (0,7 à 10 %) et les bactéries du groupe Collinsella-Atopobium (0,3 à 3,7
% en moyenne) (Rigottier-Gois et al., 2003). Les Entérobactéries sont plus rarement
observées dans la microflore fécale dominante (en moyenne 0,4 à 1 %), de même que
les lactobacilles et les streptocoques (2 %) (Lay et al., 2005).
Différentes études montrent que les espèces observées ont le plus souvent une
spécificité humaine et sont associées à l’environnement digestif de façon quasi
exclusive. Ceci indique des phénomènes de co-évolution avec l’hôte (Ley et al, 2006)
que confirment des travaux récents d’association de complexes microbiens entre
espèces animales différentes (Rawls et al., 2006).
3. Mécanisme de l’installation du microbiote intestinal à la naissance
Le foetus des mammifères évolue in utero dans un environnement stérile et la
colonisation microbienne débute durant le processus de la naissance. Le tube digestif du
nouveau-né est un environnement particulièrement permissif où les niveaux de
population atteignent rapidement 108 à 1010 bactéries par gramme de selles (Mackie et
al., 1999; Schwiertz et al., 2003). La colonisation dépend de plusieurs facteurs :
Les facteurs exogènes incluent l’exposition aux microorganismes d’origine
maternelle (fécale, vaginale et cutanée) et environnementale (Bettelheim et al, 1974),
sans oublier le type d’alimentation (lait maternel) et l’antibiothérapie qui peut avoir des
effets perturbateurs majeurs sur la flore bactérienne intestinale. Alors que les facteurs
endogènes incluent un ensemble de secrétions du tube digestif.
Les bactéries anaérobies strictes (appartenants aux genres : Bacteroides,
Clostridium et Ruminococcus) qui dominent dans le microbiote intestinal de l’adulte
font partie des premières bactéries rencontrées lors d’une naissance par voie basse.
Cependant, elles ne se développeront dans l’intestin que lorsque les anaérobies
facultatifs auront consommé l’oxygène présent (Favier et al., 2002). Ce premier relais
d’espèces s’opère durant les heures qui suivent la naissance. Des relations antagonistes
gouvernent ensuite progressivement le relais d’espèces en dominance conduisant vers
l’âge de deux ans à un microbiote stable au plan fonctionnel (Midtvedt et Midtvedt,
1992). Les bactéries anaérobies strictes dominent les bactéries anaérobies facultatives
dans le côlon distal et les selles par un facteur 1000 (Corthier, 2007).
L’hygiène qui entoure la naissance et les premiers moments de la vie conditionne
fortement la dynamique de colonisation. Il apparaît aujourd’hui clairement que la
colonisation par des espèces commensales habituelles comme Escherichia coli est
retardée dans les pays industrialisés par rapport au passé (de quelques jours à 6 mois) et
par rapport aux pays en voie de développement (Nowrouzian et al, 2003). D’autre part,
la population bactérienne observée à la naissance par césarienne est différente de celle
observée chez le nouveau né par voie basse (Schwiertz et al., 2003).
3.1. Répartition de la flore dans le tube digestif
Le tractus gastro-intestinal comprend trois régions principales, il offre des
conditions très différentes pour la survie des différents microorganismes.
La charge microbienne est faible dans l’estomac et augmente vers le côlon, en
effet cette charge a été estimée dans les différents compartiments à environ 102 à 103
UFC/g de contenu gastrique, 103 à 104 UFC/g de contenu duodénale, 105 à 107 UFC/g de
contenu jéjunale 107à 108 UFC/g de contenu iléale et 1010 à 1011 UFC/g de contenu
colique (Ouwehand et Vesterlund, 2003; Isolauri et al., 2004) (Figure 1).
3.1.1. L’estomac
La prolifération microbienne est fortement réduite (Knight et Girling, 2003) par la
présence d’oxygène apporté par la déglutition et d’une forte acidité. De ce fait,
l’estomac héberge sélectivement les microorganismes acidotolérants et anaérobies
facultatifs comme les Lactobacilles, Streptocoques, levures…etc.
3.1.2. L’intestin grêle
3.1.2.1. Intestin proximal (duodénum et jéjunum)
Il est peu colonisé par les bactéries. Les prélèvements obtenus à partir du
duodénum sont parfois stériles et ne dépassent rarement 104 ou 105 UFC/ml. La
microflore présente est
Figure 1 : Schéma simplifié décrivant les compartiments de l’appareil digestif de
l’homme et leurs microflores (Adapté et modifié par Ouwehand et Vesterlund, 2003).
constituée essentiellement de bactéries anaérobies facultatives tels que les Lactobacilles,
les Streptocoques et les Entérobactéries, et anaérobies strictes notamment les
Bifidobactéries,
les Bacteroides et les Clostridies.
3.1.2.2. L’iléon
C’est la partie terminale de l’intestin grêle, il mesure environ 3,5 m de long. La
population bactérienne varie selon l’état physiologique : en période post-prandiale, la
population bactérienne varie entre 107et 108 UFC/ml. Elle représente une flore de
transition avec la flore colique, elle est composée pour l’essentiel d’Entérobactéries et
de bactéries anaérobies (Streptococcus et Bacteroides). Deux ou trois heures après le
repas, on observe une baisse quantitative du nombre de germes, liée probablement au
péristaltisme intestinal.
3.1.3. Le côlon
La microflore du côlon est très complexe et dominée par les bactéries anaérobies
strictes (Bacteroides spp, Clostridium spp, Bifidobacterium spp, Atopobium spp…).
Tandis que les bactéries anaérobies facultatives sont moins nombreuses et représentées
par les Lactobacilles, les Entérocoques, les Streptocoques et les Enterobacteriaceae.
Dans le côlon, on observe une forte activité métabolique (Nordgård et al., 2005).
En effet, la 1ere parie du côlon est le siége de la fermentation des hydrates de
carbones (Sears, 2005), tandis que la dernière partie est responsable de la dégradation
des protéines et des acides aminés (Shanahan, 2002).
La croissance bactérienne est rapide dans le caecum et le côlon ascendant en
raison du pH bas, alors qu’elle est lente dans le côlon descendant où le pH est presque
neutre (Steinhoff, 2005).
4. Rôle du microbiote intestinal
Le microbiote intestinal exerce de nombreuses fonctions physiologiques, pour la
plupart, sont bénéfiques pour l’hôte. Parmi les grandes fonctions du microbiote, on peut
citer : la fermentation des substrats disponibles au niveau du côlon, le rôle de barrière à
la colonisation par les microorganismes pathogènes, le développement et la maturation
du système immunitaire intestinal ainsi que les interactions avec les cellules épithéliales.
4.1. La fermentation
De nombreux résidus glucidiques arrivent au côlon. On distingue les résidus
endogènes (glycoprotéines, mucines, résidus de cellules desquamées) et les résidus
exogènes alimentaires comme le maltose et dans une moindre mesure le lactose qui
échappent à l’action enzymatique au niveau du grêle (Gibson, 2004).
La fermentation des glucides produit des acides gras volatils (AGV) comme le
butyrate, l’acétate et le propionate (Beaugerie et Petit, 2004; Gibson, 2004). Ils ont un
rôle important dans la croissance et la différenciation des cellules coliques ainsi que
l’augmentation de l’absorption de l’eau par le côlon (Cherbut et al., 2003).
Certaines bactéries de la flore intestinale sont impliquées dans la synthèse de
vitamines (vit. K1 et vit du groupe B ( B1,B2,B6,B12) (Pradine-Pages, 2002).
4.2. Effet de barrière
Les interactions symbiotiques entre les entérocytes et l’écosystème bactérien
contribuent à un meilleur équilibre de l’homéostasie et à une résistance à la colonisation
par des germes potentiellement pathogènes (Chowdhury, 2002). Cette capacité de
protéger le tube digestif par la production de facteurs antibactériens est appelée « effet
de barrière » ou « résistance à la colonisation » (Lu et Walker, 2001).
Au plan physiopathologique, la translocation bactérienne intestinale à point de
départ digestif semble pouvoir être induite par des différents systèmes effecteurs.
Sur le plan moléculaire, ces systèmes sont caractérisés par des signaux
moléculaires induisant l’entrée des bactéries entéropathogénes dans les cellules
épithéliales (Menard et Sansonetti, 1996).
Les bactéries de la flore dominante : Bacteroides, Peptostreptococcus et
Clostridium sont dotées de capacité d’antagonisme qui repose sur une compétition pour
les sites d’attachement épithéliaux, sur la production de métabolites toxiques exp :
facteurs inhibiteurs de croissance (bactériocines, peroxyde d’hydrogène et acide
lactique) qui augmentent la résistance à la colonisation par des germes pathogènes et
enfin sur l’inhibition des toxines produites par les germes pathogènes (Cebra, 1999;
Morgan et al., 2000; Bouchard, 2004).
4.3. Microbiote intestinal et système immunitaire
La réponse humorale est réalisée essentiellement grâce à la sécrétion d’anticorps
spécifiques des muqueuses, les IgA, bloquant l’adhésion de bactéries pathogènes, la
multiplication virale dans l’entérocyte et neutralisant les entérotoxines (Corthier, 2007).
La réponse cellulaire, quant à elle, fait appel aux lymphocytes intra-épithéliaux qui
permettent de maintenir l’intégrité de l’épithélium intestinal (Figure 2).
Parallèlement à cette fonction protectrice, le système immunitaire intestinal doit
également empêcher l’induction de réponses immunes envers les composants des
aliments et des bactéries commensales présentes dans le tube digestif. Ce phénomène
est nommé la tolérance orale (Mowat, 2003).
Antigène
IgA
sécrétoire
Entérocyte
Plasmocyte
Cellule
dendritique
LIE
Figure 2 : Cycle entéro-entérique des lymphocytes T, des plasmocytes et des
cellules dendritiques (d'après Arstila et al., 2000).
Des études comparatives entre des souris axéniques (stériles) et les souris
gnotoxéniques (flore connue et contrôlée) ont démontré le rôle essentiel joué par le
microbiote dans le développement, la maturation et la fonction du système immunitaire.
Les animaux axéniques présentent en effet de nombreuses anomalies au niveau du
système immunitaire intestinal tel que : hypoplasie des plaques de Peyer, nombre de
lymphocytes intra-épithéliaux réduits, concentration d’immunoglobulines sériques et
production de cytokines limitées (Corthier, 2007). Les anomalies observées ne se
limitent cependant pas à l’épithélium intestinal puisque la rate et les ganglions
lymphatiques des animaux axéniques sont non structurés et présentent des zones
lymphocytaires atrophiées (Macpherson et Harris, 2004).
L’ensemble de ces anomalies peut être « réparé » en quelques semaines en
inoculant un microbiote de souris conventionnelle à ces souris axéniques. D’autre part,
il a été montré que le polysaccharide A produit par Bacteroides fragilis était capable, à
lui seul, d’induire la maturation du système immunitaire des souris axéniques
(Mazmanian, 2005).
La stimulation permanente du système immunitaire par le microbiote intestinal est en
fait nécessaire non seulement pour son développement et sa maturation mais également
pour le maintien de l’homéostasie intestinale, de la fonction de barrière de l’épithélium
ou encore de l’équilibre entre réponses pro et anti-inflammatoires (Corthier, 2007).
5. Principaux facteurs influençant le microbiote intestinal
La composition et les fonctions du microbiote intestinal sont influencées par
divers facteurs liés au changement des conditions physiologiques de l’hôte (âge, état de
santé…),
de
la
composition
du
régime
alimentaire
et
des
circonstances
environnementales (contamination par les pathogènes, antibiothérapie, chimiothérapie,
climat, stress, hygiène..) (Mitsuoka, 1989; Hopkins et al., 2002) (Tableau 1).
5.1. L’acidité gastrique
Le suc gastrique a un pouvoir bactéricide pH-dépendant. Lorsque le pH > 3, le suc
gastrique perd son effet bactéricide. Dans les conditions physiologiques normales, une
charge bactérienne est détruite en une quinzaine de minutes. Après le repas,
l’augmentation du pH ralentit l’effet de « stérilisation » (Hagiage, 1994; Bouchard,
2004).
5.2. Le mucus intestinal
La structure du mucus intestinal, avec sa richesse en radicaux glucidiques,
représente pour les bactéries une sorte de piège les empêchant d’accéder à la surface de
l’épithélium et de s’y adhérer. Le mucus lui même est balayé par le péristaltisme, ceci
permettant d’éliminer les bactéries accumulées en son sein (Hagiage, 1994; Bouchard,
2004).
5.3. Péristaltisme intestinal
Le péristaltisme exerce un effet de balayage qui s’oppose à la pullulation
bactérienne.
L’intensité du péristaltisme dans le grêle supérieur expliquerait le peu de colonisation et
de multiplication bactérienne. L’inverse a été démontré dans l’iléon, le caecum et le
côlon ascendant où la motricité est moins active (Bouchard, 2004).
5.4. Le régime alimentaire
Parmi les facteurs environnementaux susceptibles d’influencer l’équilibre de
l’écosystème microbien, la nature et la quantité des substrats disponibles pour la
fermentation par le microbiote intestinal jouent un rôle majeur. L’ensemble des
réactions de
Tableau 1 : Les principaux facteurs influençant la composition et la fonction du
microbiote intestinal. (Holzapfel et al., 1998)
Facteurs médiés par l’hôte

Facteurs microbiens
pH, secrétions (immunoblogulines,
bile, sels, enzymes).

Adhésion.

Motilité.

Motilité (péristaltisme).


Spores, capsules, enzymes,
composants antimicrobiens.
Physiologie (variable selon les
compartiments).
 Temps de génération.

Cellules détachées, mucines.
Interactions microbiennes

Coopération métabolique .

Excrétion de vitamines et facteurs
de croissance.

Composants antimicrobiens.

Besoins nutritionnels.

Changement du pH et tension
d’O2.
Régime alimentaire

Composition.

Fibres non digestibles.
 Drogues.
fermentation permet aux bactéries d’obtenir l’énergie nécessaire à leur croissance et au
maintien de leurs fonctions cellulaires. Une grande variété de substrats est donc
disponible pour le microbiote colique, celle-ci contribuant au maintien de la diversité
bactérienne au sein de l’écosystème (Christl et al., 1992; Robert et Bernalier-Donadille,
2003).
Un changement de régime alimentaire modifie, au moins partiellement, le niveau
des fonctions du microbiote intestinal. Par exemple, la production de gaz par le
microbiote est consécutive à la consommation d’aliments fermentescibles (chou,
haricots secs). Le fonctionnement et le maintien du microbiote intestinal est propre à
chaque individu (Zoetendal et al, 1998).
6. Physiopathologie des altérations du microbiote intestinal
Le microbiote intestinal est en état d’équilibre qui peut être modifié et perturbé
sous l’action de divers facteurs exogènes et endogènes.
6.1. Les antibiotiques
L’antibiothérapie constitue l’un des principaux facteurs d’agression vis-à-vis du
microbiote intestinale. Elle modifie la composition du microbiote, responsable de la
perte de l’effet barrière, entraînant l’émergence de bactéries appartenant à la flore sous
dominante telles que les Entérobactéries. L’utilisation des antibiotiques entraîne
également de lourdes perturbations métaboliques au sein de la flore de barrière qui se
manifeste par une réduction de la production d’acide gras volatils (AGV), conséquence
d’une diminution des activités hydrolytiques et de fermentation favorisant la survenue
d’une véritable diarrhée « métabolique » ou en permettant le développement des
bactéries pathogènes (Beaugerie et Petit, 2004). En règle générale, l’équilibre rompu se
rétablit peu de temps après l’arrêt de l’antibiothérapie, ce qui suggère que les bactéries
de la flore de barrière ne sont que transitoirement éradiquées ou que leur multiplication
est seulement inhibée durant le traitement antibiotique (Joly et Missing, 2007).
Une antibiothérapie prolongée et à large spectre induit la sélection de souches
bactériennes résistantes au niveau de la flore intestinale (Carman et al., 2004) et peut
aussi entraîner des troubles de la micro-écologie intestinale (Hagiage, 1994).
6.2. Les germes pathogènes
L’envahissement du microbiote intestinal par des germes pathogènes a une double
conséquence :
La première est l’effet de ces germes sur la flore autochtone, provoquée par les
troubles de la motricité et l'hypersécrétion liés à la présence de germes pathogènes. Il en
résulte alors, une réduction de bactéries anaérobies strictes, en particulier des
Bacteroides et une augmentation des Entérobactéries et des Pseudomonas (Hagiage,
1994).
La deuxième conséquence d’une infection bactérienne concerne directement l’hôte
c'est-à-dire la muqueuse intestinale avec son épithélium et son système immunitaire
intestinal. Alors qu’à l’état normal il existe une relation stable entre l’épithélium gastrointestinal, le système immunitaire et le microbiote intestinal. Ces trois composants sont
continuellement liés entre eux et évoluent ensemble en assurant une fonction et une
activité normale de l’écosystème. On assiste au cours
des infections à germes
pathogènes à une altération profonde de cette relation et
par conséquent diverses
pathologies s’y installent (McCracken et Lorenz, 2001).
L’expression du pouvoir pathogène d’un germe après une étape préalable
d’adhérence s’exprime selon deux modalités : l’une est l’invasion de la muqueuse par
les bactéries intestinales, l’autre est l’altération de la muqueuse consécutive à la
libération de toxines.
6.3. Perturbation induite par l’hôte dans l’équilibre microbiologique
6.3.1. La malnutrition
La malnutrition favorise les anomalies du développement de la flore associée à
l’intestin. Ces anomalies sont à la fois qualitatives et quantitatives, surtout au niveau du
grêle supérieur où l’on assiste à une pullulation d’Entérobactéries. La malnutrition joue
un rôle indirecte dans la perturbation de la flore intestinale en modifiant les secrétions
digestives, la trophicité des épithéliums et la capacité de réaction du système
immunitaire. Les altérations entraînées par la malnutrition se caractérisent également
par une augmentation de la perméabilité intestinale ce qui favorise une éventuelle
translocation bactérienne (Suskind, 1975; Hagiage, 1994).
6.3.2. Les altérations anatomiques du tractus digestif
Les altérations de la motricité et certaines altérations anatomiques de l’intestin
grêle, qu’elles soient d’origine chirurgicale, tumorale ou inflammatoire déterminent le
contenu intra-luminal qui en retour favorise le développement d’une population
bactérienne anormale (Hagiage, 1994).
LA MALNUTRITION PROTEIQUE
La malnutrition est un problème de santé publique majeur, notamment dans les
pays en développement. Les pénuries alimentaires chroniques touchent environ 792
millions de personnes dans le monde (FAO, 2000) dont 20 % de la population des pays
en développement. Elle affecte tous les groupes d’âge, particulièrement les enfants et est
fréquente chez les pauvres et ceux qui souffrent d’une mauvaise hygiène de vie.
1. Malnutrition protéique
La malnutrition protéique résulte d’un défaut quantitatif (carence de l’apport
protéique) ou qualitatif (protéines à faible qualité nutritionnelle). Les mécanismes
physiopathologiques sont beaucoup plus complexes et peuvent être décomposés
schématiquement en trois facteurs principaux (Cah. Nutr.Diét, 2001) :
 Facteurs nutritionnels, caractérisés par un apport protéique insuffisant, à la fois
d’un point de vue qualitatif (déficience en certains acides aminés essentiels tel
que la lysine, la méthionine et le tryptophane) et quantitatif. L’apport
énergétique est classiquement peu réduit.
 Facteurs physiologiques dus à des atteintes du tractus gastro-intestinal
responsables de malabsorption.
 Facteurs pathologiques additionnels, comme certains états infectieux chroniques
(paludisme, infection et parasitoses diverses, etc.), qui modifient profondément
le profil métabolique et hormonal.
1.1. Symptômes de la malnutrition protéique
Les symptômes précoces de la malnutrition protéique sont très généraux : anémie,
apathie, fatigue, irritabilité…etc. Mais si la carence en protéine perdure, on constate un
déficit pondéral et de nombreux troubles métaboliques caractérisés par la réduction de la
synthèse
protéique (hypoalbunémie) responsable de l’ascite et des œdèmes
périphériques. L’hépatomégalie, parfois très importante, est due à une stéatose due à la
persistance d’un apport énergétique fournissant au foie les substrats nécessaires pour la
synthèse des triglycérides et au défaut protéique limitant la synthèse hépatique de
certaines protéines nécessaires au métabolisme lipidique normal (Cah. Nutr.Diét, 2001;
Aubry, 2004).
2.
Influence
de
la
malnutrition
protéique sur
les
fonctions
physiologiques
La malnutrition influence pratiquement, structurellement et fonctionnellement tous
les organes (Schindler et al., 2001).
2.1. Système immunologique
L’évidence d’un effet direct de la nutrition sur les défenses de l’hôte repose sur
l’étude clinique de sujets présentant des carences nutritionnelles profondes et
chroniques. L’observation d’enfants de pays en voie de développement souffrant de
malnutrition protéique a montré que la malnutrition entraînait une susceptibilité accrue
aux infections respiratoires, à la rougeole et aux diarrhées infectieuses avec une
augmentation de la sévérité et de la durée des épisodes infectieux (Waterlow et Garlick,
1975; Chandra, 2000; Thormahlen, 2005).
Cependant, la plupart des défenses de l’hôte sont affectées par la malnutrition en
particulier l’immunité à médiation cellulaire, la production de cytokines, la réponse
sécrétoire IgA, la fonction phagocytaire et le système du complément (Chandra, 1999;
Imoberdorf et al., 2001; Chandra, 2002).
L’altération de la réponse immunitaire à médiation cellulaire repose en premier
lieu sur l’atrophie des organes lymphoïdes, extrêmement sensibles à la malnutrition
(Chandra, 2000).
La malnutrition entraîne une involution du thymus, organe lymphoïde central ou
primaire, avec pour conséquences une diminution de la production de lymphocytes T
matures rejoignant les organes lymphoïdes périphériques. La différenciation des
lymphocytes T en leurs deux sous-populations : les lymphocytes T helper ou auxiliaires
et les lymphocytes T effecteurs cytotoxiques est perturbée (Chandra, 2002). L’atrophie
touche également les organes périphériques (la rate, ganglions lymphatiques et tissu
lymphoïde
intestinal)
avec
altération
des
réponses
T-cellulaires
(Chandra,
1975; Chandra, 1984; Thormahlen, 2005).
2.2. Système digestif
La malnutrition provoque une baisse de la sécrétion d’acides biliaires,
pancréatiques et de l’estomac, entraînant une malabsorption, les patients ont alors
souvent des diarrhées persistantes liées à la malnutrition (Zulfiquar, 2006).
L’épithélium intestinal est caractérisé par un constant renouvellement et une
différenciation des entérocytes (Sergi, 2003), l’intégrité de ces cellules est garantie par
l’apport quotidien de nourriture endoluminale (Imoberdorf et al., 2001). Les patients
atteints de malnutrition protéique présentent une prolifération réduite des cellules
épithéliales intestinales, une atrophie de la muqueuse et une altération du système
immunitaire intestinal prédisposant ainsi à l’infection. L’échec de la fonction de la
barrière intestinale à pour conséquence la translocation des bactéries de la lumière
intestinale vers les organes systémiques (Dock et al., 2004).
3. Malnutrition et translocation bactérienne
3.1. Définition
La translocation bactérienne (TB) est définie comme étant le passage de bactéries
ou de toxines bactériennes de la lumière intestinale à travers l’épithélium intestinal vers
les ganglions lymphatiques mésentériques (GLM) et d’autres organes comme le foie et
la rate (Berg et Garlington, 1979; Berg, 2001).
3.2. La translocation bactérienne : un phénomène physiologique
La muqueuse digestive sert de barrière contre le passage des molécules
antigéniques (micro-organismes et macromolécules). Cependant, les cellules « M »
recouvrant les plaques de Payer peuvent absorber ces molécules et les transporter
jusqu’au tissu lymphoïde sous-jacent sans dégradation, elles servent de cellules
présentatrice d’antigène. Cette voie physiologique constitue une porte d’entrée pour de
nombreuses bactéries pathogènes (Sansonetti, 2002).
Chez un individu sain, le taux de bactéries intestinales spontanément transloquées
à travers la barrière intestinale est de (5 % à 10 %) alors que chez l’animal est à raison
de (10 % à 20 %) (Berg, 1980a; Berg, 1981a; Berg, 1981b; Berg, 1995; Berg, 2001).
3.3. Physiopathologie de la translocation bactérienne
La physiopathologie de la TB est favorisée par trois mécanismes (Lichtman,
2001):

Pullulation bactérienne intestinale.

Déficience du système immunitaire.

Perméabilité de la muqueuse intestinale.
Les bactéries parviennent à ouvrir une brèche dans l’épithélium intestinal en
prenant l’itinéraire transcellulaire et/ou paracellulaire (Wells et al., 1995; Wells et
Erlandsen, 1996; Gatt et al., 2007) et une fois à l’intérieur de la lamina propria, la
majorité des bactéries est phagocytée par les macrophages, cependant ceux qui n’entrent
pas dans la veine porte sont transportés par la lymphe aux GLM à partir des quelles les
bactéries se propagent dans tous l’organisme ou transgressent directement la cavité
péritonéale (Gatt et al., 2007) (Figure 3).
Dans certaines études, par exemple la destruction de l’endothélium vasculaire,
suite à un traumatisme ou un choc, induit l’activation des macrophages et des
neutrophiles. Ces derniers phagocytent les bactéries présentes dans les GLM et les
transportent vers d’autres emplacements où ils peuvent causer des maladies graves tel
que le syndrome de défaillance polyviscérale qui mènent jusqu'à la mort (Lichtman,
2001).
Vazquez-Torres et al., (1999) ont montré que Salmonella typhimurium peut être
transportée de la lumière intestinale à travers la barrière et se disséminer en envahissant
les macrophages muqueux (CD18+).
3.3.1. La pullulation bactérienne
La pullulation des bactéries intestinales est le mécanisme majeur favorisant la
translocation bactérienne depuis le tractus intestinal jusqu’au GLM (Berg, 1998a), cette
surcroissance est due à plusieurs facteurs : la malnutrition protéique, la famine,
l’alimentation enterale, l’alimentation parenterale, les antibiotiques oraux…ect (Berg,
2001).
De nombreuses études ont démontré que la surcroissance bactérienne au niveau
intestinal entraîne une TB chez des souris gnotobiotiques colonisées par certaines
espèces bactériennes (Bourillon et al., 1978; Berg, 1980b).
Les bactéries aérobies comme Escherichia coli, Proteus mirabilis, Klebsiella
pneumoniae semblent subir une forte translocation et arrivent à un nombre important
Lumen of the
gastrointestinal tract
BACTERIA
M¢
Enterocytes
Epithelium
Basal membrane
Mø
Bacteria
Lamina propria
TNFα
TNFα
Muscularis
mucosae
Portal Venous
BLood
Liver
Mesenteric
Lymph Nodes
Peritoneal
Cavity
Systemic blood
Figure 3 : Les itinéraires possibles de la translocation bactérienne à travers la muqueuse
intestinale (Gatt et al., 2007).
au niveau des GLM par rapport aux bactéries anaérobies strictes tel que les Bactéroïdes
et les Clostridium malgré le fait qu’ils constituent la flore dominante. La sensibilité à
l’oxygène pourrait être le seul facteur inhibiteur de la translocation de ces bactéries
anaérobies strictes (Berg et Itoh, 1986; Lichtman, 2001). Les bactéries aérobies strictes
Gram positif comme Staphylococcus et Lactobacillus ont un niveau de translocation
intermédiaire entre les anaérobies strictes et les bacilles entériques (Celia et al., 1992).
3.3.2. Déficience du système immunitaire
Il est probable que tous les composants du système immunitaire de l’hôte tel que
l’immunité humorale (IgAs), l’immunité à médiation cellulaire (cellule T, macrophage)
et l’immunité systémique (immunoglobuline sérique) soient impliqués dans la lutte
contre la translocation bactérienne (Berg, 2001).
Une étude a démontré le rôle important des cellules T dans l’inhibition de la
translocation et la diffusion des bactéries depuis les GLM vers d’autres organes chez
des souris athymiques. (Owens et Berg, 1982).
Les immunoglobulines particulièrement les IgAs inhibent l’adhésion de certaines
bactéries exp : Vibrio cholerique et Salmonella typhimurium avec les cellules
épithéliales de la muqueuse intestinale (Winner et al., 1991; Michetti et al., 1992).
Cependant, le rôle des IgAs dans la défense contre la translocation des bactéries
endogènes n’a pas encore été démontré.
Les immunoglobulines sériques agissent comme des opsonines et augmentent
l’efficacité de la phagocytose et de la destruction des bactéries par les macrophages et
les leucocytes.
3.3.3. Altération de la muqueuse intestinale
Dans certaines situations cliniques (maladie coeliaque, malnutrition…ect), la
muqueuse intestinale peut être altérée et devenir hyperperméable ce qui l’empêche à
remplir sa fonction de barrière et son rôle de défense.
Les bactéries endogènes Gram- sont présentes normalement dans le tractus gastrointestinal et leurs endotoxines (sécrétées sous formes de fragment polysaccharides) sont
libérées durant leur croissance et même pendant leur lyse. Cependant chez les patients
sévèrement malades dont la lésion de la muqueuse est importante, les bactéries et les
endotoxines pénètrent facilement à travers la muqueuse intestinale et peuvent être
détectées dans la lymphe, la veine porte et la circulation sanguine (Berg, 2001).
PROBIOTIQUES ET PREBIOTIQUES
1. Définitions
1.1. Les probiotiques
Le terme de probiotique désigne un micro-organisme apportant un bénéfice santé.
La définition utilisée à l’heure actuelle a été proposée par la FAO en 2002 : « les
probiotiques sont des microorganismes vivants qui, lorsqu’ils sont administrés en
quantités adéquates exercent une action bénéfique sur la santé de l’hôte». La FAO
impose que le terme
« probiotique » s’applique uniquement à des microbes
vivants ayant un effet bénéfique démontré.
Les plus importantes consommations bactériennes proviennent des yoghourts et
des laits fermentés puisque le nombre est de l’ordre de 108 bactéries / g et que la
consommation journalière dépasse souvent les 200 ml. Depuis plus d’une dizaine
d’années de nouvelles bactéries ont été introduites dans ces produits (Corthier, 2007).
Elles en modifient le goût ou la texture mais surtout elles sont choisies pour induire des
effets bénéfiques sur la santé humaine.
De façon plus spécifique, pour qu’un organisme soit considéré comme étant
potentiellement probiotique il doit présenter les caractéristiques suivantes:

être un habitant naturel de l’intestin.

être capable de coloniser le milieu intestinal, persister et se multiplier.

adhère aux cellules intestinales et exclue ou réduit l’adhérence des pathogènes.

avoir un métabolisme actif et produire des substances inhibant les pathogènes
(acides, H2O2, bactériocines…).

non invasif, non carcinogène et non pathogène.

être capable de co-agréger pour former une flore normale équilibrée.

survivre aux différents procédés technologiques de production.

garder sa viabilité dans l'aliment et durant le transit intestinal (Salminen et
al.,1996; Tannock, 1999a; Tannock, 1999b; Stanton et al., 2001).
Le tableau 2 : rapporte les principale souches bactériennes possédant un potentiel
probiotique.
1.2. Les prébiotiques
Certains composants du microbiote intestinal, particulièrement les bifidobactéries,
sont capables de fermenter des substances essentiellement non digestibles (hydrates de
carbone) dans le côlon grâce à leur pouvoir saccharolytique important (Kaplan et
Hutkins, 2000). Cette propriété permet d’augmenter la croissance ou l’activité des
microorganismes spécifiques du tractus gastro-intestinal en influençant positivement la
santé de l’hôte. Les effets bénéfiques générés par ces interactions ont permis le
développement du nouveau concept « prébiotiques » (Berg, 1998b; Kaialaspathy et
Chin, 2000).
Le concept de prébiotique a été développé suite aux travaux de Gibson et
Roberfroid, (1995) qui ont mis en évidence une stimulation sélective de la croissance de
bifidobactéries dans le côlon de sujets ayant ingérés de l’oligofructose et de l’inuline.
Ainsi, les prébiotiques ont été définis comme étant des ingrédients alimentaires non
digestibles exerçant des effets bénéfiques sur l’hôte en stimulant sélectivement dans le
côlon la croissance et/ou l’activité d’une ou d’un nombre limité de bactéries capables
d’améliorer la santé de l’hôte. Pour être considéré comme prébiotique, un ingrédient
alimentaire doit:

être ni hydrolysé ni absorbé dans le tractus gastro-intestinal.

être sélectif pour un nombre limité de bactéries endogènes.
Tableau 2 : Les souches bactériennes possédant un potentiel probiotique (Collins et
Gibson, 1999; Braegger, 2002; Corthier, 2004).
Genres
Espèces
L. reuteri
L.acidophilus
L. casei
L. rhamnosus
Lactobacillus
L. delbrueckii ssp. bulgarigus
L. brevis
L.cellobiosus
L. curvatus
L. fermentum
L. plantarum
B. bifidum
B.adolescentis
Bifidobacterium
B. animalis
B. infantis
B. longum
B. thermophilum
Autres bactéries (coques
Streptococcus thermophilus
Gram+)
Enterococcus faecium

modifier la microflore intestinale en améliorant sa composition.

induire des effets intestinaux ou systémiques bénéfiques pour la santé de l’hôte
(Gibson et Roberfroid, 1995) (Tableau 3).
1.3. Les symbiotiques
Un symbiotique est un mélange de probiotiques et de prébiotiques qui affecte
positivement l’hôte en améliorant la survie et l’implantation d’espèces microbiennes
vivantes apportées sous forme de suppléments alimentaires dans le tractus gastrointestinal et par conséquent la santé et le bien-être de l’hôte (Isolauri et al., 2002).
Une étude récente de Bartosch et al., (2005) réalisée sur un groupe de volontaires
âgés (> 62 ans) dont le contenu intestinal en bifidobactéries est fortement réduit par
l’âge a démontré que l’ingestion d’un symbiotique à base de Bifidobacterium bifidum
BB-02 et Bifidobacterium lactis BL-01 (probiotiques) et de l’inuline (prébiotique) a
augmenté significativement la taille et la diversité des populations de bifidobactéries
dans les matières fécales.
2. Effets des pro et prébiotiques sur la santé
2.1. Les probiotiques
. Depuis la formulation du concept de probiotique, il existe de nombreuses revues
sur les effets bénéfiques des probiotiques sur la santé humaine (Mercenier et al., 2002;
Saarela et al., 2002; Marteau et Shanahan, 2003).
Les effets bénéfiques des probiotiques sur la santé de l’hôte sont présentés dans la
figure 4.
Tableau 3 : Les principaux ingrédients alimentaires considérés comme prébiotiques
(Kennedy et White, 1983; Roberfroid et Delzenne, 1998; Gibson et Fuller, 2000;
Pavis et al., 2001; Frank, 2002).
Composant prébiotiques
Composition
Liaisons
Xylo-oligosaccharides
Xylose
β-1,4
Oligoside de soja (Raffinose et
Galactose, glucose, fructose
α- 1,6 et 1,2
Oligo (trans)galactoside
Glucose, galactose
β- 1,6
Isomaltooligosides
Glucose
α- 1,6
Fructanes
Glucose, Fructose
Stachyose)

Inuline
β- 2,1

Fructo-oligosaccharide
β- 2,1
Lactulose
Galactose, fructose
β-1,4
Contrôle des maladies
inflammatoires du côlon
Contrôle du syndrôme
du côlon irritable
Soulage les symptômes
des allergies alimentaires
chez les enfants
Suppression de pathogènes
endogènes (eg. diarrhée
associées aux antibiotiques)
Rééquilibre
la réponse
immunitaire
Stimulation du système
immunitaire inné
Colonisation
résistante
Normalisation de la
composition bactérienne
du microbiote intestinal
Suppression de pathogènes
exogènes (eg diarrhée du
voyageur)
Immuno-modulation
Probiotiques
Diminution du taux
sanguin du cholesterol
Sécrétion
de
sels
biliaires
Effets métaboliques
Fourni des AGCC et des
vitamines (eg. folate) à
l’épithélium colique
Diminution des
réactions mutagènes
dans le côlon
Hydrolyse du lactose
Amélioration de
tolérance au lactose
Réduction du risque du
cancer du côlon
Figure 4 : Effets bénéfiques de la consommation de probiotiques sur la santé humaine
(adapté de : Sanders et Huis in’t Veld, 1999 ; Playne et Salminen, 2002 ; Saarela et al.,
2002 ; Gueimonde et Salminen, 2003).
2.1.1. Effet sur la morphologie du tractus digestif
L’étude de Babinska et al., (2005) menée chez des porcelets a démontré que
l’administration de probiotiques (Bifidobacterium breve + Bifidobacterium animalis ou
Lactobacillus acidophilus) entraîne une augmentation du nombre de fibrocytes et de
fibroblastes dans la muqueuse ainsi qu’une augmentation du nombre et du taux
d’activation des cellules endocrines de l’estomac et de l’intestin grêle.
2.1.2. Effet sur la flore intestinale :
L’équilibre de la flore intestinale résulte d’interactions microbiennes au sein de
l’écosystème sous la forme de compétitions (pour des substrats nutritifs ou des sites
d’adhésion) et de modifications de l’écosystème par des produits du métabolisme
bactérien (pH, acides organiques, bactériocines) (Goldin et Gorbach, 1992; Drouault et
Corthier, 2001).
La consommation de certains probiotiques influe la composition et le
fonctionnement du microbiote intestinal (Guerin-Danan et al, 1998). Certaines bactéries
lactiques sont capables de diminuer l’activité d’enzymes de la flore, telles que la βglucuronidase, la β-glucosidase, l’azoréductase ou la nitroréductase, responsables de la
transformation de substances procarcinogènes en carcinogènes. Ceci a été montré chez
l’animal et chez l’Homme (Goldin et Gorbach, 1992; Goldin et al., 1992; Drouault et
Corthier, 2001).
2.1.3. Effet sur les infections gastro-intestinales
Des études cliniques ont démontré que des infections gastro-intestinales causées
par Helicobacter pylori, la diarrhée du voyageur, diarrhée due aux rotavirus, diarrhée
associée aux antibiotiques comme celle causée par Clostridium difficile, peuvent être
contrecarrées avec succès par l’utilisation de probiotiques (Mercenier et al., 2002;
Turchet et al., 2003; Wang et al., 2004; Plummer et al., 2004; Tursi et al., 2004). Wang
et al., (2004) ont rapporté que la consommation régulière de yogourt additionné de
Lactobacillus acidophilus La 5 ou de Bifidobacterium lactis Bb12 induit une
suppression effective de l’infection due à H. pylori. Rosenfeldt et al., (2002) ont
mentionné que des souches de L. rhamnosus et L. reuteri ont permis de traiter des
gastro-entérites à rotavirus chez des enfants hospitalisés.
2.1.4. Effet sur les maladies inflammatoires de l’intestin
Les processus inflammatoires impliqués dans les pathologies de l’intestin de
l’homme comme la maladie de Crohn, la colite ulcéreuse et la pouchite sont contrôlés
par les probiotiques. Une étude de Guandalini, (2002) a montré que l’ingestion de
Lactobacillus GG entraîne une amélioration notable de l’état clinique chez des enfants
souffrant de la maladie de Crohn. De même Gosselink et al., (2004) ont observé des
effets cliniques bénéfiques chez des patients affectés par une colite ulcéreuse après
ingestion de produits fermentés contenant Lactobacillus GG (1-2 x1010 bactéries/jour).
2.1.5. Effet sur la perméabilité intestinale
L’altération de la perméabilité intestinale (fonction barrière) causée par une
infection, toxines, malnutrition ou un autre facteur favorise le transfert d’antigènes (y
compris la microflore locale) à travers l’intestin en engendrant des réponses
immunitaires inappropriées (réactions inflammatoires ou autoimmunes) (Baumgart et
Dignass, 2002; Gill et al., 2003). Des études ont montré que la consommation de
probiotiques stabilise la fonction barrière de l’épithélium intestinal. Isolauri et al.,
(2004) ont démontré que Lactobacillus GG normalise le processus de perméabilité
intestinale chez le rat. En outre, une étude de Rosenfeldt et al., (2004) a démontré
qu’une administration de probiotiques (Lactobacillus rhamnosus et Lactobacillus
reuteri) permet de stabiliser la fonction barrière de l’intestin et de diminuer les
symptômes gastro-intestinaux chez des enfants souffrant d’une dermatite atopique.
2.1.6. Effet sur le système immunitaire intestinal
Parmi les allégations-santé attribuées aux probiotiques, la modulation de la
fonction immunitaire suscite actuellement une attention particulière à cause du lien
établi entre l’altération du microbiote de l’hôte et les maladies auto-immunes et
l’émergence des maladies atopiques et des allergies dans les sociétés occidentales. Il
semblerait que les probiotiques jouent un rôle crucial dans la prévention et la thérapie de
ces maladies en assurant la maturation du système immunitaire chez l’enfant et la
modulation de la réponse immunitaire à l’âge adulte (Amrouche, 2005).
Les probiotiques, grâce à leurs composants intra ou extracellulaires actifs, sont
capables d’influencer le système immunitaire par contact avec les cellules
immunocompétentes, en transmettant des signaux qui modifient la réponse immunitaire
de l'organisme-hôte. De nombreuses études ont en effet rapporté que la prolifération des
lymphocytes et la production de cytokines par les cellules du système immunitaire
peuvent être modifiées par l’ingestion de probiotiques. Selon la nature de leurs
constituants cellulaires, les probiotiques influencent sélectivement la fonction
immunitaire en induisant la réponse humorale, cellulaire ou non spécifique. Les
probiotiques ont aussi la propriété de réduire ou supprimer la réponse immunitaire
induite par les ingrédients alimentaires en induisant la tolérance orale et prévenant les
allergies (Prioult et al., 2003; Tanaka et Ishikawa, 2004).
2.2. Probiotiques et antibiothérapie
Une étude portant sur l’efficacité d’un traitement d’éradication de H. pylori et sur
sa tolérance au niveau gastro-intestinal évalue l’effet de la consommation de
probiotiques parallèlement à l’antibiothérapie (Myllyluoma et al., 2005). Les résultats
ont montré l’efficacité des probiotiques à diminuer les effets secondaires (symptômes
gastro-intestinaux) induits par l’antibiothérapie. Cependant, aucun effet dans le sens de
l’éradication de H. pylori n’a été décelé. Soulignons également que les probiotiques ont
survécu dans le tractus digestif malgré la présence des antibiotiques à large spectre
utilisé dans ce protocole.
Une autre étude a testé, chez des jeunes enfants, la capacité préventive des
probiotiques contre la diarrhée induite par la prise d’antibiotiques (Correa et al., 2005).
Les résultats confirment l’intérêt des probiotiques comme auxiliaires dans la prévention
des diarrhées liées aux antibiotiques chez l’enfant.
2.4. Les prébiotiques
2.4.1. Effets généraux
Les bénéfices des prébiotiques seraient principalement liés à une protection accrue
contre le cancer et les pathologies infectieuses du côlon et une amélioration du profil
lipidique sanguin et de l’absorption du calcium (Manning et Gibson, 2004).
La plupart des études sur les effets des prébiotiques sur le microbiote intestinal ont
principalement été menées chez l’adulte. Seules quelques études ont démontré que les
fructo-oligisaccharides (FOS) et les galacto-oligosaccharides (GOS) étaient capables
d’augmenter significativement les populations bactériennes de Bifidobacterium et
Lactobacillus chez des nouveau-nés prématurés (Boehm et al., 2002; Moro et al., 2002).
Au niveau de la muqueuse intestinale, les probiotiques et les prébiotiques peuvent
influencer directement ou indirectement le système immunitaire. Leur action peut
conduire à la modification de l’équilibre Th1/Th2 en faveur d’une augmentation de
lymphocytes B produisant des IgA et d’une réduction concomitante de lymphocytes B
sécrétant des IgE responsables des allergies (Ouwehand et al., 2002).
Matériels et
Méthodes
1. OBJECTIF :
L’objectif de notre travail est de vérifier chez le rat malnutris sous antibiothérapie
si les protocoles de renutrition à base de régime conventionnel (ONAB) ou de régime
lacté (Célia 2ème âge) associées aux symbiotiques ont un effet bénéfique sur le
rétablissement de l’équilibre de la flore bactérienne intestinale, la réparation de la
muqueuse intestinale et la reprise de la croissance pondérale.
2. ANIMEAUX :
Notre modèle expérimental est le rat Wistar de sexe mâle, l’étude a été réalisée sur
48 jeunes rats, âgés de 04 à 06 semaines et pesant entre 125g et 135g. L’élevage des
animaux a été réalisé dans l’animalerie du laboratoire de Physiologie de la Nutrition et
Sécurité Alimentaire (Institut de Biologie, Université d’ES-SENIA Oran) dans des
règles environnementales normales (Température, Humidité, Cycle circadien…). Ils
vivent dans des cages individuelles munies d’un mangeoire et d’un biberon d’eau. Les
animaux sont répartis en 8 lots de 6 rats chacun, ils reçoivent différents régimes et sont
pesés quotidiennement durant le protocole expérimentale afin de suivre la cinétique
pondérale (Figure 5).
Les trois 1er lots représentent :
- Le lot témoin (T) : reçoit un régime conventionnel (ONAB) pendant 15 jours.
- Le lot malnutris (Mal) : reçoit uniquement le maїs pendant 15 jours.
- Le lot malnutris + métronidazole (Mal+MTZ) : reçoit le maїs et le métronidazole
pendant 15 jours.
Les 5 lots restants subissent tous une phase de malnutrition de 10 jours pendant la quelle
ils reçoivent le maїs et une phase de réalimentation avec différents régimes durant 5
jours :
Témoin n= 6 rats
RC 15 jours
Malnutris n= 6 rats
Maïs 15 jours
48 rats
Malnutris n= 6 rats
Maïs + MTZ
15 jours
Renutrition n= 6 rats
RC 5 jours
Malnutrition n= 30 rats
Maïs 10 jours
Renutrition n= 6 rats
FL 5 jours
Renutrition n= 6 rats
FL + MTZ
5 jours

RC : Régime conventionnel.(ONAB)

FL : Formule lactée. (Lait Celia 2eme age)

Symbio : Symbiotique. (Probionat Safetynat)

MTZ : Métronidazole. (Antibiotique)
Renutrition n= 6 rats
RC + MTZ
5 jours
Renutrition n= 6 rats
FL+ MTZ+Symbio
5 jours
Après 15 jours de l’expérimentation
Figure 5 : Schéma des différentes étapes du déroulement du protocole expérimental.
Sacrifice de
l’animal
- Le lot (RC) : est renutris avec le régime conventionnel (ONAB).
- Le lot (FL) : est renutris avec la formule lactée (Célia 2eme age).
- Le lot (FL+MTZ) : reçois avec la formule lactée un antibiotique (le métronidazole).
- Le lot (RC+MTZ) : reçois avec le régime conventionnel le métronidazole.
- Le lot (FL+Sym+MTZ) : en plus de la formule lactée et le métronidazole ce lot reçois
un symbiotique (Probionat Safetynat).
3. REGIMES ALIMENTAIRES :
3.1. Le maïs :
Nous utilisons pour l’induction de la malnutrition protéique un régime à base de
maïs. Ce régime, proche de celui consommé par les enfants sévèrement malnutris dans
les pays en développement, est caractérisé par un déficit en vitamines, oligo-éléments et
en acides aminés notamment en méthionine et lysine (Ribeiro et al., 1998). (Tableau 4)
3.2. Régime conventionnel :
Le régime conventionnel (ONAB) est un aliment destiné aux rats
d’élevage
(SARL la ration Bouzaréah - Alger), il est riche en matière organique, en minéraux et en
vitamines, il constitue l’aliment de référence pour les rats témoins (Tableau 5).
3.3. La formule lactée :
La formule lactée utilisée est le lait Célia 2eme âge (Célia
®
Caron, France). Il est
présenté sous forme de poudre, enrichi en fer, 13 vitamines, sels minéraux, calcium et
acides gras essentiels, sa valeur énergétique est de 482 kcal / 100g de poudre soit 2015
kjoul/100g de poudre (Tableau 6).
Tableau 4: Composition du maїs (Groupe ONAB – Mostaganem, Algérie)
Produits
% par 100g
Produits
% par 100g
Humidité
12,2
Fibres brutes
1,3
Protéines
8,4
Cendres
1,1
Glucides
73,9
Calories
370 Kcal
Graisses
4,5
Tableau 5: Composition du régime conventionnel (ONAB).
 Constituant analytique
Constituants analytiques
Pourcentage
Produits bruts
%
23
Matière grasse brute
0,43
Cellulose brute
4
Humidité
12
Cendres brutes
5,5
Cendres insolubles dans HCL
2
 Composition minérale
Sels minéraux
mg/kg
Sels minéraux
mg/kg
Phosphore
5900
Manganèse
90
Calcium
3300
Fer
240
Sodium
1900
Cuivre
30
Potassium
6700
Zinc
83
Magnésium
2000
Iode
3
 Composition vitaminique
vitamines
mg/kg
vitamines
mg/kg
Vit A
7500 UI/kg
Vit PP
75
Vit D3
1500 UI/kg
Vit E
30
Vit B1
7
Vit K3
2,5
Vit B2
6,5
Acide folique
0,5
Vit B3
16,5
choline
1600
Tableau 6 : Composition de la formule lactée (lait Celia 2eme age).
Eléments
/ 100 g de poudre
Calories
482 kcal
Protéines
Eléments
/ 100g de poudre
Vitamine D3
350 UI
15 grs
Vitamine E
6.8 UI
Glucides
56 grs
Vitamine K1
39 µg
Lipides
22 grs
Vitamine B1
300 µg
Fer
9.2 mg
Vitamine B2
1 mg
Magnésium
63 mg
Vitamine B6
340 µg
Zinc
4.9 mg
Vitamine B12
2 µg
Calcium
705 mg
Vitamine C
70 mg
Phosphore
504 mg
Acide folique
100 µg
Manganèse
58 µg
Acide pantothénique
3 mg
Cuivre
340 µg
Biotine
11 µg
Iode
68 µg
Choline
35 mg
Sodium
235 mg
Taurine
31 mg
Potassium
700 mg
Carnitine
14 mg
Chlore
504 mg
Inositol
23 mg
Vitamine A
1700 UI
Niacine
5.5 mg
3.4. Antibiotique (Métronidazole) :
Le
Métronidazole
est
un
antibiotique
appartenant
à
la
famille
des
Nitroimidazoles. Il est utilisé pour le traitement des infections liées à des bactéries
anaérobies ainsi qu'à des protozoaires. L’activité de la molécule est liée à la présence du
groupe NO2 sur un carbone du noyau imidazole, avec une courte durée de vie mais
hautement cytotoxique, la molécule provoque des dommages surtout au niveau de
l’ADN de la bactérie.
Le métronidazole présente une résorption digestive rapide et pratiquement
complète (90 à 100%), sa distribution atteint tous les tissus particulièrement le foie, les
reins et le tube digestif. Sa demi-vie est en moyenne de 8 heures (6 à 9 heures).
Le Métronidazole (HIKMA Pharmaceuticals, Jordanie) aux doses employées
(1mg /ml d’eau de boisson ad libitum) perturbe le microbiote intestinale en provoquant
la surcroissance des bacilles gram- dans le caecum (Berg, 1981a), ce qui permet
d’étudier l’influence simultanée de la malnutrition et du traitement antibiotique.
3.5. Le symbiotique :
Le Probionat Safetynat (SAFETYNAT Limited Epps Building-Bridge Road,
France)
utilisé
dans
notre
protocole
expérimental
est
un
complexe
probiotiques /prébiotiques. C’est un mélange de Lactobacillus et de Bifidobacterium
supplémenté d’une base de Fructo-Oligosaccharide (Tableau 7).
Le Probionat Safetynat se présente sous forme de gélule contenant environ 109 de
germes dans un lyophilisat de 390 mg. Cette quantité a été mise en suspension dans 2
ml d’eau puis administrée à chaque rat quotidiennement par gavage.
Tableau 7 : Composition du symbiotique (Probionat Safetynat)
Lactobacillus
Acidophilus
Lactobacillus
Caseï
Lactobacillus
Rhamnosus
Bifidobacterium Breve
1 milliard de germe
Le tous dans une base de Fructo-Oligo Saccharide
4. PROTOCOLE EXPERIMENTAL :
4.1. Etude microbiologique :
4.1.1. Dénombrement bactérien :
Les rats des différents lots expérimentaux sont sacrifiés par dislocation cervicale,
la dissection est réalisée le plus aseptiquement possible dans un champ stérile sous bec
Benzen et un matériel de dissection stérile (Chaleur stérile 170°c).
Successivement, la rate, le foie, les GLM et le contenu caecal sont prélevés, pesés,
®
broyés et homogénéisés à l’aide d’un stomachaire (Bag Mixer interscience - France)
dans un volume de sérum physiologique stérile correspondant à une dilution au 1/10 par
rapport à la masse de l’échantillon prélevé.
A partir de chaque homogénat de fragment d’organe, on réalise des dilutions
décimales. Un volume de 0,1 ml de chaque échantillon est déposé puis ensemencé dans
un milieu de culture sélectif et électif le DRIGALSKI (voir annexe) pour le
dénombrement des Entérobactéries.
Après incubation pendant 24 heures à 37°c, les colonies bactériennes sont
dénombrées entre 30 et 300 UFC (Unité Formant Colonie) puis exprimées en Log10
UFC/g de poids frais.
4.1.2. Observation macroscopique et microscopique:
A partir des boites contenant des colonies bactériennes, nous avons noté en
premier lieu l’aspect, la morphologie et la pigmentation des colonies bactérienne
(viscosité, contour, couleur), puis nous avons réalisé la coloration de Gram (voir
annexe).
Les bactéries à Gram négatif apparaissent roses et les bactéries à Gram positif violettes.
5. ETUDE HISTOLOGIQUE :
L’étude histologique est réalisée dans le but d’étudier l’impacte de la malnutrition
protéique ainsi que l’effet de la réalimentation sur la morphologie et la croissance des
cellules épithéliales.
L’étude est effectuée sur des fragments d’iléon de rats soumis aux différents
régimes expérimentaux.
5.1. Traitement des fragments :
5.1.1 La fixation :
Les tissus sont fixés dans du formol à 10% pendant 24 h. Les solutions de
formaldéhyde sont les fixateurs les plus répandus. On les utilise fréquemment à des
concentrations variant de 10% à 20%. Le formaldéhyde à de nombreuses qualités : il
pénètre rapidement, conserve bien les structures et n’entraîne pas de durcissement
excessif ni de rétrécissement notable des tissus. Par contre, le stockage prolongé des
échantillons provoque une rigidité excessive des échantillons, une faible coloration du
noyau, ainsi que la formation d’un pigment brun dû à la dégradation de l’hémoglobine.
5.1.2 La déshydratation :
Après fixation, les tissus ont été déshydratés dans 4 bains successifs d’acétone à
l’étuve et à 56°C. Chaque bain dure 30 minutes.
5.1.3 La clarification :
Cette opération s’effectue après la déshydratation. Les pièces sont placées dans un
bain de toluène à l’étuve et à 56°C pendant 50minutes.
5.1.4 L’inclusion :
L’inclusion est effectuée avec de la paraffine, qui est un mélange d’hydrocarbures
solides à poids moléculaire élevé et à faible affinité. Ces substances sont caractérisées
par leur indifférence aux agents chimiques. Les échantillons sont placés dans deux bains
successifs de paraffine pendant une heure chacun puis coulés dans des moules en
plastique à température ambiante.
5.2. Traitement des lames :
Après inclusion à la paraffine, les blocs contenant le fragment sont coupés à l’aide
d’un microtome à une épaisseur de 4 µm.
5.2.1 Etalement sur lames :
Une fois les coupes terminées, elles sont mises sur une lame de verre recouvertes
de colle (2 g d’albumine + 50 ml de glycérine dans 1000 ml d’eau distillée) puis placées
sur une plaque chauffante réglée à une température convenable, inférieure à celle du
point de fusion de la paraffine. A l’aide d’une pince, les plis de la paraffine sont tirés
légèrement de chaque coté. Ensuite, l’ensemble coupe-lame est retiré de la plaque et
égoutté, essoré au papier Joseph et mis à sécher.
Avant de procéder à la coloration des lames, il faut les déparaffiner et les
réhydrater.
5.2.2 Déparaffinage :
Pour déparaffiner les lames, il suffit de les placer sur une plaque chauffante à 56°C
et les mettre ensuite dans 2 bains successifs de toluène durant 2 minutes pour chaque
bain.
5.2.3 Réhydratation :
L’hydratation de l’échantillon se fait dans 3 bains successifs d’alcool éthylique de
degrés décroissant (100°, 95°, 90°, 70°). Chaque bain dure 2 minutes. Le dernier est
suivi d’un rinçage à l’eau courante.
5.2.4 La coloration :
Nos lames ont été coloré à l’hémalun-éosine, qui représente la plus simple des
colorations combinées. On a fait agir successivement un colorant nucléaire « basique »
l’hématéine et un colorant cytoplasmique « acide », l’éosine. La coloration du noyau est
bleu-noir et le cytoplasme rose à rouge. La préparation du colorant hématoxyline de
Harris, utilisée pour colorer les noyaux se fait comme suit :

Dissoudre 5g d’hématoxyline dans 50 ml d’éthanol

Dissoudre 100g d’alun de potassium dans 1000 ml d’eau distillée en chauffant
légèrement et retirer la solution du feu.

Mélanger les 2 solutions.

Faire bouillir le mélange, le retirer du feu.

Ajouter avec précaution, par petites quantités 2,5 g d’oxyde mercurique.

Chauffer de nouveau jusqu’à ce que la solution acquiert une couleur pourpre
foncée.

Retirer immédiatement du feu et refroidir aussitôt dans un grand récipient rempli
d’eau.

Filtrer avant usage.
 La coloration de nos lames se fait comme suit :

Mettre les lames dans l’hématoxyline de Harris durant 2 à 3 minutes.

Laver les lames à l’eau ordinaire.

En cas de sur coloration, les lames sont trempées légèrement dans l’alcool
chlorhydrique (100 ml d’alcool à 95° + 5 gouttes d’HCl à 1%).

Bleuir dans une solution aqueuse saturée de carbonate de lithium (rinçage).

Laver les lames à l’eau ordinaire.

Mettre les lames dans un bain d’alcool éthylique 1 à 2 minutes.

Colorer les lames à l’éosine alcoolisée (2 g d’éosine dans 100 ml d’alcool
éthylique) pendant 5minutes.

Rinçage des lames dans deux bains successifs d’alcool éthylique à 70° puis à
95°.

Mettre les lames dans du toluène pendant 1 minute.

Mettre entre lame et lamelle une goutte de baume de Canada ou d’eukitt.

Laisser sécher puis observer au microscope.
5.3. Mesure des villosités :
La mesure de la hauteur villositaire a été effectuée pour vérifier l’existence d’une
atrophie villositaire chez les animaux malnutris par rapport aux témoins.
5.3.1 Principe :
Les mensurations des hauteurs des villosités sont effectuées sous un microscope
optique muni d’un micromètre oculaire. Pour déterminer le nombre de microns
correspondant pour chaque objectif, nous plaçons sous le microscope un micromètre
objectif qui est une sorte de lame présentant 200 divisions, chaque division correspond à
2 mm.
Le micromètre oculaire comporte 100 divisions. Ces 100 divisions correspondent
à 128 divisions sur le micromètre objectif pour l’objectif (x10). Puisque les 200
divisions sur le micromètre objectif correspondent à 2000µm, donc les 128 divisions
correspondent à 1280µm. Pour l’objectif (x10) chaque division correspond à 12.8µm.
5.4. Comptage des lymphocytes intra-épithéliaux :
5.4.1 Principe :
La technique utilisée pour le comptage est celle de Rouquette (1980). Pour chaque
tissu, 3 comptages sont réalisés. Ces comptages se font sur 100 entérocytes. Le
comptage des lymphocytes intra-épithéliaux (LIE) sur 100 entérocytes recouvrent une
étendue épithéliale suffisamment importante. Pour obtenir un comptage fiable des
(LIE), deux conditions doivent être réunies :
 Effectuer la numération sur 100 entérocytes contigus.
 Renouveler ce comptage sur 3 champs différents et sur des fragments différents.
Le comptage est effectué sur les fragments d’iléon de rats appartenant à différents
lots.
6. ANALYSE STATISTIQUE :
Au vu des effectifs réduits utilisés dans notre travail, nous avons, dans un premier
temps posé l’hypothèse que les variables biologiques et physiologiques (nombre des
LIE, taux des entérobactéries dans les organes) mesurées se distribuent selon la loi
normale dans la population générale. Dans ces conditions, les moyennes sont comparées
à l’aide d’un test T de Student pour les données appariées et non appariées. Le seuil de
signification retenu est celui qui est habituellement considéré, soit 5 %.
Résultats
A. Approche anthropométrique
1. Cinétiques pondérales des rats selon le régime administré
Durant notre expérimentation, les rats sont soumis à un régime de malnutrition
pendant 10 jours puis reçoivent différents régimes de réalimentation pendant 5 jours. Ils
sont pesés quotidiennement durant les 15 jours de l’expérimentation afin de suivre leur
cinétique pondérale.
Nos résultats montrent que la croissance du poids est variable d’un régime à un
autre (Figure 6 et 7) .
Le régime conventionnel induit une croissance pondérale normale chez les rats
témoins. Le poids des rats varie de 123,67g ± 5,62 à 179,41g ± 9,59 au 15eme jours ,
alors qu’il y a une diminution significative du poids chez les rats malnutris et les rats
malnutris + métronidazole (MTZ) comparés aux rats témoins, leur poids varie
respectivement de 127,88g ± 6,97 à 116,87g ± 5,75 et 137,39g ± 5,43 à 123,32g ± 6,36.
La différence est hautement significative (p< 0,0001) (Figure 6).
L’effet des régimes de réalimentation sur la prise du poids sont présentés dans la
(figure 7). Les résultats obtenus montrent que la réalimentation avec différents régimes
que ce soit le régime conventionnel (RC), la formule lactée (FL) ou formule lactée +
symbiotique (FL+Symbio), permet une prise de poids significative par rapport au
groupe malnutris.
Les variations du poids pendant la phase de réalimentation montrent que
l’administration du MTZ n’influence pas la reprise du poids et ceci quelque soit le
régime administré (RC+MTZ : 124,15 ± 9,22 g à 147,05 ± 11,63 g) ; (FL+MTZ :
123,55 ± 10,04 g à 124,32 ± 11,62 g ) ; (FL+MTZ+Symbio : 106,08 ± 6,17 g à 120,3 ±
6,84 g).
Mal
T
Mal+MTZ
Poids (gramme)
200
160
***
***
120
80
40
0
Temps (jour)
1
2
3
4
5
6
7
8
9 10 11 12 13 14 15
Figure 6: Cinétiques pondérales des rats en phase de malnutrition protéique.
n = 6 rats par groupe.
Les valeurs reportées sont des Moyennes ± Erreurs Standard.
T : Témoin, Mal : Malnutris, MTZ : métronidazole.
On note une diminution hautement significative du poids chez les deux groupes de rats
malnutris (Mal et Mal+MTZ) par rapport au groupe témoin.
*** p<0,0001.
FL+MTZ
RC+MTZ
FL+MTZ+Symbio
RC
FL
Poids (gramme)
200
150
100
Phase de
malnutrition
50
Phase de
réalimentation
Temps (jour)
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10 11 12 13 14 15
Figure 7 : Cinétiques pondérales des rats en phase de réalimentation.
n = 6 rats par groupe.
Les valeurs reportées sont des Moyennes ± Erreurs Standard.
RC : Régime Conventionnel, FL : Formule Lactée, Symbio : Symbiotique,
MTZ : métronidazole.
On observe une prise de poids significative dans tous les groupes réalimentés par
rapport au groupe malnutris.
B. Approche microbiologique
1. Pullulation des Entérobactéries au niveau du caecum
Le niveau de pullulation des Entérobactéries dans le groupe malnutris (Mal) est de
l’ordre de 7,29 ± 0,12, dans le groupe malnutris + métronidazole (Mal+MTZ) elle est de
9,25 ± 0,24. La différence est très significative par rapport au groupe témoin (5,3 ±
0,073) (p<0,0001). (Figure 8)
La différence est très significative entre les deux groupes de malnutrition (Mal et
Mal+MTZ) (p< 0,0001) ce qui semble indiquer que l’administration du MTZ a
augmenté d’avantage la pullulation des Entérobactéries chez les rats malnutris.
L’utilisation du symbiotique dans le régime de réalimentation a diminué la
pullulation des Entérobactéries au niveau caecale (6,035 ± 0,22, p<0,0001). Par contre,
les autres régimes de réalimentation sans symbiotique ne modifient pas cette pullulation
et cela en présence ou en absence du MTZ (Figure 9).
2. Incidence de la translocation des Entérobactéries
2.1 Au niveau des GLM
La
translocation
des
Entérobactéries
vers
les
ganglions
lymphatiques
mésentériques (GLM) est très significative chez le groupe Mal+MTZ comparé au
groupe Mal (5,4 ± 0,31 vs 0,55 ± 0,6) (p< 0,0001) (Figure 10).
Les groupes sous régime FL ou RC ne présentent aucune différence significative
par rapport au groupe malnutris. Leur taux de translocation vers les GLM est
respectivement de l’ordre de : 0,41 ± 0,34 et 0,89 ± 0,7.(Figure 11)
Les groupes traités au MTZ pendant la période de réalimentation présentent une
incidence de translocation non significative par rapport au groupe Mal. Ce taux est
respectivement de l’ordre de 1, 36 ± 1,1 ; 1,17 ± 0,92 et 1,09 ± 1,21 chez les groupes
FL+MTZ, RC+MTZ et FL+MTZ + Symbio.
Log UFC/g de
contenu caecal
***
10
***
8
6
4
2
Regime
administré
0
T
Mal
Mal+MTZ
Figure 8 : Pullulation des Entérobactéries au niveau caecal en phase de malnutrition
protéique.
n = 6 rats par groupe.
Les valeurs reportées sont des Moyennes ± Erreurs Standard.
T : Témoin, Mal : Malnutris, MTZ : métronidazole.
On remarque qu’il y a une augmentation très significative de la pullulation bactérienne
chez les deux groupes de la malnutrition comparés au groupe témoin.
*** p< 0,0001
Log UFC/g de
contennu caecal
10
8
***
6
4
2
0
RC
FL
FL+MTZ
RC+MTZ
FL+MTZ
+Symbio
Régime
administré
Figure 9: pullulation des Entérobactéries au niveau caecal en phase de réalimentation
n = 6 rats par groupe.
Les valeurs reportées sont des Moyennes ± Erreurs Standard.
RC : Régime Conventionnel, FL : Formule Lactée, Symbio : Symbiotique,
MTZ : métronidazole.
On note qu’il y a une diminution très significative de la pullulation des Entérobactéries
dans le groupe FL+MTZ+Symbio par rapport au groupe Mal.
*** p< 0,0001
Log UFC/g de
GLM
6
***
4,5
3
1,5
Régime
administré
0
1
T
2
Mal
3
Mal+MTZ
Figure 10 : Incidence de la translocation des Entérobactéries au niveau des GLM en
phase de malnutrition.
n = 6 rats par groupe.
Les valeurs reportées sont des Moyennes ± Erreurs Standard.
T : Témoin, Mal : Malnutris, MTZ : métronidazole.
On remarque une translocation des Entérobactéries très significative dans le groupe
Mal+MTZ.
*** p< 0,0001
Log UFC/g de
GLM
6
4,5
3
1,5
0
RC
FL
FL+MTZ
RC +MTZ
FL+MTZ
+Symbio
Régime
administré
Figure 11 : Incidence de la translocation des Entérobactéries au niveau des GLM en
phase de réalimentation.
n = 6 rats par groupe.
Les valeurs reportées sont des Moyennes ± Erreurs standard.
RC : Régime Conventionnel, FL : Formule Lactée, Symbio : Symbiotique,
MTZ : métronidazole.
On note une TB au niveau des GLM dans tous les lots expérimentaux mais elle n’est pas
significative par rapport au groupe malnutris.
Il semble que les régimes de réalimentation avec ou sans MTZ n’ont pas d’effets
sur le taux de translocation des Entérobactéries vers les GLM.
2.2. Au niveau du foie
L’incidence de translocation des Entérobactéries est significative (p<0,001) au
niveau du foie chez le groupe Mal+MTZ (4 ± 0,23 vs 1,11 ± 1,22). (Figure 12).
Par ailleurs, les régimes de réalimentation avec ou sans MTZ n’ont pas d’effet sur
le taux de translocation des Entérobactéries vers le foie par rapport au groupe malnutris.
La différence est non significative. (Figure 13)
2.3. Au niveau de la rate
Le groupe Mal+MTZ présente une incidence de translocation significative par
rapport au groupe malnutris (3,95 ± 0,45 vs 0,69 ± 0,76). Cela confirme d’avantage
l’effet aggravant de cet antibiotique en cas de malnutrition (Figure 14).
Dans la phase de réalimentation, la translocation des Entérobactéries au niveau de la
rate n’est pas significative dans les groupes RC (0,74 ± 0,66) et FL+MTZ (0,61 ± 0,67)
par rapport au groupe Mal par contre les autres groupes ne présentent aucune
translocation d’Entérobactéries. (Figure 15)
Il est à noter que les rats témoins n’ont pas présenté de translocation
d’Entérobactéries vers aucun organe que ce soit les GLM, le foie ou la rate.
C. Approche histologique
Les figures 20 et 21 représentent une observation de villosités iléales d’un rat
témoin à différents grossissement.
Sur le plan structural, les villosités apparaissent longues et fines, bordées par un
épithélium simple unistratifié, constitué de cellules cylindriques pourvues de noyaux
Log UFC/g de
foie
6
***
4,5
3
1,5
Régime
administré
0
1T
2
Mal
3
Mal+MTZ
Figure 12: Incidence de la translocation des Entérobactéries au niveau du foie en phase
de malnutrition.
n = 6 rats par groupe.
Les valeurs reportées sont des Moyennes ± Erreurs Standard.
T : Témoin, Mal : Malnutris, MTZ : métronidazole.
On note une translocation des Entérobactéries hautement significative dans le groupe
Mal+MTZ.
*** p< 0,001
Log UFC/g de
foie
6
4,5
3
1,5
Régime
administré
0
RC
FL
FL+MTZ
RC+MTZ
FL+MTZ
+Symbio
Figure 13 : Incidence de la translocation des Entérobactéries au niveau du foie en phase
de réalimentation.
n = 6 rats par groupe.
Les valeurs reportées sont des Moyennes ± Erreurs Standard.
RC : Régime Conventionnel, FL : Formule Lactée, Symbio : Symbiotique,
MTZ : métronidazole.
Il y a aucune différence significative de la translocation des Entérobactéries au niveau
du foie chez tous les groupes par rapport au groupe malnutris.
Log UFC/g de
la rate
6
5
***
3
2
Régime
administré
0
T1
2
Mal
3
Mal+MTZ
Figure 14 : Incidence de la translocation des Entérobactéries au niveau de la rate en
phase de malnutrition.
n = 6 rats par groupe.
Les valeurs reportées sont des Moyennes ± Erreurs Standard.
T : Témoin, Mal : Malnutris, MTZ : métronidazole.
On remarque une augmentation très significative de la translocation vers la rate chez le
groupe Mal+MTZ par rapport au groupe Mal.
*** p<0,001.
Log UFC/g de la
rate
6
4,5
3
1,5
0
RC
FL
FL+MTZ
RC+MTZ
FL+MTZ
+Symbio
Régime
administré
Figure 15 : Incidence de la translocation des Entérobactéries au niveau de la rate en
phase de réalimentation.
n = 6 rats par groupe.
Les valeurs reportées sont des Moyennes ± Erreurs Standard.
RC : Régime Conventionnel, FL : Formule Lactée, Symbio : Symbiotique,
MTZ : métronidazole.
Il n’y a pas de différence significative dans les groupes RC ou FL+MTZ par rapport au
groupe malnutris.
réguliers en position basale. Le chorion est d’aspect fibreux contenant diverses cellules
immunitaires, peu abondantes.
En revanche, on distingue chez les rats malnutris un raccourcissement des
villosités suggérant la présence d’une atrophie villositaire (Figure 22) ainsi qu’une
infiltration importante des lymphocytes intra-épithéliaux (Figure 23).
Les différents régimes de réalimentation utilisés semblent rétablir la hauteur
villositaire (Figure 24, 26, 28 et 32) sauf pour le groupe RC+MTZ où on remarque la
persistance de l’atrophie villositaire (Figure30).
Le groupe FL+MTZ+Symbio présente des villosités régulières revêtues par des
cellules cylindriques et caliciformes reposant sur un axe conjonctif vasculaire et ponctué
de lymphocytes qui par fois s’insinuent entre les cellules épithéliales (Figure 33).
Nous remarquons aussi que le nombre des cellules caliciformes est augmenté
dans les groupes FL et FL+MTZ (Figure 27, 29).
1. Hauteur villositaire :
La hauteur villositaire chez le groupe témoin est de 42,02 ± 1,88 µm. Elle est
significativement diminuée dans le groupe malnutris (15,14 ± 1,49µm) et dans le groupe
malnutris + métronidazole (11,35 ± 0,36 µm)(Figure 16), cette diminution de la hauteur
se manifeste par une atrophie villositaire (Figure 22).
La hauteur villositaire est significativement augmentée chez les groupes
réalimentés avec le RC (20,9 ± 2,51 µm, p< 0,01) avec un taux de rétablissement de
13,69%.
La hauteur villositaire chez le groupe réalimenté avec FL est de l’ordre de 27,94 ±
2,73 µm, p< 0,0001 avec un taux de rétablissement de 30,46% (Figure 17).
Hauteur
villositaire (µm)
50
40
30
20
***
***
10
0
T
Mal
Mal+MTZ
Régime
administré
Figure 16 : Hauteur des villosités en phase de malnutrition.
n = 6 rats par groupe.
Les valeurs reportées sont des Moyennes ± Erreurs Standard.
T : Témoin, Mal : Malnutris, MTZ : métronidazole.
Il y a une diminution hautement significative de la hauteur des villosités dans les deux
groupes de malnutrition comparés au groupe témoin.
*** p< 0,00001
Hauteur
villositaire(µm)
50
40
***
**
30
**
*
20
10
0
RC
FL
FL+MTZ
RC+MTZ
Fl+MTZ
+Symbio
Régime
administré
Figure 17: Hauteur des villosités en phase de réalimentation.
n = 6 rats par groupe.
Les valeurs reportées sont des Moyennes ± Erreurs Standard.
RC : Régime Conventionnel, FL : Formule Lactée, Symbio : Symbiotique,
MTZ : métronidazole.
On note une augmentation significative de la hauteur villositaire dans tous les groupes
comparés au groupe malnutris.
* p<0,01.
** p< 0,0001.
*** p< 0,00001.
Dans le groupe FL+MTZ, la hauteur villositaire est de 24,74 ± 2,09 µm,
(p<0,0001) avec un pourcentage de rétablissement de 22,84%. Et enfin, le groupe
FL+MTZ+Symbio présente une hauteur villositaire de 35,84 ± 2,28 µm avec un taux de
rétablissement de 49,24 % (p<0,00001) (Figure 17).
Ces résultats suggèrent donc que le MTZ n’a pas d’effet sur le rétablissement de
la hauteur villositaire et que le symbiotique a permis une meilleure restructuration
comparé aux autres régimes de réalimentation.
2. Infiltration des LIE
Dans le groupe témoin, on dénombre 15,83 ± 1,47 lymphocytes/100 entérocytes.
Ce nombre est significativement augmenté dans le groupe Mal (23,16 ± 2,22
lymphocytes /100 entérocytes, p< 0,0001) et dans le groupe Mal+MTZ (25 ± 0,57
lymphocytes/ 100 entérocytes, p< 0,0001)(Figure 18, 21 et 23). En revanche, il n’y a
aucune différence entre les groupes Mal et Mal+MTZ (p< 0,11).
Nos résultats montre que le groupe RC présente une diminution significative du
nombre de lymphocytes intra-épithéliaux (LIE) par rapport au groupe Mal (19 ± 1,41
lymphocytes/100 entérocytes Vs 23,16 ± 2,22 lymphocytes/100 entérocytes) (Figure
25). Par contre, il n’existe aucune différence chez les rats réalimentés avec la FL (21 ±
0,89 lymphocytes/ 100 entérocytes) et ceux réalimentés avec FL+MTZ (21,66 ± 2,87
lymphocytes/ 100 entérocytes) par rapport au rats malnutris (Figure 19).
Ce pendant le groupe RC+MTZ et le groupe FL+MTZ+Symbio présentent une
infiltration importante des LIE comparée aux autres groupes expérimentaux. (Figure 31
et 33).
Nos résultats indiquent que la malnutrition modifie l’infiltration des LIE.
Cependant, l’utilisation des différents régimes de réalimentation avec ou sans le MTZ
semble maintenir cet effet.
Lymphocytes/
100 entérocytes
30
***
***
25
20
15
10
5
Régime
administré
0
T
1
Mal
2
Mal+MTZ
3
Figure 18 : Nombre des lymphocytes intra-épithéliaux (LIE) en phase de malnutrition.
n = 6 rats par groupe.
Les valeurs reportées sont des Moyennes ± Erreurs Standard.
T : Témoin, Mal : Malnutris, MTZ : métronidazole.
On remarque une augmentation très significative du nombre de lymphocytes intraépithéliaux dans les deux groupes de malnutrition comparés au groupe témoin.
*** p< 0,0001.
Lymphocytes/
100 entérocytes
30
25
20
*
15
10
5
0
RC
FL
FL+MTZ
Régime
administré
Figure 19 : Nombre des lymphocytes intra-épithéliaux (LIE) en phase de
réalimentation.
n = 6 rats par groupe.
Les valeurs reportées sont des Moyennes ± Erreurs Standard.
RC : Régime Conventionnel, FL : Formule Lactée, MTZ : métronidazole.
On remarque qu’il y a une diminution significative du nombre de LIE dans le groupe
RC par rapport au groupe malnutris.
* p <0,01.
Lumière
intestinale
Villosités
V
Figure 20 : Observation au microscope optique (GX10) d’un fragment d’iléon coloré
à l’hémalun-éosine d’un rat témoin
Les villosités sont longues est fines.
Noyaux
Figure 21 : Observation au microscope optique (GX40) d’une villosité iléale colorée
l’hémalun- éosine d’un rat témoin.
L’épithélium est stratifié, constitué d’entérocytes cylindriques avec des
noyaux réguliers en position basale. L’infiltrat lymphocytaire est peu
marqué.
Figure 22 : Observation au microscope optique (GX10) d’un fragment d’iléon coloré à
l’hémalun-éosine d’un rat malnutris.
On observe une atrophie des villosités iléales.
Figure 23 : Observation au microscope optique (GX40) d’une villosité iléale colorée à
l’hémalun-éosine d’un rat malnutris.
Présence d’un nombre important de LIE.
Figure 24 : Observation au microscope optique (GX10) d’un fragment d’iléon coloré à
l’hémalun-éosine d’un rat renutris avec le régime conventionnel.
On observe un léger rétablissement de la hauteur villositaire avec un
élargissement de la villosité iléale.
Figure 25 : Observation au microscope optique (GX40) d’une villosité iléale colorée à
l’hémalun-éosine d’un rat renutris avec le régime conventionnel.
On observe un léger décollement du chorion et l’infiltrat lymphocytaire n’est
pas très important.
Figure 26 : Observation au microscope optique (GX10) d’un fragment d’iléon coloré à
l’hémalun-éosine d’un rat renutris avec la formule lactée pendant 5 jours.
La hauteur villositaire est rétablis.
LIE
Cellules
caliciformes
Figure 27 : Observation au microscope optique (GX40) d’une villosité iléale colorée à
l’hémalun-éosine d’un rat renutris avec la formule lactée pendant 5 jours
On note une infiltration lymphocytaire avec apparition de nombreuses
cellules caliciformes .
Cryptes
Figure 28 : Observation au microscope optique (GX10) d’un fragment d’iléon coloré à
l’hémalun-éosine d’un rat renutris avec la formule lactée + métronidazole
pendant 5 jours.
On note la présence d’une hyperplasie des cryptes.
Cellules
caliciformes
LIE
Figure 29 : Observation au microscope optique (GX40) d’une villosité iléale colorée à
l’hémalun-éosine d’un rat renutris avec la formule lactée + métronidazole
pendant 5 jours.
On note une infiltration lymphocytaire avec apparition de nombreuses
cellules caliciformes .
Villosités
Figure 30 : Observation au microscope optique (GX10) d’un fragment d’iléon coloré à
l’hémalun-éosine d’un rat renutris avec le régime conventionnel +
métronidazole pendant 5 jours.
On note la persistance de l’atrophie villositaire avec hyperplasie des
cryptes.
LIE
Figure 31 : Observation au microscope optique (GX10) d’une villosité iléale colorée à
l’hémalun-éosine d’un rat renutris avec le régime conventionnel +
métronidazole pendant 5 jours.
On observe une infiltration très importante des lymphocytes.
Figure 32 : Observation au microscope optique (GX10) d’un fragment d’iléon coloré à
l’hémalun-éosine d’un rat renutris avec la formule lactée + métronidazole
+ symbiotique durant 5 jours.
Le rétablissement de la hauteur villositaire est très important.
LIE
Cellules
caliciformes
Figure 33 : Observation au microscope optique (GX40) d’une villosité iléale colorée à
l’hémalun-éosine d’un rat renutris avec la formule lactée + métronidazole
+ symbiotique durant 5 jours.
On observe une infiltration importante des lymphocytes et apparition de
nombreuses cellules caliciformes.
Discussion
Discussion
Ce travail a été mené afin de vérifier l’impact de la malnutrition protéique (Mal)
seule ou en association avec le métronidazole (Mal+MTZ) et l’effet de la renutrition à
base de régime conventionnel (ONAB) ou de régime lacté (Célia 2ème âge) associées
aux symbiotiques sur la croissance pondérale, la flore intestinale et la morphologie de la
muqueuse intestinale.
1. Approche anthropométrique
Les rats des différents groupes expérimentaux sont pesés quotidiennement pendant
les quinze jours du régime afin de suivre leur cinétique pondérale. Les résultats
obtenues montrent que la malnutrition protéique induit une perte significative du poids
total de l’animal. Ceci suggère l’effet déficient du régime maïs en acides aminés
essentiels.
Nos données expérimentales sont en accord avec de nombreuses études qui ont
confirmé l’impact d’un régime déficient en protéines sur la croissance pondérale
(Deitch et al., 1987a; Dock et al., 2004).
Les résultats de la phase de renutrition ont montré une prise de poids significative
par rapport aux groupes malnutris mais ce rétablissement était faible comparé au groupe
témoin.
Plusieurs études ont utilisé différents régimes de réalimentation afin de développer
un protocole de traitement contre la malnutrition protéique. Une équipe réunissant
Médecins Sans Frontière, Epicentre et INSERM a utilisé une formule de réhydratation à
base de lait recommandée par le WHO, cette formule a rétabli l’appétit des enfants
malnutris et a permis la prise de poids corporel (Golden et Briend, 1993). En effet
Brewster et al., (1997) ont démontré clairement dans une étude comparative entre le lait
de vache et le maïs de soja chez les enfants souffrant de Kwashiorkor, que le régime de
réalimentation à base de lait permettait chez ces enfants une amélioration dans la
perméabilité intestinale et un gain important du poids corporel. Une autre étude
récemment réalisée a utilisé le lait de soja comme régime de réalimentation chez des
rats malnutris a montré qu’il permettait une prise de poids significative mais qui n’était
pas importante comparé aux rats témoins (Fontenla de Petrino et al., 2007). Le même
résultat a été observé chez des rats réalimentés avec l’aliment conventionnel (Dock et
al., 2004).
Pendant la phase de renutrition, nous avons ajouté le métronidazole (MTZ) aux
différents régimes de réalimentation. Les résultats obtenus ont montré que le traitement
antibiotique n’affecte pas la prise de poids corporel.
En effet, il a été montré dans le projet de Kingston II (Jamaïque) que
l’administration du métronidazole dans un régime de réalimentation (supplément
energetique) n’influence pas la prise de poids et permet le gain corporel chez des
enfants malnutris (Heikens et al., 1993).
Par ailleurs, une équipe de chercheurs a testé l’impact de la consommation de
symbiotiques et différents aliments chez des enfants sous antibiothérapie. Ces enfants
ont reçu trois boissons à savoir un jus de fruit, un supplément nutritionnel (lipides,
glucides, protéines), le même supplément associé à un symbiotique (Lactobacillus
acidophilus et Bifidobacteria + Fructo-oligosaccharide « FOS »). La prise de poids a été
observée chez tous les groupes d’enfant et elle était importante chez le groupe recevant
le symbiotique (Schrezenmeir et al., 2004).
2. Approche microbiologique
Nos résultats montrent une pullulation bactérienne caecale et une translocation des
entérobactéries vers les GLM, le foie et la rate chez le groupe malnutris. En outre,
l’incidence de la pullulation et la translocation des Entérobactéries sont plus
significatives chez le groupe malnutris sous métronidazole.
Il est admis que la muqueuse intestinale représente une barrière physiologique et
immunologique qui empêche la translocation de la flore endogène et des toxines vers les
organes systémiques (Deitch et al., 1987b; Lu et Walker, 2001). La flore intestinale joue
également un rôle important dans la provocation ou la prévention de la translocation
bactérienne (Berg, 1992). Il a été montré que la pullulation de certaines bactéries
(Gram-) de la flore intestinale provoque la translocation bactérienne (TB) vers les GLM
(Maddaus et al.,1989).
Plusieurs études ont démontré que la malnutrition protéique altère la muqueuse
intestinale, provoque la pullulation des Entérobactéries et le disfonctionnement du
système immunitaire intestinal prédisposant à l’infection (Bistrian et al., 1974; Reynolds
et al., 1986) et induisant la translocation bactérienne (Deitch et al., 1987a; Li Ma et al.,
1989). En effet la malnutrition protéique diminue le nombre des lactobacilles et les
anaérobies strictes en faveur des entérobactéries qui subissent une pullulation
importante au niveau caecal (Deitch et al., 1987a; Poxton et al., 1997; Allori et al.,
2000; Dock-Nascimento et al., 2007). Il a été montré que la pullulation et la
translocation des Entérobactéries à point de départ digestif étaient la source commune
de bactériémie chez des enfants sévèrement malnutris (Youssef et al., 1998). Ces
résultats suggèrent donc que la malnutrition protéique constitue un facteur important
dans le déclanchement de la translocation des Entérobactéries.
En outre une étude réalisée par Deitch et al., (1992) a montré que les niveaux
élevés d’endotoxines libérées par les bactéries chez des souris malnutris augmentent le
taux de la translocation bactérienne. Récemment, il a été confirmé que la pullulation
bactérienne et l’effet pathogène de ces bactéries (endotoxines) sont le facteur majeur de
l’induction de la TB (Koh et al., 2006). La TB intestinale via le canal lymphatique
induit l’activation de la réponse inflammatoire du GALT contribuant à des dommages
de la microcirculation alors que celle via la voie hématologique conduit à la diffusion
systémique de ces bactéries (Berg, 1999; Baumgart et Dignass, 2002; Koh et al., 2006).
L’objectif d’une antibiothérapie n’est pas d’éliminer la flore intestinale mais de
corriger la perturbation induite par la malnutrition protéique. Plusieurs agents
antimicrobiens ont prouvé leurs efficacités in vitro mais puisque l’intestin est un
réservoir qui rassemble différentes espèces bactériennes, avec différentes sensibilités
aux antibiotiques, le traitement antibiotique demeure principalement empirique
(Bouhnik et al., 1999; Quigley et Quera, 2006). Outre l’augmentation du pourcentage de
souches résistantes de la flore endogène, les antibiotiques peuvent également provoquer
sur le plan écologique une diminution de l'effet barrière en altérant la composition de la
flore normale et favorisant l’implantation de bactéries pathogènes et la survenue d’une
infection (Cohen et Varon, 1996; AFSSPS, 2001).
Les travaux de Berg, (1981a) ont montré clairement que le traitement avec le
métronidazole pendant seulement 4 jours perturbe l’écologie normale de la flore
intestinale en augmentant la pullulation des Entérobactéries dans le caecum et induisant
leur translocation vers les GLM. Le métronidazole agit spécifiquement sur les bactéries
anaerobies strictes en diminuant leur nombre dans le caecum (Baines, 1978; Brook et
Ledney, 1994) ce qui explique les taux élevés de pullulation et de translocation des
Entérobactéries dans le groupe malnutris sous MTZ.
En phase de renutrition, nos resultats ont montré que les différents régimes de
réalimentations n’influencent pas le taux de pullulation ou de translocation des
Entérobactéries vers les organes systémiques. Cela est probablement du à la courte
durée de la phase de réalimentation (5 jours).
En dépit des connaissances acquises dans le domaine de la pullulation et de la
translocation bactérienne, les probiotiques et les prébiotiques demeurent un sujet
d’actualité. Ils font l’objet de plusieurs travaux qui ont montré chez la souris et le rat
que certains probiotiques Saccharomyces boulardii (Berg et al., 1993), Bifidobacterium
longum (Suzuki et al., 1997), Propionibacterium acnes (Suzuki et al., 1997; Berg,
1999), Lactobacillus helveticus et Lactobacillus rhamnosus (Zareie et al., 2006),
prébiotiques (Spaeth et al., 1990) ou symbiotiques (Asahara et al., 2001; Marotta et al.,
2005) ont un effet protecteur contre la translocation bactérienne.
Il a été montré chez des rats soufrant d’une affection hépatique que l’utilisation de
certaines souches de Lactobacillus et de Bifidobactéries pendant huit jours étaient
capables de réduire la pullulation des Entérobactéries au niveau du caecum et du côlon.
Toutefois, certaines espèces de Bifidobactéries augmentaient le taux de translocation
des Entérobactéries vers les GLM (Adawi et al., 2001).
D’autres travaux ont montré chez des rats cirrhotiques qu’une bactériothérapie de
neuf jours avec Lactobacillus acidophilus ou Lactobacillus GG n’induit pas de
changement dans la flore intestinale et par conséquent ne réduit pas le taux de la
translocation bactérienne vers les GLM (Wiest et al., 2003).
Des études réalisées chez l’homme et l’animal ont démontré que le FOS
(prébiotique) n’a pas d’effet sur la pullulation des Entérobactéries dans le caecum
(Kleessen et al., 1997; Kleessen et al., 2001 ). Cependant, les travaux de Le Blay et al.,
(1999) et Kleessen et al., (2001) ont montré que le FOS stimule non seulement la
pullulation des Bifidobactéries et des Lactobacilles mais également des Entérobactéries.
Ces bactéries ont un pouvoir élevé de translocation (Oli et al., 1998; Kayama et al.,
2000; Sakai et al., 2001). En effet, il a été prouvé que l’inuline et le FOS peuvent
augmenter la translocation de salmonella (Sandra et al., 2003; Ten Bruggencate et al.,
2004).
Chez l’homme in vivo, l’absence d’effet protecteur d’un probiotique
(Lactobacillus plantarum 299V) sur la translocation bactérienne vers les ganglions
mésentériques (McNaught et al., 2002) a été confirmée par la même équipe et la même
méthodologie
pour
un
symbiotique
associant
Lactobacillus
acidophilus,
Bifidobacterium lactis Bb12, Streptococcus thermophilus, Lactobacillus bulgaricus aux
oligofructosides (Anderson et al., 2004).
3. Approche histologique
Cette dernière partie de notre travail consiste à montrer les changements induits
par la malnutrition protéique et les régimes de réalimentation sur la morphologie
épithéliale et sur le nombre des lymphocytes intra-épithéliaux.
Nos résultats montrent une atrophie villositaire importante chez les rats malnutris
comparé aux rats témoins. Ce qui concorde avec la littérature, qui montre que la
malnutrition induit des changements morphologiques et structurales de l’épithélium
intestinal qui se traduisent par une diminution de la prolifération des cellules épithéliales
et une atrophie de la muqueuse intestinale et par conséquent conduit à la malabsorption,
l’hyperperméabilité intestinale et la translocation de divers agents pathogènes a travers
la muqueuse vers d’autres organes systémiques (Duque et al., 1975; Pond et al., 1996;
Dock et al., 2004).
Afin de rétablir les effets induits par la malnutrition protéique, nous avons soumis
les rats à une phase de réalimentation de 5 jours avec différents régimes dont la formule
lacté (lait Célia 2eme age). Il est admis que le lait et les produits laitiers représentent une
importante source de protéines, ainsi le lait de plusieurs espèces (l’Homme et les
bovins) est recommandé dans les processus de réalimentation (Koldovsky, 1989; Meisel
et Bockelmann, 1999; Matar et al., 2000).
Nous avons constaté dans nos résultats un rétablissement de la hauteur villositaire
dans tous les groupes de réalimentation avec ou sans le métronidazole. Cependant le
pourcentage de ce rétablissement diffère d’un groupe à un autre selon la nature du
régime administré.
Divers travaux ont montré que la quantité et la qualité des nutriments utilisés dans
les régimes de réalimentation influencent le rétablissement morphologique et
fonctionnel de la muqueuse intestinale (Poullain et al., 1989; Poullain et al., 1991;
Zaloga et al., 1991; Lochs et al., 2006).
En effet, une étude comparative entre le yaourt et le lait a montré que la
réalimentation des souris avec du yaourt pendant 5 jours permet le rétablissement de la
structure des villosités et l’amélioration de la fonction immunitaire intestinal (LIE, IgA,
IgM, IgG) comparé à ceux réalimentées avec du lait (Cano et al., 2002).
Les résultats d’une autre étude ont également montré une légère amélioration de la
hauteur des villosités des souris réalimentées avec du lait pendant 7 jours mais il s’est
avéré que le rétablissement était total après 14 et 21 jours de renutrition (Allori et al.,
2000). Ces résultats suggèrent que la durée de réalimentation joue également un rôle
important dans le rétablissement et l’amélioration de la morphologie et la structure de la
muqueuse intestinale.
Nous avons utilisé dans notre étude un symbiotique qui associe les
Bifidobacterium et de Lactobacillus avec du FOS, la plupart des études menées sur les
symbiotiques utilisent cette combinaison (Gmeiner et al., 2000; Bielecka et al., 2002;
Swanson et al., 2002). Nos résultats ont montré que le groupe réalimenté avec ce
symbiotique (FL+MTZ+Symbio) présentait un meilleur rétablissement de la hauteur des
villosités, nous avons remarqué également l’apparition des cellules caliciformes.
Plusieurs travaux ont confirmé le rôle important de certaines souches probiotiques
dans le rétablissement de l’atrophie villositaire chez des rats et des souris malnutris
(Ichikawa et al., 1999; Allori et al., 2000; Dock et al., 2004). Ces résultats sont
vraisemblablement dues à la formation des acides gras volatils (AGV), par les
probiotiques (Sakata et al., 1999), qui ont un rôle important dans la croissance et la
différenciation des colonocytes (Roediger, 1980; Cherbut et al., 2003).
Chez des rats malnutris, il a été montré que certains probiotiques permettent non
seulement le rétablissement des villosités mais la restauration des cellules caliciformes
(Dock-Nascimento et al., 2007).
Il est admis que les lymphocytes intra-épithéliaux (LIE) sont les premières cellules
immunitaires exposées aux antigènes luminaux et participent aux réactions
inflammatoires (Tlascalova-Hogenova et al., 1995). Ils ont la capacité de synthétiser des
cytokines comme l’INFγ et le TGF-β qui peuvent affecter l’épithélium (Viney et
McDonald, 1992; Yamamoto et al., 1993). Des études utilisant des cultures intestinales
fœtales démontrent que l’activation des cellules T et les cytokines libérées par ces
cellules induisent l’atrophie villositaire et l’hyperplasie des cryptes (MacDonald et
spencer, 1998 ; Evans et al., 1992)
Nos résultats ont montré une augmentation des LIE chez les rats malnutris. Cela
ne concorde pas avec les résultats observés chez des enfants malnutris qui ont présenté
une diminution de l’infiltration lymphocytaire (Gendrel et al., 1992). Nous avons aussi
remarqué une augmentation des LIE chez les rats réalimentés avec les différents
régimes. Cette augmentation du nombre des LIE suggère l’activation du système
immunitaire local suite à la translocation bactérienne observée chez ces rats. En effet
une étude réalisée chez l’Homme a démontré que la TB est associée à une augmentation
significative de la réponse immunitaire intestinale locale (Woodcock et al., 2001)
défiant les résultats qui montrent que la TB se produit suite à une réduction de la
réponse immunitaire (Deitch et al., 1991; Xu et al., 1998).
Conclusion
Conclusion
Le but de notre travail est de vérifier chez le rat malnutris et sous antibiothérapie
si les protocoles de renutrition à base de régime conventionnel (ONAB) ou de régime
lacté (Célia 2ème âge) associées aux symbiotiques ont un effet bénéfique sur la reprise
de la croissance pondérale, le rétablissement de l’équilibre de la flore bactérienne
intestinale et la réparation de la muqueuse intestinale.
Les résultats obtenus ont montré que durant la phase de malnutrition il y a une
diminution de la croissance pondérale, cette dernière augmente pendant la phase de
renutrition avec les différents régimes en présence ou en absence du métronidazole.
Dans un deuxième temps, nous avons évalué dans la phase de malnutrition et de
renutrition les taux de pullulation des Entérobactéries au niveau caecal et l’incidence de
la translocation de ces bactéries vers les GLM, le foie et la rate.
Les résultats obtenus ont démontré que la malnutrition provoque une pullulation
des Entérobactéries au niveau caecal et la translocation de ces dernières vers les GLM,
le foie et la rate, ces résultats étaient considérablement augmentés dans le groupe
malnutris + le métronidazole.
D’autre part, les régimes de réalimentation avec ou sans métronidazole n’ont pas
modifié les taux de pullulation et de translocation des Entérobactéries, sauf pour le
groupe recevant le symbiotique qui a montré une diminution de la pullulation des
Entérobactéries au niveau caecal
Dans la dernière partie de notre travail, nous avons voulu observé l’effet de la
malnutrition ainsi que les régime de réalimentation sur la hauteur des villosités
intestinales et le nombre des LIE.
Nos résultats montrent que la malnutrition affecte considérablement la hauteur
villositaire. Une atrophie villositaire a été constaté chez ces animaux. Le rétablissement
de la hauteur villositaire a été observé dans tous les groupes de réalimentation mais à
un degré différent. Le groupe recevant le symbiotique a présenté un rétablissement
important.
Une augmentation des LIE a été constatée dans tous les groupes que ce soit les
groupes de malnutrition ou ceux de la phase de réalimentation avec ou sans le
métronidazole.
Annexe
Annexe
 Composition du DRIGALSKI
Peptone
Extrait de viande
Extrait de levure
Lactose
Désoxycholate de sodium
Cristal violet
Bleu de bromothymol
Thiosulfat de sodium
Agar
Eau distillé
15g
3g
3g
15g
1g
0.005g
0.08g
1g
15g
qsp 1000 ml
Après avoir ajusté le pH à 7.4, le milieu est stérilisé à 120°C pendant 20 minutes en
autoclave.
 Etapes de la coloration de Gram :
1. Réalisation du frottis fixé : sur une lame, déposer une goutte d’eau stérile. Ajouter à
l’anse de platine stérilisée une goutte de la colonie isolée. Etaler et fixer à la chaleur.
2. Ajouter le Violet de gentiane et laisser agir 1 minute ; Rincer à l’eau distillée.
3. Ajouter le Lugol (solution aqueuse d’iode et d’iodure de potassium) et laisser agir
pendant 30 secondes ; Rincer à l’eau distillée.
4. Décoloration à l’alcool (éthanol à 90°) pendant 10 à 5 secondes ; Rincer à l’eau
distillée.
5. Recolorer à la Fushine de Ziehl et laisser agir pendant 1 minute ; laver doucement à
l’eau distillée.
6. Sécher la lame.
7. Observation microscopique à l’immersion à l’aide d’un microscope biloculaire
LEITZ équipé d’un dispositif de microphotographique ORTHOMAT automatisé.
Références
Bibliographiques
Références bibliographiques

AFSSPS. Agence Francaise de Sécurité Sanitaire et de Produit de Santé.
Prescription des Antibiotiques en Odontologie et Stomatologie, 2001.

Allori C, Agüero G, de Ruiz Holgado AP, de Nader OM, Perdigon G. - Gut
mucosa morphology and microflora changes in malnourished mice after
renutrition with milk and administration of Lactobacillus casei. Journal of Food
Protection, 2000 ; 63 (1) : 83-90.

Amrouche T.- Contribution à l’étude du pouvoir immunomodulateur des
bifidobacteries : analyse in vitro et étude ex vivo des mécanismes moléculaires
impliqués. Thèse Philosophiæ doctor (Ph.D.) en Sciences et Technologie des
aliments. Université Laval Québec, 2005 ;155p.

Anderson ADG, McNaught CE, Jain PK, MacFie J. – Randomised clinical
trial of synbiotic therapy in elective surgical patients. Gut, 2004 ; 53: 241-245.

Arstila T, Arstila TP, Calbo S, Selz F, Malassis-Seris M, Vassalli P,
Kourilsky P, Guy-Grand D. - Identical T cell clones are located within the
mouse gut epithelium and lamina propia and circulate in the thoracic duct
lymph. J Exp Med, 2000 ; 191: 823-834.

Asahara T, Nomoto K, Shimizu K, Watanaki M, Tanaka R. - Increased
resistance of mice to Samonella enterica serovar Typhimurium infection by
synbiotic
administration
of
Bifidobacteria
and
transgalactosylated
oligisaccharides. J Appl Microbiol, 2001 ; 91 : 985-996.

Aubry Pierre .- Malnutrition protéino-énergetique et avitaminoses. Med Trop,
2004.

Babinska I, Rotkiewicz T, Otrocka-Domagala I. - The effect of Lactobacillus
acidophilus and Bifidobacterium spp. Administration on the morphology of the
gastro-intestinal tract, liver and pancreas in piglets. Pol J Vet Sci, 2005 ; 8(1):2935.

Baines EJ. - Metronidazole: its past, present and future. J. Antimicrob.
Chemother, 1978 ; 4:97-111.

Bartosch S, Woodmansey EJ, Paterson JC, McMurdo ME, Macfarlane
GT.-
Microbio-logical
effects
of
consuming
a
synbiotic
containing
Bifidobacterium bifidum, Bifidobacterium lactis, and oligofructose in elderly
persons, determined by realtime polymerase chain reaction and counting of
viable bacteria. Clinical Infectious Diseases, 2005 ; 40: 28-37.

Baumgart DC, Dignass AU. - Intestinal barrier function. Current Opinion in
Clinical Nutrition & Metabolic Care, , 2002 ; 5: 685-694.

Beaugerie L, Petit JC. - Microbial-gut interactions in health and disease.
Antibiotic-associated
diarrhoea.
Best
Practice
&
Research
Clinical
Gastroenterology, 2004 ; 18 : 337-352.

Berg RD. - Inhibition of E.coli translocation from the gastrointestinal tract by
normal caecal flora on gnotobiotic or antibiotic decontamination mice. Infect
Immun, 1980b; 29: 1073-1081.

Berg RD. - Probiotics, prebiotics or ‘’conbiotics’’. Trends in Microbiology,
1998b ; 6: 89-92.

Berg RD, Itoh K. - Bacterial translocation from the gastrointestinal tract,
immunologic aspects. Microecol. Therapy, 1986 ; 16 :131-145.

Berg RD, Bernasconi P, Fowler D, Gautreaux M. - Inhibition of Candida
albicans translocation from the gastrointestinal tract of mice by oral
administration of Saccharomyces boulardii. J Infect.Dis, 1993 ; 168 : 13141318.

Berg RD, Garlington AW. - Translocation of certain indigenous bacteria from
the gastrointestinal tract to the mesenteric lymph nodes and other organs in a
gnotobiotic mouse model. Infect Immun, 1979 ; 23. 403- 411.

Berg RD. - Bacterial translocation from the gastrointestinal tract. Trends
Microbiol, 1995 ; 3 : 149-154

Berg RD. - Bacterial translocation from the gastrointestinal tract. Adv Exp Med
Biol, 1999 ; 473:11.

Berg RD. - Factors influencing the translocation of bacteria from the
gastrointestinal tract. In: Recent advances in germfree research. (Eds.: Sasaki, S.,
Ozawa, A., and Hashimoto, K.). Tokai University Press, 1981b ; 411-418.

Berg RD. - Mechanisms confining indigenous bacteria to the gastrointestinal
tract. Amer. J. Clin. Nutr, l980a ; 33: 2472-2484.

Berg RD. - Mechanisms promoting bacterial translocation from the
gastrointestinal tract. Louisiana State University Health Sciences CenterShreveport, Shreveport (USA), 2001 ; 31-44.

Berg RD. - Promotion of translocation of enteric bacilli from the gastrointestinal
tract of mice by oral treatment with penicillin, clindamicine or metronidazol.
Infect Immun, 1981a ; 33: 854-861.

Berg RD. - Translocation and indigenous gut flora. In: Fuller, R. Ed. ,
Probiotics. Chapman & Hall, London, 1992 ; 55–85.

Berg RD. - Translocation of microbes from the intestinal tract. In: Medical
importance of the normal microflora. (Ed.: Tannock, G.). Chapman & Hall,
1998a ; 338-370.

Bettelheim KA, Breadon A, Faiers MC, O'Farrell SM, Shooter RA. - The
origin of O serotypes of Escherichia coli in babies after normal delivery. J Hyg,
1974 ; 72 : 67-70.

Bielecka M, Biedrzycka E, Majkowska A. - Selection of probiotics and
prebiotics for synbiotics and confirmation of their in vivo effectiveness. Food
Res. Inter, 2002 ; 35 : 125-131.

Bistrian BR, Blackburn GL, Hallowell E, Heddle R. - Protein status of
general surgical patients. JAMA, 1974 ; 230 : 858.

Björkstén B, Sepp E, Julge K, Voor T, Mikelsaar M. - Allergy development
and the intestinal microflora during the first year of life. Journal of Allergy and
Clinical Immunology, 2001 ; 108(4) : 516-520.

Bjorksten B. - Effects of intestinal microflora and the environment on then
development of asthma and allergy. Springer Seminras in Immunopathology,
2004 ; 25 : 257-270.

Boclé J-C, Thomann C. - Effets des probiotiques et prébiotiques sur la flore et
l'immunité de l'homme adulte. Agence Française de Sécurité Sanitaire des
Aliments (AFSSA), 2005

Boehm G, Lidestri M, Casetta P, Jelinek J, Negretti F, Stahl B, Marini A.
Supplementation of a bovine milk formula with an oligosaccharide mixture
increases counts of faecal bifidobacteria in preterm infants. Arch. Dis. Child
FetalNeonatal Ed, 2002 ; 86: 178-181.

Bouchard E. - Préparations pharmaceutiques pour la décontamination digestive:
dosage et étude de stabilité des principes actifs des gélules administrées chez les
adultes neutropeniques. Thèse de doctorat d’Etat en Pharmacie, Université
Claude Bernard – Lyon, 2004 ; 94p.

Bouhnik Y, Alain S, Attar A, Flourie B, Raskine L, Sanson-Le Pors MJ,
Rambaud JC. - Bacterial populations contaminating the upper gut in patients
with small intestinal overgrowth syndrome. Am J Gastroenterol, 1999 ; 94 :
1327–1331.

Bourillon A, Lambert-zechovsky N, Baufils F, Lejeun C, Bengen E et Blum
C. Antibiothérapie et pullulation microbienne intestinale et risque infectieux
chez l’enfant. Arch. Fr. Pedatr, 1978 ; 35 : 145-149.

Braegger C. - Rôle des probiotiques dans la prévention et le traitement de la
gastro-enterite aigue chez l’enfant. Monatsschr Kinderheil-kd, 2002 ; 150: 824–
828.

Brewster D R, Manary M J, Menzies I S, Henry R L, O’Loughlin E V.
Comparison of milk and maize based diets in Kwashiorkor. Arch Dis Child,
1997 ; 76: 242-248.

Brook I , Ledney GD. - Effect of antimicrobial therapy on the gastrointestinal
bacterial flora, infection and mortality in mice exposed to different doses of
irradiation. J Antimicrob Chemother, 1994 ; 33(1):63-72.

Cah. Nutr. Diét. - Dénutrition. Cahier de Nutrition Diétetique, 2001 ;
36(1):117-125.

Cano PG, Agüero G, Perdigón G. - Immunological effects of yogurt addition
to a re-nutrition diet in a malnutrition experimental model. J Dairy Res, 2002 ;
69(2):303-316.

Carman RJ, Simon MA, Fernández H, Miller MA, Bartholomew MJ.
Ciprofloxacin at low levels disrupts colonization resistance of human fecal
microflora growing in chemostats. Regulatory Toxicology and Pharmacology,
2004 ; 40 (3): 319-326.

Cebra JJ. - Influences of microbiota on intestinal immune system development.
Am. J. Clin. Nutr, 1999 ; 69:1046-1051.

Celia DC, Christie G, Heikens T, Michael H. Golden N. - Coagulase-negative
staphylococal
bacterimia in severly malnourished children. Ann. Tropic.
Pediatr, 1992 ; 11: 1030-1036.

Chandra RK. - Effect of post-natal protein malnutrition and intrauterine growth
retardation on immunity and risk of infection. In: Nutrition and immune function
by Calder PC, Field CJ, Gill HS. Cabi Publishing, 2002 ; 41-56.

Chandra RK. - Excessive intake of zinc impairs immune responses. JAMA,
1984 ; 252(11):1443-1446.

Chandra RK. - Nutrition and immunology: from the clinic to cellular biology
and back again. Proc.Nutr.Soc, 1999 ; 58(3) : 681-683.

Chandra RK. - Reduced secretory antibody response to live attenuated measles
and poliovirus vaccines in malnourished children. Br.Med.J, 1975 ; 2(5971) :
583-585.

Chandra RK. Foreword. In: Nutrition and Immunology. Principles and Practice
by Gershwin ME, German JB, Keen CL. Humana Press, 2000 ; 5-42.

Cherbut C, Beaufrère B, Ghisolfi J, Turck D, Vidailhet M. – Alimentation
infontile et modification de la flore intestinale. AFFSA : Association Francaise
de Sécurité Sanitaire des Aliments, 2003.

Chowdhury MdA. - Live microorganisms as safe drug. The new nation.
UNICEF, 2002 ; vol 2.

Christl SU, Murgatroyd PR, Gibson GR, Cummings JH.- Production,
metabolism and excretion of H2 in the large intestine. Gastroenterology, 1992 ;
102: 1269-1277.

Cohen R , Varon E. - Un exemple de résistance liée à la pression de sélection
en ville : le pneumocoque. In Wolff A, Crémieux AC, Carbon C, Vachon F,
Coulaud JP, Vildé JL. Arnette Blackwell, Paris, 1996 ; 161-170.

Collins MD, Gibson GR. - Probiotics, prebiotics, and synbiotics: approaches
for modulating the microbial ecology of the gut. Am. J. Clin. Nutr., 1999 ;
69:1052- 1057.

Correa NB, Peret Filho LA, Penna FJ, Lima FM, Nicoli JR.- A Randomized
Formula Controlled Trial of Bifidobacterium lactis and Streptococcus
thermophilus for Prevention of Antibiotic-Associated Diarrhea in Infants. J Clin
Gastroenterol, 2005 ; 39(5):385-389.

Corthier G.- Flore intestinale et santé: quells en jeux?.Unité d’Ecologie du
Système Digestif, INRA. JAND, 2007 ; 13p.

Corthier G.- Les bénéfices santé des probiotiques. Unité Ecologie Physiologie
Système Digestif, INRA.Danone Nutritopics, 2004 ; 29 : 14.

Deitch EA, Dazhong Xu, Lu Qi, Specian RD, Berg RD. - Protein malnutrition
alone and in combination with endotoxin impairs systemic and gut-associ- ated
immunity. JPEN, 1992 ; 16 : 25-31.

Deitch EA, Winterton J, Berg RD. - Effect of starvation, malnutrition, and
trauma on the gastrointestinal tract flora and bacterial translocation. Arch Surg,
1987a ; 122(9) :1019-1024.

Deitch EA, Winterton J, Li M, Berg RD. - Gut as a portal of entry for
bacteremia. Role of protein malnutrition. Ann Surg, 1987b ; 205 : 681.

Deitch EA, Xu D, Lu Q. - Bacterial translocation from the gut impairs systemic
immunity. Surgery, 1991 ; 109 : 269– 276.

Dock DB, Latorraca MQ, Aguilar-Nascimento JE, Gomes-da-Silva MHG.
Probiotics Enhance Recovery From Malnutrition and Lessen Colonic Mucosal
Atrophy After Short-term Fasting in Rats. Nutrition, 2004 ; 20: 473– 476.

Dock-Nascimento DB, Junqueira K, Aguilar-Nascimento JE. - Rapid
restoration of colonic goblet cells induced by a hydrolyzed diet containing
probiotics in experimental malnutrition. Acta Cirúrgica Brasileira, 2007 ; 22
(1) : 72-76.

Drouault S, Corthier G. - Health effects of lactic acid bacteria ingested in
fermented milk. Vet.Res, 2001 ; 32(2):101-117.

Ducluzeau R, Cerf M, Corthier G, Rambaud J. C, Chapoy P, Aujar Y,
Elmer G.W. - Microbial ecologiy and intestinal infection in Bergogne-Berezin
ed, Springer Verlag Paris 1989 :1-7.

Duque E, Bolaños O, Lotero H, Mayoral LG. - Enteropathy in adult protein
malnutrition: light microscopic findings. Am J Clin Nutr, 1975 ; 28(8):901-913.

Eckburg PB, Bik EM., Bernstein CN, Purdom E, Dethlefsen L, Sargent M,
Gill SR, Nelson KE, Relman DA. - Diversity of the human intestinal microbial
flora. Science, 2005 ; 308:1635-1638.

Evans CM, Phillips AD, Walker-Smith JA, MacDonald TT. – Activation of
lamina propria T cells induces crypt epithelial proliferation and goblet cell
depletion in human fetal colon. Gut, 1992; 33: 230-235.

FAO. - Report of a Joint FAO/WHO Working Group on Drafting Guidelines for
the Evaluation of Probiotics in Food. Food and Agreculture Organisation, 2002.

FAO.- L’état de l'insécurité alimentaire dans le monde. Food and Agreculture
Organisation, 2000.

Favier CF, Vaughan EE, De Vos WM, Akkermans AD. - Molecular
monitoring of succession of bacterial communities in human neonates. Appl
Environ Microbiol, 2002 ; 68:219-226.

Fontenla de Petrino S, Prchal A, Fontenla M, Cena AM, Gómez J, Pintos S,
Peral MC.- Recovery from experimental malnutrition with soymilk:
immunological and genetic aspects. Nutr Hosp, 2007; 22(2):244-251.

Frank
A.
-
Prébiotiques.
In
Aliments
fonctionnels,
Roberfroid
M
(coordonnateur) Editions Tec& Doc, Collection Sciences & Techniques
Agroalimentaires, Lavoisier (Paris), 2002 ; 105-123.

Garcia-Tsao G, Wiest R. - Gut microflora in the pathogenesis of the
complications of cirrhosis. Best Practice & Research Clinical Gastroenterology,
2004 ; 18 (2) : 353-372.

Gatt M, Reddy BS, MacFie J. - Bacterial translocation in the critically illevidence and methods of prevention. Alimentary Pharmacology & Therapeutics,
2007 ; (17) :741-757.

Gendrel D, Richard-Lenoble D, Kombila M, Nardou M, Gahouma D,
Barbet JP, Walter P. - Decreased intraepithelial lymphocytes in the intestinal
mucosa in children with malnutrition and parasitic infections. Ann Pediatr, 1992
; 39(2):95-98.

Gibson GR, Fuller R. - Aspects of in vitro and in vivo research approaches
directed toward identifying probiotics and prebiotics for human use. J Nutr,
2000 ; 130: 391-395.

Gibson GR, Roberfroid MB. - Dietary modulation of the human colonic
microbiota: introducing the concept of prebiotics. Journal of Nutrition, 1995 ;
125:1401-1412.

Gibson RG. - Fibre and effects on probiotics (the prebiotic concept). Clinical
Nutrition Supplements, 2004 ; 1(2) : 25-31.

Gill HS, Rutherfurd KJ, Cross ML. - Dietary probiotic supplementation
enhances natural killer activity in the elderly: An investigation of age-related
immunological changes. Journal of Clinical Immunology, 2003 ; 21: 264-271.

Gmeiner M, Kneifel W, Kulbe KD, Wouters R, De Boever P, Nollet L,
Verstraete W. - Influence of a synbiotic mixture consisting of Lactobacillus
acidophilus 74-2 and a fructooligosaccharide preparation on the microbial
ecology sustained in a simulation of the human intestinal microbial ecosystem
(SHIME reactor). Appl. Microbiol. Biotechnol, 2000 ; 53 : 219-223.

Golden MH, Briend A. - Treatment of malnutrition in refugee camps. Lancet,
1993 ; 342 (8867) : 360.

Goldin BR, Gorbach SL, Saxelin M, Barakat S, Gualtieri L, Salminen S.
Survival of Lactobacillus species (strain GG) in human gastrointestinal tract.
Dig.Dis.Sci. 1992 ; 37(1):121-128.

Goldin BR, Gorbach SL. Probiotics for humans. In: Probiotics, the scientific
basis by Füller R. Chapman & Hall Ltd (London), 1992 ; 335-376.

Gosselink MP, Schouten WR, van Lieshout LM, Hop WC, Laman JD,
Ruselervan Embden JG. - Delay of the first onset of pouchitis by oral intake of
the probiotic strain Lactobacillus rhamnosus GG. Disease of Colon and Rectum,
2004 ; 47: 876-884.

Guandalini S. - Use of Lactobacillus-GG in paediatric Crohn's disease.
Digestive and Liver Disease, 2002 ; 3: 63-65.

Guarner F, Malagelada JR. - Role of bacteria in experimental colitis. Best
Practice & Research Clinical Gastroenterology, 2003 ; 17 (5) : 793-804.

Gueimonde M, Salminen S. - Probiotics : efficacy in gut health promotion.
Nutrafoods, 2003 ; 2(2):13-21.

Guerin-Danan C, Chabanet C, Pedone C, Popot F, Vaissade P, Bouley C,
Szylit O,Andrieux C. - Milk fermented with yogurt cultures and Lactobacillus
casei compared with yogurt and gelled milk: influence on intestinal microflora
in healthy infants. Am.J.Clin.Nutr. 1998 ; 67(1):111-117.

Hagiage M. - La flore intestinale de l’équilibre au déséquilibre. Edition Vigot,
Paris, 1994, 59-60.

Heikens GT, Schofield WN, Dawson S. - The Kingston Project. II. The effects
of high energy supplement and metronidazole on malnourished children
rehabilitated in the community: anthropometry. Eur J Clin Nutr, 1993 ;
47(3):160-173.

Hoerée T, Kolsteren P, Roberfroid D. - La prise en charge de la malnutrition
chez les enfants préscolaires : le rôle des services de santé locaux. Institut de
médecine tropicale Prince-Léopold, Unité de nutrition (Belgique), 2000 ; 155.

Holzapfel WH, Haberer P, Snel J, Schillinger U, Huis in’t Veld J HJ. Overview of gut flora and probiotics. International. Journal of Food
Microbiology, 1998 ; 41: 85- 101.

Hopkins MJ, Sharp R, Macfarlane GT. - Variation in human intestinal
microbiota with age. Digestive and Liver Diseases , 2002 ; 34:12-18.

Hugot JP. - Inflammatory bowel disease: a complex group of genetic disorders.
Best Practice & Research Clinical Gastroenterology, 2004 ; 18 (3): 451- 462.

Ichikawa H, Kuroiwa T, Inagaki A, Shineha R, Nishihira T, Satomi S,
Sakata T.
Probiotic bacteria stimulate gut epithelial cell proliferation in rat.
Digestive Diseases & Sciences, 1999 ; 44: 2119-2123.

Imoberdorf R, Stanga Z, Ballmer PE. - Malnutrition conséquence lors d’une
maladie aigue. Forum Med Suisse, 2001 ; 892-895.

Isolauri E, Kirjavainen PV, Salminen S. - Probiotics: a role in the treatment of
intestinal infection and inflammation. Gut, 2002 ; 50: 54-59.

Isolauri E, Salminen S, Ouwehand AC. - Probiotics. Best Practice & Research
Clinical Gastroenterology, 2004 ; 18: 299-313.

Joly F, Messing B. - Autres pathologies digestives. Service de Gastroenterologie et Assistance Nutritive (France), 2007 ; 17p.

Kailasapathy K, Chin J. - Survival and therapeutic potential of probiotic
organisms with reference to Lactobacillus acidophilus and Bifidobacterium spp.
Immunology and Cell Biology, , 2000 ; 78: 80-88.

Kaplan H, Hutkins R. - Fermentation of fructooligosaccharides by lactic acid
bacteria and bifidobacteria. Applied and Environnemental Microbiology, 2000 ;
66: 2682-2684.

Kayama S, Mitsuyama M, Sato N, Hatakeyama K. - Over-growth and
translocation of Escherichia coli from intestine during prolonged enteral feeding
in rats. J. Gastroenterol, 2000 ; 35: 15–19.

Keeley J. - Good bacteria trigger proteins to protect the gut. Howard Hughes
Medical Institute. EurekAlert, 2004.

Keller H. - Module de nutrition pour les élèves de l’institut de santé publique.
La Division Internationale de Helen Keller World Wide, 2002 .


Kennedy JF, White CA. - Bioactive carbohydrates in chemistry, biochemitry
and biology. Ellis Horwood publishers, 1983 ; 331p.
Kleessen B, Hartmann L, Blaut M. - Oligofructose and long-chain inulin:
influence on the gut microbial ecology of rats associated with a human faecal
flora. Br. J. Nutr, 2001 ; 86: 291–300.

Kleessen B, Sykura B, Zunft H J, Blaut M. - Effects of inulin and lactose on
fecal microflora, microbial activity, and bowel habit in elderly constipated
persons. Am. J. Clin. Nutr, 1997 ; 65: 1397–1402.

Knight DJW, Girling KJ. - Gut flora in health and disease. The Lancet, 2003 ;
361 (9371), 1831p.

Koh IH, Liberatore AM, Menchaca-Diaz JL, Ruiz-Silva M, Vilela-Oliveira
L, Watanabe AY, Salomao R, Fagundes-Neto U, Silva RM. - Bacterial
translocation, microcirculation injury and sepsis. Endocr Metab Immune Disord
Drug Targets, 2006 ; 6(2):143-150.

Koldovsky. - Hormones in milk: their possible physiological significance for the
neonate. In: Gastroenterology and Nutrition in Infancy. E. Lebenthal, Ed. Raven
press (New York), 1989 ; 97-119.

Lay C, Sutren M, Rochet V, Saunier K, Doré J, Rigottier-Gois L. - Design
and validation of 16S rRNA probes to enumerate members of the Clostridium
leptum subgroup in human faecal microbiota. Environ Microbiol, 2005 ; 7: 933–
946.

Le Blay G, Michel C, Blottiere HM, Cherbut C. - Prolonged intake of fructooligosaccharides induces a short-term elevation of lactic acid-producing bacteria
and a persistent increase in cecal butyrate in rats. J. Nutr, 1999 ; 129: 2231–
2235.

Ley RE, Peterson DA, Gordon J I. - Ecological and evolutionary forces
shaping microbial diversity in the human intestine. Cell, 2006 ; 124: 837-848.

Li Ma, Specian RD, Berg RD, Deitch EA. - Effects of protein malnutrition and
endotoxin on the intestinal mucosal barrier to the translocation of indigenous
flora in mice. JPEN, 1989 ; 13:572-578.

Lichtman
SM. - Baterial Translocation in Humans. Journal of Pediatric
Gastroenterology and Nutrition, 2001 ; 33 : 1–10.

Lochs H, Dejong C, Hammarqvist F, Hebuterne X, Leon-Sanz M, Schutz T,
van Gemert W, van Gossum A, Valentini L ; DGEM (German Society for
Nutritional Medicine) ; Lubke H, Bischoff S, Engelmann N, Thul P ; ESPEN
(European Society for Parenteral and Enteral Nutrition). ESPEN Guidelines on
Enteral Nutrition: Gastroenterology. Clin Nutr, 2006 ; 25 : 260-274.

Lu L, Walker WA. - Pathologic and physiologic interactions of bacteria with
the gastrointestinal epithelium. Am. J. Clin. Nutr. 2001; 73 :1124-1130.

MacDonald TT, Spence J. – Evidence that activated mucosal T cells play a role
in the pathogenesis of enteropathy in human small intestine. J Exp Med, 1998;
167: 1341-1349.

Mackie RI, Sghir A, Gaskins HR. - Developmental microbial ecology of the
neonatal gastrointestinal tract. Am J Clin Nutr, 1999 ; 69:1035-1045.

Macpherson AJ, Harris NL. - Interactions between commensal intestinal
bacteria and the immune system. Nat. Rev. Immunol, 2004 ; 4: 478-485.

Maddaus MA., Wells C, Billiar T, Simmons RL. - Simple mechanical
intestinal obstruction induces translocation of Gram negative bacteria to the
mesenteric lymph nodes. Surg, 1989 ; 40:186–188.

Manning TS, Gibson GR. - Microbial-gut interactions in health and disease.
Best. Pract. Res. Clin. Gastroenterol, 2004 ; 18: 287-298.

Marotta F, Barreto R, Wu CC, Naito Y, Gelosa F, Lorenzetti A, Yoshioka
M, Fesce E. - Experimental acute alcohol pancreatitis-related liver damage and
endotoxemia: synbiotics but not metronidazole have a protective effect. Chin J
Dig Dis, 2005 ; 6(4):193-197.

Marteau P, Shanahan F. - Basic aspects and pharmacology of probiotics : an
Research Clinical Gastroenterology, 2003 ; 17: 725-740.

Matar C, Goulet J, Bernier R, Brochu E. - Bioactive peptides from fermented
foods: their role in the immune system. In: Probiotics 3: Immunomodulation by
the gut microflora and probiotics. R. Fuller and G. Perdigón, Eds. Kluwer
Academic Publisher. London, 2000 ; 193-212.

Mathieu H, Lambert-zecovsky N, Bourillon A, Lejeun C. - Antibiotic therapy
and bacterial overgrowth in intestinal microbial ecology : A major risk of
secondary infection in new borns. Dev. Pharm, 1984: 158-163.

Mazmanian
SK,
Liu
CH,
Tzianabos
AO,
Kasper
DL.
-
An
immunomodulatory molecule of symbiotic bacteria directs maturation of the
host immune system. Cell, 2005 ; 122 : 107-118.

McCracken VJ, Lorenz RG. - The gastrointestinal ecosystem: a precarious
alliance among epithelium, immunity and microbiota. Cellular Microbiology,
2001 ; 3 : 1-11

McNaught CE, Woodcock NP, MacFie J. - A prospective randomised study of
the probiotic Lactobacillus plantarum 299V on indices of gut barrier function in
elective surgical patients. Gut, 2002 ; 51 : 827–831.

Meisel H, Bockelmann W. - Bioactive peptides encrypted in milk proteins:
proteolytic
activation
and
thropho-functional
properties.
Antonie
Van
Leeuwenhocek, 1999 ; 76: 207-215.

Menard R, Sansonetti P. – Signaux moléculaires induisant l’entrée des
bactéries entéropathogènes dans les cellules épithéliales : convergences et
paradoxes. médecine/sciences 1996 ; 12 : 465-473

Mercenier A, Pavan S, Pot B. - Probiotics as biotherapeutic agents: Present
knowledge and future prospects. Current Pharmaceutical Design, 2002 ; 8: 99110.

Michetti P, Mahan M, Slauch J, Mekalanos J, Neutra M. - Monoclonal
secretory immunoglobulin A protects mice against oral challenge with the
invasive pathogen Salmonella typhimurium. Infect. Immun, 1992 ; 60: 17861792.

Midtvedt AC, Midtvedt T. - Production of short chain fatty acids by the
intestinal microflora during the first 2 years of human life. J. Pediatr.
Gastroenterol. Nutr, 1992 ; 15 : 395-403.

Mitsuoka T. - Microbes in the intestine . Ed. Yakult Honsha Co., Tokyo
(Japan), 1989.

Moore WEC, Holdeman LV. - Human faecal flora: the normal flora of 20
Japanese-Hawaiians. Applied Microbiology, 1974 ; 27 : 961-979.

Morgan SM, Hickey R, Ross RP, Hill C. - Efficient method for the detection
of microbially-produced antibacterial substances from food systems. Journal of
applied microbiology, 2000 ; 89 : 56-62.

Morhehead C.D, Morhehead M, Allen D. M, Olson R. - Bacterial infections
in malnourished children. Enviromental. Child. Health, 1989:141-147.

Moro G, Minoli I, Mosca M, Fanaro S, Jelinek J, Stahl B, Boehm G. Dosage-related bifidogenic effects of galacto- and fructooligosaccharides
informula-fed term infants. J. Pediatr. Gastroenterol. Nutr, 2002 ; 34 : 291-295.

Mowat AM. - Anatomical basis of tolerance and immunity to intestinal
antigens. Nat. Rev. Immunol, 2003 ; 3: 331-341.

Myllyluoma E, Veijola L, Ahlroos T, Tynkkynen S, Kankuri E, Vapaatalo
H, Rautelin H, Korpela R. - Probiotic supplementation improves tolerance to
Helicobacter pylori eradication therapy - a placebocontrolled, double-blind
randomized pilot study. Aliment Pharmacol Ther, 2005 ; 15: 21(10),1263-1272.

Nordgård L, Traavik T, Nielsen KM. - Nucleic Acid Isolation from Ecological
Samples Vertebrate Gut Flora. Methods in Enzymology, 2005 ; 395: 38-48.

Nowrouzian F, Hesselmar B, Saalman R, Strannegård IL, Åberg N, Wold
AE, Adlerberth I. - Escherichia coli in infants’ intestinal microflora:
colonization rate, strain turnover, and virulence gene carriage. Pediatr. Res,
2003 ; 54 : 8-14.

Oli M W, Petschow B W, Buddington R K. - Evaluation of
fructooligosaccharide supplementation of oral electrolyte solutions for treatment
of diarrhea: recovery of the intestinal bacteria. Dig. Dis. Sci, 1998 ; 43: 138–
147.

OMS. - Malnutrition. Département Nutrition, Santé et Développement et le
Service Eau. Organisation mondiale de la Santé OMS, 2001.

Ouwehand A, Isolauri E, Salminen S. - The role of the intestinal microflora
for the development of the immune system in early childhood. European of
Journal Nutrition, 2002 ; 41: 32- 37.

Ouwehand AC, Vesterlund S. - Health aspects of probiotics. Drugs, 2003 ; 6:
573 - 580.

Owens WE, Berg RD. - Bacterial translocation from the gastrointestinal tract of
thymectomized mice. Curr Microbiol, 1982 ; 7:169–74.

Pavis N, Chatterton N J, Harrison PA, Baumgartner S, Praznik W,
Boucaud J, Prud'homme MP. - Structure of fructans in roots and leaf tissues
of Lolium perenne. New Phytologist, 2001 ; 150: 83-95.

Playne M, Salminen S. -Health benefits of probiotics : human studies and
clinical trials. Nutrafoods, 2002 ; 1(1):5-11.

Plummer S, Weaver MA, Harris JC, Dee P, Hunter J. - Clostridium difficile
pilot study: effects of probiotic supplementation on the incidence of C. difficile
diarrhoea. International Microbiology, 2004 ; 7: 59-62.

Pond WG, Ellis KJ, Mersmann HJ, Heath JP, Krook LP, Burrin DG,
Dudley MA, Sheng HP. - Severe protein deficiency and repletion alter body
and brain composition and organ weights in infant pigs. J Nutr, 1996 ;
126(1):290-302.

Poullain MG, Cezard JP, Marche C, Macry J, Roger L, Grasset E, Broyart
JP. Effect of dietary whey proteins, their peptides or amino-acids on the ileal
mucosa of normally fed and starved rats. Clin Nutr, 1991 ; 11: 48-53.

Poullain MG, Cezard JP, Roger L, Mendy F. - Effect of whey protein, their
oligopeptides hydrolysates and free amino acids mixture on the growth and
nitrogen retention in fed and starved rats. Parent Enteral Nutr, 1989 ; 13 : 382386.

Poxton I, Brown A, Sawyer A, Fergunson A. - The mucosal anaerobic gram
negative bacteria of the colon. Clin Infect Dis, 1997; 25 (2): 111-113.

Prioult G, Fliss I, Pecquet S. - Effect of probiotic bacteria on induction and
maintenance of oral tolerance to β-lactoglobulin in gnotobiotic mice. Clinical
Diagnostic and Laboratory Immunology, 2003 ; 10 : 787-792.

Quigley EMM, Quera R. - Small Intestinal Bacterial Overgrowth : Roles of
Antibiotics, Prebiotics, and Probiotics. Gastroenterology, 2006 ; 130 : 78–90.

Rawls JF, Mahowald MA, Ley RE, Gordon JI. - Reciprocal gut microbiota
transplants from zebrafish and mice to germ-free recipients reveal host habitat
selection. Cell, 2006 ; 127 : 423-433.

Reynolds JV, Forrelly CO, Feighry C. - Impaired gut barrier function in
malnourished patients. Br J Surg, 1986 ; 83:1288.

Ribeiro R P, Deoliveira LM, Dossantos JE. - Selection of an intact casein or
casein hydrolysate diets by rats submitted to protein deprivation and bowel
resection. Physiol. Behav, 1998 ; 63: 185-189.

Rigottier-Gois L, Le Bourhis AG, Gramet G, Rochet V, Doré J. Fluorescent hybridisation combined with flow cytometry and hybridisation of
total RNA to analyse the composition of microbial communities in human faeces
using 16S rRNA probes. FEMS Microbiology Ecology, 2003 ; 43 : 237-245.

Roberfroid MB, Delzenne NM. - Dietary fructans. Annu Rev Nutr, 1998 ; 18:
117-143.

Robert C, Bernalier-Donadille A. - The cellulolytic microflora of the human
colon: evidence of microcrystalline cellulose-degrading bacteria in methaneexcreting subjects. FEMS Microbiol. Ecol, 2003 ; 46 : 81-89.

Roediger WEW. - Role of anaerobic bacteria in the metabolic welfare of
colonic mucosa in man. Gut, 1980 ; 21: 793-798.

Rosenfeldt V, Benfeldt E, Valerius NH, Paerregaard A, Michaelsen KF. Effect of probiotics on gastrointestinal symptoms and small intestinal
permeability in children with atopic dermatitis. Journal of Pediatry, 2004 ; 145:
612-616.

Rosenfeldt V, Michaelsen K F, Jakobsen M, Larsen CN, Moller PL,
Pedersen P, Tvede M, Weyrehter H, Valerius NH, Paerregaard A. - Effect
of probiotic Lactobacillus strains in young children hospitalized with acute
diarrhea. Pediatry and Infectious Diseases Journal, 2002 ; 21 : 411-416.

Rouquette P. – Maladie cœliaque, intolerance aux proteins du lait de vache.
Problémes de diagnostic differentiel et intérêt de la numération des lymphocytes
intraépithéliaux. Thése, 1980.

Saarela M, Lahteenmaki L, Crittenden R, Salminen S, Mattila-Sandholm T.
- Gut bacteria and health foods : the European perspective. Int. J. Food
Microbiol., 2002 ; 78 : 99-117.

Sakai K, Aramaki K, Takasaki M, Inaba H, Tokunaga T, Ohta A. - Effect of
dietary short-chain fructooligosaccharides on the cecal micro-flora in
gastrectomized rats. Biosci. Biotechnol. Biochem, 2001 ; 65: 264–269.

Sakata T, Kojima T, Fujieda M, Miyakozawa M, Takahashi M, Ushida K. Probiotic preparation dose-dependently increase net production rates of organic
acids and decrease that of ammonia by pig cecal bacteria in batch culture.
Digestive Diseases & Sciences, 1999 ; 44: 1485-1493.

Salminen S, Isolauri E, Salminen E. - Clinical uses of probiotics for stablising
gut mucosal barrier: successful strains and future challenges. Antonie Van
Leeuwenhoek, 1996 ; 70 : 347-358.

Sanders M, Huis in’t Veld J. -Bringing a probiotic-containing functional food
tothe market : microbiological, product, regulatory and labeling issues. Antonie
van Leeuwenhoek, 1999 ; 76:293-315.

Sandra JM, Ten Bruggencate, Ingeborg M J, Bovee-Oudenhoven, Mischa
LG,
Lettink-Wissink,
Roelof
Van
der
Meer.
–
Dietary
Fructo-
Oligosaccharides Dose-Dependently Increase Translocation of Salmonella in
Rats. J. Nutr, 2003 ; 133: 2313–2318.

Sansonetti P. - Aspects modernes de la guerre des bactéries intestinales.
Gastroenterol Clin Biol, 2002 ; 26 : 24-31.

Schindler K, Sunder-Plassmann G. - Protein-Energie-Malnutrition und
Organdysfunktion. Aktuel Ernähr Med, 2001 ; 26 : 56–61.

Schrezenmeir J, Heller K, McCue M, Llamas C, Lam W, Burow H,
Kindling-Rohracker M, Fischer W, Sengespeik HC, Comer GM, Alarcon P.
- Benefits of oral supplementation with and without synbiotics in young children
with acute bacterial infections. Clin Pediatr (Phila), 2004 ; 43(3):239-249.

Schwiertz A, Gruhl B, Lobnitz M, Michel P, Radke M, Blaut M. Development of the intestinal bacterial composition in hospitalized preterm
infants in comparison with breast-fed, full-term infants. Pediatr Res, 2003 ; 54 :
393-399.

Sears CL. - A dynamic partnership: Celebrating our gut flora. Anaerobe, 2005 ;
11 (5) : 247-251.

Seksik P, Rigottier-Gois L, Gramet G, Sutren M, Pochart P, Marteau P.
Alterations of the dominant faecal bacterial groups in patients with Crohn’s
disease of the colon. Gut, 2003 ; 52 : 237- 242.

Sergi R. - Kéfir, produits kéfirés et perméabilité intestinale. Laboratoire
Symbiotec, 2003 ; 3 : 14p.

Sghir A, Gramet G, Suau A, Rochet V, Pochart P, Doré J. - Quantification of
bacterial groups within human fecal flora by oligonucleotide probe
hybridization. Appl Environ Microbiol, 2000 ; 66 : 2263-2266.

Shanahan F. - The host–microbe interface within the gut. Best Practice &
Research Clinical Gastroenterology, 2002 ; 16 (6):915-931.

Spaeth G, Berg R D, Specian R D, Deitch E A. - Food without fiber promotes
bacterial translocation from the gut. Surgery, 1990 ; 108: 240-246.

Stanton C, Gardiner G, Meehan H, Collins K, Fitzgerald G, Lynch P B,
Ross R P. Market potential for probiotics. American Journal of Clinical
Nutrition, 2001 ; 73 : 476- 483.

Steinhoff U. - Who controls the crowd? New findings and old questions about
the intestinal microflora. Immunology Letters, 2005 ; 99 (1) : 12-16.

Suau A, Bonnet R, Sutren M, Godon JJ, Gibson GR, Collins MD, Doré J. Direct analysis of genes encoding 16S rRNA from complex communities reveals
many novel molecular species within the human gut. Appl. Environ. Microbiol,
1999 ; 65 : 4799-4807.

Suskind RM. - Gastrointestinal changes in the malnourished child. Pediatr Clin
North Am, 1975 ; 22: 873-883.

Suzuki T, Itoh K, Kaneko T, Suzuki H. - Inhibition of bacterial translocation
from the gastrointestinal tract of mice by oral administration of a culture
condensate of Bifidobacterium longum. J Vet Med Sci, 1997 ; 59 : 665-669.

Swanson KS, Grieshop CM, Flickinger EA, Bauer LL, Chow J, Wolf BW,
Garleb KA,
Fahey GC. - Fructooligosaccharides and Lactobacillus
acidophilus modify gut microbial populations, total tract nutrient digestibilities
and fecal protein catabolite concentrations in healthy adult dogs. J. Nutr, 2002 ;
132 : 3721- 3731.

Tanaka K, Ishikawa H. - Role of intestinal bacterial flora in oral tolerance
induction. Histology and Histopathology , 2004 ; 19 : 907-914.

Tannock GW. - The normal microflora: an introduction. Medical importance of
normal microflora, 1999a ; 1-23.

Tannock GW. Analysis of the intestinal microflora: a renaissance. Antonie Van
Leeuwenhoek, 1999b ; 76 : 265-278.

Ten Bruggencate S J, Bovee-Oudenhoven I M, Lettink-Wissink M L, Katan
MB, Van Der MR. - Dietary fructo-oligosaccharides and inulin decrease
resistance of rats to salmonella: protective role of calcium. Gut, 2004 ; 53 : 530535.

Thormahlen S. - Nutrition, fonctions immunitaires et santé. Danone Vitapol
Centre de recherche Daniel Carasso. Danone Nutritopics, 2005 ; 13p.

Tlaskalova-Hogenova H, Farre-Castany MA, Stepankova R, Kozakova H,
Tuckova L, Funda DP, Cukrowska B, Sinkova J, Mandel L. – The gut as a
lymphoepithelial organ : the role of intestinal epithelial cells in mucosal
immunity. Folia Microbiol (Praha), 1995; 40 : 385-391.

Turchet P, Laurenzano M, Auboiron S, Antoine J M. - Effect of fermented
milk containing the probiotic Lactobacillus casei DN-114001 on winter
infections in free-living elderly subjects: a randomised, controlled pilot study.
Journal of Nutrition and Health Aging, 2003 ; 7: 75-77.

Tursi A, Brandimarte G, Giorgetti G M, Modeo M E. - Effect of
Lactobacillus casei supplementation on the effectiveness and tolerability of a
new second-line 10-day quadruple therapy after failure of a first attempt to cure
Helicobacter pylori infection. Medical Science Monitor, 2004 ; 10 : 662-666.

Vasquez-Torres A, Jones-Carson J, Baumler AJ. - Extraintestinal
dissemination of Salmonella by CD18-expressing phagocytes. Nature, 1999 ;
401 : 804–8.

Viney JL, MacDonald TT. – Lymphokine secretion and profilation of
intraepithelial lymphocytes from murin small intestine. Immunology, 1992; 77:
19-24.

Wang PH, Hsu C I, Tang S C, Huang Y L, Lin J Y, Ko J L. - Fungal
immunomodulatory protein from Flammulina velutipes induces interferongamma production through p38 mitogen-activated protein kinase signaling
pathway. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2004 ; 52 : 2721-2725.

Waterlow JC, Garlick PJ. - Metabolic adaptations to protein deficiency. in M.
A. Rothschild, M. Oratz, and S. S. Schreiber, Eds., Alcohol and normal Protein
Biosynthesis, Pergamon Press (New York), 1975 ; 67-94.

Wells CL, Erlandsen SL. -
Bacterial Translocation: Intestinal Epithelial
Permeability. In: Rombeau JL, Takala J, eds. Update in Intensive Care and
Emergency Medicine (26): Gut Disfunction in Critical Illness. Berlin
Heidelberg: Springer-Verlag, 1996 ; 137-45.

Wells CL, van de Westerlo EMA, Jechorek RP. - Exposure of the lateral
enterocyte membrane by dissociation of calcium-dependent junctional complex
augments endocytosis of enteric bacteria. Shock, 1995 ; 4 : 204-10.

Wiest R, Chen F, Cadelina, Groszmann R. J, Garcia-Tsao G. - Effect of
Lactobacillus-fermented diets on bacterial translocation and intestinal flora in
experimental prehepatic portal hypertension. Digestive diseases and sciences,
2003 ; 48 : 1136-1141.

Winner L, Mack J, Weltzin R, Mekalanos J, Kraehenbuhl J-P, Neutra M. New model for analysis of mucosal immunity: Intestinal secretion of specific
monoclonal immunoglobulin A from hybridoma tumors protects against Vibrio
cholerae infection. Infect. Immun, 1991 ; 59 : 977- 982.

Woodcock NP, J Robertson, D R Morgan, K L Gregg, C J Mitchell, J
MacFie. Bacterial translocation and immunohistochemical measurement of gut
immune function. J Clin Pathol, 2001; 54 : 619–623.

Xu D, Lu Q, Deitch EA. - Elemental diet-induced bacterial translocation
associated with systemic and intestinal immune suppression. J Parenter Enteral
Nutr, 1998 ; 22 : 37–41.

Yamamoto M, Fujhashi K, Beagley KW, Mc Ghee JR, Kiyono H.- Cytokine
synthesis by intraepithelial lymphocytes – Both γ/δ T-cells receptor- positive T
cells in the G(1) – phase of cell cycle produce INFγ and IL-5. J Immunol, 1993;
150: 106-114.

Youssef M, Al Shurman A, Chachaty E, Bsoul AR, Andremont A.- Use of
molecular typing to investigate bacterial translocation from the intestinal tract in
malnourished children with Gram-negative bacteremia. Clin Microbiol Infect,
1998 ; 4(2):70-74.

Zaloga GP, Ward KA, Prielipp RC. - Effect of enteral diets on whole body
and gut growth in unstresses rats. Parent Enteral Nutr, 1991 ; 15 : 42-47.

Zareie M, Johnson-Henry K, Jury J, Yang P-C, Ngan B-Y, McKay DM,
Soderholm JD, Perdue MH, Sherman PM. - Probiotics prevent bacterial
translocation and improve intestinal barrier function in rats following chronic
psychological stress. Gut, 2006 ; 55 : 1553-1560.

Zoetendal EG, Akkermans AD, WM de Vos. - Temperature gradient gel
electrophoresis analysis of 16S rRNA from human fecal samples reveals stable
and host-specific communities of actives bacteria. Appl. Environ. Microbiol,
1998 ; 64 : 3854-3859.

Zulfiqar A B. - Diarrhée persistante dans les pays en développement. Annales
Nestlé, 2006 ; 64 : 39–48.

Documents pareils