serait-il possible de transfuser des PFC 7 jours après

Transcription

Novembre 2015Mars 2016
SERAIT-IL POSSIBLE DE
TRANSFUSER DES PFC 7 JOURS
APRÈS LEUR DÉCONGÉLATION ?
Kilchoer Marion
55ème volée
Service régional de transfusion
sanguine de Fribourg
Accompagnant : Gabrielle Allemann
Figure 1: PFC décongelé
Sommaire :
En Suisse, la durée de conservation autorisée des plasmas frais congelés (PFC) après décongélation
est de 6 heures. Ensuite, s’ils n’ont pas été transfusés, ils doivent être détruits. Dans certains pays,
des études effectuées sur le taux plasmatique des faceturs de la coagulation au cours du temps dans
les plasmas décongelés et conservés entre 2-6°C pendant plusieurs jours ont permis de prolonger
cette validité.
Une recherche menée dans un service de traumatologie aux Etats-Unis a montré qu’une transfusion
rapide de plasma dans les cas d’hémorragies massives augmentait le taux de survie des patients. (1)
Dans notre pays, avec les restrictions actuelles, il est impossible de délivrer une poche de plasma en
urgence, car elle doit être décongelée au bain-marie à 37°C il faut alors environ 30 minutes pour que
la commande soit prête. De plus un gaspillage est généré par les produits non transfusés dans ce laps
de temps, car ils ne peuvent pas être recongelés.
L’objectif de ce travail est de voir s’il serait possible d’envisager une éventuelle prolongation de ce
délai de conservation et ainsi de pouvoir avoir des plasmas prêts à l’emploi en réserve pour les
extrêmes urgences.
Mots-clés : Plasma frais congelés, gaspillage, urgence, délai de conservation, paramètres de la
coagulation
Abstract:
In Switzerland, the authorized storage time for fresh frozen plasma (FFP) after thawing is 6 hours.
Afterwards, if they are not transfused, they will be destroyed. Studies conducted in several countries
on coagulation factors plasma levels in thawed plasma stored for several days between 2-6°C,
allowed the extension of their validity.
A research conducted in a trauma center in the United States showed that an immediate transfusion
of FFP in cases of massive bleeding increased the survival rate of patients. (1)
In our country, with the current restrictions, it’s impossible to deliver FFP’s immediately, because
they have to be thawed in a water bath at 37°C a procedure that takes 30 minutes. Furthermore
there is a waste of the FFP’s that are not transfused in this period of time beacause they cannot be
refrozen.
The objective of this study is to evaluate the possibility of extension of FFP’s storage time so that will
be able to have FFP’s ready to use for extreme emergency.
Keywords: Fresh frozen plasma, waste, emergency, storage time, coagulation factors
1
Table des matières
1.
Introduction : ................................................................................................................................... 5
1.1.
Présentation du SRTS FR :........................................................................................................ 5
1.2.
Intérêt de ce sujet : ................................................................................................................. 6
1.3.
Don de sang: ............................................................................................................................ 6
1.4.
Poches de sang : ...................................................................................................................... 7
1.5.
Analyses obligatoires pour les dons de plasmas : ................................................................... 8
1.6.
Préparation du plasma : .......................................................................................................... 9
1.6.1.
Les différentes préparations de plasma : ...................................................................... 13
1.6.1.1.
Le plasma sécurisé par quarantaine : ........................................................................ 13
1.6.1.2.
Le plasma pour fractionnement : .............................................................................. 14
1.7.
Contrôles de qualité pour le plasma: .................................................................................... 14
1.7.1.
Contrôles de qualité quotidiens : .................................................................................. 14
1.7.2.
Contrôles de qualité mensuels : .................................................................................... 15
1.7.3.
Contrôles de qualité trimestriels : ................................................................................. 15
1.8.
Composition du plasma sanguin : ......................................................................................... 15
1.9.
Transfusion de plasma :......................................................................................................... 16
1.9.1.
Transfusion de PFC au SRTS FR : .................................................................................... 16
1.9.2.
Indications pour la transfusion de plasma : .................................................................. 17
1.9.3.
Règle transfusionnelle pour la transfusion de plasma : ................................................ 17
1.9.4.
Commande de PFC au SRTS FR : .................................................................................... 18
2.
Buts du travail:............................................................................................................................... 19
3.
Développement : ........................................................................................................................... 19
3.1.
Etudes réalisées dans d’autres pays : .................................................................................... 19
3.2.
Conditions choisies pour mon travail de diplôme : ............................................................... 20
3.3.
Paramètres de la coagulation choisis : .................................................................................. 21
3.3.1.
Facteur V :...................................................................................................................... 21
3.3.2.
Facteur VII :.................................................................................................................... 21
3.3.3.
Facteur VIII :................................................................................................................... 22
3.3.4.
Fibrinogène : .................................................................................................................. 23
3.3.5.
Facteur von Willebrand : ............................................................................................... 23
3.4.
Matériel : ............................................................................................................................... 24
3.4.1.
Plasmas : ........................................................................................................................ 24
3.4.2.
Réactifs : ........................................................................................................................ 25
2
3.4.3.
Contrôles : ..................................................................................................................... 26
3.4.4.
Autre matériel : ............................................................................................................. 27
3.5.
3.5.1.
Présentation de l’automate :......................................................................................... 28
3.5.2.
Rotors : .......................................................................................................................... 29
3.5.3.
Principe de mesure : ...................................................................................................... 29
3.5.4.
Calibrations : .................................................................................................................. 32
3.5.5.
Contrôles : ..................................................................................................................... 32
3.5.6.
Maintenances : .............................................................................................................. 32
3.6.
Mode opératoire : ................................................................................................................. 32
3.6.1.
Jour 1 : ........................................................................................................................... 32
3.6.2.
Jours 3, 5 et 7 :............................................................................................................... 33
3.6.3.
Jours 2, 4 et 6 :............................................................................................................... 33
3.7.
4.
Automate BCS XP Siemens: ................................................................................................... 27
Contrôles de température : ................................................................................................... 33
Résultats : ...................................................................................................................................... 34
4.1.
Validation technique des résultats : ...................................................................................... 34
4.2.
Facteur V :.............................................................................................................................. 35
4.2.1.
Taux de facteur V:.......................................................................................................... 35
4.2.2.
Dégradation du facteur V : ............................................................................................ 35
4.3.
Facteur VII :............................................................................................................................ 36
4.3.1.
Taux de facteur VII:........................................................................................................ 36
4.3.2.
Dégradation du facteur VII : .......................................................................................... 36
4.4.
Facteur VIII :........................................................................................................................... 37
4.4.1.
Taux de facteur VIII:....................................................................................................... 37
4.4.2.
Dégradation du facteur VIII : ......................................................................................... 37
4.5.
Facteur von Willebrand : ....................................................................................................... 38
4.5.1.
Taux de facteur von Willebrand: ................................................................................... 38
4.5.2.
Dégradation du facteur von Wilebrand :....................................................................... 38
4.6.
Fibrinogène :.......................................................................................................................... 39
4.6.1.
Taux de fibrinogène: ...................................................................................................... 39
4.6.2.
Dégradation du fibrinogène : ........................................................................................ 39
4.7.
Comparaison avec les résultats des études sur lesquelles je me suis basée : ...................... 40
4.7.1.
Résultats à J 5 : .............................................................................................................. 40
4.7.2.
Résultats à J 7 : .............................................................................................................. 40
3
5.
Discussion : .................................................................................................................................... 41
6.
Conclusion : ................................................................................................................................... 42
7.
Conclusion personnelle : ............................................................................................................... 42
8.
Remerciements :............................................................................................................................ 43
9.
Lexique : ........................................................................................................................................ 44
10.
Références bibliographiques : ................................................................................................... 46
10.1.
11.
Illustrations ........................................................................................................................ 49
Annexes : ................................................................................................................................... 51
1)
Questionnaire d’aptitude au don .............................................................................................. 51
2)
Classeur filtration ...................................................................................................................... 53
3)
Classeur centrifugation.............................................................................................................. 54
4)
Plan des tâches de la production .............................................................................................. 55
5)
CQ quotidiens plasma................................................................................................................ 56
6)
CQ mensuels plasma ................................................................................................................. 57
7)
CQ trimestriels plasma .............................................................................................................. 58
8)
Feuille de demande d’analyses ................................................................................................. 59
9)
Statistiques distribution de PFC ................................................................................................ 61
10)
Fiche de traçabilité de transfusion ........................................................................................ 62
11)
Bon provisoire de distribution............................................................................................... 64
12)
Bon de distribution définitif .................................................................................................. 65
13)
Courbe calibration facteur V ................................................................................................. 66
14)
Courbe calibration facteur VII ............................................................................................... 67
15)
Courbe calibration facteur VIII .............................................................................................. 68
16)
Courbe calibration fibrinogène ............................................................................................. 69
17)
Courbe calibration facteur von Willebrand ........................................................................... 71
18)
Maintenances BCS ................................................................................................................. 72
19)
Contrôle de température bain marie .................................................................................... 73
20)
Contrôle de température frigo 21 ......................................................................................... 74
21)
Résultats bruts ....................................................................................................................... 75
22)
Résultats contrôles ................................................................................................................ 77
4
1. Introduction :
1.1.Présentation du SRTS FR :
Il existe 12 services régionaux de transfusion sanguine (SRTS) en Suisse, faisant partie de la CroixRouge, dont leur but est d’approvisionner le pays en produits sanguins. Le service régional de
Fribourg (SRTS FR) est responsable de fournir les établissements du canton en sang. (2)
Figure 2: Répartition des services régionaux de transfusion sanguine
Le service se situe dans l’enceinte de l’hôpital cantonal de Fribourg (HFR). Il s’occupe de prélever le
sang chez les donneurs, de préparer les produits sanguins labiles (PSL), de conserver et de gérer les
stocks ceci 7 jours sur 7 et 24 heures sur 24.
Environ 8’000 prélèvements sont nécessaires chaque année. La majeure partie (60%) provient des
collectes effectuées par les équipes mobiles qui se déplacent dans les villes et villages du canton. Le
reste est prélevé dans les locaux du service.
Des dons autologues sont aussi réalisés, la personne peut venir donner son sang en vue d’une
éventuelle transfusion pour elle-même dans le cadre d’une opération programmée. Si les produits
sanguins autologues ne sont pas transfusés, ils doivent être détruits. Il n’est pas permis de les
employer pour un autre patient.
Il est également possible de venir faire un test HIV anonyme au centre, la personne paye 40 francs
lors de la prise de sang et vient rechercher son résultat personnellement.
Le SRTS FR, est séparé en 5 zones distinctes :
-
Secteur des donneurs composé d’un secrétariat, de bureaux pour l’anamnèse, d’une salle de
prise et d’une cafétéria
Les laboratoires d’immuno-hématologie et de marqueurs infectieux
5
-
Secteur production qui s’occupe de la préparation des produits sanguins et du stockage des
produits en quarantaine
La banque de sang où sont conservés les produits sanguins libérés
La partie secrétariat qui gère la compatibilité, la facturation, le bureau (3)
Le SRTS FR travaille en collaboration avec le service régional de Neuchâtel-Jura pour les analyses
faites par PCR ainsi qu’avec le service interrégional de transfusion sanguine de Berne pour la
recherche de l’antigène D par PCR et pour la confirmation des marqueurs infectieux.
1.2. Intérêt de ce sujet :
Plusieurs collaboratrices du SRTS FR sont allées, en juin 2013, au congrès de la Société Française de
Transfusion Sanguine (SFTS) à Paris. Sur place, elles ont eu la présentation d’une étude réalisée en
France sur l’évolution des facteurs de la coagulation dans le plasma frais congelé et conservé
plusieurs jours entre 2 et 6°C. Le but de cette étude est de pouvoir constituer un stock d’urgence de
PFC prêts à l’emploi afin de pouvoir transfuser précocement les patients présentant une hémorragie
grave. Les résultats ont montrés que les plasmas conservent leur activité thérapeutique pendant
plusieurs jours lorsqu’ils sont stockés au réfrigérateur.
Dans plusieurs pays, les PFC peuvent déjà être conservés plusieurs jours comme par exemple dans
certains hôpitaux des Etats-Unis, du Canada et des Pays-Bas.
Le sujet m’a été proposé par Gabrielle Allemann (directrice adjointe du SRTS FR) qui est intéressée à
voir s’il serait possible d’introduire cela en Suisse. Les recommandations actuelles émises par
Swissmedic ne permettent pas de conserver un plasma plus de 6 heures après sa décongélation (4). Il
est, par conséquent, impossible de transfuser rapidement du plasma à un patient, car la
décongélation prend environ 30 minutes.
1.3. Don de sang:
Les personnes désireuses de donner leur sang complet doivent répondre à des critères bien précis et
sont soumises à un questionnaire ainsi qu’à des examens pré don (mesure du taux d’hémoglobine,
contrôle de la pression artérielle et du pouls, évaluation de la veine à ponctionner). Sur la base de ces
résultats et de l’entretien médical confidentiel avec le donneur, la personne compétente décide si le
candidat est apte au don ou non. (Cf. Annexe 1)
Pour le prélèvement de plasma, il existe 2 méthodes : soit par aphérèse ou par don de sang complet.
Au service régional de Fribourg, la deuxième méthode est utilisée.
6
Critères à remplir pour le don de sang complet :
Poids
Age
Taux d’hémoglobine
Pression artérielle
>50kg
18-65 ans, maximum 75 ans
Entre 65 et 75 ans, l’aptitude au don doit être
déterminée par un médecin
Hommes : 135-200 g/l
Femmes : 125-190 g/l
P. systolique : entre 100 et 180
P. diastolique : entre 50 et 100
Pouls : < 100
En cas de traitement de l’hypertension avec
Bétabloquants, la pulsation doit être : ≥ 60 et
la P. systolique ≥ 120.
Hommes : 4X
Femmes : 3X
Nombre de dons maximum par année
Cette différence est due aux pertes menstruelles
chez la femme
1 concentré érythrocytaire
Produits obtenus
1 poche de plasma
Les critères pris en compte dans ce tableau sont ceux pour des donneurs qui ont entre 18-65 ans, car
au-delà de 65 ans, des tests plus approfondis doivent être effectués. (5)
1.4. Poches de sang :
Le sang est prélevé dans des poches quadruples de la marque CompoFlow® du fabriquant Fresenius
Kabi qui sont dotées d’un filtre et séparées entre elles par des tubulures. La première poche contient
un anticoagulant (du citrate de sodium) ainsi qu’un conservateur, un tampon et du glucose. Le citrate
de sodium permet d’inhiber la coagulation. L’ion citrate séquestre les ions calcium contenus dans le
sang en formant des complexes de citrate de calcium empêchant la coagulation. La deuxième ainsi
que la troisième poches sont vides et la dernière contient du SAG-Mannitol (NaCl, dextrose, adénine,
mannitol) qui est un conservateur permettant la préservation des globules rouges et une
augmentation de la durée de conservation des CE jusqu’à 42 jours.
Lors du don, l’infirmière colle sur chaque poche une étiquette avec le numéro du don puis colle le
plateau d’étiquettes restantes sur la deuxième poche (CE). La poche est posée sur une balance qui va
automatiquement clamper la tubulure lorsque le volume est à 450 ml. La personne qui fait la prise de
sang doit ensuite vérifier que le volume se situe entre 405 et 495 ml puis note l’heure de la fin du
don sur la poche. Les prélèvements sont ensuite placés sur des éléments refroidissants Compocool
de la maison Fresenius Kabi. Ces éléments ont pour but de refroidir aussi vite que possible les poches
de sang d’une température ≤ 37°C jusqu’à 20°C et de maintenir cette température aussi longtemps
7
que possible. Ils servent de moyens de transport des prélèvements depuis le lieu de collecte jusqu’au
local de production du SRTSFR. (6) (7)
Figure 3: Poches quadruples de la marque CompoFlow®
1.5. Analyses obligatoires pour les dons de plasmas :
Lors du don de sang, différents tubes sont prélevés pour effectuer différentes analyses chez le
donneur. (8) Ces tests doivent être effectués avant qu’un plasma puisse être mis en circulation pour
la transfusion.
EDTA sans
gélose 6 ml
Natif sans
gélose 6 ml
EDTA sans
gélose 9 ml
Groupe complet
Contrôle de groupe
Recherche de
l’antigène D faible
Antigène D par PCR
si donneur rhésus
négatif*
Groupe sur la
poche
Recherche
d’anticorps
irréguliers (RAI)
Marqueurs
infectieux**
1er don
X
X
2ème don
X
X
X
X
dons suivants
X
X
X
X
Chez les femmes qui ont eu une
grossesse depuis le dernier don
X
X
X
EDTA sans
gélose 6 ml
Dépistage du
génome viral par
PCR***
X
X
X
EDTA sans
gélose 9 ml
Sérothèque
X
X
X
8
*Chez les nouveaux donneurs Rhésus D négatifs, une recherche de l’antigène D est effectuée par PCR
au service interrégional de transfusion sanguine (TIR).
**Le dépistage des marqueurs infectieux comprend : le dépistage sérologique des virus des hépatites
B et C, du virus HIV et de la syphilis. (9)
***Les PCR pour l’hépatite A, B et C, le HIV et le parvovirus B19 sont faites à chaque don. Elles
permettent de détecter ces pathogènes même en quantité infime. Le SRTS FR n’effectue pas ces
tests, car le laboratoire n’est pas équipé. Les tubes sont envoyés au service régional Neuchâtel et
Jura situé à la Chaux-de-Fonds chaque soir et les résultats nous sont envoyés le lendemain matin par
fax et par e-mail. (10)
Tant que ces résultats ne sont pas disponibles, les produits sanguins ne peuvent pas être libérés pour
la transfusion. Une barrière informatique permet de voir ce qu’il manque et bloque l’étiquetage
définitif jusqu’à l’introduction de tous les résultats.
1.6. Préparation du plasma :
Le sang doit être laissé au repos au minimum une heure après le
don afin de laisser le temps aux globules blancs de faire leur
action de phagocytose. Ensuite, les poches sont filtrées, dans un
circuit fermé et stérile, afin de réduire le nombre de leucocytes à
un nombre inférieure à 1X106 par unité.
Le temps de passage du sang à travers le filtre, situé entre la
première et la deuxième poche, dépend de la température et de
la vitesse d’écoulement.
On inscrit dans un classeur le numéro de don des poches
lorsqu’on les met à filtrer. On note également l’heure du début
de la filtration, si les poches ont filtré en plus de 10 min et en
moins d’une heure et on signe.
Figure 4: Filtration des poches
9
Une fois cette étape terminée, on soude la tubulure juste en dessous du filtre afin de séparer de
façon stérile la poche de départ et le filtre, qu’on jette, des trois autres poches avec lesquelles on fait
des « paquets » pour la centrifugation. Pour cela, on met la poche vide à plat sur la table puis on
place par-dessus la poche contenant le conservateur et on plie les tubulures à l’intérieur afin qu’elles
ne dépassent pas. La poche contenant le sang est mise tout au-dessus et avec sa tubulure, on ficelle
les poches entre elles sans trop serrer. (Cf. Annexe 2)
Figure 5: Poches obtenues après centrifugation
Figure 6: « Paquets »
Ensuite, le sang est centrifugé pour séparer les différents composants suivant leur densité. On pèse
les « paquets » afin de faire des duos ayant le même poids afin d’équilibrer la centrifugeuse. On
accepte une différence de deux grammes entre les « paquets ». Dans un classeur intitulé
« centrifugation », on note dans quelle centrifugeuse on met les poches, car la production possède
deux centrifugeuse une cryofuge bleue et une verte. (Cf. Annexe 3)
La centrifugation se fait à 4000 tours/min et dure 15 minutes. Le sang est alors séparé en deux
couches distinctes : les érythrocytes et au-dessus le plasma.
Pour séparer les différents composants des poches centrifugées, on utilise une presse automatisée,
le CompoMat G5 de Fresenius Kabi. (11)
10
13
1
2
12
11
3
10
4
9
5
8
6
7
Figure 7: Présentation du CompoMat G5
1.
2.
3.
4.
5.
6.
7.
8.
9.
10.
11.
12.
13.
Presse du dessus pour le retour de la solution de conservation
CF-Opener Presse du dessus
Ecran
Presse supérieure
Presse inférieure
Douchette
Porte faisant office de plaque-presse
Détecteur A-A8 Pour la détection de la CLP ou des globules rouges
Balance presse sur les 2 broches de suspension pour la poche
Porte CF-Opener
Tête 1 (avec fonction de clampage et de soudage)
Balance PLS (avec fonction retrait de l’air)
Tête 3 (avec fonction de clampage et de soudage)
11
Le « paquet » est défait sans faire de mouvements brusques afin d’éviter que les composants
sanguins se mélangent à nouveau. La poche vide ainsi que celle contenant le conservateur sont
posées sur la presse et celle qui contient le sang est suspendue à l’avant de l’appareil sur des
broches. La canule se trouvant au-dessus de cette poche est placée dans le CF-Opener porte et la
tubulure est enfilée dans la tête 1. La poche contenant le SAG-Mannitol est mise sur le porte presse
du dessus et sa canule est placée dans le CF-Opener presse du dessus. La poche qui récoltera le
plasma, celle qui est vide, est positionnée verticalement dans la fente de la balance PLS du côté
gauche. La tubulure est mise à travers de la tête numéro 3. Une fois que tout est positionné
correctement, on peut lancer le programme en appuyant sur
le bouton vert situé à l’avant en dessous de l’écran.
L’appareil va demander de scanner le numéro de
prélèvement puis, le code-barres de l’utilisateur (chaque
personne travaillant en production possède un code-barres
pour l’utilisation des Compomat).
La porte se ferme et la presse située derrière la poche
centrifugée avance gentiment créant ainsi une pression sur
la poche. Le plasma est alors transféré, à travers la tubulure,
de la poche de base vers la poche située dans la fente de la
balance PLS. Le détecteur permet de savoir à quel niveau
commence la couche d’érythrocytes et alors arrête de
presser sur la poche. Puis, le SAG-Mannitol est ajouté aux
érythrocytes qui se trouvent toujours dans la poche de
départ. L’air est sorti des poches et finalement les tubulures
sont clampées par l’appareil afin de pouvoir séparer les
produits sanguins obtenus de manière stérile. (12) (13)
Figure 8: Poche centrifugée mise sur
Compomat G5 pour séparation
Au final, on obtient un concentré érythrocytaire (CE) et une
poche de plasma.
La fabrication et la mise en stock des produits sanguins
doivent être effectuées dans les 24 heures qui suivent le don.
Figure 9: Produits obtenus après séparation
12
1.6.1. Les différentes préparations de plasma :
Il existe de nombreuses sortes de préparation de plasmas congelés pour la transfusion. Tous sont
filtrés afin de réduire le nombre de leucocytes, puis certains sont traités, par divers moyens
(solvant/détergent, Amotosalen), pour inactiver les pathogènes. Un autre type est le plasma sécurisé
par quarantaine, c’est celui qui est fabriqué au service de Fribourg. (14)
Au SRTS FR, deux sortes de plasmas sont produits, un pour la transfusion et l’autre est vendu pour la
fabrication de médicaments (plasma pour fractionnement).
1.6.1.1.
Le plasma sécurisé par quarantaine :
Le plasma sécurisé est celui qui va être utilisé pour la transfusion. Seuls les plasmas d’hommes sont
retenus. Les plasmas lipémiques, ictériques ou hémolysés ne sont pas choisis. Chez les femmes, à
cause des grossesses, il y a plus de risques de retrouver des anticorps anti-HLA c’est pour cela qu’ils
sont écartés car ils sont suspectés de provoquer un TRALI. Les volumes des plasmas pour la
transfusion doivent se situer entre 230 et 330 ml. (15)
Chaque jour, une liste des plasmas fabriqués est imprimée on peut
alors voir le nombre de PFC de chaque groupe à disposition et ainsi
choisir selon le besoin ceux qu’on va sécuriser et ceux qu’on va
mettre pour le fractionnement. On inscrit sur le plan de la
production le nombre de plasmas par groupe qu’on a mis en
sécurisation. (Cf. Annexe 4)
Puis, ils sont placés dans le congélateur à choc (Plasmafrost) qui
permet de congeler le plasma à -30°C au cœur en moins de 60
minutes.
A la fin de la congélation, les PFC sont sortis du Plasmafrost et
stockés dans un congélateur à -30°C au minimum où ils sont en
attente de la validation biologique (résultats d’immuno hématologie
Figure 10: PFC sorti de la quarantaine,
et
des marqueurs infectieux). Ensuite, si tout est négatif, ils sont
étiqueté et mis sous vide
étiquetés sous « PFC en attente de sécurisation ». C’est-à-dire, qu’ils
sont en quarantaine pour minimum 120 jours (délai minimum entre deux dons de sang). Pour qu’ils
en soient libérés, il faut que le donneur revienne faire un don et que les résultats de laboratoire
soient à nouveau négatifs. (16)
Seulement à ce moment-là, les PFC sont sortis de la quarantaine et peuvent être mis en circulation
pour la transfusion. Ils sont étiquetés définitivement avec une grande étiquette sur laquelle est
inscrit le groupe du donneur. Les poches sont mises sous vide (afin d’éviter que le liquide ne se
déverse dans le bain-marie lors de la décongélation, car la poche est fragilisée par la congélation et
pourrait se briser) sont placés dans des cartons puis rangés par groupe et date de prélèvement dans
un autre congélateur. La température de congélation est de -25°C au minimum et peuvent être
conservés 2 ans.
C’est sur cette sorte de plasma que j’ai effectué les tests pour mon travail de diplôme.
13
1.6.1.2.
Le plasma pour fractionnement :
Il s’agit de tous les plasmas qui ne sont pas choisis pour être mis en sécurisation (plasmas de donneur
femmes, plasmas lipémiques ou ictériques) et dont le volume est >150 ml. (15)
Ces plasmas sont également transformés informatiquement mais différemment que les PFC sécurisés
et sont stockés dans un autre congélateur à une température minimum de -20°C. Une fois les
résultats des tests obligatoires introduits dans le système informatique (Inlog), ils peuvent être
étiquetés définitivement et mis dans des cartons pour l’expédition.
Ils sont vendus à une filiale allemande de l’entreprise CSL Behring AG qui fabrique des produits
thérapeutiques pour le traitement de divers troubles de la coagulation, des immunoglobulines pour
la prévention et le traitement de maladies immunitaires, des médicaments pour la prévention de la
formation de caillots sanguins, etc. En Suisse, 21 produits différents sont disponibles pour les
patients. (17)
1.7. Contrôles de qualité pour le plasma:
Des contrôles de qualité (CQ) sont effectués sur les différents produits fabriqués. En ce qui concerne
les plasmas, des CQ quotidiens, mensuels et trimestriels sont réalisés.
1.7.1. Contrôles de qualité quotidiens :
Chaque jour, des contrôles de qualité sont effectués sur trois poches de sang complet. Un fichier
Excel a été créé pour entrer les résultats et est intitulé « CQ PSL Compoflow ».
Avant la filtration on prend le poids total et la température. Ensuite, on met les poches à centrifuger
en notant l’heure et on chronomètre le temps de filtration. Après la filtration, on soude les poches et
on les centrifuge comme d’habitude. On garde le filtre qu’on pèse puis on sépare les composants
sanguins en plaçant une poche sur chaque CompoMat (il y en a 3). A la fin, on pèse chaque produit
(CE et plasma) et la poche de déchet.
On note encore : la date du don, la date du processus, si le contrôle visuel de la poche est OK, le
numéro de don, l’heure du don, la centrifugeuse à utiliser (on alterne chaque jour), le numéro du
Compomat à utiliser. (Cf. Annexe 5)
14
1.7.2. Contrôles de qualité mensuels :
Les prescriptions T-CH exigent de mesurer dans 4 unités de plasma par mois le taux résiduel de
leucocytes, de thrombocytes et de globules rouges (deux provenant de la collecte interne et deux de
la collecte externe) avant congélation. Les CQ quotidiens sont également effectués sur ces plasmas.
Pour les globules blancs (comptage par cytométrie de flux) et les plaquettes (formule sanguine), les
mesures se font par le laboratoire d’hématologie de l’HFR. La mesure des érythrocytes se fait par
comptage microscopique par les personnes de la production.
Les résultats sont inscrits dans le fichier Excel « CQ PSL Compoflow ». (Cf. Annexe 6)
1.7.3. Contrôles de qualité trimestriels :
Il est également obligatoire de mesurer tous les trois mois le taux de facteur VIII dans 10 PFC qui ont
un mois de congélation (18). Ces plasmas sont envoyés dans de la neige aux HUG (Hôpitaux
universitaires genevois). Là-bas, les TAB font un pool de ces plasmas et le laboratoire d’hémostase
s’occupe de mesurer le taux de facteur VIII puis sur ce même pool, le laboratoire de chimie clinique
mesure le taux de protéines totales. C’est le facteur VIII qui est mesuré plutôt qu’un autre car c’est le
plus labile.
Le facteur VIII doit être >0.7 UI/ml (=70% d’activité) et les protéines totales >50 g/l.
Les résultats sont introduits dans un fichier Excel « CONTROLE QUALITE PRODUITS SANGUINS\dès
2006/CQ PFC 1er mois de congélation facteur 8. » (19) (Cf. Annexe 7)
1.8. Composition du plasma sanguin :
C’est la partie liquide du sang, qui représente environ 55% du volume du sang total dans laquelle
baignent les érythrocytes, leucocytes et thrombocytes. Le plasma, de couleur jaunâtre, est composé
d’une grande partie d’eau (environ 90%), de sels, de lipides, de glucides, d’éléments minéraux
(chlore, sodium, magnésium, potassium, calcium, fer, phosphore minéral, iode), d’enzymes,
d’hormones, de vitamines et est très riche en protéines (albumine, immunoglobulines, facteurs de la
coagulation).
Il permet le transport des cellules sanguines, des nutriments et des déchets (urée, acide urique,
bilirubine), la régulation de la coagulation, la défense contre les infections, la régulation de l’eau et
des sels minéraux de l’organisme. (20) (21)
15
1.9. Transfusion de plasma :
La transfusion de PFC se fait en beaucoup moins grande quantité que celle de concentrés
érythrocytaires. Ainsi, en Suisse en 2014, 38'183 unités de plasma ont été transfusées contre 262'953
CE. (22)
Pour pouvoir transfuser un patient, il faut avoir deux déterminations de son groupe sanguin, dans le
système informatique du SRTS FR (Inlog), faites à partir de deux échantillons différents. Si le patient à
une carte de groupe externe qui est lisible, non manuscrite et sur laquelle figure le nom, prénom et
la date de naissance ainsi que la date, le lieu et la signature de l’analyse cela compte comme une
détermination. (23)
Le groupe sanguin complet comprend : la détermination des antigènes A, B, AB, Rhésus D, le
phénotype Rhésus et Kell, la contre épreuve sérique, la recherche du D faible et le contrôle de
groupe (recherche des antigènes A, B et D). Le groupe et le contrôle de groupe doivent être faits sur
le même prélèvement par deux techniciennes en analyses biomédicales (TAB) différentes ou par une
TAB et un automate. Cela doit être fait avec des réactifs différents. Les deux saisies sont faites
indépendamment dans Inlog qui va comparer la concordance entre les résultats inscrits. (24)
Une fois que la personne est connue deux fois dans le système informatique, il n’y a pas besoin d’une
prise de sang lors de la commande de PFC, car ce type de transfusion ne nécessite pas de recherche
d’anticorps ou de test de compatibilité. On estime que les plasmas frais congelés ne contiennent que
des anticorps réguliers, puisque la RAI doit être négative chez le donneur pour que les produits
soient libérés pour la transfusion. De plus, ce sont les érythrocytes qui peuvent provoquer
l’immunisation du receveur et dans les PFC, la quantité résiduelle d’hématies n’est pas suffisante
pour la déclencher.
Le service qui commande du sang doit envoyer un formulaire de commande de sang dûment rempli
au laboratoire. Le médecin doit remplir la partie prescription médicale du formulaire qui comprend le
diagnostic, la date de la dernière transfusion si il y a lieu, la date de l’éventuel dernier accouchement,
si il y a eu une prophylaxie anti-D, des complications transfusionnelles et si le patient est greffé de
moelle. Il doit encore indiquer le type de produit et le nombre souhaité ainsi que la date et l’heure à
laquelle la commande doit être prête. Les produits sanguins sont considérés comme médicaments, le
sceau et la signature du médecin sur le formulaire de commande sont obligatoire et constituent
l’ordonnance. (25) (26) (Cf. Annexe 8)
1.9.1. Transfusion de PFC au SRTS FR :
Au centre de transfusion de Fribourg, 370 PFC ont été distribués en moyenne entre 2014 et 2015.
Environ 17% d’entre eux ont dû être détruits car ils n’ont pas été transfusés dans les 6 heures après
la décongélation. Seulement un petit pourcentage a pu être retourné et utilisé pour un autre patient.
Si la durée de conservation des PFC décongelés était plus grande, il y aurait moins de gaspillage. (Cf.
Annexe 9)
16
1.9.2. Indications pour la transfusion de plasma :
La transfusion de PFC n’a que peu d’indications claires et dépend beaucoup du médecin qui pour
s’aider se base sur les résultats d’hémostase du patient. La transfusion se fait en cas de carence
majeure en facteurs de la coagulation comme par exemple en cas de :
-
Choc hémorragique et transfusion massive
Carence de plusieurs facteurs de coagulation dans le cadre de maladies hépatiques
Transplantation hépatique
Coagulation intravasculaire disséminée (CIVD)
Hémorragies secondaires à un surdosage en antivitamines-K
Carence isolée en facteurs de coagulation, en l’absence d’autre produit de substitution
spécifique (exemple: déficit en facteur V ou XI)
Echange plasmatique dans le cadre d’un syndrome hémolytique et urémique ou d’un
purpura thrombotique thrombocytopénique (4) (27)
1.9.3. Règle transfusionnelle pour la transfusion de plasma :
La règle transfusionnelle est simplement de donner un plasma iso groupe ABO ou ABO compatible.
(27)
La compatibilité pour la transfusion de plasma est inversée par rapport à celle de la transfusion de
culot érythrocytaire. C’est-à-dire que le donneur universel est l’individu AB et le receveur le O. En
effet, dans le plasma O, il y a les anticorps anti-A, anti-B et anti-AB tandis que dans le plasma de
donneur AB, il n’y a pas d’anticorps réguliers du système ABO.
Figure 11: Schéma de compatibilité pour la transfusion de concentrés érythrocytaires
17
Figure 12: Schéma de compatibilité pour la transfusion de plasma
1.9.4. Commande de PFC au SRTS FR :
On regarde le groupe sanguin du patient et on donne, si possible, des plasmas iso groupe. Le nombre
de PFC demandé est alors sorti du congélateur puis est livré au patient informatiquement. Cela veut
dire que ces PFC seront réservés pour ce patient. Une fiche de traçabilité de transfusion ainsi que
deux bulletins de livraisons provisoires sont imprimés. Les poches sont ensuite sorties de leurs
cartons et mises à décongeler dans le bain-marie à 37°C ce qui prend environ 30 minutes. Une fois
décongelées, l’emballage sous vide est enlevé et les plasmas sont conservés à température ambiante
jusqu’à la transfusion qui doit être faite au plus tard dans les 6 heures qui suivent. Dans le cas
échéant, les poches doivent être détruites.
Lorsque le transporteur vient chercher les poches, il doit amener un formulaire « liste de contrôle
transfusionnel » sur laquelle doit figurer le nom, prénom et date de naissance ainsi que la
température du patient avant la transfusion. La personne doit également indiquer pour quel service
elle vient chercher le produit sanguin. La laborantine imprime alors le bulletin de livraison définitif et
doit contrôler la concordance entre l’identité de la poche et le nom sur le formulaire amené par le
transporteur. Elle colle une étiquette du numéro de don et indique le type de produit. Elle ajoute
encore la date et l’heure de distribution, signe et met son sceau personnel. (28)
Une fois que le produit a été transfusé, l’étage doit remplir la fiche de traçabilité de transfusion. Ce
formulaire sert de confirmation de transfusion et est employé pour attester que le PFC a bien été
transfusé au patient nommé sans réaction transfusionnel. Il sert également pour déclencher le
processus « Hémovigilance » en cas d’incident transfusionnel. (29) (Cf. Annexes 10, 11 et 12)
18
2. Buts du travail:
Ce travail a pour but d’évaluer la possibilité de prolonger la durée de conservation des PFC une fois
décongelés en mesurant le taux résiduel de différents facteurs de la coagulation après 7 jours de
stockage au frigo. Pour l’instant, en Suisse, ils peuvent être transfusés seulement dans les 6 heures
après la décongélation.
Cela permettrait de mettre des plasmas prêts à l’emploi en réserve dans un frigo du service des
urgences pour les cas d’extrêmes urgences et ainsi éviter le temps de préparation que demandent
ces produits.
Le gaspillage serait également diminué, car on n’aurait plus besoin de jeter les plasmas décongelés et
non transfusés dans les 6 heures.
L’objectif est de faire une première approche de ce sujet afin de voir si cela serait réalisable et si les
résultats obtenus sont convaincants, d'éventuellement effectuer une étude complète dans l’avenir
qui permettrait de mettre cela sur pied.
3. Développement :
Avant de commencer, j’ai fait des recherches sur les études qui ont été réalisées dans d’autres pays
sur ce sujet. En plus de celle présentée à Paris, j’ai lu plusieurs autres publications faites aux EtatsUnis, au Canada et au Royaume-Uni. Je me suis basée sur ces recherches et sur les conseils du Dr
Levrat (directeur du SRTS FR) et de Gabrielle Allemann pour choisir les paramètres de la coagulation
à tester ainsi que le nombre de jours de tests, la répartition des tests sur les jours et le nombre de
plasma pour réaliser mon travail.
Les différents paramètres de la coagulation ont été mesurés au laboratoire d’hématologie de l’HFR,
les tests ont également été choisis en fonction de ceux effectués dans ce laboratoire.
3.1. Etudes réalisées dans d’autres pays :
Les différentes études sur lesquelles je me suis basée diffèrent sur le choix des paramètres de la
coagulation, sur le nombre de jour de stockage post décongélation, sur la réalisation d’un test de
stérilité et sur le nombre de plasmas testés. J’ai comparé ces études entre elles afin de choisir au
mieux les conditions pour mon travail.
19
Article France
Titre
Type de
production
de plasma
Nombre de
plasmas
testés
Répartition
des tests
Paramètres
testés
Température
de
conservation
une fois
décongelés
Sources
Article Canada
A.G. ChartoisLeaute, M.
ToussaintHacquart, B.
Laviron, S.Gross, T.
Scneider
Article USA
Royaume-Uni
E.Scott, K.Puca,
J.Heraly,
J.Gottschall,
K.Friedman
Standing Advisory
Committee on
Blood
Componenets
WP. Sheffield, V.
Bhakta, C.
Mastronardi, S.
Ramirez-Arcos, D.
Howe, C. Jenkins
Etude des facteurs
de la coagulation
dans le plasma frais
congelé (PFC)
conservé à +2-6°C
pendant 15 jours
Evaluation and
comparison of
coagulation factor
activity in freshfrozen plasma and
24-hour plasma at
thaw and after 120
hours of 1 to 6°C
storage
Shelf-life Frozen
Plasma
Components
Following Thawing
Changes in
coagulation factor
activity and content
of di(2-ethylhexyl)
phthalate in frozen
plasma units during
refrigerated
storage for up to
five days after
thawing
Issus d’aphérèse
mixte
FFP* et FP 24**
FFP
FFP et FP 24
12
(7A et 5O)
15
(5A, 5B et 5O)
10
(5A et 5O)
54
(28 O et 26 non O)
J0 et J5
J0, J5 et J7
J0, J1, J3 et J5
• Facteurs; II, V, VII,
VIII, IX, X
•antithrombine
•fibrinogène
•Prot. C et S
•Willebrand
•Ristocetin
cofacteur
•Facteurs : II, V, VII,
VIII, IX, X, XI, XII
•Fibrinogène
•TP,aPTT
•Antithrombine
•Prot.C et S
•Facteurs : V, VII,
VIII
• Fibrinogène
• TP
2-6°C
1-6°C
1-6°C
1-6°C
(30)
(31)
(32)
(33)
J0, J0+6h, J1, J2, J5,
J15
•Facteurs : II, V, VII,
VIII, IX, X, XI, von
Willebrand,
•Fibrinogène
•Antithrombine
•Protéines C et S
•TP et aPTT
*FFP= (Fresh frozen plasma) Plasma congelé dans les 8 heures qui suivent le prélèvement
**FP 24= (Fresh plasma) Plasma congelé dans les 24 heures qui suivent le don
3.2. Conditions choisies pour mon travail de diplôme :
Dans ces études, on peut voir que le nombre de plasma testé varie beaucoup mais est au minimum
de dix. Pour des raisons financières, nous avons décidé de ne tester que 3 PFC. Mon travail n’est
qu’une première approche de ce sujet tandis que toutes les autres publications sont des études, c’est
également pour cela que nous avons réduit le nombre de PFC.
20
Nous avons décidé que je testerais les facteurs V, VII, VIII, le fibrinogène et le facteur von Willebrand
dans 3 PFC décongelés et stockés au frigo pendant une semaine. Nous avons choisi de faire les tests à
des heures régulières le J1 (jour de la décongélation), J3, J5 et le J7 car ce sont les jours qui sont les
plus intéressants pour mon travail. Le stockage se fait au frigo et non pas à température ambiante,
car il s’agit de produits sanguins et il est nécessaire de les stocker à une température située entre 24°C notamment pour éviter une amplification bactérienne.
3.3. Paramètres de la coagulation choisis :
3.3.1. Facteur V :
Il s’agit d’une protéine synthétisée par le foie et en petite quantité par les thrombocytes dans
lesquelles elle est stockée à l’intérieur des granules α. Ce facteur est le cofacteur enzymatique du
facteur X et est activé par la thrombine ou par le facteur Xa en facteur Va. Il forme alors un complexe
avec le facteur Xa, en présence de phospholipides et de calcium, pour activer la prothrombine en
thrombine. Cette dernière va permettre la transformation du fibrinogène en fibrine qui est le
principal composant du caillot sanguin. La protéine Va est neutralisée par la protéine C activée qui
est un anticoagulant physiologique permettant ainsi de réguler la coagulation. (34) (35)
Un déficit congénital en facteur V est très rare. La transmission est autosomale récessive, c’est à dire
que pour qu’il y ait des risques que l’enfant soit atteint, les deux parents doivent être porteurs du
gène défectueux. Les personnes atteintes présentent des saignements de sévérité variable suivant
qu’elles soient homozygotes ou hétérozygotes. Les symptômes principaux sont des épistaxis,
ecchymoses, saignements des muqueuses, ménorragie et saignements prolongés après un acte
chirurgical. Les sujets hétérozygotes sont le plus souvent asymptomatiques.
Le déficit acquis peut survenir dans le cadre d’une atteinte hépatique sévère (hépatites chroniques,
cirrhose), d’une CIVD, de la présence d’auto-anticorps anti-facteur V (peuvent être produits suite à
un cancer, une gammapathie monoclonale, une maladie auto-immune). (36)
Il existe une mutation du facteur V, appelée facteur V Leiden (du nom de la ville des Pays-Bas où elle
a été découverte) qui conduit au remplacement d’une arginine par une glutamine en position 506 du
gène codant pour la synthèse de ce facteur. Il en résulte une hypercoagulabilité due à la perte du site
de clivage par la protéine C activée sur le facteur V et Va. Par contre, il conserve ses propriétés
procoagulantes. (37)
3.3.2. Facteur VII :
Le facteur VII fait partie de la voie extrinsèque de la coagulation et est un facteur vitamino-K
dépendant cela veut dire qu’il nécessite de la vitamine K pour être synthétisé. C’est l’unique facteur
que l’on retrouve, en petite quantité, à l’état activé (VIIa) dans la circulation. Une lésion de la paroi
21
vasculaire entraîne un contact entre le sang et le sous-endothélium. Le facteur tissulaire est alors
exposé et va se lier au facteur VIIa et au facteur VII qui va être activé, initiant ainsi la voie extrinsèque
de la coagulation. Ce complexe va alors activer les facteurs IX et X.
Extrêmement rare, le déficit constitutionnel en facteur VII est transmis, comme pour le facteur V, par
le mode autosomal récessif. La maladie peut survenir autant chez les hommes que chez les femmes,
car le gène anormal ne se situe pas sur un chromosome sexuel. La sévérité du syndrome
hémorragique varie et n’est pas corrélé avec le taux du facteur. Les manifestations les plus
fréquentes sont les hématomes, hémarthroses, hémorragies cutanéo-muqueuses et des hémorragies
cérébro-méningées chez le nouveau-né. Dans la majorité des cas, les sujets hétérozygotes ne
présentent pas de symptômes bien que le taux du facteur VII peut atteindre 30%.
Puisque ce facteur fait partie de la famille des vitamino-K dépendants, un déficit acquis de facteur VII
peut survenir dans le cas d’une malabsorption de la vitamine K (par exemple cholestase hépatique),
de carence alimentaire ou de traitement par antivitamine K (anticoagulants oraux). Une insuffisance
hépatique et une CIVD peuvent également conduire à des taux diminués de facteur VII.
Il existe également des variations physiologiques, ainsi, on peut retrouver un taux augmenté en cas
de grossesse et une diminution chez les nouveau-nés. (35) (38) (39)
3.3.3. Facteur VIII :
Il circule dans le plasma en étant lié au facteur von Willebrand.
Un déficit en facteur VIII est appelé hémophilie A. C’est une
maladie héréditaire qui a une incidence de 1/10'000 et dont la
transmission est liée au sexe. Il n’y a en principe que les garçons
qui sont touchés car le gène responsable de la synthèse du
facteur VIII défectueux se situe sur le chromosome X. Les
femmes sont uniquement porteuses. Dans 30% des cas, il n’y a
pas de contexte familial, on appelle cette mutation de novo.
Classification de l’hémophilie :
-
Légère : 5-40% de facteur VIII
Modérée : 1-5% de facteur VIII
Sévère : < 1% de facteur VIII
Figure 13: Schéma de transmission de
l'hémophilie A
Les sujets atteints d’hémophilie sévère peuvent présenter plusieurs hémorragies spontanées par
mois que ceux touchés par une hémophilie modérée ont des saignements plus rares et survenant
souvent d’un traumatisme léger. Les hémophiles légers n’ont en principe que des problèmes
hémorragiques lors d’interventions chirurgicales ou lors de traumatismes sévères.
22
De nombreuses femmes porteuses de cette maladie présentent des symptômes d’hémophilie légère.
Il est par contre extrêmement rare qu’elles présentent une forme sévère, car pour cela, il faut que le
père soit malade et que la mère soit porteuse.
L’hémophilie peut aussi être acquise, suite au développement d’auto anticorps anti-facteur VIII.
Cette fabrication est souvent idiopathique, mais on peut retrouver ces auto-anticorps par exemple
dans les cas de maladies auto-immunes, de cancers ou suite à une grossesse. (35) (40)
3.3.4. Fibrinogène :
Il s’agit du facteur I de la coagulation fabriquée par le foie et dont le rôle est essentiel dans la
formation du caillot sanguin. La cascade de la coagulation aboutit à la formation de thrombine qui,
permet de transformer le fibrinogène en fibrine (insoluble), principale protéine du caillot.
Le fibrinogène est une protéine de la phase inflammatoire aigüe, par conséquent il est augmenté
dans plusieurs circonstances comme par exemple en cas de grossesse, infections, maladies
inflammatoires chroniques, néoplasies et augmente avec l’âge.
Le déficit en fibrinogène est une anomalie génétique qui peut se retrouver sous trois formes :
-
-
Afibrinogénémie : Le fibrinogène est <0.2 g/l, c’est la forme qui provoque les saignements les
plus graves.
Hypofibrinogénémie : Fibrinogène diminué se situant entre 0.2 et 0.8 g/l. Cette anomalie est
plus rare que l’afibrinogénémie et les problèmes hémorragiques peuvent être légers,
modérés ou graves.
Dysfibrinogénémie : Le taux de fibrinogène est normal, mais il ne fonctionne pas
correctement. Les problèmes hémorragiques sont rares, il est même possible que des
thromboses se forment.
Le déficit en fibrinogène est le plus souvent acquis suite à une CIVD ou à une insuffisance hépatique.
(35)
3.3.5. Facteur von Willebrand :
Ce facteur est essentiel dans l’hémostase primaire et secondaire. Il est synthétisé par les
mégacaryocytes et les cellules endothéliales et est stocké par ces dernières ainsi que par les
plaquettes qui le libèrent en cas de besoin. Le FvW joue un rôle important dans l’adhésion et
l’agrégation plaquettaire en se liant au récepteur de la glycoprotéine Ib (GPIb) plaquettaire. Il
transporte également le facteur VIII au site de la lésion vasculaire. La liaison du facteur von
Willebrand au facteur VIII permet à ce dernier d’avoir une durée de vie plus longue dans la
circulation sanguine car cela le protège d’une dégradation enzymatique.
Le FvW forme des multimères de haut poids moléculaire mais qui sont absentes du plasma car elles
sont détruites par une protéase spécifique, l’ADAMTS-13. Ces multimères ont une activité pro
23
coagulante puissante et sans cette inhibition physiologique, des agrégats plaquettaires seraient
formés spontanément dans la circulation.
Une augmentation de ce facteur peut se retrouver en cas de grossesse, stress, d’effort intense,
maladies infectieuses, maladies inflammatoires et affections malignes.
La maladie de von Willebrand est caractérisée par une anomalie quantitative ou qualitative de ce
facteur. Il s’agit de la maladie hémorragique génétique la plus commune (environ 1% de la
population est touchée) qui se traduit par des hémorragies de sévérité variable selon l’importance du
déficit de ce facteur. Cette maladie est séparée en trois types :
-
Type 1 : Déficit quantitatif partiel
Type 2 : Déficit qualitatif
Type 3 : Déficit quantitatif sévère accompagné d’une forte diminution du facteur VIII
Le premier type est le plus fréquent, il représente 70-80% des cas de maladie von Willebrand. (41)
(42)
Figure 14: Cascade de la coagulation
3.4. Matériel :
3.4.1. Plasmas :
Le taux de certains facteurs varie suivant le groupe ABO de l’individu. Chez les sujets de groupe O, on
retrouve une augmentation de la protéase ADAMTS-13 et ainsi, le taux de facteur von Willebrand est
diminué. Par contre, le taux de ce facteur augmente avec l’âge et est plus élevé chez les personnes
noires. Le facteur VIII, étant dépendant du taux de FvW, il varie aussi selon ces critères. (42) (43)
24
J’ai choisi 3 plasmas de groupe A sortis de la quarantaine et ayant eu une congélation d’environ huit
mois. Il aurait été préférable de prendre des plasmas de groupe AB, car il est considéré comme le
donneur universel pour la transfusion de plasma. Mais ces PFC sont les plus rares, vu la proportion
d’individus AB en Suisse (3%), ils sont donc très précieux et je ne voulais pas en gaspiller pour mon
travail.
Plasma 1
Plasma 2
Plasma 3
H005015001636 6
H005015001643 8
H005015001658 V
02.06.2015
02.06.2015
02.06.2015
01.06.2017 à 09h15
01.06.2017 à 16h55
01.06.2017 à 19h40
22.02.2016 à 9h
22.02.2016 à 9h
8
8
8
190
189
189
Groupe ABO
A+
A+
A+
Phénotypes
D+, C+, c+, E-, e+, K-,
k+, Fya+, Fyb-, Jka+,
Jkb+, Lea-, S+, s-, M+,
N-, A1-
D+, C+, c+, E-, e+, K-,
Cw-, Kpa-, Vel +
D+, C+,c+, E-, e+,K-,
Kpa-, Fya+, A1+, Vel+
Année de naissance
du donneur
1955
1984
1956
Numéro de don
Date de
prélèvement
Date et heure de
péremption
Date et heure
décongélation
Nombre de mois de
congélation
Nombre de jours de
congélation
22.02.2016 à 9h
3.4.2. Réactifs :
Plasma exempt de facteur V :
Lot : 504945
Date de péremption : 26.09.2016
Référence : ORSM19
Fabriquant : Siemens
Plasma exempt de facteur VII :
Lot : 500752
Référence : OTXY
Plasma exempt de facteur VIII :
Lot : 547610A
Référence : OTXW17
25
Multifibren U :
Lot : 538998
Référence : OWZG19
Kit Innovance VWF Ac :
Lot :
Réactif 1 : 550326
Réactif 2 : 550426
Réactif 3 : 550526
Référence : OPHL63
Dade Tampon véronal d’Owren :
Lot : 547068
Référence : B4234-25
Fabriquent : Siemens
Innovin :
Lot : 539325
Référence : B4212-50
Pathromtin :
Lot : 536672A
Référence : OQGS35
CaCl2 25 mmol/l :
Lot : 538838A
Référence : ORMO37
NaCl 0.9%:
Lot : Ch 14125135
Date de péremption : 12.2018
Fabriquant : Sintetica
3.4.3. Contrôles :
Contrôle N :
Lot : 507718A
Référence : ORKE41
26
Contrôle P :
Lot : 509984
Référence : OUPZ17
3.4.4. Autre matériel :
Tubes
Seringues Omifix®:
Lot : 4H25048
Référence : 4616103V
Fabriquant : Braun
Aiguilles :
Lot : 1303009
Référence : NN-1838S
Fabriquant : Terumo
Automate BCS XP Siemens :
Siemens Material number : 10459330
3.5. Automate BCS XP Siemens:
Le BCS (Behring Coagulation System) de Siemens est un automate d’hémostase automatique
permettant d’effectuer de nombreuses analyses de coagulation en utilisant la
photométrie/turbidimétrie comme principe de mesure.
Cet automate se trouve au laboratoire d’hématologie de l’Hôpital cantonal de Fribourg, ainsi j’ai été
effectuer mes tests là-bas. (44)
27
3.5.1. Présentation de l’automate :
1
2
3
4
10
9
8
7
6
5
Figure 15: Présentation du BCS XP
1)
2)
3)
4)
5)
6)
7)
8)
9)
10)
Aiguille de pipetage des réactifs
Aiguille de pipetage des réactifs et des échantillons
Zone de pipetage des échantillons et des réactifs dans les rotors
Zone de lecture (Photomètre)
Chargement des rotors
Poubelle des rotors
Zone de stockage des rotors
Racks patients
Racks pour certains réactifs et contrôles N et P
Frigo où sont placés les réactifs
28
3.5.2. Rotors :
L’automate pipette les réactifs et les échantillons dans des rotors.
Un rotor contient 20 positions et est constitué de deux types de chambres :
-
Chambre pour la préparation des échantillons avec les réactifs :
Elle est divisée en 3 parties, les parois entre les 3 sections ne les séparent pas complètement
les unes des autres. Lors du pipetage, les différents composants restent séparés et c’est
seulement quand le rotor tourne qu’ils sont mélangés par la force centrifuge.
-
Chambre pour les dilutions des standards et des échantillons :
Elle se trouve sur la portion externe du rotor est constituée de 2 sections de taille différente.
Figure 16: Rotor
Le processeur de rotor de l’automate permet de transporter les rotors dans les différentes positions :
en premier transport du rotor du lieu de chargement vers la position de pré analyse puis vers la
position de pipetage. Ensuite il est déplacé vers la position de mesure et pour terminer le rotor plein
est mis dans le bac de récupération et s’il n’est pas complètement utilisé il est replacé en position de
pipetage ou stocké en position de pré analyse. (44)
3.5.3. Principe de mesure :
Cet automate travaille par photométrie/turbidimétrie.
Le rayon lumineux traverse la cuvette du rotor contenant le plasma à analyser et est plus faible en
ressortant du fait d’une dispersion par les particules ou d’une absorption par la solution. L’intensité
de la lumière est convertie en un signal électrique à l’aide d’un photodétecteur.
29
Deux mesures sont effectuées par seconde et par cuvette.
L’automate utilise différentes méthodes de mesure pour effectuer les analyses : test
chronométrique, colorimétrique (chromogénique) et immunoturbidimétrique.
Les échantillons lipémiques, ictériques ou hémolytiques ont des absorptions plus importantes.
L’automate modifie son mode de calcul pour tenir compte de ces interférences, avec certaines
limites et quand elles sont dépassées un flag apparaît avec le résultat. Pour les échantillons ictériques
il est alors possible d’effectuer les tests à 570 nm. Si l’ictère gène toujours, on peut alors faire les
analyses avec un système mécanique.
Pour les paramètres que j’ai testés, les méthodes chronométriques et immunoturbidimétriques ont
été utilisées. (44)
3.5.3.1.
Test chronométrique (Facteur V, VII, VIII, Fibrinogène) :
Le BCS mesure le temps nécessaire à la formation du caillot de fibrine. Le temps est mesuré à partir
du moment où le mélange se fait dans le rotor jusqu’à la formation du caillot. Celle-ci entraîne une
augmentation de la turbidité du milieu et ainsi la quantité de lumière transmise diminue. Le
photomètre mesure la lumière dispersée à 660 nm.
Mesure des facteurs V et VII :
Les réactifs utilisés pour le dosage du facteur V et VII sont des plasmas exempts de ces facteurs. Ils
ont un taux résiduel <1% du facteur mais une quantité tout à fait normale de fibrinogène et des
autres facteurs de la voie extrinsèque. Le plasma du patient est mélangé à ce réactif et est analysé en
faisant la mesure du temps de prothrombine (TP).
Le TP permet d’explorer la voie extrinsèque de la coagulation. Le réactif utilisé (thromboplastine) est
un facteur tissulaire humain recombinant purifié et additionné de phospholipides synthétiques et de
calcium permettant d’activer la coagulation. Le plasma préchauffé à 37°C est mélangé avec le réactif
déficient en facteur et avec la thromboplastine. La cascade de la coagulation est alors déclenchée et
le temps nécessaire à la formation du caillot est mesuré. Un plasma présentant une diminution du
facteur est incapable de compenser l’absence de ce facteur dans le réactif et dans ce cas le TP sera
allongé. Le temps mesuré est transformé en % par l’automate grâce à une courbe de calibration
réalisée à partir de dilutions de plasma humain standard. (35) (44) (Cf. Annexes 13 et 14)
Mesure du facteur VIII :
L’automate effectue un temps de thromboplastine partielle activée (aPTT) en présence de facteur
VIII déficient. Ce réactif contient moins de 1% de ce facteur mais par contre un taux normal de
fibrinogène et des autres facteurs de la voie intrinsèque.
L’aPTT permet l’exploration de la voie intrinsèque de la coagulation. Le test se déroule en deux
étapes. Dans un premier temps, le plasma est pré-incubé avec l’activateur de la phase de contact et
les phospholipides (Pathromtin) à 37°C. Il en résulte une activation complète du facteur XI en XIa,
30
mais la cascade de la coagulation est bloquée, car le facteur suivant est le IX et son activation
nécessite du calcium. C’est lors de la seconde étape que du calcium est rajouté et ainsi la cascade de
la coagulation peut aboutir à la formation de thrombine qui va transformer le fibrinogène en fibrine.
Le temps est mesuré à partir de l’adjonction de calcium jusqu’à la formation du caillot de fibrine. (35)
(44)
Le résultat du taux de facteur VIII est rendu en %. Une courbe de calibration réalisée à partir de
dilutions de plasma humain standard permet de faire le changement de secondes en pourcent. (Cf.
Annexe 15)
Mesure du fibrinogène :
La méthode de Clauss est utilisée pour doser le fibrinogène. En présence d’un excès de thrombine, le
temps de coagulation du plasma dilué est directement fonction du taux de fibrinogène.
Grâce à une courbe de calibration préparée à l’aide de dilutions de plasmas standard, le temps en
secondes est transformé en g/l. (35) (44) (Cf. Annexe 16)
3.5.3.2.
Test immunoturbidimétrique (Facteur von Willebrand) :
Mesure du facteur von Willebrand :
La méthode utilise la liaison du FvW à son récepteur la GPIb qui est le principal récepteur du FvW sur
les plaquettes. Dans le réactif, des particules de latex sont recouvertes d’un anticorps anti-rGP1b. De
la GPIb recombinante (rGP1b), permettant une liaison du FvW en absence de ristocétine, est ajoutée
et se lie à l’anticorps ainsi qu’au facteur von Willebrand contenu dans l’échantillon. Cette liaison
induit une agglutination, mesurée par turbidimétrie, qui est directement proportionnelle à la
quantité de facteur von Willebrand présente dans l’échantillon. (45) (Cf. Annexe 17)
Figure 17: Principe du test Innovance VWF AC® Siemens
31
3.5.4. Calibrations :
Une calibration doit être faite à chaque changement de lot ou lors d’une maintenance importante de
l’automate s’il y a un biais sur les contrôles. En principe elle est valide trois mois puis l’automate
demande de la refaire. Pour les différents facteurs, elle se fait à l’aide de dilutions de plasma humain
standard.
Pour effectuer mes tests, je n’ai pas eu besoin de refaire des calibrations car elles étaient encore
toutes valables et il n’y a pas eu de changement de lot.
3.5.5. Contrôles :
Pour le fibrinogène, les contrôles N (normal) et P (pathologique) sont réalisés une fois par jour, le
matin avant la routine. Par contre, les deux niveaux de contrôle sont faits selon la demande pour les
facteurs V, VII, VIII et le facteur von Willebrand.
Chaque matin, des nouvelles bouteilles de contrôles sont reconstituées en ajoutant 1 ml d’eau
distillée au lyophilisat puis mélangées afin de tout dissoudre. Avant l’utilisation, les contrôles doivent
être laissés au repos pendant au moins 15 minutes à une température comprise entre 15-25°C puis
doivent encore être agités avant de les mettre sur l’automate. La stabilité des contrôles une fois
reconstitués est de 4 heures à température ambiante.
Les contrôles pour le fibrinogène avaient chaque fois été effectués par contre j’ai parfois dû les faire
pour les facteurs qui n’avaient pas encore été mesurés dans la journée.
3.5.6. Maintenances :
Des maintenances quotidiennes, hebdomadaires et mensuelles sont effectuées sur l’automate par
les techniciens du laboratoire d’hématologie. Chaque fois que la maintenance a été faite, la personne
signe sur le document « BCS maintenance ». (Cf. Annexe 18)
3.6. Mode opératoire :
3.6.1. Jour 1 :
J’ai sortis les 3 PFC choisis du congélateur et les ai mis à décongeler au bain-marie pendant 30
minutes à 37°C. Une fois décongelés, ils ont été sortis du bain-marie et séchés avec un linge puis le
plastique permettant de mettre le PFC sous vide a été enlevé. J’ai mélangé et aliquoté les trois
plasmas (environ 2 ml), à l’aide d’une aiguille et d’une seringue, dans des tubes calibrés pour
32
l’automate d’hémostase. Ensuite, les PFC ont été scotchés à l’endroit de l’insertion de l’aiguille afin
d’éviter qu’ils ne coulent et je les ai mis au frigo à une température de 4°C. Puis, je suis allée mesurer
les différents facteurs au laboratoire d’hématologie sur l’automate BCS à 11h15. Avec l’aide des TAB
d’hématologie, j’ai reconstitué les réactifs nécessaires (en ajoutant 1ml d’eau distillée au réactif) et
effectué les contrôles qui n’avaient pas encore été fait en routine. Finalement, j’ai mis mes tubes
pour les dosages à 11h30. A la fin des tests, j’ai imprimé les résultats des contrôles ainsi que ceux des
3 plasmas.
3.6.2. Jours 3, 5 et 7 :
Chaque jour, j’ai refait de nouveaux aliquots après avoir bien mélangé les poches de plasmas que j’ai
mis sur un statif dans un bac de transport contenant des réfrigérants pour maintenir le plus
longtemps possible une température comprise entre 2-6°C. Les PFC ont ensuite été replacés au frigo
et je suis allée faire mes tests sur l’automate d’hémostase.
3.6.3. Jours 2, 4 et 6 :
Aucun test n’a été effectué aux jours 2, 4 et 6. J’ai uniquement contrôlé la température du frigo dans
lequel les PFC décongelés étaient conservés afin de m’assurer qu’elle se situait toujours entre 2-6°C.
3.7. Contrôles de température :
Chaque matin, des contrôles de températures sont effectués sur les frigos, les congélateurs, le bainmarie et l’agitateur à plaquettes afin de voir si elles sont dans les valeurs exigées et dans le cas
contraire cela permet d’agir rapidement afin de ne pas perdre des réactifs ou des produits sanguins.
Les résultats sont notés dans le classeur « RM, Températures laboratoire, mois en cours ».
Le premier lundi du mois, un contrôle mensuel est effectué en relevant la température du
thermomètre journalier et du mensuel. Une différence de +/- 1°C est acceptée entre les deux
valeurs.
Les frigos et les congélateurs contenant des produits sanguins, des tubes de sérothèque ou des
réactifs sont contrôlés en continu par une sonde fixée dans du 1.2 Propendiol (température de point
de fusion –59°C) qui est placée dans l’appareil et mesure en continu la température. Celle-ci est
enregistrée informatiquement au service technique de l’HFR. Si la température sort des normes, le
service technique appelle le laboratoire pour l’informer. (46)
Le frigo dans lequel j’ai placé mes PFC décongelés a eu, toute la semaine de test, des températures
se situant entre 2 et 6°C. Le bain-marie avait une température <37°C le jour de la décongélation des
plasmas. (Cf. Annexes 19 et 20)
33
4. Résultats :
En vue de prolonger la durée de conservation des PFC une fois décongelés et ainsi permettre la
transfusion de ces produits en urgence et de diminuer le gaspillage, j’ai mesuré les facteurs V, VII et
VIII ainsi que le von Willebrand et le fibrinogène dans trois PFC que j’ai décongelés et stockés au frigo
à une température de 4°C pendant 7 jours. Les tests ont été réalisés au jour 1 (jour de la
décongélation), 3, 5 et 7 à des heures régulières sur l’automate d’hémostase BCS au laboratoire
d’hématologie. Le but était d’évaluer la dégradation de ces paramètres au cours du temps afin de
voir si après 7 jours le taux résiduel reste suffisant pour la transfusion.
Pour présenter mes résultats, j’ai fait des tableaux, par paramètre, avec toutes les valeurs obtenues.
Puis j’ai réalisé des graphiques en calculant le taux résiduel de chaque paramètre par rapport au taux
post décongélation.
Pour terminer, j’ai comparé mes résultats avec ceux des études sur lesquelles je me suis basée.
Les résultats bruts sont en annexe (Cf. Annexe 21)
4.1. Validation technique des résultats :
Tous mes résultats peuvent être validés car les contrôles N et P se situent tous les jours dans les
intervalles de confiance établis par le fournisseur pour chaque paramètre testé. (Cf. Annexe 22)
34
4.2. Facteur V :
4.2.1. Taux de facteur V:
Jour 1 UI/ml
Jour 3 UI/ml
Jour 5 UI/ml
Jour 7 UI/ml
Plasma 1
1,28
1,13
1,02
0,98
Plasma 2
1,21
1,16
1,05
1,06
Plasma 3
1,28
1,19
1,17
1,15
Moyenne
1,26
1,16
1,08
1,06
Valeurs normales chez un patient : 0,70-1,20 UI/ml (47)
Tous mes résultats se situent dans les normes physiologiques jusqu’au dernier jour de test et ont des
résultats proches les uns des autres.
4.2.2. Dégradation du facteur V :
Valeur relative %
Facteur V
100
95
90
85
80
75
70
Jour 1
Jour 3
Jour 5
Jour 7
Plasma 1
100
88
80
76
Plasma 2
100
96
87
88
Plasma 3
100
93
91
90
Moyenne
100
92
86
85
Jours
Plasma 1
Plasma 2
Plasma 3
Moyenne
Le facteur V se dégrade peut au cours du temps et conserve un taux résiduel élevé après 7 jours de
conservation au frigo.
35
4.3. Facteur VII :
4.3.1. Taux de facteur VII:
Jour 1 UI/ml
Jour 3 UI/ml
Jour 5 UI/ml
Jour 7 UI/ml
Plasma 1
0,95
0,84
0,70
0,63
Plasma 2
0,96
0,88
0,73
0,71
Plasma 3
1,04
0,84
0,72
0,67
Moyenne
0,98
0,85
0,72
0,67
Valeurs normales chez un patient: 0,70-1,20 UI/ml (48)
Jusqu’au 5ème jour, les valeurs se situent toutes dans les normes pour le facteur VII. Au jour 7, deux
de mes PFC ont un taux légèrement en dessous de la limite physiologique.
4.3.2. Dégradation du facteur VII :
Valeurs relatives %
Facteur VII
100
90
80
70
60
Jour 1
Jour 3
Jour 5
Jour 7
Plasma 1
100
89
74
66
Plasma 2
100
91
76
74
Plasma 3
100
81
69
64
Moyenne
100
87
73
68
Jours
Plasma 1
Plasma 2
Plasma 3
Moyenne
La dégradation est forte entre le premier et le cinquième jour puis se stabilise jusqu’au septième
jour. En moyenne, les PFC gardent 68% de leur activité de départ au dernier jour de test.
36
4.4. Facteur VIII :
4.4.1. Taux de facteur VIII:
Jour 1 UI/ml
Jour 3 UI/ml
Jour 5 UI/ml
Jour 7 UI/ml
Plasma 1
1,07
0,70
0,68
0,61
Plasma 2
0,82
0,60
0,63
0,58
Plasma 3
1,43
1,06
1,10
0,99
Moyenne
1,11
0,79
0,80
0,72
Valeurs normales chez un patient : 0,70-1,50 UI/ml (49)
Bien que les trois PFC aient des taux très différents de facteur VIII, ils ont tous des résultats se situant
dans les normes physiologiques. Par conséquent, j’ai décidé d’intégrer toutes les valeurs dans mes
résultats. Après sept jours de conservation au frigo, les plasmas décongelés gardent un taux moyen
se situant dans les valeurs de références.
4.4.2. Dégradation du facteur VIII :
Valeur relative %
Facteur VIII
100
95
90
85
80
75
70
65
60
55
50
Jour1
Jour 3
Jour 5
Jour 7
Plasma 1
100
65
64
56
Plasma 2
100
73
76
70
Plasma 3
100
74
76
69
Moyenne
100
71
72
65
Jours
Plasma 1
Plasma 2
Plasma 3
Moyenne
Le facteur VIII subit une forte dégradation entre le jour 1 et le jour 3 puis elle se stabilise. Le taux
résiduel moyen est de 65% après 7 jours.
37
4.5. Facteur von Willebrand :
4.5.1. Taux de facteur von Willebrand:
Jour 1 UI/ml
Jour 3 UI/ml
Jour 5 UI/ml
Jour 7 UI/ml
Plasma 1
0,86
0,86
0,84
0,78
Plasma 2
1,01
1,03
0,96
0,90
Plasma 3
>1,50
>1,50
>1,50
>1,50
Moyenne
0,93
0,94
0,90
0,84
Valeurs normales chez un patient: 0,48-1,70 UI/ml (50)
Le plasma numéro 3 possède un taux de facteur von Willebrand >1.5 UI/ml. L’automate ne permet
pas de mesurer plus précisément ce résultat. Il est alors impossible de mesurer le taux exact dans ce
PFC, je n’ai alors pas pu l’intégrer à mes résultats. La moyenne est calculée sur les plasmas 1 et 2.
Ce facteur reste très stable et garde un taux élevé après 7 jours.
4.5.2. Dégradation du facteur von Wilebrand :
Facteur von Willebrand
Valeurs relatives %
105
100
95
90
85
80
Jour 1
Jour 3
Jour 5
Jour 7
Plasma 1
100
100
97
91
Plasma 2
100
102
95
89
Moyenne
100
101
96
90
Jours
Plasma 1
Plasma 2
Moyenne
En moyenne, le taux résiduel est de 90% au jour 7. Ce facteur ne perd que très peu de son activité au
cours du temps.
38
4.6. Fibrinogène :
4.6.1. Taux de fibrinogène:
Jour 1 UI/ml
Jour 3 UI/ml
Jour 5 UI/ml
Jour 7 UI/ml
Plasma 1
2,60
2,60
2,50
2,50
Plasma 2
2,60
2,30
2,40
2,30
Plasma 3
2,70
2,50
2,50
2,50
Moyenne
2,63
2,47
2,47
2,43
Valeurs normales du fibrinogène: 2.0-4.5 g/l (51)
Les résultats de fibrinogène obtenus dans mes trois PFC se situent tous dans les normes
physiologiques jusqu’au dernier jour de test.
4.6.2. Dégradation du fibrinogène :
Fibrinogène
100
Valeur relative %
95
90
85
80
75
70
Jour 1
Jour 3
Jour 5
Jour 7
Plasma 1
100
100
96
96
Plasma 2
100
88
92
88
Plasma 3
100
93
93
93
Moyenne
100
94
94
92
Jours
Plasma 1
Plasma 2
Plasma 3
Moyenne
Le fibrinogène reste très stable et ne perd en moyenne que 8% de son taux de départ.
39
4.7. Comparaison avec les résultats des études sur lesquelles je me suis
basée :
4.7.1. Résultats à J 5 :
Jour 5
J’ai comparé mes résultats avec ceux des études sur lesquelles je me suis basée. Pour cela, j’ai fait un
tableau avec les taux résiduels moyens des différents paramètres au jour 5 (% du taux post
décongélation). (30) (32)
Canada
FFP et FP 24
Royaume-Uni
FFP
Etats-Unis
FFP et FP 24
Mes résultats
FV
80
91
69
86
FVII
86
89
86
73
FVIII
59
68
72
72
FVW
-
-
96
96
Fibrinogène
100
100
102
94
L’étude réalisée au Canada et celle de NHSBT (Royaume-Uni) n’ont pas inclus le dosage du facteur
von Willebrand dans leurs tests.
Je n’ai par contre pas pu comparer mes résultats avec ceux obtenus dans l’étude réalisée en France,
car leurs prélèvements ont été faits par aphérèse, la dégradation des facteurs au cours du temps
n’est ainsi pas comparable.
4.7.2. Résultats à J 7 :
Jour 7
Seule l’étude du Royaume –Uni a été réalisée sur une semaine. J’ai à nouveau comparé mes résultats
avec les taux résiduels des différents paramètres au jour 7. Il n’a par contre pas été possible de
traiter mes résultats de facteur von Willebrand car l’étude NHSBT n’a pas testé ce paramètre. (32)
Royaume-Uni
Mes résultats
FV
91
85
FVII
89
68
FVIII
68
65
Fibrinogène
100
92
40
5. Discussion :
Les résultats obtenus montrent que tous les facteurs ne se dégradent pas de la même manière au fil
des jours lorsqu’on conserve des PFC décongelés au frigo.
Le facteur V reste très stable au cours du temps. Au jour 7, il n’a perdu en moyenne que 15% de son
taux de départ et les valeurs des 3 plasmas se situent encore dans les normes physiologiques. Le
premier PFC subit une plus forte dégradation que les autres mais son taux résiduel reste tout de
même suffisamment haut.
Le facteur VII est un des moins stables au cours du temps. Il subit une forte dégradation jusqu’au
dernier jour. Cependant, il garde quand même une activité de 73% au cinquième jour et de 68%
après une semaine. Au jour 5, tous les PFC ont encore un taux de facteur VII assez haut mais au jour
7, deux de mes plasmas se situent légèrement en dessous des normes physiologiques. Cependant, ils
conservent tous une activité jugée suffisante pour la transfusion car il ne faut pas oublier que les PFC
ont subi des manipulations, il est alors normal que les valeurs soient plus basses que les valeurs
physiologiques chez un patient.
Les 3 plasmas testés ont tous au départ un taux acceptable de facteur VIII (>0.7 UI/ml). Par contre, ils
ne sont pas proches les uns des autres mais se situent tous dans les valeurs de références car elles
sont très étendues (0.7-1.5 UI/ml). Ces résultats permettent de montrer la variation du taux de
facteur VIII dans la population saine. Ce facteur se dégrade beaucoup entre le jour 1 et le jour 3 puis
se stabilise. Au dernier jour, il conserve une activité de 65% et la concentration moyenne se situe
encore dans les valeurs normales.
Le troisième plasma a un taux très élevé de facteur von Willebrand. Il n’a pas été possible de le
mesurer précisément, mais je peux conclure que son taux reste largement au-dessus de la limite
physiologique. Je n’ai par contre pas pu l’intégrer à mes résultats. Ce facteur reste extrêmement
stable au cours du temps et ne perd que 10% de son taux de départ après 7 jours de conservation au
frigo.
Le fibrinogène reste stable tout au long de la semaine de tests et les trois PFC conservent au
septième jour un taux se situant dans les valeurs normales. Bien que le plasma numéro 2 subisse une
plus forte dégradation, ils gardent en moyenne au jour 7, 92% de leur concentration de départ.
Certains de mes résultats varient que très peu entre deux jours de mesure, cela est dû à une
variation de l’automate et non pas à une variation du taux du facteur en question.
Les résultats que j’ai obtenus dans mon travail sont comparables à ceux des études sur lesquelles je
me suis basée. Ils ne sont pas identiques mais j’ai réalisé mes tests que sur trois PFC, ce n’est, par
conséquent, pas représentatif. On constate qu’au jour 5 et 7 post décongélation, le taux résiduel de
facteur VII dans mes plasmas est légèrement plus bas. Le facteur von Willebrand n’a pas toujours été
mesuré. A mon avis, puisqu’il s’agit d’un facteur très stable, ils n’ont pas jugé nécessaire de le tester.
Certains des plasmas testés dans ces études doivent être congelés dans les huit heures qui suivent le
prélèvement (FFP) tandis qu’au SRTS FR, la congélation doit se faire dans les 24 heures. Il est
cependant impossible de savoir après combien de temps ils ont été congelés. Il se peut que mes
41
plasmas aient été conservés à température ambiante plus longtemps et ainsi les taux des différents
facteurs peuvent être un peu diminués.
6. Conclusion :
Le but de ce travail est de voir si il serait envisageable de prolonger la durée de conservation des PFC
décongelés en les gardant au frigo pendant 7 jours et ainsi de pouvoir transfuser des plasmas en
urgence dans les cas d’hémorragies massives. Cela pourrait également permettre d’éviter le
gaspillage des PFC décongelés et non transfusés dans les 6 heures qui suivent la décongélation.
Les 3 PFC de donneurs de groupe A que j’ai décongelés et conservés pendant 7 jours au frigo, à une
température comprise entre 2-6°C, ont un taux résiduel de facteur V, VII, VIII, von Willebrand et
fibrinogène que nous avons jugé suffisant pour la transfusion. Certains facteurs se situent
légèrement en dessous des normes physiologiques ou à la limite mais il est préférable de transfuser
en urgence un patient avec un PFC possédant des facteurs un peu réduits plutôt que de ne rien
transfuser.
Au vu des résultats que j’ai obtenus, il serait envisageable de conserver des plasmas dans un frigo
pour les cas d’extrêmes urgences pendant 7 jours. Mais pour cela, il faudrait mettre à disposition des
plasmas de groupe AB, car c’est le donneur universel pour la transfusion de PFC. Je n’ai
malheureusement pas pu faire mes tests sur ces plasmas car ce sont les plus rares. L’objectif serait
maintenant d’effectuer ces tests sur un plus grand nombre de plasmas en prenant des donneurs de
tous les groupes. Il faudrait également mesurer le taux de tous les facteurs de la coagulation et de
réaliser une étude complète sur le sujet afin de voir si ça serait réalisable.
7. Conclusion personnelle :
Ce sujet qui m’a été proposé par Gabrielle Allemann m’a beaucoup intéressé dès le départ, car c’est
un thème qui n’a jamais été étudié et qui pourrait, après réalisation d’une étude complète, faire
évoluer les choses pour la transfusion de PFC en Suisse. Au début, il n’a pas été évident de trouver
des informations pour définir les conditions de mon travail de diplôme. De plus la plupart des études
trouvées étaient en anglais il me fallait plus de temps pour les lire et les comprendre. Tout au long de
ce travail, j’ai eu l’occasion d’approfondir mes connaissances sur la médecine transfusionnelle et j’ai
pu mettre à profit la théorie et la pratique acquise au cours de mon stage au SRTS FR. Lors de mon
apprentissage effectué à l’Hôpital Cantonal de Fribourg, j’avais déjà eu l’occasion de travailler sur le
BCS XP. Il était alors plus facile pour moi d’effectuer les tests sur cet automate. J’ai également pu
utiliser les connaissances acquises aux cours d’hémostase et lors de mon CFC pour rédiger mon
travail. La charge de travail que demande la réalisation d’un tel projet est énorme, mais j’ai eu la
chance d’avoir assez de temps à disposition durant mon stage pour l’accomplir. Cela m’a appris à
réaliser seule un projet du début à la fin en gérant le temps mis à disposition pour la recherche, les
tests et la rédaction du document.
42
8. Remerciements :
Je tiens à remercier Gabrielle Allemann pour m’avoir accompagnée tout au long de ce travail de
diplôme ainsi que le Dr. Levrat pour ses précieux conseils et la Dresse Efthymiou pour sa correction
de l’introduction en anglais. Je remercie également Tara Eltschinger et Caroline Jorand pour la
lecture de mon travail et leurs conseils ainsi que toute l’équipe du SRTS FR pour leur aide et leur
soutien.
Un grand merci au personnel du laboratoire d’hématologie de l’HFR pour la mise à disposition de
l’automate et pour leur collaboration.
43
9. Lexique :
Anticorps irréguliers : Anticorps formés par allo-immunisation (transfusion ou grossesse) ou hétéroimmunisation
Anticorps réguliers :
Anticorps que l’individu possède obligatoirement si ses érythrocytes ne
possèdent pas l’antigène. Ex : personne de groupe A à un anticorps anti-B,
car sur ses globules rouges les antigènes B ne sont pas présents.
Aphérèse :
Technique de prélèvement de certains composants sanguins, par une
circulation extracorporelle du sang. Les éléments souhaités sont récupérés
par centrifugation et les autres retournent dans la circulation sanguine
aPTT :
=Temps de thromboplastine partielle activée
Test de base d’hémostase permettant d’explorer la voie intrinsèque de la
coagulation
CIVD :
=Coagulation intravasculaire disséminée
Syndrome acquis caractérisé par une activation de la coagulation sans
localisation précise qui produit des caillots contribuant ainsi à une défaillance
d’organes multiples. La consommation continue des facteurs de la
coagulation et des plaquettes par cette activation incessante peut provoquer
des hémorragies.
Clamper :
Souder hermétiquement les tubulures pour les séparer et créer des segments
tout en conservant la stérilité
Hétérozygote :
Un individu est hétérozygote pour un gène lorsqu’il possède deux allèles
différents de ce gène
Homozygote :
Un individu est homozygote pour un gène lorsqu’il possède deux allèles
identiques de ce gène
Idiopathique :
Symptôme ou maladie présentant une origine inconnue
NHSBT :
National Health Service Blood and Transplant
PCR :
Méthode permettant l’amplification in vitro du fragment d’ADN que l’on veut
analyser
Prophylaxie anti-D :
γ-globulines injectées à la maman rhésus négatif dont l’enfant est rhésus
positif afin d’éviter qu’elle ne fabrique un anticorps anti-D qui pourraient
traverser la barrière placentaire, se fixer sur les hématies fœtales et les
détruire
PSL :
= Produits sanguins labiles
Ce sont des produits issus du sang d’un donneur, destinés à être transfusés à
un patient
44
T-CH CRS :
Service de transfusion Suisse de la Croix-Rouge-Suisse
TP :
= Temps de prothrombine
Test de base d’hémostase permettant d’explorer la voie extrinsèque de la
coagulation
TRALI :
Syndrome de détresse respiratoire post-transfusionnel
45
10.
Références bibliographiques :
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2015.
7. G.Allemann. SOP Prélèvement de sang complet (version 7). Fribourg : SRTS FR, 2014.
8. N.Bonvin. SOP Tubes utilisés pour analyses donneurs (version 2). Fribourg : SRTS FR, 2015.
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11. Fresenius Kabi. CompoMat G5. Mode d'emploi. s.l. : Fresenius Kabi, 2012.
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46
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[Citation : 18 Février 2016.]
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39. Facteur VII. Biomnis. [En ligne] 2012. [Citation : 15 Février 2016.]
http://www.biomnis.com/referentiel/liendoc/precis/FACTEUR_VII.pdf.
40. Facteur VIII. Biomnis. [En ligne] 2012. [Citation : 15 Février 2016.]
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Février 2016.]
http://www.google.ch/url?sa=t&rct=j&q=&esrc=s&source=web&cd=1&ved=0ahUKEwit1M6PsInLA
hXDfA8KHUd5CcIQFggcMAA&url=http%3A%2F%2Fwww.memobio.fr%2Fbase%2Ffacteur_8_2004.p
pt&usg=AFQjCNGWA-ue-o4LyNMTOkmgdt8JllTzug&bvm=bv.114733917,d.ZWU.
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l'activité du facetur von Willebrand. Siemens. [En ligne] 2012. [Citation : 14 Mars 2016.]
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47. N.Oberson. BCS Facteur V (version 3). Fribourg : HFR laboratoire hématologie, 2015.
48
48. —. BCS Facteur VII (version 3). Fribourg : HFR laboratoire hématologie, 2015.
49. —. BCS Facteur VIII (version 3). Fribourg : HFR laboratoire hématologie, 2015.
50. —. BCS Facteur von Willebrand (version 2). Fribourg : HFR laboratoire hématologie, 2015.
51. —. BCS Fibrinogène (version 4). Fribourg : HFR laboratoire hématologie, 2015.
52. Djoudi, R. Transfusion de plasma: produits-indications. Transfusion clinique et biologique. mai
2013, 2013, Vol. 20, 2.
10.1.
Illustrations
FIGURE 1: PFC DÉCONGELÉ
Photo personnelle
FIGURE 2: RÉPARTITION DES SERVICES RÉGIONAUX DE TRANSFUSION SANGUINE
http://www.blutspende.ch/fr/don_de_sang/services_pour_les_donneurs/services_regionaux_de_tra
nsfusion_sanguine
FIGURE 3: POCHES QUADRUPLES DE LA MARQUE COMPOFLOW®
Photo personnelle
FIGURE 4: FILTRATION DES POCHES
Photo personnelle
FIGURE 5: POCHES OBTENUES APRÈS CENTRIFUGATION
Photo personnelle
FIGURE 6: « PAQUETS »
Photo personnelle
FIGURE 7: PRÉSENTATION DU COMPOMAT G5
Photo personnelle
FIGURE 8: POCHE CENTRIFUGÉE MISE SUR COMPOMAT G5 POUR SÉPARATION
Photo personnelle
FIGURE 9: PRODUITS OBTENUS APRÈS SÉPARATION
Photo personnelle
FIGURE 10: PFC SORTI DE LA QUARANTAINE, ÉTIQUETÉ ET MIS SOUS VIDE
Photo personnelle
FIGURE 11: SCHÉMA DE COMPATIBILITÉ POUR LA TRANSFUSION DE CONCENTRÉS ÉRYTHROCYTAIRES
http://www.soins-infirmiers.com/groupes_sanguins.php
FIGURE 12: SCHÉMA DE COMPATIBILITÉ POUR LA TRANSFUSION DE PLASMA
49
http://www.soins-infirmiers.com/acte_transfusionnel.php
FIGURE 13: SCHÉMA DE TRANSMISSION DE L'HÉMOPHILIE A
http://infusesmart.ca/fr/a-propos-de-lhemophilie/
FIGURE 14: CASCADE DE LA COAGULATION
http://promo2004.2007.free.fr/APP/7_HEMOSTASE.htm
FIGURE 15: PRÉSENTATION DU BCS XP
http://isequilab.com.mx/bcs-xp/
FIGURE 16: ROTOR
N.Oberson. BCS description et principe de base (version 2). Fribourg : HFR laboratoire hématologie,
2012.
FIGURE 17: PRINCIPE DU TEST INNOVANCE VWF AC® SIEMENS
http://biologiepathologie.chru-lille.fr/Flash_infos/flashinfoVWFAc.pdf
50
11.
Annexes :
1) Questionnaire d’aptitude au don
51
52
2) Classeur filtration
53
3) Classeur centrifugation
54
4) Plan des tâches de la production
55
5) CQ quotidiens plasma
56
6) CQ mensuels plasma
57
7) CQ trimestriels plasma
58
8) Feuille de demande d’analyses
59
60
9) Statistiques distribution de PFC
61
10)
Fiche de traçabilité de transfusion
62
63
11)
Bon provisoire de distribution
64
12)
Bon de distribution définitif
65
13)
Courbe calibration facteur V
66
14)
Courbe calibration facteur VII
67
15)
Courbe calibration facteur VIII
68
16)
Courbe calibration fibrinogène
Fibrinogène « normal » à 405 nm
69
Fibrinogène « low » courbe à 570 nm
70
17)
Courbe calibration facteur von Willebrand
71
18)
Maintenances BCS
72
19)
Contrôle de température bain marie
73
20)
Contrôle de température frigo 21
74
21)
Résultats bruts
Facteur V :
Résultats en %:
Colonne1
Plasma 1
Plasma 2
Plasma 3
Moyenne
Jour 1 %
128,10
120,70
134,80
127,87
Jour 3 %
112,70
115,80
118,50
115,67
Jour 5%
102,40
104,80
116,50
107,90
Jour 7 %
97,60
106,20
114,70
106,17
Jour 1 UI/l
1,28
1,21
1,28
1,26
Jour 3 UI/ml
1,13
1,16
1,19
1,16
Jour 5 UI/ml
1,02
1,05
1,17
1,08
Jour 7 UI/ml
0,98
1,06
1,15
1,06
Résultats en UI/ml
Colonne1
Plasma 1
Plasma 2
Plasma 3
Moyenne
Facteur VII :
Résultats en %:
Colonne1
Plasma 1
Plasma 2
Plasma 3
Moyenne
Jour 1 %
94,70
96,40
104,10
98,40
Jour 3 %
83,90
87,60
84,00
85,17
Jour 5%
70,30
73,40
72,10
71,93
Jour 7 %
62,70
71,10
66,90
66,90
Jour 1 UI/ml
0,95
0,96
1,04
0,98
Jour 3 UI/ml
0,84
0,88
0,84
0,85
Jour 5 UI/ml
0,70
0,73
0,72
0,72
Jour 7 UI/ml
0,63
0,71
0,67
0,67
Résultats en UI/ml
Colonne1
Plasma 1
Plasma 2
Plasma 3
Moyenne
75
Facteur VIII :
Résultats en %
Colonne1
Plasma 1
Plasma 2
Plasma 3
Moyenne
Jour 1 %
107,20
82,30
143,40
110,97
Jour 3 %
69,50
60,10
106,00
78,53
Jour 5%
68,40
62,50
109,70
80,20
Jour 7 %
60,50
57,70
98,70
72,30
Jour 1 UI/ml
1,07
0,82
1,43
1,11
Jour 3 UI/ml
0,70
0,60
1,06
0,79
Jour 5 UI/ml
0,68
0,63
1,10
0,80
Jour 7 UI/ml
0,61
0,58
0,99
0,72
Jour 1 %
86,00
100,70
>150,4
93,35
Jour 3 %
86,10
102,80
>150,4
94,45
Jour 5%
83,50
95,80
>150,4
89,65
Jour 7 %
78,10
89,70
>150,4
83,9
Jour 1 UI/ml
0,86
1,01
>1,50
0,93
Jour 3 UI/ml
0,86
1,03
>1,50
0,94
Jour 5 UI/ml
0,84
0,96
>1,50
0,90
Jour 7 UI/ml
0,78
0,90
>1,50
0,84
Résultats en UI/ml
Colonne1
Plasma 1
Plasma 2
Plasma 3
Moyenne
Facteur von Willebrand :
Résultats en %:
Colonne1
Plasma 1
Plasma 2
Plasma 3
Moyenne
Résultats en UI/ml
Colonne1
Plasma 1
Plasma 2
Plasma 3
Moyenne
76
Fibrinogène :
Résultats en g/l
Colonne1
Plasma 1
Plasma 2
Plasma 3
Moyenne
22)
Jour 1 g/l
2,60
2,60
2,70
2,63
Jour 3 g/l
2,60
2,30
2,50
2,47
Jour 5 g/l
2,50
2,40
2,50
2,47
Jour 7 g/l
2,50
2,30
2,50
2,43
Résultats contrôles
Facteur V:
Contrôles résultats en %:
Colonne1
Ctrl N (82-124%)
Statut
Ctrl P (21-35%)
Statut
Jour 1
109,9
OK
33,7
OK
Jour 3
99,3
OK
32,4
OK
Jour 5
96,9
OK
30
OK
Jour 7
95,8
OK
29
OK
Jour 3
97
OK
39,8
OK
Jour 5
87,6
OK
39,1
OK
Jour 7
93
OK
38,2
OK
Facteur VII:
Colonne1
Ctrl N (82-124%)
Statut
Ctrl P (31-53%)
Statut
Jour 1
97,1
OK
41,5
OK
77
Facteur VIII:
Colonne1
Ctrl N (73-109%)
Statut
Ctrl P (19-33%)
Statut
Jour 1
96
OK
29,4
OK
Jour 3
93,9
OK
28,4
OK
Jour 5
98,3
OK
30,7
OK
Jour 7
94,3
OK
30,3
OK
Jour 1
97,9
OK
32,8
OK
Jour 3
105,3
OK
32,2
OK
Jour 5
99,1
OK
32,4
OK
Jour 7
103,8
OK
32,5
OK
Jour 1
3,1
OK
0,9
OK
Jour 3
2,9
OK
0,91
OK
Jour 5
2,8
OK
0,89
OK
Jour 7
2,9
OK
1,05
OK
Facteur von Willebrand:
Colonne1
Ctrl N (72-108%)
Statut
Ctrl P (26-40%)
Statut
Fibrinogène:
Contrôles en g/l:
Colonne1
Ctrl N (2.2-3.4)
Statut
Ctrl P (0.6-1.4)
Statut
78

serait-il possible de transfuser des PFC 7 jours après

Transcription

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